Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Resekcja glejaka wielopostaciowego pod kontrolą obrazu i wewnątrzczaszkowa implantacja terapeutycznych rusztowań wysiewanych komórkami macierzystymi

7.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/57452

⸱

16 lipca 2018

 ,  ,  , 
1Division of Pharmacoengineering and Molecular Pharmaceutics, UNC Eshelman School of Pharmacy, University of North Carolina at Chapel Hill, 2Lineberger Comprehensive Cancer Center, University of North Carolina at Chapel Hill

W tym artykule

Podsumowanie

Terapeutyczne mezenchymalne komórki macierzyste (MSC) są obiecujące jako metoda leczenia inwazyjnego glejaka. Optymalna transplantacja polega na dostarczeniu MSCs do jamy resekcji guza na rusztowaniach. W tym miejscu przedstawiono techniki przedkliniczne do badania leczenia glejaka wielopostaciowego MSC, w tym: resekcja guza pod kontrolą obrazu; wszczepianie rusztowań z nasionami MSC; i śledzenie terapii pooperacyjnej.

Streszczenie

Glejak wielopostaciowy (GBM), najczęstszy i najbardziej agresywny pierwotny rak mózgu, prowadzi do 12-15 miesięcy. Krótka oczekiwana długość życia wynika częściowo z niezdolności obecnego leczenia, składającego się z chirurgicznej resekcji, a następnie radioterapii i chemioterapii, w celu wyeliminowania inwazyjnych ognisk nowotworowych. Leczenie tych ognisk może być ulepszone dzięki rakobójczym ludzkim mezenchymalnym komórkom macierzystym (MSC). MSCs wykazują silny tropizm nowotworowy i mogą być modyfikowane do ekspresji białek terapeutycznych, które zabijają komórki nowotworowe. Postępy w modelach przedklinicznych wskazują, że resekcja chirurgiczna powoduje przedwczesną utratę MSC i zmniejsza skuteczność terapeutyczną. Skuteczność zabiegu MSC można poprawić, wysiewając MSCs na biodegradowalnym rusztowaniu z poli(kwasu mlekowego) (PLA). Dostarczenie MSC do jamy resekcji chirurgicznej na rusztowaniu PLA przywraca retencję komórek, trwałość i zabijanie guza. Aby zbadać wpływ implantacji PLA zasianego przez MSC na GBM, potrzebny jest dokładny model przedkliniczny. W tym miejscu przedstawiamy przedkliniczny protokół chirurgiczny do sterowanej obrazem resekcji guza GBM u myszy z niedoborem odporności, a następnie implantacji rusztowania z nasionami MSC. MSCs są modyfikowane przy użyciu konstruktów lentiwirusowych w celu konstytutywnej ekspresji i wydzielania terapeutycznego liganda indukującego apoptozę związanego z TNFα (TRAIL), a także białka zielonej fluorescencji (GFP), aby umożliwić śledzenie fluorescencyjne. Podobnie, komórki nowotworowe U87 są zaprojektowane do ekspresji lucyferazy mCherry i świetlika, zapewniając podwójne śledzenie fluorescencyjne / luminescencyjne. Chociaż protokół ten jest obecnie stosowany do badania dostarczania leków za pośrednictwem komórek macierzystych, może zostać zmodyfikowany w celu zbadania wpływu resekcji chirurgicznej na inne interwencje GBM.

Wprowadzenie

Glioblastoma (GBM) jest najczęstszym pierwotnym nowotworem mózgu u dorosłych, charakteryzującym się bardzo niską medianą przeżycia wynoszącą zaledwie 12-15 miesięcy1,2,3,4,5. Przeżywalność nie uległa znaczącej poprawie od 2005 roku, kiedy wprowadzono obecny standard kliniczny polegający na maksymalnej resekcji chirurgicznej, po której następowało naświetlanie oraz towarzysząca i uzupełniająca chemioterapia temozolomidem6,7. Choć leczenie to zapewnia pacjentom tymczasową ulgę w objawach, standardowa opieka niezmiennie prowadzi do nawrotu choroby, ponieważ inwazyjne ogniska nowotworowe unikają resekcji i są chronione przed terapiami systemowymi przez barierę krew-mózg (BBB). Pilnie potrzebne są strategie ukierunkowane na inwazyjne ogniska guza, które omijają BBB, aby móc skutecznie walczyć z tą agresywną i wyniszczającą chorobą.

Ludzkie mezenchymalne komórki macierzyste (MSC) wykazują potencjał jako nośniki leków w terapii GBM ze względu na ich naturalny tropizm do guza8,9. MSC posiadają receptory i migrują w kierunku rozpuszczalnych czynników wydzielanych przez guzy, w tym między innymi czynnika pochodzenia komórek zrębu 1α (SDF-1α), metaloproteinazy macierzy-1 (MMP-1) oraz białka chemocytokinowego monocytów-1 (MCP-1)10,11,12,13. Modyfikacje genetyczne MSC w celu ekspresji i sekrecji leków cytotoksycznych pozwalają na ich wykorzystanie jako nośników leków kierowanych do guza. Zmodyfikowane MSC przemieszczają się w stronę inwazyjnych ognisk nowotworowych i dostarczają białka terapeutyczne. Podejście to wykazało wykonalność w różnych przedklinicznych modelach GBM9,14. Jednakże zdecydowana większość tych modeli nie uwzględnia resekcji chirurgicznej, mimo klinicznego znaczenia tego etapu. Nowsze badania z wykorzystaniem nowych modeli resekcji wykazały, że chirurgiczne usunięcie guza zmniejsza przeżywalność komórek macierzystych wstrzykiwanych bezpośrednio do jamy pooperacyjnej15. Utrata żywotności doprowadziła do zmniejszenia skuteczności, co prawdopodobnie wynika z redukcji dawki i czasu dostarczania leku do inwazyjnych ognisk nowotworowych.

Aby zwiększyć żywotność komórek macierzystych i wydajność dostarczania leków, MSC można wysiać na rusztowania przed implantacją. W niniejszym protokole jako rusztowanie dla MSC zastosowano biokompatybilny i wchłanialny nanowłóknisty kwas polimlekowy (PLA) otrzymany metodą elektroprzędzenia. PLA zgina się i dopasowuje do kształtu jamy po resekcji podczas implantacji, co maksymalizuje zasięg terapeutyczny i minimalizuje dystans, jaki MSC muszą pokonać, aby dotrzeć do komórek nowotworowych. MSC pozostają na rusztowaniu podczas implantacji, a następnie migrują z niego w kierunku komórek nowotworowych po implantacji16,17. Następnie MSC oraz niesione przez nie leki cytotoksyczne gromadzą się w ogniskach nowotworowych. Dostarczenie leku cytotoksycznego do guza wymaga żywotności i przetrwania MSC, co jest wspomagane przez implantację na rusztowaniach.

W niniejszej procedurze wektory lentiwirusowe są wykorzystywane do indukowania stabilnej ekspresji markerów fluorescencyjnych (śledzenie in vitro) i bioluminescencyjnych (śledzenie in vivo) w liniach komórek nowotworowych oraz macierzystych. Ludzka linia GBM U87 jest infekowana mCherry oraz lucyferazą świetlikową (U87 mCh-Fl), a nieterapeutyczne MSC GFP i lucyferazą renilla (MSC GFP-Rluc). Wariant terapeutyczny MSC wykazuje ekspresję liganda indukującego apoptozę związanego z TNFα (MSC-TRAIL). TRAIL, będący białkiem wydzielanym konstytutywnie, wiąże się z pobliskimi receptorami śmierci na komórkach nowotworowych i inicjuje apoptozę zależną od kaspaz18.

W niniejszym materiale przedstawiamy protokół przedklinicznej chirurgicznej resekcji GBM z prowadzeniem obrazowym oraz implantacji rusztowań zasiedlonych MSC. W skrócie, u myszy nago wykonuje się kraniotomię, po której po trzech dniach następuje stereotaktyczne wstrzyknięcie ortotopowe komórek U87 mCh-Fl w celu wytworzenia guza pierwotnego. Przeszczepiony guz rośnie przez okres około jednego tygodnia. Rusztowania PLA są zasiedlane MSC na 48 h przed operacją resekcji. Następnie guz jest resekowany pod kontrolą fluorescencyjną, a rusztowanie obciążone MSC jest implantowane do jamy po resekcji. Po operacji obciążenie guzem oraz przeżywalność myszy są monitorowane za pomocą obrazowania bioluminescencyjnego (BLI). Harmonogram tych procedur przedstawiono poniżej (Rycina 1).

Schemat osi czasu implantacji guza przedstawiający okno czaszkowe, zasiew rusztowania, resekcję i obrazowanie pooperacyjne.
Rysunek 1: Harmonogram procedur. Myszy otrzymują początkowo okno czaszkowe (Dzień 0). Po trzydniowym okresie rekonwalescencji następuje implantacja guzów (Dzień 3), które rosną przez około tydzień. Rusztowania są zasiewane komórkami MSC (Dzień 8) na dwa dni przed procedurą resekcji guza i implantacji (Dzień 10). Następnie progresja guza i skuteczność terapeutyczna są oceniane za pomocą obrazowania pooperacyjnego (Dzień 10+). Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie opisane tutaj metody zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania (IACUC) Uniwersytetu Północnej Karoliny w Chapel Hill.

UWAGA: Ta procedura jest wykonywana na myszach z otwartą kraniotomią, jako zmodyfikowana wersja protokołu przez Mostany i Portera-Cailliau19, w którym tkanka kostna, która jest usuwana chirurgicznie, jest odrzucana, pozostawiając mózg dostępny do ustalenia i ewentualnej resekcji guzów GBM. Po kraniotomii guzy są ustalane za pomocą implantacji stereotaktycznej, jak opisano w Ozawa i James20. Wszczepiamy 1 x 105 komórek U87 mCh-Fl o następujących współrzędnych stereotaktycznych (w mm od bregmy): (2,5, 0, -0,5).

1. Hodowla komórkowa i przygotowanie rusztowania

UWAGA: Rusztowania powinny być przygotowane 48 godzin przed implantacją u myszy. Poniższe woluminy są dostarczane dla każdego rusztowania. Pomnóż ilości w razie potrzeby dla dodatkowych rusztowań.

  1. Pokrój rusztowania PLA na kawałki wielkości wnęki resekcyjnej (około 2 mm x 2 mm). Rusztowania można ciąć ręcznie za pomocą nożyczek lub dziurkacza w celu uzyskania powtarzalności.
  2. Sterylizować, zanurzając w 70% etanolu na 15 minut, a następnie zanurzając w PBS. Umieść rusztowanie w zmodyfikowanym pożywce Eagle's Medium (DMEM) firmy Dulbecco, zawierającej 10% płodowej surowicy bydlęcej (FBS) i 1% penicyliny-streptomycyny, przygotowując komórki do wysiewu.
  3. Podnieś wyhodowane MSCs za pomocą 0,05% trypsyny (3-5 ml dla kolby T75). Inkubować w temperaturze 37 °C przez 5 minut. Upewnij się, że komórki się podniosły, a następnie dodaj 7-10 ml DMEM do kolby, aby dezaktywować trypsynę.
  4. Przenieść zawartość kolby do probówki wirówkowej o pojemności 15 ml. Policz komórki za pomocą hemocytometru. Granulki 5 x 105 MSC na każde rusztowanie przez odwirowanie przy 100 x g przez 5 min.
  5. Odessać supernatant i ponownie zawiesić MSC w 5 μl DMEM na 5 x 105 komórek.
  6. Przygotuj rusztowania do siewu, osuszając je.
    1. Usuń rusztowanie z zanurzenia w DMEM za pomocą kleszczy i tymczasowo umieść je na pokrywie płytki 6-dołkowej. Podnieś rusztowanie z pokrywy, pozostawiając kroplę nadmiaru DMEM.
    2. Umieść rusztowanie z powrotem na pokrywie w nowym, suchym miejscu. Powtórz 3-5 razy, a następnie umieść częściowo wysuszone rusztowanie na nowej 6-dołkowej płytce do wysiewu. Powtórz te czynności dla każdego rusztowania.
      UWAGA: Częściowo wysuszone rusztowanie zapewnia optymalne wyniki wysiewu komórek. Jeśli rusztowanie jest zbyt mokre, komórki zsuną się z rusztowania i przylgną do płyty studzienki poniżej. Jeśli rusztowanie jest zbyt suche, kropla nie rozprzestrzeni się po całym rusztowaniu, co spowoduje słabą początkową dystrybucję komórek.
  7. Za pomocą pipety delikatnie wymieszaj fiolkę z komórkami macierzystymi, aby ujednolicić zawiesinę, ponieważ niektóre komórki mogły osiąść na dnie.
  8. Powoli odpipetować 2,5 μl świeżo wymieszanej zawiesiny MSC bezpośrednio na rusztowaniu, tworząc małą kropelkę na górze rusztowania.
  9. Dodaj 300 μl DMEM do krawędzi każdej studzienki. Zapobiegnie to szybkiemu parowaniu kropelki komórki. Inkubować w temperaturze 37 °C przez 30 minut, pozwalając komórkom przyłączyć się do rusztowania.
  10. Za pomocą kleszczy delikatnie odwróć rusztowania w płycie studziennej. Wysiew: 2,5 μl świeżo zmieszanej zawiesiny MSC (daje to w sumie 5 x 105 komórek wysianych na rusztowanie). Inkubować w temperaturze 37 °C przez 30 minut, pozwalając komórkom przyłączyć się do rusztowania.
  11. Przykryj rusztowania w DMEM, dodając 2 ml do każdego dołka płytki 6-dołkowej. Delikatnie podnieś rusztowania, aby media mogły pod nimi przepływać. Inkubować w tym stanie w temperaturze 37 °C przez 48 godzin przed zabiegiem implantacji.
  12. Sprawdź rusztowania po 24 godzinach i dodaj/zmień pożywkę, jeśli zaobserwuje się nadmierne parowanie lub odbarwienie podłoża z powodu braku równowagi pH.

2. Resekcja pod kontrolą fluorescencji i implantacja rusztowania

UWAGA: Wysterylizuj wszystkie narzędzia przed rozpoczęciem operacji. Zastosuj profilaktyczną analgezję zgodnie z opisem w instytucjonalnym protokole IACUC.

  1. Umieść ramkę stereotaktyczną na stoliku fluorescencyjnego mikroskopu preparacyjnego.
  2. Znieczulić mysz pod wpływem wdychanego izofluranu w komorze indukcyjnej. Po znieczuleniu zabezpiecz mysz w ramce stereotaktycznej za pomocą ciągłego dopływu znieczulenia wziewnego za pomocą adaptera stożka nosowego z izofluranem. Utrzymuj temperaturę ciała za pomocą poduszki grzewczej i/lub sondy.
    UWAGA: 4-5% izofluranu nadaje się do indukcji, a 2-3% nadaje się do konserwacji, ale musi to być dostosowane i monitorowane dla każdej myszy.
  3. Nałóż maść okulistyczną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu rogówki. Wysterylizuj miejsce nacięcia skóry głowy serią trzech chusteczek nasączonych alkoholem i trzema chusteczkami betadynowymi.
  4. Wykonaj test odruchu szczypania palców u nóg na każdej kończynie i potwierdź negatywną odpowiedź, aby zapewnić prawidłowe znieczulenie. Zapewnić stałą częstość oddechów na poziomie około 55-65 oddechów/min.
  5. Za pomocą kleszczy uszczypnij i delikatnie unieś skórę głowy. Wykonaj liniowe nacięcie rostralno-ogonowe w linii środkowej za pomocą nożyczek chirurgicznych. Przepłukać miejsce nacięcia PBS i usunąć tłuszcz podskórny za pomocą aplikatora z bawełnianą końcówką okrężnym ruchem szczotkowania. Ułóż skórę tak, aby wcześniej ustalone okno czaszki było w pełni widoczne.
  6. Delikatnie nakłuj oponę twardą tuż po wewnętrznej stronie do granic okna czaszki za pomocą igły 18-G. Powtarzaj, aż nacięcie w pełni obejmie wnętrze okna.
  7. Usuń oponę twardą, odrywając ją za pomocą cienkich kleszczy, odsłaniając leżący pod spodem miąższ i guz.
  8. Zlokalizuj guz U87 mCh-Fl, wyłączając światła w pomieszczeniu i włączając tryb fluorescencji stereomikroskopu. Przygotuj się do resekcji, wkładając końcówkę pipety o pojemności 1-200 μl do końca rurki pompy próżniowej.
  9. Włącz pompę próżniową. Wyciąć guz, delikatnie odsysając tkankę fluorescencyjną, aż nie pozostanie żaden sygnał. Wyłącz pompę próżniową i wyrzuć końcówkę pipety. Wyłącz fluorescencję i ponownie włącz światła w pomieszczeniu.
    UWAGA: Aby zatamować krwawienie, przetrzymuj zimnym PBS i wywieraj stały nacisk za pomocą aplikatora z bawełnianą końcówką. W cięższych przypadkach jama resekcyjna może być również tymczasowo wypełniona środkiem hemostatycznym, o ile zostanie on usunięty po ustaniu krwawienia, a następnie ponownie irygowany PBS.
  10. Bezpośrednio przed implantacją należy powoli zanurzyć rusztowanie PLA z nasionami MSC w PBS, aby usunąć niechciane podłoże i powiązane komponenty. Wszczepić rusztowanie do jamy resekcyjnej. W razie potrzeby dodaj 1 μl fibrynogenu (67-106 mg/ml), a następnie 1 μl trombiny (400-625 U/ml), aby zabezpieczyć rusztowanie na miejscu.
  11. Po usunięciu opony twardej i wyrzuceniu płata kostnego z okienka czaszki, należy uszczelnić ranę, po prostu zamykając skórę i nakładając klej chirurgiczny. Wyjmij zwierzę ze znieczulenia wziewnego i pozostaw do odzyskania na rozgrzanej powierzchni.
  12. Po przejściu do ruchu przywróć mysz do klatki. Podawać leki przeciwbólowe zgodnie z harmonogramem zatwierdzonym przez IACUC. Powtórz procedurę dla każdej myszy.

3. Obrazowanie pooperacyjne

  1. Za pomocą strzykawki insulinowej 28-G wstrzyknij myszom D-lucyferynę (150 mg/kg dootrzewnowo).
  2. Odczekaj 10 min. Pozwoli to lucyferynie krążyć w całym ciele i reagować z komórkami rakowymi wyrażającymi lucyferazy w mózgu, aby uzyskać szczytową ekspresję.
  3. W znieczuleniu izofluranem (jak wspomniano wcześniej) zobrazuj myszy w systemie obrazowania bioluminescencyjnego (BLI) w celu wizualizacji guzów. W razie potrzeby zmieniaj czasy ekspozycji (od sekund do minut) w zależności od wielkości guza.
  4. W razie potrzeby powtórz procedurę obrazowania, aby określić kinetykę wzrostu guza. Kontynuuj monitorowanie zdrowia zwierząt.
    UWAGA: Terapeutyczne MSCs będą konstytutywnie wyrażać TRAIL, zabijając komórki rakowe i hamując ogólny wzrost guza. Obrazowanie co 2-5 dni zapewnia wystarczającą do tego celu częstotliwość.
  5. Po osiągnięciu wcześniej określonych punktów końcowych określonych w protokole IACUC, należy złożyć ofiary myszy przez perfuzję przezsercową i pobrać tkanki do analizy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Komórki nowotworowe U87 zostały zmodyfikowane w celu ekspresji mCherry oraz lucyferazy świetlika (U87 mCh-Fl) przed wstrzyknięciem, aby umożliwić resekcję pod kontrolą obrazowania oraz śledzenie bioluminescencyjne (Rysunek 2A-C). Komórki macierzyste zostały w podobny sposób zmodyfikowane za pomocą diagnostycznej GFP-Rluc (MSC-GFP) lub terapeutycznej GFP-TRAIL (MSC-TRAIL), a następnie wysiane na rusztowania z PLA w celu potwierdzenia ich przyc...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Operacja może być zazwyczaj zakończona w ciągu 30 minut na mysz, biorąc pod uwagę, że następujące punkty są brane pod uwagę, aby zmaksymalizować precyzję i uniknąć czasochłonnych pułapek. Po pierwsze, upewnij się, że mysz jest prawidłowo umieszczona w instrumencie stereotaktycznym przed rozpoczęciem procedury. Niepożądane ruchy głowy ograniczą dokładność chirurgiczną kraniotomii, lokalizację implantacji guza i stopień resekcji guza. Przed resekcją należy całkowicie usunąć część opony twardej pokrywającą guz. Twarda, włók...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Doktorzy Sheets, Bagó i Hingtgen mają udziały w firmie Falcon Therapeutics, która uzyskała licencję na aspekty technologii komórek macierzystych i rusztowań od UNC Chapel Hill.

Podziękowania

Autorzy doceniają wkład redakcyjny dr Kathryn Pietrosimone. Rusztowania PLA zostały wyprodukowane przez laboratorium dr Elizabeth Loboa na Uniwersytecie Stanowym Karoliny Północnej. Prace te były wspierane przez Uniwersytecki Fundusz Badań nad Rakiem UNC Lineberger Comprehensive Cancer Center oraz UNC Translational and Clinical Sciences Institute (KL2TR001109, UL1TR001111).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Tylko dla myszy instrument stereotaktycznyStoelting51730Utrzymuje stabilną pozycję głowy podczas operacji
Mikroskop stereoskopowy fluorescencyjnyLeicaM165 FC Umożliwia obrazowanie guza w czasie rzeczywistym podczas resekcji
Zmotoryzowany zintegrowany system wtryskiwacza stereotaktycznego (ISI)Stoelting53315Umożliwia precyzyjną objętość i szybkość wstrzykiwania komórek nowotworowych
Klej tkankowy Vetbond3M1469Klej sugiczny do zamykania ran skóry
Sztuczne łzyAkorn664268Zapobiega wysuszaniu oczu podczas operacji
Alkohol Webcol przygotowujeCovidien6818Sterylizuj miejsce nacięcia
Peeling chirurgiczny BetadinePurdue Fredick Company6761815117Sterylizuj miejsce nacięcia
Aplikatory z bawełnianą końcówkąFisherbrand23-400-115Narzędzie chirurgiczne
System aspiracyjny E-vacArgosEV310Pompa próżniowa używana do resekcji guza
Fibrynogen i trombina ekstrahowane z otrzymanego TISSEELBaxterAby tymczasowo zabezpieczyć rusztowanie w jamie resekcyjnej
IVIS Kinetyczny system obrazowania optycznego in vivoSuwmiarka Nauki przyrodniczeObrazowanie bioluminescencyjne
Sól potasowa D-LucyferynaPerkinElmer122799Środek do obrazowania in vivo

Bibliografia

  1. Adamson, C., et al. Glioblastoma multiforme: a review of where we have been and where we are going. Expert opinion on investigational drugs. 18 (8), 1061-1083 (2009).
  2. Asthagiri, A. R., Pouratian, N., Sherman, J., Ahmed, G., Shaffrey, M. E. Advances in Brain Tumor Surgery. Neurologic Clinics. 25 (4), 975-1003 (2007).
  3. Affronti, M., et al. Overall survival of newly diagnosed glioblastoma patients receiving carmustine wafers followed by radiation and concurrent temozolomide plus rotational multiagent chemotherapy. Cancer. 115 (15), 3501-3511 (2009).
  4. Erpolat, O., Akmansu, M., Goksel, F., Bora, H., Yaman, E., Büyükberber, S. Outcome of newly diagnosed glioblastoma patients treated by radiotherapy plus concomitant and adjuvant temozolomide: a long-term analysis. Tumori. 95 (2), 191-197 (2009).
  5. Minniti, G., et al. Radiotherapy plus concomitant and adjuvant temozolomide for glioblastoma in elderly patients. Journal of Neuro-Oncology. 88 (1), 97-103 (2008).
  6. Stupp, R., et al. Radiotherapy plus concomitant and adjuvant temozolomide for glioblastoma. The New England Journal of Medicine. 352 (10), 987-996 (2005).
  7. Delgado-López, P., Corrales-García, E. Survival in glioblastoma: a review on the impact of treatment modalities. Clinical and Translational Oncology. 18 (11), 1062-1071 (2016).
  8. Wu, X., et al. In vivo tracking of superparamagnetic iron oxide nanoparticle-labeled mesenchymal stem cell tropism to malignant gliomas using magnetic resonance imaging. Laboratory investigation. Journal of Neurosurgery. 108 (2), 320-329 (2008).
  9. Nakamizo, A., et al. Human bone marrow-derived mesenchymal stem cells in the treatment of gliomas. Cancer Research. 65 (8), 3307-3318 (2005).
  10. Xu, F., Shi, J., Yu, B., Ni, W., Wu, X., Gu, Z. Chemokines mediate mesenchymal stem cell migration toward gliomas in vitro. Oncology Reports. 23 (6), 1561-1567 (2010).
  11. Park, S., et al. CXCR4-transfected human umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cells exhibit enhanced migratory capacity toward gliomas. International Journal of Oncology. 38 (1), 97-103 (2011).
  12. Ho, I., et al. Matrix Metalloproteinase 1 Is Necessary for the Migration of Human Bone Marrow-Derived Mesenchymal Stem Cells Toward Human Glioma. STEM CELLS. 27 (6), 1366-1375 (2009).
  13. Bexell, D., Svensson, A., Bengzon, J. Stem cell-based therapy for malignant glioma. Cancer Treatment Reviews. 39 (4), (2012).
  14. Nouri, F., Wang, X., Hatefi, A. Genetically engineered theranostic mesenchymal stem cells for the evaluation of the anticancer efficacy of enzyme/prodrug systems. Journal of Controlled Release. 200, 179-187 (2015).
  15. Kauer, T., Figueiredo, J. -L., Hingtgen, S., Shah, K. Encapsulated therapeutic stem cells implanted in the tumor resection cavity induce cell death in gliomas. Nature Neuroscience. 15 (2), 197-204 (2011).
  16. Bagó, J., Pegna, G., Okolie, O., Hingtgen, S. Fibrin matrices enhance the transplant and efficacy of cytotoxic stem cell therapy for post-surgical cancer. Biomaterials. 84, 42-53 (2016).
  17. Bagó, J., Pegna, G., Okolie, O., Mohiti-Asli, M., Loboa, E., Hingtgen, S. Electrospun nanofibrous scaffolds increase the efficacy of stem cell-mediated therapy of surgically resected glioblastoma. Biomaterials. 90, 116-125 (2016).
  18. Loebinger, M., Eddaoudi, A., Davies, D., Janes, S. Mesenchymal Stem Cell Delivery of TRAIL Can Eliminate Metastatic Cancer. Cancer Research. 69 (10), 4134-4142 (2009).
  19. Mostany, R., Portera-Cailliau, C. A Craniotomy Surgery Procedure for Chronic Brain Imaging. J. Vis. Exp. (12), e680(2008).
  20. Ozawa, T., James, C. D. Establishing Intracranial Brain Tumor Xenografts With Subsequent Analysis of Tumor Growth and Response to Therapy using Bioluminescence Imaging. J. Vis. Exp. (41), e1986(2010).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

resekcja glejaka wielopostaciowegoterapia komórkami macierzystymiimplantacja rusztowaniawysiew MSCtropizm nowotworowyśledzenie fluorescencyjneprotokół chirurgicznymodel przedklinicznydostarczanie terapeutycznenaprowadzanie obrazowe
Resekcja glejaka wielopostaciowego pod kontrolą obrazu i wewnątrzczaszkowa implantacja terapeutycznych rusztowań wysiewanych komórkami macierzystymi
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.