Połączenie mikrofluidyki i mikroreologii w celu określenia właściwości reologicznych miękkiej materii podczas powtarzających się przemian fazowych

Podsumowanie

Demonstrujemy produkcję i użycie urządzenia mikroprzepływowego, które umożliwia wielokrotne pomiary mikroreologii śledzenia cząstek w celu zbadania reologicznych efektów powtarzających się przemian fazowych na miękkiej materii.

Streszczenie

Mikrostruktura miękkiej materii bezpośrednio wpływa na makroskopowe właściwości reologiczne i może być zmieniona przez takie czynniki, jak przegrupowanie koloidalne podczas poprzednich zmian fazowych i zastosowane ścinanie. Aby określić zakres tych zmian, opracowaliśmy urządzenie mikroprzepływowe, które umożliwia powtarzające się przemiany fazowe wywołane wymianą otaczającego płynu i charakterystykę mikroreologiczną przy jednoczesnym ograniczeniu ścinania próbki. Technika ta to μ²reologia, połączenie mikrofluidyki i mikroreologii. Urządzenie mikroprzepływowe jest dwuwarstwową konstrukcją z symetrycznymi strumieniami wlotowymi wchodzącymi do komory próbki, które zatrzymują próbkę żelu na miejscu podczas wymiany płynu. Ssanie można zastosować z dala od komory próbki, aby wciągnąć płyny do komory próbki. Właściwości reologiczne materiału scharakteryzowano za pomocą mikroreologii śledzenia wielu cząstek (MPT). W MPT cząstki sondy fluorescencyjnej są osadzane w materiale, a ruch Browna sond jest rejestrowany za pomocą mikroskopii wideo. Ruch cząstek jest śledzony i obliczane jest przemieszczenie średniokwadratowe (MSD). MSD jest związany z makroskopowymi właściwościami reologicznymi, przy użyciu uogólnionej relacji Stokesa-Einsteina. Faza materiału jest identyfikowana przez porównanie z wykładnikiem relaksacji krytycznej, wyznaczonym za pomocą superpozycji utwardzanej w czasie. Pomiary włóknistego żelu koloidalnego ilustrują użyteczność tej techniki. Żel ten ma delikatną strukturę, która może zostać nieodwracalnie zmieniona po zastosowaniu ścinania. Dane reologiczne μ²pokazują, że materiał wielokrotnie równoważy się z tymi samymi właściwościami reologicznymi po każdym przejściu fazowym, co wskazuje, że przejścia fazowe nie odgrywają roli w zmianach mikrostrukturalnych. Aby określić rolę ścinania, próbki można ścinać przed wstrzyknięciem do naszego urządzenia mikroprzepływowego. μ²Reologia jest szeroko stosowaną techniką charakterystyki miękkiej materii, umożliwiającą określenie właściwości reologicznych delikatnych mikrostruktur w pojedynczej próbce podczas przemian fazowych w odpowiedzi na powtarzające się zmiany otaczających warunków środowiskowych.

Wprowadzenie

Przejścia fazowe w miękkiej materii mogą zmienić strukturę rusztowania, co ma wpływ na przetwarzanie i ostateczną stabilność materiału^1,2,3. Charakterystyka miękkich materiałów podczas dynamicznych przemian fazowych dostarcza istotnych informacji na temat związku między ewolucją strukturalną a strukturą równowagi i właściwościami reologicznymi. Na przykład wiele produktów do pielęgnacji domowej wymaga zmiany fazy podczas użytkowania konsumenckiego. Ponadto podczas produkcji etapy przetwarzania, w tym rozcieńczanie i mieszanie, mogą powodować ścinanie wpływające na właściwości reologiczne i końcową mikrostrukturę produktu. Zrozumienie właściwości reologicznych podczas przemiany fazowej zapewnia, że produkt działa zgodnie z projektem. Dodatkowo, jeśli siły zmieniają początkową reologię materiału podczas wytwarzania, przejścia fazowe mogą przynieść nieoczekiwane i niepożądane wyniki, zmieniając zamierzoną funkcję i efektywność. W krytycznym punkcie żelowania, zdefiniowanym jako punkt, w którym materiał przechodzi z roztworu powiązanych koloidów lub polimerów do sieci żelowej obejmującej próbkę, właściwości materiału zmieniają się drastycznie z niewielkimi zmianami asocjacji. Każda modyfikacja struktury w krytycznym punkcie żelu może mieć wpływ na produkt końcowy⁴. Podczas tych dynamicznych przejść miękkie materiały mają słabe właściwości mechaniczne, a pomiary wykorzystujące klasyczne techniki eksperymentalne mogą mieścić się w limicie szumu pomiaru^5,6,7. Aby to uwzględnić, techniki takie jak mikroreologia, która jest czuła w zakresie niskich modułów (^10-3 - 4 Pa), są stosowane do scharakteryzowania słabego początkowego żelu podczas dynamicznej ewolucji. Niektóre materiały są podatne na zmiany mikrostruktury spowodowane siłami zewnętrznymi, co stanowi wyzwanie podczas charakteryzowania, ponieważ każdy transfer materiału lub płynu może wpłynąć na strukturę i ostatecznie na końcowe właściwości materiału. Aby uniknąć zmiany mikrostruktury materiału, opracowaliśmy urządzenie mikroprzepływowe, które może wymieniać płyn środowiskowy wokół próbki, jednocześnie minimalizując ścinanie. Poprzez wymianę środowiska płynnego, zmiany właściwości reologicznych i mikrostruktury są mierzone podczas przemian fazowych przy minimalnym udziale ścinania. Urządzenie jest połączone z mikroreologią śledzenia wielu cząstek (MPT) w technice zwanej reologią μ². Technika ta służy do ilościowego określania właściwości materiału podczas kolejnych przemian fazowych żelu w odpowiedzi na zewnętrzną siłę napędową. Technika zostanie zilustrowana przy użyciu włóknistego żelu koloidalnego, uwodornionego oleju rycynowego (HCO)^9,10,11.

Rusztowania żelowe mogą ulegać zmianom w asocjacji i dysocjacji ze względu na środowisko próbki^12,13,14,15. Siła napędowa żelowania i degradacji jest specyficzna dla danego materiału i musi być dostosowana do każdego materiału będącego przedmiotem zainteresowania. μ²reologia może być wykorzystana do scharakteryzowania układów żelowych, które reagują na bodźce zewnętrzne, w tym sieci koloidalne i polimerowe. Zmiana pH, ciśnienia osmotycznego czy stężenia soli to przykłady sił napędowych, które mogą indukować zmiany w mikrostrukturze materiału. Na przykład HCO ulega kontrolowanym przemianom fazowym poprzez tworzenie gradientu ciśnienia osmotycznego. Gdy zagęszczona próbka żelu HCO (4% wag. HCO) jest zanurzona w wodzie, siły przyciągania między cząstkami koloidalnymi słabną, powodując degradację. Alternatywnie, gdy rozcieńczony roztwór HCO (0,125% wag. HCO) styka się z materiałem hydrofilowym (określanym jako środek żelujący i składającym się głównie z gliceryny i środka powierzchniowo czynnego), siły przyciągania powracają, powodując żelowanie. Ten żelowy system zostanie wykorzystany do pokazania działania urządzenia jako narzędzia do pomiaru kolejnych przejść fazowych na pojedynczej próbce^9,10. Aby scharakteryzować te żelowe rusztowania podczas dynamicznych przejść i delikatną początkową strukturę żelu w krytycznym przejściu fazowym, używamy MPT do scharakteryzowania tych materiałów z wysoką rozdzielczością czasoprzestrzenną.

Mikroreologia służy do określania właściwości i struktury żelu, szczególnie w krytycznym przejściu, szeregu miękkich materiałów, w tym żeli koloidalnych i polimerowych^5,6,9,16. MPT to pasywna technika mikroreologiczna, która wykorzystuje mikroskopię wideo do rejestrowania ruchów Browna cząstek sondy fluorescencyjnej osadzonych w próbce. Pozycje cząsteczek w filmach są precyzyjnie określane z dokładnością do 1/10 piksela za pomocą klasycznych algorytmów śledzenia^17,18. Na podstawie tych trajektorii cząstek oblicza się uśrednione przemieszczenie średniokwadratowe zespołu (MSD, (Δr²(t))) . MSD jest powiązany z właściwościami materiału, takimi jak podatność pełzania, przy użyciu uogólnionej relacji Stokesa-Einsteina^{17,19,20,21,22,23}. Stan materiału określa się poprzez obliczenie logarytmicznego nachylenia krzywej MSD w funkcji czasu opóźnienia, α,

gdzie t to czas opóźnienia, i porównując go do wykładnika relaksacji krytycznej, n. n jest wyznaczane za pomocą superpozycji utwardzanej w czasie, dobrze udokumentowanej techniki, która została zmodyfikowana do analizy danych MPT przez Larsena i Furst⁶. Przez porównanie n do α określa się ilościowo stan materiału. Gdy α > n materiał jest zolem, a gdy α < n materiał jest żelem. Wcześniejsze prace charakteryzowały system HCO za pomocą mikroreologii w celu wyznaczenia wykładnika relaksacji krytycznej⁹. Korzystając z tych informacji, precyzyjnie określamy, kiedy podczas eksperymentu materiał przechodzi z żelu w zol. Dodatkowo parametr niegaussowski, α_NG, może być obliczony w celu określenia zakresu niejednorodności strukturalnej układu,

gdzie Δx(t) to jednowymiarowy ruch cząstek w kierunku x. Za pomocą MPT możemy scharakteryzować pojedyncze przejście fazowe, ale charakteryzując materiały za pomocą MPT w urządzeniu mikroprzepływowym, jesteśmy w stanie manipulować otaczającym środowiskiem płynów i zbierać dane o kilku przejściach fazowych na pojedynczej próbce żelu.

To urządzenie mikroprzepływowe jest przeznaczone do badania krytycznych przemian pojedynczej próbki żelu, która ulega zmianom fazowym w odpowiedzi na zmiany w otaczającym środowisku płynów. Urządzenie wymienia płyn otaczający próbkę, gdy jest ona w stanie żelu lub zol, blokując próbkę w miejscu w celu wywołania przemiany fazowej przy jednoczesnej minimalizacji ścinania. Zbiornik rozpuszczalnika znajduje się bezpośrednio nad komorą próbki, które są połączone sześcioma symetrycznie rozmieszczonymi kanałami wlotowymi. Ta symetria pozwala na wymianę płynu z basenu rozpuszczalnika do komory próbki, przy jednoczesnym wytworzeniu równomiernego ciśnienia wokół próbki, blokując ją w miejscu. Przeprowadzono kilka badań, w których wykorzystano tę technikę do wychwytywania pojedynczych cząstek i DNA, ale ta praca zwiększa objętość od pojedynczych cząsteczek do próbek o wielkości około 10 μL^24,25,26. Ta unikalna konstrukcja umożliwia również charakterystykę mikroreologiczną w czasie rzeczywistym podczas przemian fazowych.

μ²Reologia to solidna technika, która ma zastosowanie do wielu systemów miękkiej materii. Technika opisana w tym artykule została opracowana dla żeli koloidalnych, ale można ją łatwo dostosować do innych materiałów, takich jak roztwory polimerowe lub micelarne. Dzięki tej technice określamy nie tylko, w jaki sposób przemiany fazowe wpływają na właściwości materiału w stanie równowagi, ale także w jaki sposób różne etapy przetwarzania mogą mieć trwały wpływ na ewolucję reologiczną materiału oraz ostateczną strukturę i właściwości rusztowania.

Protokół

1. Produkcja urządzenia mikroprzepływowego

1. Produkcja stempla mikroprzepływowego.
   Uwaga: Ten krok wymaga użycia materiałów lotnych i powinien być wykonywany w dygestoriach chemicznych.
   1. Użyj negatywu wydrukowanego projektu o takich samych wymiarach jak szkiełko (75×50 mm), kanałów w kolorze białym i tła w kolorze czarnym (patrz Rysunek 1). Wydrukuj ten wzór na przezroczystym arkuszu acetatu (przezroczystości) o rozdzielczości 1200 dpi.
   2. Jeśli ciemna część przezroczystości nadal przepuszcza światło, nałóż kilka negatywów i przyklej za pomocą taśmy dwustronnej.
   3. Włącz źródło światła ultrafioletowego (UV) o wysokim natężeniu i pozwól mu rozgrzać się do stałej mocy (około 30 min).
      Uwaga: Podczas korzystania ze źródła światła UV o wysokiej intensywności należy nosić okulary chroniące przed promieniowaniem UV.
   4. Napełnij trzy szalki Petriego o pojemności 150 ml acetonem, etanolem i wodą destylowaną.
   5. Umieść czystą folię przezroczystą na płaskiej powierzchni w pobliżu źródła promieniowania UV o dużej mocy, ale nie bezpośrednio pod światłem UV. Zapewni to podstawę do wytworzenia stempla mikroprzepływowego.
   6. Obrysuj rogi szkiełka o średnicy od 75 × 50 mm na środku przezroczystej półfabrykaty za pomocą trwałego markera i umieść cztery szklane przekładki (około 30 × 30 × 1 mm) w rogach zarysowanego prostokąta.
   7. Wlej około 5 ml utwardzanej promieniami UV żywicy tiolowo-enowej na środek przekładek, a następnie ostrożnie umieść szkiełko o wymiarach 75 x 50 x 1 mm na szklanych przekładkach, tak aby klej był całkowicie pokryty szkiełkiem bez pęcherzyków powietrza.
   8. Umieść przezroczystość z wydrukowanym negatywem na szkiełku podstawowym i przesuń wszystkie powyższe elementy (od dołu do góry: czystą przezroczystość, przekładki szklane i klej UV, szkiełko podstawowe i przezroczystość z nadrukiem negatywowym), ostrożnie przeciągając pustą przezroczystość pod źródło światła UV.
   9. Pozwól, aby światło UV świeciło przez negatyw na żywicę i utwardź. Czas utwardzania można regulować, aby zmienić wysokość kanału. Czas utwardzania wynoszący 45 s zapewnia wysokość kanału wynoszącą 1 mm przy użyciu naszego źródła światła.
   10. Odsuń elementy od źródła UV i usuń zadrukowaną przezroczystość negatywową i szkiełko podstawowe. Szkiełko podstawowe z kanałami wykonanymi w kleju UV będzie teraz nazywane stemplem mikroprzepływowym.
   11. Wyrzuć przezroczystość i szklane przekładki.
   12. Zanurz stempel mikroprzepływowy w kąpieli acetonowej, a następnie w kąpieli etanolowej. Powtórz ten krok dwukrotnie. Aceton spowoduje degradację kleju UV, dlatego nie pozostawiaj acetonu na stemplu dłużej niż 10 sekund.
   13. Trzymając stempel, zanurz go w wodzie i za pomocą bawełnianego wacika usuń resztę nieprzereagowanej żywicy. Nie wycieraj bezpośrednio utwardzonych części, ponieważ spowoduje to, że kanały będą szorstkie.
   14. Umieść stempel na ręczniku papierowym i wróć do źródła UV na co najmniej 30 minut, aby zapewnić całkowite utwardzenie.
2. Formowanie polidimetylosiloksanu (PDMS)
   1. Wlej 70 g bazy PDMS do przezroczystego kubka i dodaj środek sieciujący do bazy w stosunku wagowym 1:10 środek sieciujący do bazy. Są to proporcje zalecane przez producenta. Nie używaj szklanego pojemnika.
   2. Dokładnie wymieszać środek sieciujący i podstawę za pomocą metalowego mieszadła; mieszanina powinna być mętna z powodu uwięzionych pęcherzyków powietrza po prawidłowym wymieszaniu.
   3. Umieść PDMS w piecu próżniowym i pociągnij odkurzacz do zmieszanego PDMS. Wyłącz próżnię, jeśli roztwór zacznie wylewać się z kubka, a następnie wznów próżnię po ustąpieniu nadmiaru. Całkowite ciśnienie w piecu próżniowym nie ma znaczenia, ponieważ próżnia tylko przyspiesza proces odgazowania. Pozostawić w komorze do momentu, aż wszystkie pęcherzyki zostaną usunięte z mieszaniny (około 60 min).
   4. Umieść stempel mikroprzepływowy w pustej plastikowej szalce Petriego o średnicy 150 mm, a następnie powoli wlej PDMS do szalki Petriego, całkowicie zakrywając stempel mikroprzepływowy. Wlać blisko powierzchni szalki Petriego, aby zminimalizować tworzenie się pęcherzyków w PDMS.
   5. Przykryj szalkę Petriego i wstaw na noc do piekarnika o temperaturze 55 °C do wytwardzenia. Po całkowitym utwardzeniu wytnij wzorzysty PDMS za pomocą noża i usuń z stempla. Zachować nadmiar PDMS do budowy zbiornika na rozpuszczalnik (krok protokołu 1.6.3) i korki PDMS (etap protokołu 2.2.1.1).
   6. Za pomocą dziurkacza do biopsji 0,5 mm wytnij otwory w następujących miejscach: po jednym w każdym rogu, jeden w komorze ssącej w pobliżu krawędzi kanału, sześć w komorze próbki symetrycznie rozmieszczonych w odległości 60° od siebie i jeden w środku komory próbki. Aby zapewnić symetrycznie rozmieszczone otwory, wydrukuj wzór na kartce papieru i umieść pod komorą na próbkę. Ponieważ PDMS jest przezroczysty, można łatwo zobaczyć, gdzie należy umieścić otwory.
3. Przygotowanie roztworu zol-żel do tworzenia szklanych ścianek w urządzeniu mikroprzepływowym
   1. Do słoika o pojemności 100 ml dodaj 25 ml 90% etanolu, 25 ml roztworu kwasu solnego o pH 4 (0,0001 M), 25 ml 98% tetraetoksysilanu i 25 ml 98% metylotrietoksysilanu. Umieść 100 ml roztworu, obecnie określanego jako wstępnie przekształcony płyn, w kuchence mikrofalowej bez przykrycia na 10 sekund, a następnie umieść na noc w temperaturze 80 °C.
4. Montaż urządzenia
   1. Umieść zarówno wzorzysty PDMS, jak i szkiełko szklane 75 × 50 × 0,10 mm w myjce plazmowej i ustaw zawór 3-drogowy w pozycji wyłączonej.
   2. Włącz pompę próżniową i odczekaj minutę na opróżnienie komory.
   3. Ustaw zawór 3-drogowy w pozycji regulatora przepływu i pozwól komorze zrównoważyć się przez 5 sekund. Pozycja regulatora przepływu pozwala na wprowadzenie do myjki plazmowej niewielkiego natężenia przepływu powietrza, wystarczająco niskiego, aby utrzymać niskie ciśnienie w komorze. Włącz przełącznik częstotliwości radiowej (RF) na medium na 40 sekund, a następnie wyłącz przełącznik RF i pompę próżniową.
   4. Ustaw zawór 3-drogowy w pozycji otwartej, aby przywrócić komorę do warunków atmosferycznych. Usuń wzorzysty PDMS i szklany szkiełko.
   5. Ostrożnie przyklej wzorzysty PDMS do szkiełka podstawowego, stykając ze sobą dwie powierzchnie.
   6. Nałóż żywicę utwardzaną promieniami UV na szwy wokół wzorzystego PDMS i utwardzaj przez 5 minut w świetle UV o niskiej intensywności.
5. Wykonanie ścianek szklanych w kanałach mikroprzepływowych.
   Uwaga: Ten krok należy wykonać w ciągu 30 minut od obróbki plazmowej, ponieważ opiera się na zmianach powierzchni PDMS, które występują podczas obróbki plazmowej. Grubość warstwy wyniesie około 5-10 μm. Ten etap wymaga użycia materiałów lotnych i powinien być wykonywany w dygestoriach chemicznych.
   1. Ustawić na płycie grzejnej temperaturę 100 °C i przygotować cztery strzykawki (trzy 30 ml i jedną 3 ml) z igłami o rozmiarze 18 G i przezroczystym rurkiem termoplastycznym o długości około 30 cm.
   2. Napełnij trzy strzykawki o pojemności 30 ml odpowiednio etanolem, chloroformem i powietrzem. Napełnij jedną strzykawkę o pojemności 3 ml wstępnie przetworzonym płynem (z kroku 1.3.1 protokołu).
   3. Włóż przezroczystą rurkę termoplastyczną za pomocą łączników ze stali nierdzewnej do każdego z otworów we wzorzystym PDMS, z wyjątkiem jednego otworu narożnego. Ten otwór będzie używany jako wlot, podczas gdy wszystkie inne będą wylotami.
   4. Napełnij urządzenie mikroprzepływowe wstępnie przekształconym płynem ze strzykawki, a następnie umieść urządzenie mikroprzepływowe na płycie grzejnej o temperaturze 100 °C tak, aby dolna szyba dotykała powierzchni płyty grzejnej.
   5. Przepuść 3 ml wstępnie przekształconego płynu przez urządzenie mikroprzepływowe w ciągu 10 sekund. Grubość ścianek szkła jest regulowana poprzez zmianę natężenia przepływu wstępnie przekształconego płynu.
   6. Wyjmij urządzenie mikroprzepływowe z płyty grzejnej. Zastrzykawka z wstępnie przekształconym roztworem powinna zostać zastąpiona strzykawką powietrzną i wypchnąć nadmiar wstępnie przekształconego płynu.
   7. Zamień strzykawkę powietrzną na strzykawkę z chloroformem i powoli przepuść 15 ml chloroformu przez urządzenie mikroprzepływowe. Zastrzykać chloroformem strzykawkę z etanolem i powoli przepuścić 30 ml etanolu przez urządzenie mikroprzepływowe. Każdy z tych kroków powinien zająć około 1 minuty.
   8. Zastrzykać strzykawkę z etanolem strzykawką powietrzną i przepuścić powietrze przez urządzenie mikroprzepływowe aż do wyschnięcia.
6. Zastosowanie szklanych wsporników i miski na rozpuszczalnik
   1. Wytnij 75 × 10 × 1 mm paski szkła z 75 × 25 × 1 mm szkiełka podstawowe.
   2. Nałóż żywicę utwardzaną promieniami UV na szklane paski. Umieść urządzenie mikroprzepływowe na paskach, stroną PDMS skierowaną do góry. Poruszaj się pod źródłem światła UV o niskiej intensywności przez 5 minut.
   3. Wytnij kwadrat o wymiarach 30 × 30 mm PDMS. Za pomocą dziurkacza do biopsji wyciąć otwór wystarczająco duży, aby zakryć komorę na próbkę o średnicy 10 mm.
   4. Umieść kwadratowe i mikroprzepływowe urządzenie PDMS w myjce plazmowej, a następnie ustaw zawór 3-drogowy w pozycji wyłączonej i włącz pompę próżniową.
   5. Odczekaj minutę na opróżnienie komory. Ustaw zawór 3-drogowy w pozycji regulatora przepływu i pozwól komorze zrównoważyć się przez 5 sekund.
   6. Włącz przełącznik RF na medium na 40 sekund, a następnie wyłącz przełącznik RF i pompę próżniową.
   7. Ustaw zawór 3-drogowy w pozycji otwartej, aby przywrócić komorę do warunków atmosferycznych.
   8. Wyjmij miskę z rozpuszczalnikiem i urządzenie mikroprzepływowe z komory plazmowej i przyklej się, stykając się z powierzchniami. Należy pamiętać, aby umieścić miskę na rozpuszczalnik nad komorą próbki.

2. μ²reologia Procedura

1. Przygotowanie próbek miękkiej masy
   1. Cząstki sondy myjącej
      1. Pipetować wodę i sondy 0,5 μm do probówki mikrowirówkowej w stosunku wody do sondy 10:1. Dokładnie wymieszać za pomocą pipet, a następnie umieścić probówkę mikrowirówki w mikrowirówce i wirować z prędkością 4600 x g przez 10 minut.
         UWAGA: Roztwór sondy używany w tej pracy otrzymuje się zawieszony w wodzie o początkowym stężeniu 2,6% ciał stałych/objętość, a końcowe stężenie sond użytych w próbce wynosi 0,1% ciał stałych/objętość.
      2. Wyjąć probówkę do mikrowirówki i odpipetować supernatant. Zastąp supernatant wodą demineralizowaną. Powtórz wirowanie w sumie trzy razy.
      3. Umieść probówkę mikrowirówki w sonikatorze i sonikuj na niskim poziomie przez 15 minut, aby usunąć wszelkie osady.
   2. Łączenie sond i miękkiej materii.
      UWAGA: Do tej procedury użyto żelu koloidalnego jako próbki miękkiej masy.
      1. Na szkiełku podstawowym o średnicy 75 × 50 mm odmierz 1 ml materiału próbki. Odpipetować 40 μl roztworu sondy do środka próbki.
      2. Delikatnie złóż próbkę metalową szpatułką, aż do całkowitego połączenia. Pobrać próbkę do probówki do mikrowirówki i wirować przy 2340 x g przez 15 sekund w celu usunięcia uwięzionego powietrza.
      3. Napełnij strzykawkę o pojemności 1 ml wyposażoną w igłę o rozmiarze 18 G i przezroczystą rurkę termoplastyczną mieszaniną sondy/HCO.
2. Następujące po sobie przemiany fazowe wywołane wymianą płynu
   1. Napełnianie urządzenia mikroprzepływowego
      1. Aby utworzyć korki PDMS, używając nadmiaru PDMS z kroku 1.2.5 protokołu, należy wyciąć kwadratowy odcinek PDMS o grubości 5 mm. Za pomocą dziurkacza do biopsji o średnicy 0,5 mm wytnij otwór w połowie zatyczki PDMS. Włóż złącze ze stali nierdzewnej do otworu o średnicy 0.5 mm.
      2. Podłącz rurkę termoplastyczną do trzech narożnych kanałów wlotowych i kanału wylotowego komory ssącej. Całkowicie napełnij urządzenie wodą za pomocą strzykawki podłączonej do urządzenia. Upewnij się, że w komorze próbki lub w kanałach mikroprzepływowych nie ma pęcherzyków powietrza. Zablokuj pozostały otwór narożny za pomocą korków PDMS.
      3. Zbiornik na rozpuszczalnik powinien być częściowo napełniony od kroku 2.2.1.2; jeśli nie jest napełniony, należy napełnić zbiornik rozpuszczalnika wodą.
      4. Za pomocą strzykawki z kroku 2.1.2.3 protokołu wstrzyknąć 10 μl mieszaniny próbka/sonda przez kanał środkowy do komory próbki z prędkością około 2 μl/s, a następnie użyć korka PDMS, aby zablokować środkowy kanał w komorze próbki.
   2. Zbieranie danych mikroreologicznych
      1. Zmień ustawienia aparatu na zoptymalizowane, aby zminimalizować statyczne i dynamiczne błędy śledzenia cząstek, a następnie przełącz się na obiektyw 63× zanurzenia w wodzie i odpipetuj kroplę wody na obiektyw.
      2. Umieść urządzenie mikroprzepływowe na stoliku mikroskopu i podnieś obiektyw, aż zostanie skoncentrowany na próbce.
      3. Zrób filmy przedstawiające ruchy Browna sond w przedziałach czasowych odpowiednich dla całkowitej długości przemiany fazowej. W celu żelowania kontynuuj nagrywanie filmów, aż ruch sondy zostanie całkowicie zatrzymany.
         UWAGA: Dane zbieramy co 10 min. Jeśli zaczniemy od eksperymentu degradacji, dane są zbierane do momentu, aż sondy całkowicie się rozproszą.
   3. Wymiana płynów w komorze próbki (przepływ grawitacyjny, wymiana płynów o mniejszej gęstości na płyny o większej gęstości)
      1. Wyjmij urządzenie mikroprzepływowe ze stolika mikroskopu.
      2. Odessać wodę z miski na rozpuszczalnik za pomocą pipety transferowej, a następnie odpipetować 4 ml płynu o większej gęstości do miski na rozpuszczalnik
      .
      3. Umieść urządzenie mikroprzepływowe z powrotem na stoliku mikroskopowym i powtórz krok 2.2.2.3
   4. Wymiana płynów w komorze próbki (przepływ ssący, wymiana płynów o większej gęstości na płyny o mniejszej gęstości)
      1. Wyjmij urządzenie mikroprzepływowe ze stolika mikroskopu i wyjmij korek PDMS z komory ssącej.
      2. Włożyć strzykawkę wyposażoną w igłę o rozmiarze 18 i przezroczystą rurkę termoplastyczną do kanału komory ssącej i podłączyć strzykawkę do pompy strzykawkowej. Ustawić pompę strzykawkową tak, aby pobierała z prędkością 1 ml/min.
      3. Usunąć nadmiar środka żelującego z miski na rozpuszczalnik i spłukać trzykrotnie wodą, napełniając zbiornik rozpuszczalnika, a następnie odsysając płyn do płukania.
      4. Rozpocząć ssanie za pomocą pompy strzykawkowej, dodając wodę do miski z rozpuszczalnikiem przez jedną minutę. Nie należy dopuścić do całkowitego opróżnienia zbiornika rozpuszczalnika, ponieważ spowoduje to wciągnięcie powietrza do komory próbki.
      5. Wyjąć strzykawkę z urządzenia mikroprzepływowego i założyć korek PDMS na komorę ssącą.
      6. Umieść urządzenie mikroprzepływowe z powrotem na stoliku mikroskopu i kontynuuj pobieranie próbek
3. Kontynuuj pobieranie próbek w regularnych odstępach czasu podczas cykli degradacji/żelowania, aż do zakończenia żądanej liczby cykli lub braku wystarczającej liczby sond do pomiaru.

Wyniki

Dwuwarstwowe urządzenie mikroprzepływowe jest zbudowane z PDMS (Rysunek 1a,b), który jest wzorowany na pieczęci mikroprzepływowej. Projekt znaczka jest pokazany w Rysunek 1c. Niewłaściwa konfiguracja eksperymentalna może skutkować zarówno błędami w pasywnej mikroreologii, jak i przepływami mikroprzepływów podczas wymiany otaczających płynów (Rysunek 2). Przykłady nieprawidłowej konfigur...

Dyskusja

Dwuwarstwowe urządzenie mikroprzepływowe (ryc. 1) można łatwo wykonać, stosując dobrze udokumentowane techniki wytwarzania mikroprzepływowego²⁹. Szklane wsporniki są dodawane do dolnej części urządzenia, aby zmniejszyć wpływ wibracji na ruch sondy. Szkiełko podstawowe jest bardzo cienkie (0,10 mm), aby dopasować się do odległości roboczej obiektywu mikroskopu. To sprawia, że urządzenie jest podatne na niewielkie wibracje w budynku i środowisku próbki, które są następn...

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
150 x 15 mm Szalka Petriego Corning	, Inc.
Szkiełko szkiełkowe 75 x 50 x 0,15 mm	Fisher Scientific	Custom
Szkiełko szklane 75 x 50 x 1,0 mm Szkiełko	Fisher Scientific	12-550-C
75 x 25 x 1,0 mm Szkiełko	Fisher Scientific	12-550-A3
22 x 22 Szkiełko nakrywkowe	Fisher Scientific	12-542-B
Aceton, 99,5%	VWR Analytical	67-64-1
Źródło promieniowania UV o niskiej intensywności	UVP	UVL-56
Chloroform, 99,9%	Fisher Chemical	C298-500
Waciki bawełniane	Końcówki Q	83289205
Etanol, 90%	Fisher Chemical	A962-4
Fluoresbrite® YG Mikrosfery karboksylowe 0,50 i mikro; m	Polysciences, Inc.	15700-10
Lampa UV o dużej intensywności	Spectroline Corp.	SB-100P
Płyta grzejna	Corning, Inc.	PC-420
Kwas solny, 6N	Ricca Chemical Company	3750-32
Metylotrietyloksysilan, 98%	Acros Organics	174622500
Mikrowirówka	Eppendorf	5424
Środek do czyszczenia plazmy	Harrick Plasma, Inc.	PDC-32G
Polidimetylosiloksan (PDMS)	Robert McKwown Company	2065622
Sonicator	Branson, Emerson Electric	1800
Złącza stalowe, ID 0,023 cala	New England Small Tube Corp.	Niestandardowy
tetraetoksysilan, 98%	Alfa Aesar	A14965
Żywica tiolowo-enowa (utwardzana promieniami UV)	Norland Products, Inc.	NOA81
Przezroczystość	Staples Inc.	21828
Rurka Tygon, ID 1/32 cala	McMaster-Carr	E-3603
Piec próżniowy	Fisher Scientific	282A
Dziurkacz do biopsji 8 mm	World Precision Instruments	504535
Dziurkacz Bioposy 0,5 mm	World Precision Instruments	504528
Strzykawka, 30 ml	BD	309659
Strzykawka, 3 mL	BD	309651
igła, 18 gauge	BD	305195
Probówka do mikrowirówek, 1,5 mL	Eppendorf	22-36-320-4
Szybka kamera	wizyjna do badań wizyjnych	Miro M120
Mikroskop	Carl Zeiss AG	Zeiss Observer, Z1
Pompa strzykawkowa	New Era Pump Systems	NE-300
Uwodorniony olej rycynowy	Procter & Gamble	N/A
Afí cio MP 6002 Drukarka	Ricoh Company, Ltd.