Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Elektrochemiczne wykrywanie wpływu kinetycznego izotopu deuteru na zewnątrzkomórkowy transport elektronów w Shewanella oneidensis MR-1

9.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/57584

⸱

16 kwietnia 2018

 ,  , 
1Department of Applied Chemistry, University of Tokyo, 2Global Research Center for Environment and Energy based on Nanomaterials Science, National Institute for Materials Science

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy protokół eksperymentów elektrochemicznych na całych komórkach, aby zbadać wpływ transportu protonów na szybkość pozakomórkowego transportu elektronów przez kompleks cytochromów błony zewnętrznej w Shewanella oneidensis MR-1.

Streszczenie

Bezpośrednie elektrochemiczne wykrywanie kompleksów cytochromowych typu c osadzonych w zewnętrznej błonie bakteryjnej (kompleksy cytochromów typu c z błoną zewnętrzną; OM c-Cyts) pojawiła się niedawno jako nowatorska metoda analityczna obejmująca całe komórki, mająca na celu scharakteryzowanie transportu elektronów bakterii z łańcucha oddechowego na zewnątrz komórki, określanego jako zewnątrzkomórkowy transport elektronów (EET). Chociaż szlak i kinetyka przepływu elektronów podczas reakcji EET zostały zbadane, nie ustalono jeszcze metody elektrochemicznej obejmującej całe komórki w celu zbadania wpływu transportu kationów związanego z EET. W niniejszej pracy opisano przykład techniki biochemicznej do badania efektu kinetycznego izotopu deuteru (KIE) na EET poprzez OM c-Cyts przy użyciu modelowego drobnoustroju, Shewanella oneidensis MR-1. KIE dla procesu EET można uzyskać, jeśli EET za pośrednictwem OM c-Cyts działa jako etap ograniczający szybkość w produkcji prądu mikrobiologicznego. W tym celu, przed dodaniemD2O, roztwór supernatantu zastąpiono świeżą pożywką zawierającą wystarczającą ilość donora elektronów, aby wspomóc szybkość wcześniejszych reakcji metabolicznych i usunąć komórki planktonowe z jednolitego monowarstwowego biofilmu na elektrodzie roboczej. Opisano również alternatywne metody potwierdzania etapu ograniczającego szybkość produkcji prądu mikrobiologicznego jako EET za pośrednictwem OM c-Cyts. Nasza technika testu elektrochemicznego całej komórki do badania kinetyki transportu protonów może być zastosowana do innych elektroaktywnych szczepów drobnoustrojów.

Wprowadzenie

Techniki elektrochemiczne do bezpośredniego charakteryzowania białka redoks w nienaruszonej komórce bakteryjnej pojawiły się ostatnio od czasu odkrycia szczepów mikrobiologicznych redukujących metale, takich jak S. oneidensis MR-1 lub Geobacter sulfurreducens PCA, które mają kompleksy cytochromowe typu c (OM c-Cyts) wystawione na działanie zewnętrznej powierzchni komórki1,2,3,4,5. C-Cyty OM pośredniczą w transporcie elektronów z łańcucha oddechowego do substratów stałych znajdujących się poza komórką. Transport ten jest określany jako zewnątrzkomórkowy transport elektronów (EET)1,6 i jest krytycznym procesem dla powstających biotechnologii, takich jak mikrobiologiczne ogniwa paliwowe6. Dlatego, aby zrozumieć podstawową kinetykę i mechanizmy EET oraz ich związek z fizjologią drobnoustrojów, OM c-Cyts zostały zbadane przy użyciu elektrochemii całych komórek4,7, w połączeniu z mikroskopią8,9, spektroskopia10,11 i biologia molekularna2,4. W przeciwieństwie do tego, metody badania wpływu transportu kationów związanych z EET, np. protonów, na kinetykę EET w żywych komórkach nie zostały jeszcze prawie ustalone, mimo że transport protonów przez błony bakteryjne odgrywa kluczową rolę w sygnalizacji, homeostazie i produkcji energii12,13,14. W niniejszym badaniu opisano technikę badania wpływu transportu protonów na kinetykę EET w komórce MR-1 S. oneidensis za pomocą pomiarów elektrochemicznych całego ogniwa, co wymaga identyfikacji kroku ograniczającego szybkość produkcji prądu mikrobiologicznego15.

Jednym z bezpośrednich sposobów oceny udziału transportu protonów w powiązanym EET jest efekt kinetyczny izotopu deuteru (KIE). KIE jest obserwowalny jako zmiana kinetyki transferu elektronów po zastąpieniu protonów jonami deuteru, co reprezentuje wpływ transportu protonów na kinetykę transferu elektronów16. Sama teoria KIE została dobrze ugruntowana przy użyciu pomiarów elektrochemicznych z oczyszczonymi enzymami17. Ponieważ jednak obecna produkcja S. oneidensis MR-1 wynika z wielu, zróżnicowanych i zmiennych procesów18, nie można po prostu zidentyfikować EET jako procesu ograniczającego szybkość. Aby zaobserwować KIE w procesach transportu protonów w połączeniu z EET, musimy potwierdzić, że produkcja prądu mikrobiologicznego jest ograniczona przez transport elektronów przez OM c-Cyts do elektrody. W tym celu zastąpiliśmy roztwór supernatantu świeżą pożywką zawierającą wysokie stężenie mleczanu jako donora elektronów w optymalnych warunkach pH i temperatury przed pomiarem KIE; ta zamiana pełniła dwie role: (1) zwiększała szybkość wcześniejszych procesów metabolicznych w porównaniu z EET oraz (2) pomijała pływające komórki w supernatancie uwolnionym z monowarstwowego biofilmu S. oneidensis MR-1 na elektrodzie roboczej (elektroda z tlenku indu domieszkowanego cyną (ITO)). Przedstawiony szczegółowy protokół ma na celu pomóc nowym praktykom w utrzymaniu i potwierdzeniu, że proces EET jest etapem określającym stawkę.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Tworzenie monowarstwowego biofilmu S. oneidensis MR-1 na elektrodzie ITO (Rysunek 1)

UWAGA: Aby zapobiec zanieczyszczeniu reaktora elektrochemicznego innymi mikrobami, wszystkie media, narzędzia i komponenty reaktora elektrochemicznego powinny być wcześniej wysterylizowane. W przypadku stosowania ogniw MR-1 S. oneidensis i konstruowania reaktorów elektrochemicznych wszystkie procedury powinny być przeprowadzane na czystej ławce.

  1. Hodowla komórek S. oneidensis MR-1
    UWAGA: Jednowarstwowy biofilm S. oneidensis MR-1 został utworzony na elektrodzie ITO zgodnie z warunkami opisanymi wcześniej4.
    1. Aby wyhodować komórki S. oneidensis MR-1, dodaj jedną kolonię S. oneidensis MR-1 wyhodowaną na płytce agarowej zawierającej Luria-Bertani (LB) (20 g/L) i bakto agar (15 g/L) do 15 ml pożywki LB (20 g/L) w temperaturze 30 °C przez 24 godziny w warunkach tlenowych z wytrząsaniem przy 160 obr./min.
    2. Odwirować zawiesinę komórek w stężeniu 6 000 × g przez 10 minut i ponownie zawiesić otrzymany osad komórkowy w 15 ml określonego podłoża (pH 7,8) (DM: NaHCO3 [2,5 g/L], CaCl2·2H2O [0,08 g/L], NH4Cl [1,0 g/L], MgCl2·6H2O [0,2 g/L], NaCl [10 g/L], i kwas 2-[4-(2-hydroksyetylo)-1-piperazynylo]etanosulfonowy [HEPES; 7,2 g/L]), uzupełnione odpowiednio 10 mM mleczanem i 0,5 g/l ekstraktem drożdżowym jako źródłem węgla i pierwiastków śladowych dla S. oneidensis MR-1.
    3. Zawiesinę komórek należy dalej hodować tlenowo w temperaturze 30 °C przez 12 godzin z wytrząsaniem przy 160 obr./min i ponownie odwirować przy 6 000 × g przez 10 min. Przed doświadczeniem elektrochemicznym przepłukać otrzymany osad komórkowy dwukrotnie pożywką DM przez odwirowanie przez 10 minut w temperaturze 6 000 × g.
  2. Budowa trójelektrodowego reaktora elektrochemicznego (Rysunek 1)
    1. Umieść podłoże ITO jako elektrodę roboczą na dnie reaktora.
    2. Następnie włóż szklany cylinder (średnica 2 cm) i osłonę z politetrafluoroetylenu (PTFE). Następnie włóż Ag/AgCl (nasycony KCl) i drut platynowy do reaktora jako odpowiednio elektrody odniesienia i przeciwwagi.
      UWAGA: Aby zapobiec wyciekowi powietrza i roztworu, włóż arkusz kauczuku butylowego między każdy element.
    3. Dodać 4,0 ml s.m. uzupełnionego 10 mM mleczanu i 0,5 g/l ekstraktu drożdżowego do reaktora elektrochemicznego.
    4. Po upewnieniu się, że nie ma wycieku z reaktora elektrochemicznego, należy wprowadzić gazowy azot do reaktora elektrochemicznego przez 20 minut, aby utrzymać warunki beztlenowe wewnątrz reaktora elektrochemicznego.
      UWAGA: Aby zapobiec zanieczyszczeniu innymi drobnoustrojami, gaz powinien zostać przefiltrowany przed wpłynięciem do reaktora elektrochemicznego.
    5. Podłączyć reaktor elektrochemiczny do potencjostatu i przyłożyć +0,4 V (w porównaniu ze standardową elektrodą wodorową, SHE) do elektrody ITO, utrzymując temperaturę reaktora elektrochemicznego na poziomie 30 °C za pomocą zewnętrznego systemu cyrkulacji wody.
      UWAGA: Aby zapobiec wpływowi zewnętrznego pola elektrycznego, reaktor elektrochemiczny powinien być umieszczony w klatce Faradaya.
  3. Hodowla elektrochemiczna komórek MR-1 S. oneidensis (Rysunek 1 i Rysunek 2)
    1. Dostosować gęstość komórek zawiesiny otrzymanej w kroku 1.1 do gęstości optycznej 1,43 przy 600 nm (OD600) z suchą masą uzupełnioną 10 mM mleczanem i 0,5 g/l ekstraktu drożdżowego.
      UWAGA: Aby uzyskać prawidłowy OD600, nałóż zawiesinę komórek OD600 ≤ 0.8 na spektrometr UV-vis przed dostosowaniem OD600 do 1.43.
    2. Dodać 0,3 ml zawiesiny ogniw do reaktora elektrochemicznego przez port iniekcyjny za pomocą strzykawki: OD600 w reaktorze zmienia się na 0,1,
      UWAGA: Dodanie 0,3 ml zawiesiny ogniw o OD600 = 1,43 do reaktora elektrochemicznego zawierającego 4,0 ml pożywki daje 4,3 ml roztworu o OD600 = 0,1. W przypadku stosowania innych reaktorów o różnych objętościach wymagane jest obliczenie gęstości komórek.
    3. Kontynuuj potencjalną aplikację przy napięciu +0,4 V (w porównaniu z SHE) do elektrody ITO przez 25 h.
      UWAGA: W celu utworzenia monowarstwowego biofilmu na elektrodzie ITO, upewnij się, że wytworzony prąd wykazuje odchylenie mniejsze niż 50% od Rysunek 2.

2. Zastąpienie supernatantu przez Fresh DM Medium z 10 mM Mleczanem (Rysunek 3)

  1. Zatrzymaj aplikację potencjału i odłącz reaktor elektrochemiczny od potencjostatu i systemu cyrkulacji wody.
  2. Zastąpienie supernatantu świeżą pożywką DM z 10 mM mleczanem
    1. Przelać gazowy azot do butelki zawierającej DM z 10 mM mleczanem przez 20 minut, aby usunąć tlen z pożywki.
    2. Powoli usuń cały supernatant z wnętrza reaktora elektrochemicznego za pomocą strzykawki, pod przepływającym azotem (Rysunek 3a, b).
      UWAGA: Aby uniknąć przerwania biofilmu na elektrodzie ITO przez gazowy azot, gaz powinien przepływać nad powierzchnią cieczy.
    3. Dodać 4,0 ml świeżego DM zawierającego 10 mM mleczanu za pomocą strzykawki (Rysunek 3c).
      UWAGA: Aby uniknąć przerwania biofilmu na elektrodzie ITO, należy powoli wstrzykiwać medium wzdłuż ściany reaktora elektrochemicznego. Aby biofilm był mokry, pożywkę należy dodać natychmiast po usunięciu supernatantu. Wstrzyknięcie pożywki do 1 minuty po usunięciu supernatantu nie wpływa na bieżącą produkcję z biofilmu S. oneidensis MR-1.
    4. Pochylić reaktor elektrochemiczny, aby usunąć cały supernatant przyczepiony do ściany reaktora elektrochemicznego.
    5. Powtórz kroki 2.2.2-2.2.4 w sumie trzy razy.
  3. Zatrzymać przepływ gazu i ponownie podłączyć reaktor elektrochemiczny do potencjostatu, przykładając +0,4 V (w porównaniu z SHE) do elektrody ITO o temperaturze 303 K.

3. Dodawanie wody deuterowej do pomiaru KIE w procesie EET (Rysunek 4)

  1. Upewnij się, że obecna produkcja z jednowarstwowego biofilmu S. oneidensis MR-1 jest stabilna i nie wzrasta gwałtownie. Jeśli prąd gwałtownie wzrasta, poczekaj, aż ustabilizuje się w granicach 5% wzrostu w ciągu 10 min.
    UWAGA: Tworzenie się monowarstwowego biofilmu na elektrodzie ITO bez zanieczyszczenia innych szczepów drobnoustrojów zostało potwierdzone przez sekwencje rDNA i skaningowy obraz biofilmu pod mikroskopem elektronowym na elektrodzie ITO, jak zgłoszono wcześniej4. W celu potwierdzenia ograniczenia szybkości przez proces EET, należy monitorować wpływ dodania przemiennych mediatorów elektronów, takich jak 100 μM antrachinon-1-sulfonian (α-AQS). Więcej informacji można znaleźć w sekcji Reprezentatywne wyniki i reference15.
  2. Dodać 40 μl beztlenowego 50% (v/v) D2O do reaktora elektrochemicznego za pomocą strzykawki tak, aby stężenie w reaktorze wynosiło 0,5% (v/v) D2O.
    UWAGA: Aby zapobiec uszkodzeniu biofilmu przez dodanie D2O, należy wstrzykiwać D2O kroplami.
  3. Poczekaj, aż prąd się ustabilizuje, a następnie dodaj D2O do 4,0% (v/v).
    UWAGA: Aby uzyskać wartość KIE (stosunek bieżącej produkcji w obecnościD2OiH2O), należy sprawdzić wpływ tej samej objętości dodatkuH2Ona bieżącą produkcję.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Po 25 godzinach potencjalnego nałożenia przy +0,4 V (względem SHE) na elektrodzie roboczej ze szkła ITO utworzyła się monowarstwowa biofilmowa warstwa, co wcześniej potwierdzono za pomocą mikroskopii elektronowej skaningowej lub mikroskopii konfokalnej4. Przedstawiono charakterystyczny przebieg czasowy produkcji prądu przez S. oneidensis MR-1 podczas tworzenia się monowarstwowej biofilmowej warstwy na Rysunku 2. Chociaż prąd z...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Nasz test elektrochemiczny całych komórek ma kilka zalet technicznych w porównaniu z elektrochemią białek. Podczas gdy oczyszczanie białek wymaga wieloetapowych, czasochłonnych procedur, nasza metoda obejmująca całe komórki zajmuje jeden dzień samoorganizującego się tworzenia biofilmu po hodowli komórkowej. Aby uzyskać stabilną interakcję między OM c-Cyts a elektrodą, potrzebujemy jedynie sterylizacji i oczyszczenia powierzchni elektrody; nie wymaga modyfikacji elektrody w celu uporządkowania orientacji białek

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca została finansowo wsparta przez Grant-in-Aid dla specjalnie promowanych badań od Japońskiego Towarzystwa Promocji Nauki (JSPS) KAKENHI Grant numer 24000010, 17H04969, oraz JP17J02602, Globalnego Biura Badań Marynarki Wojennej USA (N62909-17-1-2038). Y.T. jest pracownikiem naukowym JSPS i wspieranym przez JSPS w ramach Programu dla Wiodących Szkół Podyplomowych (MERIT).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Szklany cylinderN/AN/AWykonany na zamówienie, używany jako reaktor elektrochemiczny
Pokrywa i podstawa z PTFEN/A/AWykonany na zamówienie, używany jako pokrywa i fundament reaktora elektrochemicznego
Kauczuk butylowyNIEDOTYCZYWykonany na zamówienie, wkładany między każdy element reaktora elektrochemicznego
SeptaGL Science3007-16101Używany jako port iniekcyjny reaktora elektrodowego
tlenku indu i cyny (ITO)GEOMATECNo.0001Używany jako elektroda robocza, 5Ω/
sq Ag/AgCl KCl elektroda nasyconaHOKUTO DENKOHX-R5Używany jako elektroda odniesienia, Φ
Drut platynowyNilaco CooporationPT-351325Używany jako przeciwelektroda
Bulion Luria-Bertani (LB), MillerBecton, Dichkinson and Company244620Pożywka do wstępnej uprawy S. oneidensis MR-1
Bacto agarBecton, Dichkinson and Company214010
Sulfonian antrachinonu (α-AQS)TCIA1428
Mononukleotyd flawinowy (FMN)Wako184-00831
NaHCO3Wako191-01305Używany do zdefiniowanego podłoża (DM)
CaCl2 · 2H2OWako031-00435Używany do DM
NH4ClWako011-03015Używany do DM
MgCl2 · 6H2OWako135-00165Używany do DM
NaClWako191-01665Używany do
DM Kwas 2-[4-(2-hydroksyetylo)-1-piperazynylo]etanosulfonowy (HEPES)DOJINDO346-08235Używany do
roztworu mleczanu soduWako195-02305
Ekstrakt z drożdży BactoBecton, Dichkinson and Company212750
Tlenek deuteru (D, 99,9%)Cambridge Isotope Laboratories, Inc.DLM-4-PKDodatek do eksperymentów z kinetycznymi efektami izotopowymi
InkubatorTOKYO RIKAKIKAI CO. LTD.LTI-601SDUżywany do uprawy wstępnej
WytrząsarkaTAITECNR-3Używana do uprawy wstępnej
AutoklawTOMY SEIKO CO. LTD.LSX-500Służy do sterylizacji reaktora elektrochemicznego i pożywki
Czysta ławkaSANYOMCV-91BNFSłuży do zapobiegania zanieczyszczeniu reaktora elektrochemicznego i pożywki innymi drobnoustrojami
Separator wirówkowyEppendorf5430RPrędkość obrotowa do 6000 i razy; g jest wymagane
: Generator azotuPuequ CO., LTD.PNTN-2Butla z azotem może być również używana zamiast generatora gazu
Spektrometr UV-visSHIMADZUUV-1800Służy do optymalizacji gęstości komórek
PotencjostatBioLogicVMP3Służy do tworzenia biofilmu i eksperymentów z kinetycznymi efektami izotopowymi
Cyrkulator wody termalnejAS ONETR-1ASłuży do utrzymywania temperatury reaktora elektrochemicznego
Klatka FaradayaHOKUTO DENKOHS-201SUżywana do eksperymentów elektrochemicznych
N z 0,30 mm DM gazowego,

Bibliografia

  1. Nealson, K. H., Saffarini, D. Iron and Manganese in Anaerobic Respiration - Environmental Significance, Physiology, and Regulation. Annu. Rev. Microbiol. 48, 311-343 (1994).
  2. Bretschger, O., et al. Current production and metal oxide reduction by Shewanella oneidensis MR-1 wild type and mutants. Appl Environ Microb. 73 (21), 7003-7012 (2007).
  3. Richter, H., et al. Cyclic voltammetry of biofilms of wild type and mutant Geobacter sulfurreducens on fuel cell anodes indicates possible roles of OmcB, OmcZ, type IV pili, and protons in extracellular electron transfer. Energy Environ. Sci. 2 (5), 506-516 (2009).
  4. Okamoto, A., Nakamura, R., Hashimoto, K. In-vivo identification of direct electron transfer from Shewanella oneidensis MR-1 to electrodes via outer-membrane OmcA-MtrCAB protein complexes. Electrochim. Acta. 56 (16), 5526-5531 (2011).
  5. Strycharz, S. M., et al. Application of cyclic voltammetry to investigate enhanced catalytic current generation by biofilm-modified anodes of Geobacter sulfurreducens strain DL1 vs. variant strain KN400. Energy Environ. Sci. 4 (3), 896-913 (2011).
  6. Lovley, D. R. Bug juice: harvesting electricity with microorganisms. Nat. Rev. Microbiol. 4 (7), 497-508 (2006).
  7. Coursolle, D., Gralnick, J. A. Reconstruction of extracellular respiratory pathways for iron(III) reduction in Shewanella oneidensis strain MR-1. Front. Microbiol. 3, (2012).
  8. Franks, A. E., et al. Novel strategy for three-dimensional real-time imaging of microbial fuel cell communities: monitoring the inhibitory effects of proton accumulation within the anode biofilm. Energy Environ. Sci. 2 (1), 113-119 (2009).
  9. McLean, J. S., Ona, O. N., Majors, P. D. Correlated biofilm imaging, transport and metabolism measurements via combined nuclear magnetic resonance and confocal microscopy. ISME J. 2 (2), 121-131 (2008).
  10. Busalmen, J. P., Esteve-Nunez, A., Berna, A., Feliu, J. M. C-type cytochromes wire electricity-producing bacteria to electrodes. Angew. Chem. Int. Ed. 47 (26), 4874-4877 (2008).
  11. Nakamura, R., Ishii, K., Hashimoto, K. Electronic Absorption Spectra and Redox Properties of C Type Cytochromes in Living Microbes. Angew. Chem. Int. Ed. 48 (9), 1606-1608 (2009).
  12. Myers, C. R., Nealson, K. H. Respiration-Linked Proton Translocation Coupled to Anaerobic Reduction of Manganese(IV) and Iron(III) in Shewanella putrefaciens MR-1. J. Bacteriol. 172 (11), 6232-6238 (1990).
  13. Tokunou, Y., Hashimoto, K., Okamoto, A. Extracellular Electron Transport Scarcely Accumulates Proton Motive Force in Shewanella oneidensis MR-1. Bull. Chem. Soc. Jpn. 88 (5), 690-692 (2015).
  14. Okamoto, A., Tokunou, Y., Saito, J. Cation-limited kinetic model for microbial extracellular electron transport via an outer membrane cytochrome C complex. Biophysics and physicobiology. 13, 71-76 (2016).
  15. Okamoto, A., Tokunou, Y., Shafeer, K., Hashimoto, K. Proton Transport in the Outer-Membrane Flavocytochrome Complex Limits the Rate of Extracellular Electron Transport. Angew. Chem. Int. Ed. 56, 9082-9086 (2017).
  16. Hammes-Schiffer, S., Stuchebrukhov, A. A. Theory of Coupled Electron and Proton Transfer Reactions. Chem. Rev. 110 (12), 6939-6960 (2010).
  17. Cleland, W. W. The use of isotope effects to determine enzyme mechanisms. J Biol. Chem. 278 (52), 51975-51984 (2003).
  18. Kouzuma, A., Kasai, T., Hirose, A., Watanabe, K. Catabolic and regulatory systems in Shewanella oneidensis MR-1 involved in electricity generation in microbial fuel cells. Front. Microbiol. 6, (2015).
  19. Kushner, D. J., Baker, A., Dunstall, T. G. Pharmacological uses and perspectives of heavy water and deuterated compounds. Can. J Physiol. Pharm. 77 (2), 79-88 (1999).
  20. Xie, X. S., Zubarev, R. A. Effects of Low-Level Deuterium Enrichment on Bacterial Growth. Plos One. 9 (7), e102071(2014).
  21. Okamoto, A., Hashimoto, K., Nealson, K. H., Nakamura, R. Rate enhancement of bacterial extracellular electron transport involves bound flavin semiquinones. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 110 (19), 7856-7861 (2013).
  22. Edwards, M. J., et al. Redox Linked Flavin Sites in Extracellular Decaheme Proteins Involved in Microbe-Mineral Electron Transfer. Sci. Rep. 5, 11677(2015).
  23. Saito, J., Hashimoto, K., Okamoto, A. Flavin as an Indicator of the Rate-Limiting Factor for Microbial Current Production in Shewanella oneidensis MR-1. Electrochim. Acta. 216, 261-265 (2016).
  24. Guo, J. B., et al. Reduction of Cr(VI) by Escherichia coli BL21 in the presence of redox mediators. Bioresource Technol. 123, 713-716 (2012).
  25. Nealson, K., Saffarini, D., Moser, D., Smith, M. J. A Spectrophotometric Method for Monitoring Tactic Responses of Bacteria under Anaerobic Conditions. J Microbiol. Meth. 20 (3), 211-218 (1994).
  26. Myers, C. R., Myers, J. M. Cell surface exposure of the outer membrane cytochromes of Shewanella oneidensis MR-1. Lett. Appl. Microbiol. 37 (3), 254-258 (2003).
  27. Lower, B. H., et al. Antibody Recognition Force Microscopy Shows that Outer Membrane Cytochromes OmcA and MtrC Are Expressed on the Exterior Surface of Shewanella oneidensis MR-1. Appl. Environ. Microbiol. 75 (9), 2931-2935 (2009).
  28. Chen, X. X., Ferrigno, R., Yang, J., Whitesides, G. A. Redox properties of cytochrome c adsorbed on self-assembled monolayers: A probe for protein conformation and orientation. Langmuir. 18 (18), 7009-7015 (2002).
  29. McMillan, D. G. G., et al. The impact of enzyme orientation and electrode topology on the catalytic activity of adsorbed redox enzymes. Electrochim. Acta. 110, 79-85 (2013).
  30. Dinh, H. T., et al. Iron corrosion by novel anaerobic microorganisms. Nature. 427 (6977), 829-832 (2004).
  31. McGlynn, S. E., Chadwick, G. L., Kempes, C. P., Orphan, V. J. Single cell activity reveals direct electron transfer in methanotrophic consortia. Nature. 526 (7574), 531-535 (2015).
  32. Okamoto, A., Nakamura, R., Nealson, K. H., Hashimoto, K. Bound Flavin Model Suggests Similar Electron-Transfer Mechanisms in Shewanella and Geobacter. Chemelectrochem. 1 (11), 1808-1812 (2014).
  33. Okamoto, A., Hashimoto, K., Nealson, K. H. Flavin Redox Bifurcation as a Mechanism for Controlling the Direction of Electron Flow during Extracellular Electron Transfer. Angew. Chem. Int. Ed. 53 (41), 10988-10991 (2014).
  34. Tokunou, Y., Hashimoto, K., Okamoto, A. Acceleration of Extracellular Electron Transfer by Alternative Redox-Active Molecules to Riboflavin for Outer-Membrane Cytochrome c of Shewanella oneidensis MR-1. J Phys. Chem. C. 120 (29), 16168-16173 (2016).
  35. Rowe, A. R., et al. Tracking electron uptake from a cathode into Shewanella cells: implications for generating maintenance energy from solid substrates. bioRxiv. , 116475(2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

cytochromy typu c b ony zewn trznejca okom rkowy test elektrochemicznykinetyka transportu proton whodowla elektrochemicznamediator alfa AQSdodatek cz steczki flawinygenerowanie pr du mikrobiologicznego
Elektrochemiczne wykrywanie wpływu kinetycznego izotopu deuteru na zewnątrzkomórkowy transport elektronów w Shewanella oneidensis MR-1
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.