Artykuł metodologiczny

Analiza ciśnienia i objętości w czasie rzeczywistym ostrego zawału mięśnia sercowego u myszy

DOI:

10.3791/57621

⸱

2 lipca 2018

 ,  ,  ,  ,  , 
1West German Heart and Vascular Center, Department of Cardiology and Vascular Medicine, Medical Faculty, University Hospital Essen

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ostry zawał mięśnia sercowego u myszy wywołuje ostre, ale nie do końca scharakteryzowane zmiany w funkcjonowaniu lewej komory (LV). Cewnikowanie lewej dawki u myszy poddawanych niedrożności tętnic wieńcowych służy jako nowatorska metoda oceny funkcji lewej komory w czasie rzeczywistym.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ostra niewydolność mięśnia sercowego może prowadzić do ostrej niewydolności serca i wstrząsu kardiogennego. Ocena hemodynamiki ma kluczowe znaczenie dla oceny każdego potencjalnego podejścia terapeutycznego skierowanego przeciwko ostrej dysfunkcji lewej komory (LV). Obecne metody obrazowania (np. echokardiografia i rezonans magnetyczny) mają kilka ograniczeń, ponieważ nie można bezpośrednio zmierzyć danych dotyczących ciśnienia lewej komory. Cewnikowanie lewej dawki u myszy poddawanych niedrożności tętnic wieńcowych może służyć jako nowatorska metoda oceny funkcji lewej komory w czasie rzeczywistym.

Na początku procedury myszy zostały znieczulone, a następnie intubacja dotchawicza. W przypadku cewnikowania lewej wysokości prawa tętnica szyjna została odsłonięta przez środkowe nacięcie szyi. Cewnik został wprowadzony i umieszczony w jamie lewej komory. Wykonano torakotomię lewej i podwiązano lewą główną tętnicę wieńcową (LCA). Aby wywołać reperfuzję, szew został zwolniony po 45 minutach. Dane dotyczące ciśnienia i objętości były rejestrowane przez cały czas.

Podwiązanie LCA spowodowało spadek funkcji skurczowej lewej komory, czego dowodem jest 30% zmniejszenie objętości wyrzutowej, frakcji wyrzutowej lewej komory (EF) i rzutu serca. Istotnie obniżeniu uległo również maksymalne dP/dt jako parametr kurczliwości lewej komory oraz poważne upośledzenie funkcji rozkurczowej (minimum dP/dt -40%). Reperfuzja w okresie 20 minut nie doprowadziła do całkowitego przywrócenia funkcji lewej komory.

Analiza ciśnienia i objętości w czasie rzeczywistym służyła jako prawidłowa procedura monitorowania funkcji serca podczas ostrego zawału mięśnia sercowego u myszy. Utrzymanie stabilnego znieczulenia i ustandaryzowanego podejścia chirurgicznego miało kluczowe znaczenie dla zapewnienia prawidłowych wyników. Ponieważ wczesna faza ostrego zawału mięśnia sercowego ma kluczowe znaczenie dla zachorowalności i śmiertelności, opracowana metoda może być korzystna dla przedklinicznej oceny nowych strategii kardioprotekcji.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Choroby układu krążenia są najczęstszą przyczyną zgonów w cywilizacji zachodniej1. Ostry zawał mięśnia sercowego jest zdarzeniem krytycznym, które wiąże się z wysoką ostrą i przewlekłą śmiertelnością2. Nawet jeśli rewaskularyzacja zostanie osiągnięta za pomocą nagłej przezskórnej interwencji wieńcowej (PCI), śmiertelność pozostaje wysoka, szczególnie w ciągu pierwszych 48 godzin po wystąpieniu objawów u pacjentów z ostrym zawałem mięśnia sercowego3. Wstrząs kardiogenny spowodowany ostrym osłabieniem funkcji lewej komory (LV) jest główną przyczyną śmiertelności wewnątrzszpitalnej u tych pacjentów3. To wczesne zmniejszenie funkcji lewej komory jest spowodowane uszkodzeniem mięśnia sercowego po niedokrwieniu i reperfuzji. W tym tak zwanym uszkodzeniu niedokrwiennym/reperfuzyjnym (I/R) pośredniczą zmiany w metabolomie komórkowym, takie jak nadmierne wytwarzanie reaktywnych form tlenu4,5.

Aby zbadać możliwe mechanizmy ochronne prowadzące do zmniejszenia uszkodzenia mięśnia sercowego w warunkach przedklinicznych, niezbędne są wiarygodne modele mysie, w tym metody oceny funkcji po I/R Lv6. W tym ustawieniu, echokardiografia przezklatkowa 7 i rezonans magnetyczny (MRI)6 są szeroko stosowane do funkcjonalnego fenotypowania8,9. Metody te nie są jednak odpowiednie do oceny ciężkiej dysfunkcji lewej komory i wstrząsu kardiogennego w trwającym ostrym zawale mięśnia sercowego i nie mogą bezpośrednio dostarczyć danych dotyczących ciśnienia lewej komory. Aparat Langendorffa wykorzystujący izolowane serce w teście ex vivo dostarcza informacji o patomechanizmach leżących u podstaw wczesnej fazy uszkodzenia I/R10. Metoda ta jest ograniczona ze względu na brak możliwości odtworzenia mechanizmów adaptacyjnych in vivo, takich jak regulacja autonomicznego układu nerwowego lub regulacja hormonalna i homeostaza kwasowo-zasadowa. Obecnie nie ma dostępnej metody pełnego funkcjonalnego fenotypowania wstrząsu kardiogennego i dysfunkcji lewej komory podczas trwającego uszkodzenia I/R mięśnia sercowego.

Zsynchronizowane podejście z kombinacją cewnikowania ciśnieniowo-objętościowego (PV) i przejściowej chirurgicznej niedrożności lewej głównej tętnicy wieńcowej (LCA) może być korzystne, ale technicznie trudne. Stabilna hemodynamika pozasercowa podczas urazu I/R jest niezbędna do uzyskania prawidłowych wyników, ponieważ niestabilne znieczulenie lub utrata krwi mogą mieć duży wpływ na wyniki. Nowatorskie podejście do hemodynamicznego fenotypowania uszkodzeń I/R poprzez cewnikowanie LV PV i przejściową okluzję LCA może przynieść nowe informacje na temat wstrząsu kardiogennego i dysfunkcji lewej komory serca w ostrym zawale mięśnia sercowego i posłużyć jako metoda do przyszłej analizy kardioprotekcji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie eksperymenty zostały przeprowadzone zgodnie ze wszystkimi odpowiednimi przepisami ("Europejska konwencja o ochronie zwierząt kręgowych wykorzystywanych do celów doświadczalnych i innych celów naukowych" (dyrektywa 2010/63/UE), a opieka nad zwierzętami była zgodna z wytycznymi instytucjonalnymi. Wszystkie eksperymenty przeprowadzono na samcach myszy C57BL/6JRj w wieku 6 miesięcy.

1. Przygotowanie

  1. Przygotuj mikroskop chirurgiczny i poduszkę grzewczą, a także sondę doodbytniczą do monitorowania temperatury ciała. Oczyść i wysterylizuj wszystkie narzędzia chirurgiczne.
  2. Przygotuj 2 kawałki 10 cm nici jedwabnej 5-0 do podwiązania naczyń, 5 cm nici polipropylenowej 6-0 i 2 mm silikonowej rurki do podwiązania LCA.
  3. Przygotować kuwetę kalibracyjną cewnika PV, podgrzewając ją do temperatury 37 °C i przygotować strzykawkę Hamiltona o pojemności 100 μl wypełnioną 15% chlorkiem sodu (NaCl) wH2Odo kalibracji soli fizjologicznej.
  4. Umieść cewnik PV (3 cm, 1.4 F) w 37 °C wstępnie podgrzanym 0.9% NaCl w H2O(sól fizjologiczna) co najmniej 30 minut przed pomiarem. Podłącz cewnik do urządzenia do akwizycji danych i podłącz urządzenie do konwertera analogowego/cyfrowego. Podłącz oba urządzenia do komputera.
  5. Skonfiguruj oprogramowanie. Wykonaj sterowaną programowo kalibrację ciśnienia i kalibrację przewodności zgodnie z wymaganiami programowego przepływu pracy8.

2. Znieczulenie i analgezja

  1. Znieczulić mysz za pomocą ketaminy 100 mg/kg masy ciała i chlorowodorku ksylazyny 10 mg/kg masy ciała we wstrzyknięciu dootrzewnowym. Na początku operacji I/R należy podać dootrzewnowo buprenorfinę w dawce 0,05 mg/kg masy ciała w celu utrzymania analgezji.
  2. Po 10 minutach wykonać intubację dotchawiczą za pomocą cewnika dożylnego 20 G (iv) i przewietrzyć mysz 40% tlenem (O2) i 2% (v) izofluranem. Ustaw odpowiednie parametry wentylacji (np. objętość wyrzutowa 220 μl, 150/min dla myszy C57BL/6JRj o wadze 25 - 30 g).
  3. Stale monitoruj temperaturę ciała za pomocą sondy doodbytniczej. Przymocuj mysz do podgrzewanej płytki z głową skierowaną w stronę badacza. Normalna temperatura ciała myszy wynosi 36,5 - 38 °C. Utrzymuj temperaturę ciała w granicach 1 stopnia, regulując temperaturę podgrzewanej płytki.

3. Cewnikowanie lewej komory

  1. Zdezynfekuj klatkę piersiową i szyję trzema naprzemiennymi peelingami z betadyny i 70% alkoholu. Poczekaj, aż środek do dezynfekcji skóry wyschnie. Usuń włosy na klatce piersiowej za pomocą systemu do golenia dla małych zwierząt.
  2. Wykonaj 10 mm podłużne środkowe nacięcie 5 mm poniżej dolnej wargi w kierunku mostka za pomocą małych nożyczek chirurgicznych.
  3. Wypreparować lewą i prawą część gruczołu podżuchwowego za pomocą preparatu za pomocą kleszczy. Oddziel tkankę mięśniową i tłuszczową w prawej okolicy przytchawiczej, aby odsłonić prawą tętnicę szyjną. Zmobilizować i oddzielić naczynie o łącznej długości 5 - 10 mm od tkanki łącznej poprzez staranne przygotowanie wzdłuż naczynia za pomocą zgiętych kleszczy.
    UWAGA: Unikaj mechanicznej manipulacji nerwem błędnym lub ciałem szyjnym przez cały czas, ponieważ może to spowodować ciężkie niedociśnienie i bradykardię.
  4. Przełóż dwie przygotowane jedwabne nici pod naczyniem. Podwiązaj dystalne naczynie ciasnym węzłem i umieść luźny węzeł na proksymalnie odsłoniętym obszarze, który nadal umożliwia przejście cewnika.
  5. Zamocuj nitki węzła czaszkowego (ciasnego) obok głowy myszy, aby lekko naprężyć naczynie, ponieważ ułatwi to wprowadzenie cewnika. Umieść hemostatowy zacisk naczyniowy na naczyniu proksymalnym proksymalnym luźnego węzła, aby odwracalnie zablokować przepływ krwi.
  6. Wykonaj nacięcie w kształcie klina 1 mm proksymalnie do węzła czaszkowego, aby otworzyć naczynie za pomocą mikronożyczek.
    UWAGA: Mała kropla krwi będzie wskazywać na prawidłowe wykonanie tego kroku.
  7. Ostrożnie wprowadzić cewnik na 10 mm. Rozpocznij rejestrowanie danych cewnika.
    UWAGA: Rozciągnięcie nacięcia za pomocą kleszczy może ułatwić ten proces.
  8. Wyciągnij zacisk naczyniowy. Dodaj 1-2 krople soli fizjologicznej do nacięcia, aby ułatwić ruch cewnika. Kontynuuj wprowadzanie cewnika na około 10 mm. Po przejściu przez węzeł bliższy końcówką czujnika, zapnij węzeł ostrożnie na tyle, aby zapobiec refluksowi krwi wzdłuż cieńszych części cewnika, nie pogarszając ruchu cewnika.
    UWAGA: Rozmiar czujnika na końcówce cewnika zapobiega refluksowi krwi podczas wyjmowania zacisku naczyniowego.
  9. Delikatnie kontynuuj wprowadzanie cewnika, aż analiza ciśnienia wykaże profil ciśnienia tętniczego krwi wskazujący, że cewnik jest umieszczony w aorcie (Rysunek 3A).
    UWAGA: Cewnik docierający do zastawki aortalnej będzie sygnalizowany oporem światła i zsynchronizowanym impulsowo ruchem cewnika.
  10. W przypadku wystąpienia oporu podczas próby przejścia przez zastawkę aortalną, należy cofnąć cewnik o 5 mm i ponownie przesunąć do momentu, gdy cewnikowanie LV zostanie wskazane w zmianie analizy PV, ponieważ ciśnienie rozkurczowe osiągnie 0 - 20 mmHg (Rysunek 3B). Zwróć uwagę na zmiany w monitorowaniu objętości, aby dodatkowo potwierdzić umiejscowienie końcówki czujnika w lewej komorze (Rysunek 3C). Mocniej zapnij węzeł proksymalny, aby zapobiec ruchowi cewnika.

4. Niedokrwienie/Chirurgia reperfuzyjna

  1. Wykonaj nacięcie skóry od mostka ogonowego w kierunku lewej pachy na łączną długość 15 mm. Kontynuuj przygotowanie dwóch warstw mięśni, aż będzie można uwidocznić żebra.
  2. Otwórz klatkę piersiową przez nacięcie między trzecim a czwartym lewym żebrem. Użyj haczyków chirurgicznych, aby uzyskać dostęp do osierdzia. Wytnij osierdzie nad sercem. Przed kontynuowaniem podwiązania LCA odczekaj 30 sekund bez dotykania zwierzęcia, aby zarejestrować dane PV do prawidłowej analizy.
  3. Zlokalizuj LCA pojawiającą się pod lewą małżowiną uszną i opadającą po lewej stronie serca w kierunku wierzchołka. Użyj nici polipropylenowej 6-0, aby owinąć tętnicę pętlą 2 mm pod lewą małżowiną uszną. Umieść małą silikonową rurkę pod pętlą i umieść ciasny węzeł powyżej.
    UWAGA: Dystalny mięsień sercowy zmieniający kolor na szary służy jako kontrola pozytywna dla okluzji LCA6. Operacja I/R powinna być wykonana w ciągu 5 minut niezależnie od prowadzącego operację.
  4. Przeciąć szew o długości 1 mm. Zwolnij haczyki chirurgiczne i ręcznie zamknij warstwy mięśni powyżej nacięcia. Odczekaj 45 minut, stale rejestrując dane PV.
  5. Po 45 minutach ponownie otwórz nacięcie i wyjmij rurkę silikonową, aby wywołać reperfuzję. Rejestruj dane przez kolejne 20 minut.
    UWAGA: Zmiana koloru na czerwony, jak widać przed niedokrwieniem, wskazuje na udaną reperfuzję.

5. Kalibracja

UWAGA: Kalibracja systemu cewnika PV składa się z 4 obowiązkowych kroków, z których dwa muszą być wykonane po pomiarze. Kalibrację należy powtórzyć po każdym eksperymencie, aby zapewnić prawidłowe wyniki.

  1. Przed eksperymentem wykonaj kalibrację ciśnienia i kalibrację przewodności, jak opisano w kroku 1.5.
  2. Wykonaj kalibrację soli fizjologicznej, gdy cewnik jest nadal umieszczony w lewej komorze po zakończeniu samego eksperymentu. Zlokalizuj prawą żyłę szyjną po stronie tętnicy szyjnej w przygotowanym obszarze. Wstrzyknąć 10 μl 25% NaCl wH2O za pomocą strzykawki Hamilton podczas rejestrowania danych.
  3. Oblicz kalibrację za pomocą oprogramowania do akwizycji, podświetlając fazę narastającą na krzywej objętości (Rysunek 5C). Powtórz ten proces w sumie 3 razy. Unikaj utraty krwi po ekstrakcji strzykawki, używając zacisku naczyniowego w celu szybkiego zaciśnięcia nakłucia.
  4. Wykonaj kalibrację objętości, aby skalibrować akwizycję danych objętościowych poprzez analizę znormalizowanych objętości. Pobrać około 500 μl krwi myszy z nakłucia serca za pomocą lekko heparynizowanej strzykawki o pojemności 1 ml (np. 5 μl na 200 IE heparyny). Odciągnij cewnik PV o 10 - 15 mm, aby uniknąć uszkodzenia cewnika.
  5. Wlej uzyskaną krew do wstępnie podgrzanej kuwety kalibracyjnej o temperaturze 37 °C (Rysunek 5A). Unikaj bąbelków, ponieważ może to zakłócić wyniki. Dodaj końcówkę cewnika do każdej studzienki i zapisz dane. Uzyskaj krzywą standardową za pomocą analizy sterowanej przez oprogramowanie (Rysunek 5B). Powtórz ten proces w sumie 3 razy.
  6. Myszy należy poddać eutanazji przez wykrwawienie lub zwichnięcie szyjki macicy, podczas gdy przez cały czas utrzymywane jest wystarczające znieczulenie izofluranem.

6. Analiza danych

  1. Po wykonaniu kroków kalibracji przeprowadź analizę danych sterowaną przez oprogramowanie. W związku z tym zaznacz odpowiednią sekcję (co najmniej dziesięć cykli) w sekcji Analiza przepływu pracy PV i wykonaj analizę linii bazowej. W razie potrzeby wyklucz cykle z odchyleniami spowodowanymi wentylacją lub manipulacją (Rysunek 3D).
  2. Przeprowadzić analizę linii bazowej PV przed przejściem zastawki aortalnej (tylko ciśnienie tętnicze), bezpośrednio przed i po okluzji LCA. Kontynuuj, przeprowadzając analizę wyjściową PV i w odstępach 5 minut podczas niedokrwienia i po reperfuzji. Na zakończenie eksperymentu należy przeprowadzić analizę danych dotyczących ciśnienia po wycofaniu cewnika z lewej komory (ciśnienie tętnicze).
  3. Przeanalizuj co najmniej 10 kolejnych cykli, aby uniknąć błędu próbkowania. W przypadku wystąpienia silnej interferencji uzyskanych wartości z wentylacją można rozważyć przejściowe przerwanie wentylacji na maksymalnie 5 s.
  4. Aby scharakteryzować funkcję LV, należy użyć następujących parametrów, które są obliczane w analizie bazowej (Rysunek 3D):
    1. Objętość wyrzutowa (μl)
    2. Frakcja wyrzutowa: Objętość wyrzutowa / objętość końcoworozkurczowa (%)
    3. Pojemność minutowa serca: objętość wyrzutowa * tętno (μL/min)
    4. Indeks sercowy: Rzut serca / pole powierzchni ciała (μL/(min*cm²)
    5. Praca skokowa: Wewnętrzna powierzchnia krzywej PV (mmHg * μL)
    6. Maksymalne ciśnienie (Pmax); Średnie ciśnienie (Pmean)
    7. max dP/dt (mmHg/s) jako parametr funkcji skurczowej lewej komory
    8. min dP/dt (mmHg/s) jako parametr zgodności z nn
    9. Stała czasowa relaksacji izowolumetrycznej: Tau (ms)

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Po cewnikowaniu LV, odwracalne podwiązanie LCA było wykonywane przez 45 minut, po którym następowała 10 minut reperfuzji. Dane fotowoltaiczne były rejestrowane przez cały czas (Rysunek 1).

Prawidłowe umiejscowienie cewnika PV zostało potwierdzone poprzez uzyskanie charakterystycznego wykresu PV LV (Rysunek 2A). Umieszczenie cewnika LV wykazało typowy zakres ciśnienia komo...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Monitorowanie PV hemodynamiki lewej komory w ostrym zawale mięśnia sercowego służy jako nowatorska metoda oceny in vivo w czasie rzeczywistym wstrząsu kardiogennego i upośledzonej funkcji lewej komory w urazie I/R. Cewnikowanie PV może zapewnić szerokie spektrum parametrów w odniesieniu do funkcji skurczowej i rozkurczowej lewej komory. Oprócz parametrów objętościowych lewej komory zwykle uzyskiwanych za pomocą echokardiografii lub rezonansu magnetycznego (objętość komory, EF, objętość wyrzutowa i pojemność minu...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy podają następujące źródła finansowania: Else Kröner-Fresenius-Stiftung (Tienush Rassaf); Hans and Gertie Fischer Stiftung (Tienush Rassaf), stypendium wydziału medycznego, Uniwersytet Duisburg-Essen, Niemcy (Tienush Rassaf, Lars Michel); Ernst- und Grimmke-Stiftung (Christos Rammos).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Betaisodona LoesungMundipharma4162-1606/89x30mmKuweta kalibracyjna Povidon-Iod
Przyrządy Millar910-1049Kuweta kalibracyjna
Profesjonalna maszynka do strzyżenia włosów ConturaWellaHS-60System do golenia małych zwierząt
Igła Eclipse 27GBDREF 305770Kleszczyki igłowe 27G
FST11203-25, 11069-08, 11616-15, 11506-12, 11051-10Kleszcze chirurgiczne
KleszczeAesculap BraunBN731R, BD 311RKleszcze chirurgiczne
Foris FS2434Eizo0FTD2033Monitor
Strzykawka Hamilton 100 µ l igłaHamilton80621100 i mikro; l strzykawka z igłą
Podgrzewany stół OP dla małych zwierzątAparat Harvarda15001Podgrzewany stół OP
Heparyna-Natrium 25000RatiopharmN68542.04Heparyna
Ketamina 10% 100 mg / mlbela-pharmFS1670041Ketamin
Labchart Pro 8 + moduły ProAD InstrumentsMLS260/8Oprogramowanie do analizy danych PV
LAS EZLeicaOprogramowanie kamery mikroskopowejLAS EZ
Leica IC80 HDKamera mikroskopowaLeicaIC80 HD
Mikroskop Leica M80MikroskopLeicaM80
Głowica cewnika z mikrokońcówkąInstrumenty MillarCewnik PVSPR-839
MiniVentAparat HarvardWentylacja845
Instrumenty MPVS UltraMillarUrządzenie do akwizycji danych cewnika PL3508B48/M
OcteniseptSchü lke20000832-AŚrodek dezynfekujący
Plastipak 1mlPDREF 303172strzykawka 1ml
PowerLab 8/35AD InstrumentsPL3508przetwornik analogowo-cyfrowy
Prolene 6-0EthiconXNEH7814. P31szwów polipropylenowych
FST18200-20retrakcja miejsca chirurgicznego
Seraflex 5-0Nici jedwabneNailaIC108000
Nożyczki małe i mikronożyczkiFST Essen14059-11, 15007-08, 14064-11Nożyczki chirurgiczne
Mała rurkasilikonowa Rurka Reichelt Chemietechnikdo okluzji LCA
Sód ChlorekSigma-AldrichS7653Chlorek sodu
testo 108testo5631080termometr doodbytniczy
Komputer stacjonarny ThinkcentreLenovoPC0EJS2V
Cewnik intubacyjnyVasofix Safety 20GBraun4269110S-01
10MicrosoftKW9-00240System operacyjny
Xylazin 2% Ceva6324464.00.00Chlorowodorek ksylazyny
PV Zestaw do wciągania Komputer Windows

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Sanchis-Gomar, F., Perez-Quilis, C., Leischik, R., Lucia, A. Epidemiology of coronary heart disease and acute coronary syndrome. Annals of Translational Medicine. 4 (13), 256(2016).
  2. Anderson, J. L., Morrow, D. A. Acute Myocardial Infarction. New England Journal of Medicine. 376 (21), 2053-2064 (2017).
  3. McNamara, R. L., et al. Predicting in-hospital mortality in patients with acute myocardial infarction. Journal of the American College of Cardiology. 68 (6), 626-635 (2016).
  4. Kurian, G. A., Rajagopal, R., Vedantham, S., Rajesh, M. The Role of Oxidative Stress in Myocardial Ischemia and Reperfusion Injury and Remodeling: Revisited. Oxidative Medicine and Cellular Longevity. , (2016).
  5. Turer, A. T., Hill, J. A. Pathogenesis of myocardial ischemia-reperfusion injury and rationale for therapy. American Journal of Cardiology. 106 (3), 360-368 (2010).
  6. Totzeck, M., Hendgen-Cotta, U. B., French, B. A., Rassaf, T. A practical approach to remote ischemic preconditioning and ischemic preconditioning against myocardial ischemia/reperfusion injury. Journal of Biological Methods. 3 (4), (2016).
  7. Respress, J. L., Wehrens, X. H. Transthoracic echocardiography in mice. Journal of Visualized Experiments. (39), (2010).
  8. Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Batkai, S., Kass, D. A. Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats. Nature Protocols. 3 (9), 1422-1434 (2008).
  9. Zhang, B., Davis, J. P., Ziolo, M. T. Cardiac catheterization in mice to measure the pressure volume relationship: Investigating the Bowditch effect. Journal of Visualized Experiments. (100), e52618(2015).
  10. Rossello, X., Hall, A. R., Bell, R. M., Yellon, D. M. Characterization of the Langendorff perfused isolated mouse heart model of global ischemia-reperfusion injury: Impact of ischemia and reperfusion length on infarct size and LDH release. Journal of Cardiovascular Pharmacology and Therapeutics. 21 (3), 286-295 (2016).
  11. Task Force on the management of ST-segment elevation acute myocardial infarction of the European Society of Cardiology (ESC). ESC Guidelines for the management of acute myocardial infarction in patients presenting with ST-segment elevation. European Heart Journal. 33 (20), 2569-2619 (2012).
  12. Shigemitsu, O., et al. Acute myocardial infarction due to left main coronary artery occlusion. Therapeutic strategy. Japanese Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 50 (4), 146-151 (2002).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Kaniulacja lewej komorypodwi zanie t tnicy wie cowejniedokrwienie i reperfuzjacharakterystyka hemodynamicznamodel myszymonitorowanie w czasie rzeczywistymanaliza funkcji sercalewa g wna t tnica wie cowa

Powiązane artykuły