Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Połączenie mikrofluidyki i mikroreologii w celu określenia właściwości reologicznych miękkiej materii podczas powtarzających się przemian fazowych

8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/57429

⸱

19 kwietnia 2018

 ,  ,  , 
1Department of Chemical and Biomolecular Engineering, Lehigh University, 2Process and Engineering Development, Procter & Gamble Co.

W tym artykule

Podsumowanie

Demonstrujemy produkcję i użycie urządzenia mikroprzepływowego, które umożliwia wielokrotne pomiary mikroreologii śledzenia cząstek w celu zbadania reologicznych efektów powtarzających się przemian fazowych na miękkiej materii.

Streszczenie

Mikrostruktura miękkiej materii bezpośrednio wpływa na makroskopowe właściwości reologiczne i może być zmieniona przez takie czynniki, jak przegrupowanie koloidalne podczas poprzednich zmian fazowych i zastosowane ścinanie. Aby określić zakres tych zmian, opracowaliśmy urządzenie mikroprzepływowe, które umożliwia powtarzające się przemiany fazowe wywołane wymianą otaczającego płynu i charakterystykę mikroreologiczną przy jednoczesnym ograniczeniu ścinania próbki. Technika ta to μ2reologia, połączenie mikrofluidyki i mikroreologii. Urządzenie mikroprzepływowe jest dwuwarstwową konstrukcją z symetrycznymi strumieniami wlotowymi wchodzącymi do komory próbki, które zatrzymują próbkę żelu na miejscu podczas wymiany płynu. Ssanie można zastosować z dala od komory próbki, aby wciągnąć płyny do komory próbki. Właściwości reologiczne materiału scharakteryzowano za pomocą mikroreologii śledzenia wielu cząstek (MPT). W MPT cząstki sondy fluorescencyjnej są osadzane w materiale, a ruch Browna sond jest rejestrowany za pomocą mikroskopii wideo. Ruch cząstek jest śledzony i obliczane jest przemieszczenie średniokwadratowe (MSD). MSD jest związany z makroskopowymi właściwościami reologicznymi, przy użyciu uogólnionej relacji Stokesa-Einsteina. Faza materiału jest identyfikowana przez porównanie z wykładnikiem relaksacji krytycznej, wyznaczonym za pomocą superpozycji utwardzanej w czasie. Pomiary włóknistego żelu koloidalnego ilustrują użyteczność tej techniki. Żel ten ma delikatną strukturę, która może zostać nieodwracalnie zmieniona po zastosowaniu ścinania. Dane reologiczne μ2pokazują, że materiał wielokrotnie równoważy się z tymi samymi właściwościami reologicznymi po każdym przejściu fazowym, co wskazuje, że przejścia fazowe nie odgrywają roli w zmianach mikrostrukturalnych. Aby określić rolę ścinania, próbki można ścinać przed wstrzyknięciem do naszego urządzenia mikroprzepływowego. μ2Reologia jest szeroko stosowaną techniką charakterystyki miękkiej materii, umożliwiającą określenie właściwości reologicznych delikatnych mikrostruktur w pojedynczej próbce podczas przemian fazowych w odpowiedzi na powtarzające się zmiany otaczających warunków środowiskowych.

Wprowadzenie

Przejścia fazowe w materii miękkiej mogą zmieniać strukturę rusztowania, co ma wpływ na przetwarzanie i końcową stabilność materiału1,2,3. Charakterystyka materiałów miękkich podczas dynamicznych przejść fazowych dostarcza kluczowych informacji o zależności między ewolucją strukturalną a strukturą równowagową i właściwościami reologicznymi. Na przykład wiele produktów do pielęgnacji domu wymaga zmiany fazy podczas użytkowania przez konsumenta. Ponadto podczas produkcji etapy przetwarzania, w tym rozcieńczanie i mieszanie, mogą wprowadzać ścinanie wpływające na właściwości reologiczne i końcową mikrostrukturę produktu. Zrozumienie właściwości reologicznych w trakcie zmiany fazy zapewnia, że produkt działa zgodnie z projektem. Dodatkowo, jeśli siły zmieniają początkową reologię materiału podczas produkcji, przejścia fazowe mogą przynieść nieoczekiwane i niepożądane rezultaty, zmieniając zamierzoną funkcję i skuteczność. W krytycznym punkcie żelowania, zdefiniowanym jako punkt, w którym materiał przechodzi z roztworu związanych koloidów lub polimerów w sieć żelu obejmującą całą próbkę, właściwości materiału zmieniają się gwałtownie przy niewielkich zmianach w asocjacji. Jakakolwiek modyfikacja struktury w krytycznym punkcie żelu może wpłynąć na produkt końcowy4. Podczas tych dynamicznych przejść materiały miękkie wykazują słabe właściwości mechaniczne, a pomiary z wykorzystaniem klasycznych technik eksperymentalnych mogą mieścić się w granicy szumu pomiarowego5,6,7. Aby temu zaradzić, do charakterystyki słabego żelu początkowego podczas dynamicznej ewolucji stosuje się techniki takie jak mikrorheologia, która jest czuła w niskim zakresie modułów (10-3 - 4 Pa). Niektóre materiały są podatne na zmiany mikrostruktury pod wpływem sił zewnętrznych, co stanowi wyzwanie podczas charakterystyki, ponieważ jakikolwiek transfer materiału lub płynu może wpłynąć na strukturę, a w konsekwencji na końcowe właściwości materiału. Aby uniknąć zmiany mikrostruktury materiału, opracowaliśmy urządzenie mikrofluidyczne, które może wymieniać płyn otaczający próbkę przy jednoczesnym minimalizowaniu ścinania. Poprzez wymianę środowiska płynnego mierzone są zmiany właściwości reologicznych i mikrostruktury podczas przejść fazowych przy minimalnym udziale ścinania. Urządzenie to jest połączone z mikrorheologią opartą na śledzeniu wielu cząstek (MPT) w technice zwanej µ2rheology. Technika ta jest wykorzystywana do ilościowego określenia właściwości materiału podczas następujących po sobie zmian fazowych żelu w odpowiedzi na zewnętrzną siłę napędową. Technika ta zostanie zilustrowana na przykładzie włóknistego żelu koloidalnego, uwodornionego oleju rycynowego (HCO)9,10,11.

Rusztowania żelowe mogą ulegać zmianom w zakresie asocjacji i dysocjacji w zależności od środowiska próbki12,13,14,15. Siła napędowa żelowania i degradacji jest specyficzna dla danego materiału i musi być dostosowana do każdego badanego materiału. Reologia µ2 może być wykorzystana do charakteryzacji układów żelowych reagujących na bodźce zewnętrzne, w tym sieci koloidalnych i polimerowych. Zmiana pH, ciśnienia osmotycznego lub stężenia soli to przykłady sił napędowych, które mogą indukować zmiany w mikrostrukturze materiału. Na przykład HCO ulega kontrolowanym przejściom fazowym poprzez tworzenie gradientu ciśnienia osmotycznego. Gdy stężona próbka żelu HCO (4 wt% HCO) zostanie zanurzona w wodzie, siły przyciągania między cząsteczkami koloidalnymi słabną, co prowadzi do degradacji. Z kolei, gdy rozcieńczony roztwór HCO (0,125 wt% HCO) styka się z materiałem hydrofilowym (zwanym czynnikiem żelującym, składającym się głównie z gliceryny i surfaktantu), siły przyciągania powracają, powodując żelowanie. Ten układ żelowy zostanie wykorzystany do zaprezentowania działania urządzenia jako narzędzia do pomiaru następujących po sobie przejść fazowych w jednej próbce9,10. Aby scharakteryzować te rusztowania żelowe podczas dynamicznych przejść oraz delikatną, początkową strukturę żelu w krytycznym punkcie przejścia fazowego, wykorzystujemy MPT do analizy tych materiałów z wysoką rozdzielczością czasowo-przestrzenną.

Mikroreologia jest wykorzystywana do określania właściwości i struktury żeli, zwłaszcza w punkcie przejścia krytycznego, dla szeregu materiałów miękkich, w tym żeli koloidalnych i polimerowych.5,6,9,16MPT to pasywna technika mikrorheologiczna, która wykorzystuje mikroskopię wideo do rejestracji ruchu Browna fluorescencyjnych cząsteczek sondy osadzonych w próbce. Pozycje cząsteczek w trakcie nagrań wideo są precyzyjnie określane z dokładnością do 1/10th piksela przy użyciu klasycznych algorytmów śledzenia17,18średni kwadrat przesunięcia uśredniony dla zespołu (MSD, (ΔProszę podać tekst źródłowy do przetłumaczenia.2(t))) jest obliczane na podstawie tych trajektorii cząsteczek. MSD jest powiązane z właściwościami materiału, takimi jak podatność na pełzanie, za pomocą uogólnionego równania Stokesa-Einsteina17,19,20,21,22,23Stan materiału określa się poprzez obliczenie nachylenia logarytmicznego krzywej MSD w funkcji czasu opóźnienia, α,

Równanie dynamiki fraktalnej, α=dlog(〈Δr²(τ)〉)/dlogτ, schemat formuły, analiza dyfuzji.

gdzie t to czas opóźnienia, który następnie porównuje się z krytycznym wykładnikiem relaksacji n. Wartość n wyznacza się za pomocą superpozycji czasu utwardzania – dobrze udokumentowanej techniki, która została zmodyfikowana przez Larsena i Fursta6 w celu analizy danych MPT. Poprzez porównanie n z α quantitatively określa się stan materiału. Gdy α > n, materiał jest zolem, a gdy α < n, materiał jest żelem. W poprzednich pracach system HCO został scharakteryzowany z wykorzystaniem mikrorheologii w celu wyznaczenia krytycznego wykładnika relaksacji9. Korzystając z tych informacji, precyzyjnie określamy moment przejścia materiału ze stanu żelu w stan zolu podczas eksperymentu. Dodatkowo można obliczyć parametr niegaussowski αNG, aby określić stopień heterogeniczności strukturalnej układu,

Równanie parametru niegaussowskiego dla analizy statystycznej w badaniu układów dynamicznych.

gdzie Δx(t) oznacza jednowymiarowy ruch cząsteczki w kierunku x. Wykorzystując MPT, możemy scharakteryzować pojedyncze przejście fazowe, jednak dzięki charakterystyce materiałów za pomocą MPT w urządzeniu mikroprzepływowym, jesteśmy w stanie manipulować otaczającym środowiskiem płynnym i gromadzić dane dotyczące kilku przejść fazowych w jednej próbce żelu.

To urządzenie mikrofluidyczne zostało zaprojektowane do badania krytycznych przejść pojedynczej próbki żelu, która ulega zmianom fazowym w odpowiedzi na zmiany w otaczającym ją środowisku płynnym. Urządzenie wymienia płyn otaczający próbkę, niezależnie od tego, czy znajduje się ona w stanie żelu, czy zoelu, poprzez unieruchomienie próbki w celu wywołania przejścia fazowego przy jednoczesnym zminimalizowaniu sił ścinających. Bezpośrednio nad komorą z próbką znajduje się zbiornik z rozpuszczalnikiem, które są połączone sześcioma symetrycznie rozmieszczonymi kanałami wlotowymi. Symetria ta umożliwia wymianę płynu ze zbiornika z rozpuszczalnikiem do komory z próbką, tworząc jednocześnie równomierny nacisk wokół próbki, co powoduje jej unieruchomienie. Przeprowadzono kilka badań wykorzystujących tę technikę do pułapkowania pojedynczych cząsteczek oraz DNA, jednak niniejsza praca zwiększa skalę objętości z pojedynczych cząsteczek do próbek o objętości około 10 µL24,25,26. Ta unikalna konstrukcja umożliwia również mikrorheologiczną charakterystykę w czasie rzeczywistym podczas przejść fazowych.

Reologia µ2 jest solidną techniką, która ma zastosowanie w wielu systemach materii miękkiej. Technika opisana w niniejszym artykule została opracowana dla żeli koloidalnych, ale można ją łatwo dostosować do innych materiałów, takich jak roztwory polimerowe lub micelarne. Dzięki tej technice określamy nie tylko, jak przejścia fazowe wpływają na równowagowe właściwości materiału, ale także w jaki sposób poszczególne etapy przetwarzania mogą mieć trwały wpływ na ewolucję reologiczną materiału oraz końcową strukturę i właściwości rusztowania.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Produkcja urządzenia mikroprzepływowego

  1. Produkcja stempla mikroprzepływowego.
    Uwaga: Ten krok wymaga użycia materiałów lotnych i powinien być wykonywany w dygestoriach chemicznych.
    1. Użyj negatywu wydrukowanego projektu o takich samych wymiarach jak szkiełko (75×50 mm), kanałów w kolorze białym i tła w kolorze czarnym (patrz Rysunek 1). Wydrukuj ten wzór na przezroczystym arkuszu acetatu (przezroczystości) o rozdzielczości 1200 dpi.
    2. Jeśli ciemna część przezroczystości nadal przepuszcza światło, nałóż kilka negatywów i przyklej za pomocą taśmy dwustronnej.
    3. Włącz źródło światła ultrafioletowego (UV) o wysokim natężeniu i pozwól mu rozgrzać się do stałej mocy (około 30 min).
      Uwaga: Podczas korzystania ze źródła światła UV o wysokiej intensywności należy nosić okulary chroniące przed promieniowaniem UV.
    4. Napełnij trzy szalki Petriego o pojemności 150 ml acetonem, etanolem i wodą destylowaną.
    5. Umieść czystą folię przezroczystą na płaskiej powierzchni w pobliżu źródła promieniowania UV o dużej mocy, ale nie bezpośrednio pod światłem UV. Zapewni to podstawę do wytworzenia stempla mikroprzepływowego.
    6. Obrysuj rogi szkiełka o średnicy od 75 × 50 mm na środku przezroczystej półfabrykaty za pomocą trwałego markera i umieść cztery szklane przekładki (około 30 × 30 × 1 mm) w rogach zarysowanego prostokąta.
    7. Wlej około 5 ml utwardzanej promieniami UV żywicy tiolowo-enowej na środek przekładek, a następnie ostrożnie umieść szkiełko o wymiarach 75 x 50 x 1 mm na szklanych przekładkach, tak aby klej był całkowicie pokryty szkiełkiem bez pęcherzyków powietrza.
    8. Umieść przezroczystość z wydrukowanym negatywem na szkiełku podstawowym i przesuń wszystkie powyższe elementy (od dołu do góry: czystą przezroczystość, przekładki szklane i klej UV, szkiełko podstawowe i przezroczystość z nadrukiem negatywowym), ostrożnie przeciągając pustą przezroczystość pod źródło światła UV.
    9. Pozwól, aby światło UV świeciło przez negatyw na żywicę i utwardź. Czas utwardzania można regulować, aby zmienić wysokość kanału. Czas utwardzania wynoszący 45 s zapewnia wysokość kanału wynoszącą 1 mm przy użyciu naszego źródła światła.
    10. Odsuń elementy od źródła UV i usuń zadrukowaną przezroczystość negatywową i szkiełko podstawowe. Szkiełko podstawowe z kanałami wykonanymi w kleju UV będzie teraz nazywane stemplem mikroprzepływowym.
    11. Wyrzuć przezroczystość i szklane przekładki.
    12. Zanurz stempel mikroprzepływowy w kąpieli acetonowej, a następnie w kąpieli etanolowej. Powtórz ten krok dwukrotnie. Aceton spowoduje degradację kleju UV, dlatego nie pozostawiaj acetonu na stemplu dłużej niż 10 sekund.
    13. Trzymając stempel, zanurz go w wodzie i za pomocą bawełnianego wacika usuń resztę nieprzereagowanej żywicy. Nie wycieraj bezpośrednio utwardzonych części, ponieważ spowoduje to, że kanały będą szorstkie.
    14. Umieść stempel na ręczniku papierowym i wróć do źródła UV na co najmniej 30 minut, aby zapewnić całkowite utwardzenie.
  2. Formowanie polidimetylosiloksanu (PDMS)
    1. Wlej 70 g bazy PDMS do przezroczystego kubka i dodaj środek sieciujący do bazy w stosunku wagowym 1:10 środek sieciujący do bazy. Są to proporcje zalecane przez producenta. Nie używaj szklanego pojemnika.
    2. Dokładnie wymieszać środek sieciujący i podstawę za pomocą metalowego mieszadła; mieszanina powinna być mętna z powodu uwięzionych pęcherzyków powietrza po prawidłowym wymieszaniu.
    3. Umieść PDMS w piecu próżniowym i pociągnij odkurzacz do zmieszanego PDMS. Wyłącz próżnię, jeśli roztwór zacznie wylewać się z kubka, a następnie wznów próżnię po ustąpieniu nadmiaru. Całkowite ciśnienie w piecu próżniowym nie ma znaczenia, ponieważ próżnia tylko przyspiesza proces odgazowania. Pozostawić w komorze do momentu, aż wszystkie pęcherzyki zostaną usunięte z mieszaniny (około 60 min).
    4. Umieść stempel mikroprzepływowy w pustej plastikowej szalce Petriego o średnicy 150 mm, a następnie powoli wlej PDMS do szalki Petriego, całkowicie zakrywając stempel mikroprzepływowy. Wlać blisko powierzchni szalki Petriego, aby zminimalizować tworzenie się pęcherzyków w PDMS.
    5. Przykryj szalkę Petriego i wstaw na noc do piekarnika o temperaturze 55 °C do wytwardzenia. Po całkowitym utwardzeniu wytnij wzorzysty PDMS za pomocą noża i usuń z stempla. Zachować nadmiar PDMS do budowy zbiornika na rozpuszczalnik (krok protokołu 1.6.3) i korki PDMS (etap protokołu 2.2.1.1).
    6. Za pomocą dziurkacza do biopsji 0,5 mm wytnij otwory w następujących miejscach: po jednym w każdym rogu, jeden w komorze ssącej w pobliżu krawędzi kanału, sześć w komorze próbki symetrycznie rozmieszczonych w odległości 60° od siebie i jeden w środku komory próbki. Aby zapewnić symetrycznie rozmieszczone otwory, wydrukuj wzór na kartce papieru i umieść pod komorą na próbkę. Ponieważ PDMS jest przezroczysty, można łatwo zobaczyć, gdzie należy umieścić otwory.
  3. Przygotowanie roztworu zol-żel do tworzenia szklanych ścianek w urządzeniu mikroprzepływowym
    1. Do słoika o pojemności 100 ml dodaj 25 ml 90% etanolu, 25 ml roztworu kwasu solnego o pH 4 (0,0001 M), 25 ml 98% tetraetoksysilanu i 25 ml 98% metylotrietoksysilanu. Umieść 100 ml roztworu, obecnie określanego jako wstępnie przekształcony płyn, w kuchence mikrofalowej bez przykrycia na 10 sekund, a następnie umieść na noc w temperaturze 80 °C.
  4. Montaż urządzenia
    1. Umieść zarówno wzorzysty PDMS, jak i szkiełko szklane 75 × 50 × 0,10 mm w myjce plazmowej i ustaw zawór 3-drogowy w pozycji wyłączonej.
    2. Włącz pompę próżniową i odczekaj minutę na opróżnienie komory.
    3. Ustaw zawór 3-drogowy w pozycji regulatora przepływu i pozwól komorze zrównoważyć się przez 5 sekund. Pozycja regulatora przepływu pozwala na wprowadzenie do myjki plazmowej niewielkiego natężenia przepływu powietrza, wystarczająco niskiego, aby utrzymać niskie ciśnienie w komorze. Włącz przełącznik częstotliwości radiowej (RF) na medium na 40 sekund, a następnie wyłącz przełącznik RF i pompę próżniową.
    4. Ustaw zawór 3-drogowy w pozycji otwartej, aby przywrócić komorę do warunków atmosferycznych. Usuń wzorzysty PDMS i szklany szkiełko.
    5. Ostrożnie przyklej wzorzysty PDMS do szkiełka podstawowego, stykając ze sobą dwie powierzchnie.
    6. Nałóż żywicę utwardzaną promieniami UV na szwy wokół wzorzystego PDMS i utwardzaj przez 5 minut w świetle UV o niskiej intensywności.
  5. Wykonanie ścianek szklanych w kanałach mikroprzepływowych.
    Uwaga: Ten krok należy wykonać w ciągu 30 minut od obróbki plazmowej, ponieważ opiera się na zmianach powierzchni PDMS, które występują podczas obróbki plazmowej. Grubość warstwy wyniesie około 5-10 μm. Ten etap wymaga użycia materiałów lotnych i powinien być wykonywany w dygestoriach chemicznych.
    1. Ustawić na płycie grzejnej temperaturę 100 °C i przygotować cztery strzykawki (trzy 30 ml i jedną 3 ml) z igłami o rozmiarze 18 G i przezroczystym rurkiem termoplastycznym o długości około 30 cm.
    2. Napełnij trzy strzykawki o pojemności 30 ml odpowiednio etanolem, chloroformem i powietrzem. Napełnij jedną strzykawkę o pojemności 3 ml wstępnie przetworzonym płynem (z kroku 1.3.1 protokołu).
    3. Włóż przezroczystą rurkę termoplastyczną za pomocą łączników ze stali nierdzewnej do każdego z otworów we wzorzystym PDMS, z wyjątkiem jednego otworu narożnego. Ten otwór będzie używany jako wlot, podczas gdy wszystkie inne będą wylotami.
    4. Napełnij urządzenie mikroprzepływowe wstępnie przekształconym płynem ze strzykawki, a następnie umieść urządzenie mikroprzepływowe na płycie grzejnej o temperaturze 100 °C tak, aby dolna szyba dotykała powierzchni płyty grzejnej.
    5. Przepuść 3 ml wstępnie przekształconego płynu przez urządzenie mikroprzepływowe w ciągu 10 sekund. Grubość ścianek szkła jest regulowana poprzez zmianę natężenia przepływu wstępnie przekształconego płynu.
    6. Wyjmij urządzenie mikroprzepływowe z płyty grzejnej. Zastrzykawka z wstępnie przekształconym roztworem powinna zostać zastąpiona strzykawką powietrzną i wypchnąć nadmiar wstępnie przekształconego płynu.
    7. Zamień strzykawkę powietrzną na strzykawkę z chloroformem i powoli przepuść 15 ml chloroformu przez urządzenie mikroprzepływowe. Zastrzykać chloroformem strzykawkę z etanolem i powoli przepuścić 30 ml etanolu przez urządzenie mikroprzepływowe. Każdy z tych kroków powinien zająć około 1 minuty.
    8. Zastrzykać strzykawkę z etanolem strzykawką powietrzną i przepuścić powietrze przez urządzenie mikroprzepływowe aż do wyschnięcia.
  6. Zastosowanie szklanych wsporników i miski na rozpuszczalnik
    1. Wytnij 75 × 10 × 1 mm paski szkła z 75 × 25 × 1 mm szkiełka podstawowe.
    2. Nałóż żywicę utwardzaną promieniami UV na szklane paski. Umieść urządzenie mikroprzepływowe na paskach, stroną PDMS skierowaną do góry. Poruszaj się pod źródłem światła UV o niskiej intensywności przez 5 minut.
    3. Wytnij kwadrat o wymiarach 30 × 30 mm PDMS. Za pomocą dziurkacza do biopsji wyciąć otwór wystarczająco duży, aby zakryć komorę na próbkę o średnicy 10 mm.
    4. Umieść kwadratowe i mikroprzepływowe urządzenie PDMS w myjce plazmowej, a następnie ustaw zawór 3-drogowy w pozycji wyłączonej i włącz pompę próżniową.
    5. Odczekaj minutę na opróżnienie komory. Ustaw zawór 3-drogowy w pozycji regulatora przepływu i pozwól komorze zrównoważyć się przez 5 sekund.
    6. Włącz przełącznik RF na medium na 40 sekund, a następnie wyłącz przełącznik RF i pompę próżniową.
    7. Ustaw zawór 3-drogowy w pozycji otwartej, aby przywrócić komorę do warunków atmosferycznych.
    8. Wyjmij miskę z rozpuszczalnikiem i urządzenie mikroprzepływowe z komory plazmowej i przyklej się, stykając się z powierzchniami. Należy pamiętać, aby umieścić miskę na rozpuszczalnik nad komorą próbki.

2. μ2reologia Procedura

  1. Przygotowanie próbek miękkiej masy
    1. Cząstki sondy myjącej
      1. Pipetować wodę i sondy 0,5 μm do probówki mikrowirówkowej w stosunku wody do sondy 10:1. Dokładnie wymieszać za pomocą pipet, a następnie umieścić probówkę mikrowirówki w mikrowirówce i wirować z prędkością 4600 x g przez 10 minut.
        UWAGA: Roztwór sondy używany w tej pracy otrzymuje się zawieszony w wodzie o początkowym stężeniu 2,6% ciał stałych/objętość, a końcowe stężenie sond użytych w próbce wynosi 0,1% ciał stałych/objętość.
      2. Wyjąć probówkę do mikrowirówki i odpipetować supernatant. Zastąp supernatant wodą demineralizowaną. Powtórz wirowanie w sumie trzy razy.
      3. Umieść probówkę mikrowirówki w sonikatorze i sonikuj na niskim poziomie przez 15 minut, aby usunąć wszelkie osady.
    2. Łączenie sond i miękkiej materii.
      UWAGA: Do tej procedury użyto żelu koloidalnego jako próbki miękkiej masy.
      1. Na szkiełku podstawowym o średnicy 75 × 50 mm odmierz 1 ml materiału próbki. Odpipetować 40 μl roztworu sondy do środka próbki.
      2. Delikatnie złóż próbkę metalową szpatułką, aż do całkowitego połączenia. Pobrać próbkę do probówki do mikrowirówki i wirować przy 2340 x g przez 15 sekund w celu usunięcia uwięzionego powietrza.
      3. Napełnij strzykawkę o pojemności 1 ml wyposażoną w igłę o rozmiarze 18 G i przezroczystą rurkę termoplastyczną mieszaniną sondy/HCO.
  2. Następujące po sobie przemiany fazowe wywołane wymianą płynu
    1. Napełnianie urządzenia mikroprzepływowego
      1. Aby utworzyć korki PDMS, używając nadmiaru PDMS z kroku 1.2.5 protokołu, należy wyciąć kwadratowy odcinek PDMS o grubości 5 mm. Za pomocą dziurkacza do biopsji o średnicy 0,5 mm wytnij otwór w połowie zatyczki PDMS. Włóż złącze ze stali nierdzewnej do otworu o średnicy 0.5 mm.
      2. Podłącz rurkę termoplastyczną do trzech narożnych kanałów wlotowych i kanału wylotowego komory ssącej. Całkowicie napełnij urządzenie wodą za pomocą strzykawki podłączonej do urządzenia. Upewnij się, że w komorze próbki lub w kanałach mikroprzepływowych nie ma pęcherzyków powietrza. Zablokuj pozostały otwór narożny za pomocą korków PDMS.
      3. Zbiornik na rozpuszczalnik powinien być częściowo napełniony od kroku 2.2.1.2; jeśli nie jest napełniony, należy napełnić zbiornik rozpuszczalnika wodą.
      4. Za pomocą strzykawki z kroku 2.1.2.3 protokołu wstrzyknąć 10 μl mieszaniny próbka/sonda przez kanał środkowy do komory próbki z prędkością około 2 μl/s, a następnie użyć korka PDMS, aby zablokować środkowy kanał w komorze próbki.
    2. Zbieranie danych mikroreologicznych
      1. Zmień ustawienia aparatu na zoptymalizowane, aby zminimalizować statyczne i dynamiczne błędy śledzenia cząstek, a następnie przełącz się na obiektyw 63× zanurzenia w wodzie i odpipetuj kroplę wody na obiektyw.
      2. Umieść urządzenie mikroprzepływowe na stoliku mikroskopu i podnieś obiektyw, aż zostanie skoncentrowany na próbce.
      3. Zrób filmy przedstawiające ruchy Browna sond w przedziałach czasowych odpowiednich dla całkowitej długości przemiany fazowej. W celu żelowania kontynuuj nagrywanie filmów, aż ruch sondy zostanie całkowicie zatrzymany.
        UWAGA: Dane zbieramy co 10 min. Jeśli zaczniemy od eksperymentu degradacji, dane są zbierane do momentu, aż sondy całkowicie się rozproszą.
    3. Wymiana płynów w komorze próbki (przepływ grawitacyjny, wymiana płynów o mniejszej gęstości na płyny o większej gęstości)
      1. Wyjmij urządzenie mikroprzepływowe ze stolika mikroskopu.
      2. Odessać wodę z miski na rozpuszczalnik za pomocą pipety transferowej, a następnie odpipetować 4 ml płynu o większej gęstości do miski na rozpuszczalnik
        3. .
      3. Umieść urządzenie mikroprzepływowe z powrotem na stoliku mikroskopowym i powtórz krok 2.2.2.3
    4. Wymiana płynów w komorze próbki (przepływ ssący, wymiana płynów o większej gęstości na płyny o mniejszej gęstości)
      1. Wyjmij urządzenie mikroprzepływowe ze stolika mikroskopu i wyjmij korek PDMS z komory ssącej.
      2. Włożyć strzykawkę wyposażoną w igłę o rozmiarze 18 i przezroczystą rurkę termoplastyczną do kanału komory ssącej i podłączyć strzykawkę do pompy strzykawkowej. Ustawić pompę strzykawkową tak, aby pobierała z prędkością 1 ml/min.
      3. Usunąć nadmiar środka żelującego z miski na rozpuszczalnik i spłukać trzykrotnie wodą, napełniając zbiornik rozpuszczalnika, a następnie odsysając płyn do płukania.
      4. Rozpocząć ssanie za pomocą pompy strzykawkowej, dodając wodę do miski z rozpuszczalnikiem przez jedną minutę. Nie należy dopuścić do całkowitego opróżnienia zbiornika rozpuszczalnika, ponieważ spowoduje to wciągnięcie powietrza do komory próbki.
      5. Wyjąć strzykawkę z urządzenia mikroprzepływowego i założyć korek PDMS na komorę ssącą.
      6. Umieść urządzenie mikroprzepływowe z powrotem na stoliku mikroskopu i kontynuuj pobieranie próbek
  3. Kontynuuj pobieranie próbek w regularnych odstępach czasu podczas cykli degradacji/żelowania, aż do zakończenia żądanej liczby cykli lub braku wystarczającej liczby sond do pomiaru.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Dwuwarstwowe urządzenie mikrofluidyczne wykonano z PDMS (Rycina 1a,b), który został uformowany za pomocą stempla mikrofluidycznego. Projekt stempla przedstawiono na Rycynie 1c. Nieprawidłowe przygotowanie eksperymentu może prowadzić zarówno do błędów w pasywnej mikrorheologii, jak i do nieprawidłowych przepływów mikrofluidycznych podczas wymiany otaczającego płynu (Rycina 2

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Dwuwarstwowe urządzenie mikroprzepływowe (ryc. 1) można łatwo wykonać, stosując dobrze udokumentowane techniki wytwarzania mikroprzepływowego29. Szklane wsporniki są dodawane do dolnej części urządzenia, aby zmniejszyć wpływ wibracji na ruch sondy. Szkiełko podstawowe jest bardzo cienkie (0,10 mm), aby dopasować się do odległości roboczej obiektywu mikroskopu. To sprawia, że urządzenie jest podatne na niewielkie wibracje w budynku i środowisku próbki, które są następn...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Nie ma żadnych ujawnień dotyczących tej pracy.

Podziękowania

Finansowanie tej pracy zostało zapewnione przez Procter & Gamble Co. oraz American Chemical Society Petroleum Research Fund (54462-DNI7). Podziękowania kierujemy do Darczyńców Funduszu Badawczego Amerykańskiego Towarzystwa Chemicznego ds. Ropy Naftowej za częściowe wsparcie tych badań. Autorzy pragną podziękować dr Marco Caggioniemu za pomocne dyskusje.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
150 x 15 mm Szalka Petriego Corning, Inc.
Szkiełko szkiełkowe 75 x 50 x 0,15 mmFisher ScientificCustom
Szkiełko szklane 75 x 50 x 1,0 mm SzkiełkoFisher Scientific12-550-C
75 x 25 x 1,0 mm SzkiełkoFisher Scientific12-550-A3
22 x 22 Szkiełko nakrywkoweFisher Scientific12-542-B
Aceton, 99,5%VWR Analytical67-64-1
Źródło promieniowania UV o niskiej intensywnościUVPUVL-56
Chloroform, 99,9%Fisher ChemicalC298-500
Waciki bawełnianeKońcówki Q83289205
Etanol, 90%Fisher ChemicalA962-4
Fluoresbrite® YG Mikrosfery karboksylowe 0,50 i mikro; mPolysciences, Inc. 15700-10
Lampa UV o dużej intensywnościSpectroline Corp.SB-100P
Płyta grzejnaCorning, Inc.PC-420
Kwas solny, 6NRicca Chemical Company3750-32
Metylotrietyloksysilan, 98%Acros Organics174622500
MikrowirówkaEppendorf5424
Środek do czyszczenia plazmyHarrick Plasma, Inc.PDC-32G
Polidimetylosiloksan (PDMS)Robert McKwown Company2065622
SonicatorBranson, Emerson Electric1800
Złącza stalowe, ID 0,023 calaNew England Small Tube Corp.Niestandardowy
tetraetoksysilan, 98%Alfa AesarA14965
Żywica tiolowo-enowa (utwardzana promieniami UV)Norland Products, Inc. NOA81
PrzezroczystośćStaples Inc. 21828
Rurka Tygon, ID 1/32 calaMcMaster-CarrE-3603
Piec próżniowyFisher Scientific282A
Dziurkacz do biopsji 8 mmWorld Precision Instruments504535
Dziurkacz Bioposy 0,5 mmWorld Precision Instruments504528
Strzykawka, 30 mlBD309659
Strzykawka, 3 mLBD309651
igła, 18 gaugeBD305195
Probówka do mikrowirówek, 1,5 mLEppendorf22-36-320-4
Szybka kamerawizyjna do badań wizyjnychMiro M120 
MikroskopCarl Zeiss AGZeiss Observer, Z1
Pompa strzykawkowaNew Era Pump SystemsNE-300
Uwodorniony olej rycynowyProcter & GambleN/A
Afí cio MP 6002 DrukarkaRicoh Company, Ltd.
351058 nakrywkowe 415877

Bibliografia

  1. Mitchell, P. Microfluidics-downsizing large-scale biology. Nat. Biotech. 19, 717-721 (2001).
  2. Haber, C. Microfluidics in commercial applications; an industry perspective. Lab Chip. 6, 1118-1121 (2006).
  3. Whitesides, G. M. The origins and the future of microfluidics. Nature. 442, 368-373 (2006).
  4. Huang, X., Raghavan, S. R., Terech, P., Weiss, R. G. Distinct kinetic pathways generate organogel networks with contrasting fractality and thixotropic properties. J. Am. Chem. Soc. 128, 15341-15352 (2006).
  5. Larsen, T. H., Schultz, K. M., Furst, E. M. Hydrogel microrheology near the liquid-solid transition. Korea-Aust. Rheol. J. 20, 165-173 (2008).
  6. Larsen, T. H., Furst, E. M. Microrheology of the liquid-solid transition during gelation. Phys. Rev. Lett. 100, 146001(2008).
  7. Schultz, K. M., Baldwin, A. D., Kiick, K. L., Furst, E. M. Rapid rheological screening to identify conditions of biomaterial hydrogelation. Soft Matter. 5, 740-742 (2009).
  8. Switzer, L. H., Klingenberg, D. J. Flocculation in simulations of sheared fiber suspensions. Int. J. Multiph. Flow. 30, 67-87 (2004).
  9. Wehrman, M. D., Lindberg, S., Schultz, K. M. Quantifying the dynamic transition of hydrogenated castor oil gels measured via multiple particle tracking microrheology. Soft Matter. 12, 6463-6472 (2016).
  10. Wehrman, M. D., Milstrey, M. J., Lindberg, S., Schultz, K. M. Using µ2rheology to quantify rheological properties during repeated reversible phase transitions of soft matter. Lab Chip. 17, 2085-2094 (2017).
  11. Wehrman, M. D., Lindberg, S. E., Schultz, K. M. Impact of shear on the structure and rheological properties of a hydrogenated castor oil colloidal gel during dynamic phase transitions. J. Rheol. , (2018).
  12. Loh, X. J. Dual-responsive "reversible micelles". J. Appl. Polym. Sci. 127, 992-1000 (2013).
  13. Kern, F., Zana, R., Candau, S. J. Rheological properties of semidilute and concentrated aqueous solutions of cetyltrimethylammonium chloride in the presence of sodium salicylate and sodium chloride. Langmuir. 7, 1344-1351 (1991).
  14. Trappe, V., Prasad, V., Cipelletti, L., Segre, P. N., Weitz, D. A. Jamming phase diagram for attractive particles. Nature. 411, 772-775 (2001).
  15. Philipse, A. P., Wierenga, A. M. On the density and structure formation in gels and clusters of colloidal rods and fibers. Langmuir. 14, 49-54 (1998).
  16. Schultz, K. M., Bayles, A. V., Baldwin, A. D., Kiick, K. L., Furst, E. M. Rapid, high resolution screening of biomaterial hydrogelators by mu2rheology. Biomacromolecules. 12, 4178-4182 (2011).
  17. Crocker, J. C., Grier, D. G. Methods of digital video microscopy for colloidal studies. J. Colloid Interface Sci. 179, 298-310 (1996).
  18. Crocker, J. C., Weeks, E. R. Particle tracking using IDL. , Available from: http://www.physics.emory.edu/faculty/weeks//idl/tracking.html (2011).
  19. Mason, T. G. Estimating the viscoelastic moduli of complex fluids using the generalized Stokes--Einstein equation. Rheol. Actac. 39, 371-378 (2000).
  20. Mason, T. G., Ganesan, K., van Zanten, J. H., Wirtz, D., Kuo, S. C. Particle tracking microrheology of complex fluids. Phys. Rev. Lett. 79, 3282-3285 (1997).
  21. Mason, T. G., Weitz, D. A. Optical measurements of frequency-dependent linear viscoelastic moduli of complex fluids. Phys. Rev. Lett. 74, 1250-1253 (1995).
  22. Squires, T. M., Mason, T. G. Fluid mechanics of microrheology. Annu. Rev. Fluid Mech. 42, 413-438 (2010).
  23. Gittes, F., Schnurr, B., Olmsted, P. D., MacKintosh, F. C., Schmidt, C. F. Microscopic viscoelasticity: shear moduli of soft materials determined from thermal fluctuations. Phys. Rev. Lett. 79, 3286-3289 (1997).
  24. Mai, D. J., Brockman, C., Schroeder, C. M. Microfluidic systems for single DNA dynamics. Soft Matter. 8 (41), 10560-10572 (2012).
  25. Tanyeri, M., Ranka, M., Sittipolkul, N., Schroeder, C. M. A microfluidic-based hydrodynamic trap: design and implementation. Lab Chip. 11, 1786-1794 (2011).
  26. Lee, J. S., Dylla-Spears, R., Teclemariam, N. P., Muller, S. J. Microfluidic four-roll mill for all flow types. Appl. Phys. Lett. 90, 074103(2007).
  27. Crocker, J. C., Grier, D. G. Methods of digital video microscopy for colloidal studies. J. Colloid Interface Sci. 179 (1), 298-310 (1996).
  28. Mason, T. G., Weitz, D. Optical measurements of frequency-dependent linear viscoelastic moduli of complex fluids. Phys. Rev. Lett. 74 (7), 1250(1995).
  29. Schultz, K. M., Furst, E. M. High-throughput rheology in a microfluidic device. Lab on a chip. 11, 3802-3809 (2011).
  30. Abate, A. R., Lee, D., Do, T., Holtze, C., Weitz, D. A. Glass coating for PDMS microfluidic channels by sol-gel methods. Lab Chip. 8, 516-518 (2008).
  31. Happel, J., Brenner, H. Low Reynolds Number Hydrodynamics: with special applications to particulate media. , Prentice-Hall. (1965).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Mikrofluidyczna mikrorheologiareologia materii miękkiejanaliza przejść fazowychśledzenie wielu cząstekśredni kwadrat przemieszczeniauogólnione równanie Stokesa-Einsteinasuperpozycja czasu i utwardzaniawłóknisty żel koloidalnymetoda wymiany płynówmikrorheologia oparta na śledzeniu cząstek
Połączenie mikrofluidyki i mikroreologii w celu określenia właściwości reologicznych miękkiej materii podczas powtarzających się przemian fazowych
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.