Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Mysia kolostomia dystalna, nowy model dywersyjnego zapalenia jelita grubego u myszy C57BL / 6

13K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/57616

⸱

12 lipca 2018

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of General Surgery, Visceral, Thoracic and Vascular Surgery, Universitätsmedizin Greifswald, 2Institute of Pathology, Universitätsmedizin Greifswald

W tym artykule

Podsumowanie

Streszczenie

Dywersyjne zapalenie jelita grubego (DC) jest częstym stanem klinicznym występującym u pacjentów z odcinkami jelit wyłączonymi ze strumienia kału w wyniku enterostomii odwracającej. Etiologia tej choroby pozostaje słabo określona, ale wydaje się, że różni się od klasycznej choroby zapalnej jelit, takiej jak choroba Leśniowskiego-Crohna i wrzodziejące zapalenie jelita grubego. Badania mające na celu rozszyfrowanie mechanizmów patofizjologicznych prowadzących do rozwoju tej choroby były poważnie utrudnione przez brak odpowiedniego modelu mysiego. Protokół ten generuje mysi model DC, który ułatwia badanie roli układu odpornościowego i jego interakcji z mikrobiomem w rozwoju DC. W tym modelu wykorzystującym zwierzęta C57BL/6 dystalne części jelita grubego są wykluczane ze strumienia kału poprzez utworzenie dystalnej kolostomii, wywołując rozwój łagodnego do umiarkowanego stanu zapalnego w wykluczonych segmentach jelita i rozmnażając charakterystyczne zmiany charakterystyczne dla ludzkiego DC z umiarkowaną ogólnoustrojową reakcją zapalną. W przeciwieństwie do modelu szczurzego, dostępna jest duża liczba genetycznie zmodyfikowanych modeli myszy na tle C57BL/6. Połączenie tych zwierząt z naszym modelem pozwala na potencjalne role poszczególnych cytokin, chemokin lub receptorów cząsteczek bioaktywnych (np. interleukiny (IL)-17; IL-10, chemokina CXCL13, receptory chemokiny CXCR5 i CCR7 oraz receptor sfingozyno-1-fosforanu 4) do oceny w patogenezie DC. Dostępność kongenicznych szczepów myszy na tle C57BL/6 znacznie ułatwia eksperymenty transferowe w celu ustalenia ról różnych typów komórek zaangażowanych w etiologię DC. Wreszcie, model daje możliwość oceny wpływu interwencji miejscowych (np. modyfikacji lokalnego mikrobiomu lub miejscowej terapii przeciwzapalnej) na odporność błony śluzowej w chorych i niedotkniętych odcinkach jelit oraz na ogólnoustrojową homeostazę immunologiczną.

Wprowadzenie

W ostatnich latach znaczna liczba niezakaźnych jednostek zapalenia jelita grubego różni się od klasycznych chorób zapalnych jelit (IBD; tj. choroba Leśniowskiego-Crohna lub zapalenie jelita grubego wrzodzie) zostały klinicznie i histopatologicznie scharakteryzowane u ludzi. Mechanizmy patofizjologiczne prowadzące do rozwoju tych form zapalenia jelita grubego nie są w pełni zrozumiałe, częściowo dlatego, że brakuje odpowiednich modeli zwierzęcych. Dywersyjne zapalenie jelita grubego jest jedną z tych niedawno opisanych jednostek. Chociaż termin ten został ukuty w 1980 roku przez Glotzer1, wstępny opis podobnego fenotypu został podany w 1972 roku przez Morson2. Choroba rozwija się u 50% do 91% pacjentów z enterostomią odwracającą kierunek, a jej intensywność kliniczna jest różna3,4. Biorąc pod uwagę roczną zapadalność około 120 000 pacjentów z kolostomią w Stanach Zjednoczonych Ameryki, ta jednostka chorobowa stanowi poważny problem zdrowotny.

Ogólnym celem opracowania tego protokołu było dostarczenie mysiego modelu DC, który opiera się na wyzwalaczu zapalenia jelita grubego podobnym do tego obserwowanego u człowieka DC i który odtwarza podstawowe cechy histopatologiczne ludzkiej choroby. W przeciwieństwie do innych modeli mysiego zapalenia jelita grubego, indukcja zapalenia jelita grubego w naszym modelu nie wymaga genetycznie modyfikowanych zwierząt (np. myszy transgenicznych IL-7, myszy ujemnych z dominacją N-kadheryny lub myszy TGFβ-/-), stosowania substancji drażniących chemicznie (np. zapalenie jelita grubego wywołane siarczanem sodu dekstranu (DSS) lub zapalenie jelita grubego wywołane kwasem trinitrobenzenosulfonowym (TNBS)) ani transferu określonych populacji komórek u myszy z niedoborem odporności (jak wprzypadku haju CD45RB Model transferowy zapalenia jelita grubego) (aby zapoznać się z przeglądem, zobacz5). W przeciwieństwie do innych modeli, nienaruszony układ odpornościowy naszego modelu DC pozwala na ocenę mechanizmu immunologicznego zaangażowanego w rozwój DC. Ograniczenie stanu zapalnego błony śluzówkowej do wyłączonego odcinka jelita pozwala na ocenę jego wpływu na odporność błony śluzowej w innych częściach przewodu pokarmowego, na homeostazę immunologiczną w innych przedziałach immunologicznych przewodu pokarmowego (np. plastry Peyera i węzły chłonne krezkowe) oraz na homeostazę immunologiczną całego organizmu. Wreszcie, nasz model stanowi odpowiednie narzędzie do badania mechanizmów kontrolujących miejscowe bodźce zapalne wynikające ze zmian w normalnym środowisku lokalnym zarówno dla lokalnego mikrobiomu, jak i antygenów pokarmowych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie opisane tutaj metody zostały zatwierdzone przez rządowy organ weterynaryjny (Landesamt für Landwirtschaft, Lebensmittelsicherheit und Fischerei Mecklenburg-Vorpommern, (LALLF M-V)).

1. Opieka przedoperacyjna i przygotowanie zwierzęcia

  1. Po przybyciu do obiektu dla zwierząt podziel zwierzęta (C57Bl/6) na grupy o podobnej wielkości, umieść każdą grupę razem w klatce i utrzymuj stałe grupy przez cały czas trwania eksperymentów.
    UWAGA: Używaj zwierząt tej samej płci. Opisane wyniki uzyskano na samcach myszy.
    UWAGA: Jeśli wykorzystywane są samce, klatki grupuje się razem, zaczynając od 7 tygodnia życia, aby można było ustalić hierarchię, minimalizując w ten sposób ryzyko agresywnego zachowania podczas eksperymentów.
  2. Co najmniej tydzień przed zabiegiem należy przejść na wysokoenergetyczną (>14 MJ/kg) i wysokobiałkową (>20%) karmę zawierającą wszystkie niezbędne pierwiastki śladowe i witaminy (szczegóły znajdują się na liście materiałów).
    UWAGA: Upewnij się, że wszystkie myszy ważą co najmniej 25 g podczas operacji.
  3. Wywołać znieczulenie i znieczulenie poprzez dootrzewnowe wstrzyknięcie ketaminy (87 mg/kg i.p.) i chlorowodorku ksylazyny (13 mg/kg i.p.). Poczekaj, aż mysz zatoleruje stymulację mechaniczną, np. skok palców, bez reakcji motorycznej.
  4. Zabezpiecz narkotyzowaną mysz taśmami w pozycji leżącej na podkładzie grzewczym umieszczonym na stole operacyjnym, gwarantując stabilne ułożenie podczas pracy i unikając przytłaczającej utraty ciepła ciała.
    UWAGA: Podkład grzewczy powinien mieć temperaturę powierzchni od 36 °C do 40 °C; temperatura na sali operacyjnej powinna wynosić 21 °C.

2. Operacja kolostomii dystalnej

  1. Ogol włosy na brzuchu. Przed przystąpieniem do zabiegu należy trzykrotnie zdezynfekować pole operacyjne przy użyciu alkoholu 70% i jodoforu. Ułóż pole robocze, aby zagwarantować warunki aseptyki.
  2. Wykonaj laparotomię pośrodkową 15 mm, nacinając mięśnie brzucha i otrzewną wzdłuż kresy białej, minimalizując w ten sposób utratę krwi.
  3. Użyj dwóch atraumatycznych kleszczy DeBakeya, ostrożnie wyciągnij jelito ślepe, końcowe jelito kręte oraz okrężnicę wstępującą i poprzeczną z jamy otrzewnej.
    UWAGA: Należy uważać, aby ściśle ograniczyć mechaniczną manipulację jelitem, aby zapobiec uszkodzeniu struktur krezkowych.
  4. Zidentyfikuj biegun jelita ślepego, okrężnicę wstępującą i jelito cienkie (ryc. 1a i 1b).
    UWAGA: Prawidłowa identyfikacja okrężnicy wstępującej ma fundamentalne znaczenie dla prawidłowego umieszczenia kolostomii. W przypadkach, gdy anatomia okolicy krętniczo-kątniczej jest niejednoznaczna, obecność plam Peyera identyfikuje jelito cienkie, a obecność utworzonego stolca charakteryzuje okrężnicę.
  5. Użyj linijki, aby określić pozycję przyszłej kolostomii. W przypadku kolostomii dystalnej należy umieścić go 20 mm dystalnie do zastawki krętniczo-kątniczej.
  6. Wykonaj drugie 3-milimetrowe nacięcie w ścianie brzucha w prawym górnym kwadrancie. Przeciągnij wcześniej zidentyfikowany segment okrężnicy przez to nacięcie, aby utworzyć pętlę, uważając, aby nie zniekształcić pętli.
  7. Ostrożnie przełóż elastyczną kaniulę dożylną o rozmiarze 22 przez mezookrężnicę. Uważaj, aby nie uszkodzić krezkowych struktur naczyniowych.
  8. Wróć jelito do jamy otrzewnej.
  9. Przymocuj oba końce elastycznej rurki do skóry za pomocą prostych szwów i wchłanialnego szwu (np. poliglaktyna 910 lub polyfil 4-0 1/2c).
  10. Przed zamknięciem laparotomii należy przeprowadzić resuscytację płynową za pomocą dootrzewnowego wstrzyknięcia 0,5 ml 0,9% soli fizjologicznej.
  11. Zamknij otrzewną i warstwę mięśniową szwem ciągłym za pomocą szwu wchłanialnego (np. poliglaktyna 910 lub polyfil 4-0 1/2c). Zamknąć skórę szwem ciągłym za pomocą szwu wchłanialnego (np. poliglaktyna 910 lub polyfil 4-0 1/2c).
  12. Otwórz zewnętrzną pętlę okrężnicy, wykonując częściową transsekcję za pomocą cienkich nożyczek. Unikaj wszelkich obrażeń krezki. Nie należy całkowicie przeciąć okrężnicy.
  13. Przymocuj każdy otwór kolostomii za pomocą trzech pojedynczych szwów o pełnej grubości do otrzewnej i skóry za pomocą monofilu, wchłanialnego szwu (np. polidioksanonu lub monofilu 6-0 3/8s). Pętla aferentna, która jest funkcjonalną kolostomią końcową, i pętla odprowadzająca, która jest przetoką śluzową, są w tym momencie wyraźnie oddzielone (Rysunek 1c).
    UWAGA: Czas pracy powinien być krótszy niż 20 minut, aby ograniczyć straty płynów i ciepła.
  14. Po zakończonym zabiegu należy zdezynfekować narzędzia za pomocą bezaldehydowego roztworu do dezynfekcji w kąpieli ultradźwiękowej zgodnie z zaleceniami producenta.

3. Operacja pozorowana (kolotomia)

  1. Wykonaj kroki od 1.1. do 2.4.
  2. Użyj linijki, aby określić przyszłą pozycję kolotomii. Kolotomia powinna być umieszczona w tej samej odległości od zastawki krętniczo-kątniczej, co kolostomia w grupie eksperymentalnej.
  3. Otwórz okrężnicę na co najmniej dwie trzecie jej obwodu za pomocą cienkich nożyczek.
  4. Zamknij kolotomię jednowarstwowym, przerywanym szwem o pełnej grubości za pomocą monofilu, wchłanialnego szwu (np. Polidioksanon, monofil 6-0 3/8s).
    UWAGA: Czas operacji powinien być krótszy niż 20 minut dla doświadczonego chirurga, co ogranicza straty płynów i ciepła.
  5. Wykonaj kroki 2.10. , 2.11. i 2.14.

4. Opieka pooperacyjna

  1. Wróć zwierzęta do ich klatek. Zapewnić dobrze nagrzaną atmosferę o temperaturze 37 °C (np. za pomocą lampy podczerwonej) do momentu, gdy myszy całkowicie się obudzą. Następnie trzymaj myszy w środowisku o regulowanej temperaturze i wilgotności (21 °C; 30% ± 10% wilgotności względnej). Zapewnij swobodny dostęp do jedzenia i wody pitnej. Aby ułatwić pobieranie płynów, należy zapewnić dodatkową paszę dla zwierząt nasączoną wodą.
  2. Analgezję pooperacyjną należy rozpocząć od wstrzyknięcia 0,1 mg/kg masy ciała buprenorfiny s.c., gdy zwierzęta wykazują reakcję na stymulację mechaniczną. Uważaj, aby uniknąć depresji oddechowej.
  3. Uzupełnij wodę pitną o 1 mg/ml tramadolu w celu kontynuacji działania przeciwbólowego w pierwszym tygodniu po operacji.
  4. Aby zrekompensować zmniejszone spożycie płynów z powodu ograniczonej mobilności, w pierwszym tygodniu po operacji należy umieścić w klatce stałą wkładkę do picia
    5. .
  5. Waż zwierzęta i oceniaj zachowanie zwierząt codziennie w pierwszym tygodniu, co drugi dzień przez pozostałą część pierwszego miesiąca i co trzeci dzień w drugim miesiącu, korzystając z oceny ciężkości choroby opisanej w Kleinwort i wsp.6.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Zabieg chirurgiczny jest dobrze tolerowany zarówno w grupie eksperymentalnej (kolostomia), jak i w grupie pozorowanej (kolotomia). Śmiertelność okołooperacyjna nie powinna przekraczać 10%, jeśli zabieg i opieka okołooperacyjna są przeprowadzone prawidłowo. W pierwszym tygodniu po operacji w obu grupach – eksperymentalnej i pozorowanej – obserwuje się znaczną utratę masy ciała. Zwierzęta z grupy pozorowanej osiągają najniższą masę ciała zazwyczaj około czwartego dnia po operacji, natomiast...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Mysi model DC przedstawiony w tym protokole wiarygodnie odtwarza cechy histopatologiczne ludzkiego DC (np. rozwój de novo pęcherzyków limfatycznych w błonie podśluzówkowej odcinków jelit objętych stanem zapalnym, skrócenie krypty i zmniejszenie liczby komórek kubkowych). Oprócz tej zalety, model ten jest indukowany przez bardzo podobny czynnik wyzwalający i ma przebieg kliniczny o umiarkowanym lub łagodnym nasileniu, jak ma to miejsce u większości ludzi dotkniętych chorobą.

A...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Wszyscy autorzy oświadczają, że nie mają sprzecznych interesów.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Materiał eksploatacyjny
podkład grzewczy, 6 WThermoLux, Witte + Sutor GmbH461265
Etanol 70% (z metyloetyloketonem)Apteka Szpitala Uniwersyteckiego w Greifswaldzie
Aplikatory drewniane, mała bawełniana główka jednostronna, drewniany patyczek, długość 150 mmCentramed GmbH, Niemcy8308370do dezynfekcji pola operacyjnego
NożyczkiAesculap (BRAUN)BC064R
Atraumatyczne kleszcze DeBakeyAesculap (BRAUN)OC021R
Uchwyt na igłyAesculap (BRAUN)BM012R
Vasofix Safety i.v. kaniula 22GBraun Melsungen AG, Niemcy4268091S-01
VICRYL Plus 4-0 fioletowy pleciony; V-5 17 m 1/2c; 70 cmETHICON, Inc.
PDS II 6-0 monofil; V-18 13 mm 3/8c; 70 cmETHICON, Inc.Z991H
BD Plastipak 1 ml (Strzykawki z igłą ze sterylnym wnętrzem)BD Medical305501
Triacid-N (N-Dodecylpropan-1,3-diamin)ANTISEPTICA, Niemcy18824-01dezynfekcja narzędzi chirurgicznych w kąpieli ultradźwiękowej
Leki
ketamina 10%, 100 mg/ml (chlorowodorek ketaminy)selectavet, Dr. Otto Fischer GmbH9089.01.0087 mg/kg i.p.
Xylasel, 20 mg/ml (chlorowodorek ksylazyny)selectavet, Dr. Otto Fischer GmbH400300.00.0013 mg/kg i.p.
NaCl 0,9%Braun Melsungen AG, Niemcy6697366.00.00
Buprenovet 0,3 mg/ml (buprenorfina)Bayer, NiemcyPZN: 014988700,1 mg/kg s.c.
Tramal Krople, 100 mg/ml (chlorowodorek tramadolu)Grü nenthal GmbH, Niemcy101168381 mg/ml wody pitnej
Ceftriaxon-saar 2 g (ceftriakson) Cephasaar GmbH, NiemcyPZN: 0884425225 mg/kg masy ciała i.p.
metronidazol 5 mg/mlBraun Melsungen AG, NiemcyPZN: 0554351512,5 mg/kg masy ciała i.p.
Food
ssniff M-Z Ereichssniff, Niemcy  V1184-3
Napój stały Dehyprev Vit BIO, saszetkiTripleATrading, HolandiaSDSHPV-75
Sprzęt
Nikon Eclipse Ci-LNikon Instruments Europe BV, Niemcymikroskopia świetlna
VetScan HM 5 Abaxis, USA770-9000Weterynaryjny analizator hematologiczny 50 &mikro; l żylna krew
EDTA Bandelin SONOREX (kąpiel ultradźwiękowa)Bandelin electronics, NiemcyRK 100 Hdezynfekcja narzędzi chirurgicznych
Oprogramowanie
Oprogramowanie NIS-Element BR4Nikon Instruments Europe BV, Niemcy
GraphPad Prism Version 6GraphPad Software, Inc.
VCP994H

Bibliografia

  1. Glotzer, D. J., Glick, M. E., Goldman, H. Proctitis and colitis following diversion of the fecal stream. Gastroenterology. 80, 438-441 (1981).
  2. Morson, B., Dawson, I. Gastrointestinal Pathology. , Blackwell Scientific Publications. London. (1972).
  3. Whelan, R. L., Abramson, D., Kim, D. S., Hashmi, H. F. Diversion colitis. A prospective study. Surg Endosc. 8, 19-24 (1994).
  4. Haas, P. A., Fox, T. A., Szilagy, E. J. Endoscopic examination of the colon and rectum distal to a colostomy. Am J Gastroenterol. 85, 850-854 (1990).
  5. Valatas, V., Bamias, G., Kolios, G. Experimental colitis models: Insights into the pathogenesis of inflammatory bowel disease and translational issues. Eur J Pharmacol. 759, 253-264 (2015).
  6. Kleinwort, A., Döring, P., Hackbarth, C., Heidecke, C. D., Schulze, T. Deviation of the Fecal Stream in Colonic Bowel Segments Results in Increased Numbers of Isolated Lymphoid Follicles in the Submucosal Compartment in a Novel Murine Model of Diversion Colitis. Biomed Res Int. 2017, 13(2017).
  7. Tangjarukij, C., Navasumrit, P., Zelikoff, J. T., Ruchirawat, M. The effects of pyridoxine deficiency and supplementation on hematological profiles, lymphocyte function, and hepatic cytochrome P450 in B6C3F1 mice. J Immunotoxicol. 6, 147-160 (2009).
  8. Soave, O., Brand, C. D. Coprophagy in animals: a review. Cornell Vet. 81, 357-364 (1991).
  9. Ebino, K. Y., Yoshinaga, K., Suwa, T., Kuwabara, Y., Takahashi, K. W. Effects of prevention of coprophagy on pregnant mice--is coprophagy beneficial on a balanced diet. Jikken Dobutsu. 38, 245-252 (1989).
  10. Babickova, J., Tothova, L., Lengyelova, E., Bartonova, A., Hodosy, J., Gardlik, R., Celec, P. Sex Differences in Experimentally Induced Colitis in Mice: a Role for Estrogens. Inflammation. 38, 1996-2006 (2015).
  11. Lee, S. M., Kim, N., Son, H. J., Park, J. H., Nam, R. H., Ham, M. H., Choi, D., Sohn, S. H., Shin, E., Hwang, Y. J., et al. The Effect of Sex on the Azoxymethane/Dextran Sulfate Sodium-treated Mice Model of Colon Cancer. J Cancer Prev. 21, 271-278 (2016).
  12. Angele, M. K., Pratschke, S., Hubbard, W. J., Chaudry, I. H. Gender differences in sepsis: cardiovascular and immunological aspects. Virulence. 5, 12-19 (2013).
  13. Brown, R. Z. Social Behaviour, reproduction, and population changes in the house mouse (Mus musculus L). Eccological Monographs. 23, 788-795 (1953).
  14. Poole, T. B., Morgan, H. D. R. Differences in aggressive behaviour betweeen male mice (Mus musculus L.) in colonies of different sizes. Animal Behaviour. 21, 788-795 (1973).
  15. Pasquarelli, N., Voehringer, P., Henke, J., Ferger, B. Effect of a change in housing conditions on body weight, behavior and brain neurotransmitters in male C57BL/6J mice. Behav Brain Res. 333, 35-42 (2017).
  16. Langgartner, D., Foertsch, S., Fuchsl, A. M., Reber, S. O. Light and water are not simple conditions: fine tuning of animal housing in male C57BL/6 mice. Stress. 20, 10-18 (2017).
  17. Nicholson, A., Malcolm, R. D., Russ, P. L., Cough, K., Touma, C., Palme, R., Wiles, M. V. The response of C57BL/6J and BALB/cJ mice to increased housing density. J Am Assoc Lab Anim Sci. 48, 740-753 (2009).
  18. Buchler, G., Wos-Oxley, M. L., Smoczek, A., Zschemisch, N. H., Neumann, D., Pieper, D. H., Hedrich, H. J., Bleich, A. Strain-specific colitis susceptibility in IL10-deficient mice depends on complex gut microbiota-host interactions. Inflamm Bowel Dis. 18, 943-954 (2012).
  19. Nakanishi, M., Tazawa, H., Tsuchiya, N., Sugimura, T., Tanaka, T., Nakagama, H. Mouse strain differences in inflammatory responses of colonic mucosa induced by dextran sulfate sodium cause differential susceptibility to PhIP-induced large bowel carcinogenesis. Cancer Sci. 98, 1157-1163 (2007).
  20. Mahler, M., Bristol, I. J., Leiter, E. H., Workman, A. E., Birkenmeier, E. H., Elson, C. O., Sundberg, J. P. Differential susceptibility of inbred mouse strains to dextran sulfate sodium-induced colitis. Am J Physiol. 274, 544-551 (1998).
  21. Mekada, K., Abe, K., Murakami, A., Nakamura, S., Nakata, H., Moriwaki, K., Obata, Y., Yoshiki, A. Genetic differences among C57BL/6 substrains. Exp Anim. 58, 141-149 (2009).
  22. Sellers, R. S., Clifford, C. B., Treuting, P. M., Brayton, C. Immunological variation between inbred laboratory mouse strains: points to consider in phenotyping genetically immunomodified mice. Vet Pathol. 49, 32-43 (2012).
  23. Mills, C. D., Kincaid, K., Alt, J. M., Heilman, M. J., Hill, A. M. M-1/M-2 macrophages and the Th1/Th2 paradigm. J Immunol. 164, 6166-6173 (2000).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Wyprowadzenie stolcamodel zapalenia jelita grubegoprotok chirurgicznyuk ad odporno ciowyinterakcje z mikrobiomemcechy histologicznegrudki ch onne
Mysia kolostomia dystalna, nowy model dywersyjnego zapalenia jelita grubego u myszy C57BL / 6
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.