Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Indukcja zespołu nerczycowego u myszy przez zagałkowe wstrzyknięcie doksorubicyny i zapobieganie utrzymaniu objętości przez aprotyninę o przedłużonym uwalnianiu

8.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/57642

⸱

6 maja 2018

 , 
1Department of Internal Medicine, Division of Endocrinology, Diabetology, Vascular Disease, Nephrology and Clinical Chemistry, University Hospital Tübingen, 2Institute of Diabetes Research and Metabolic Diseases (IDM) of the Helmholtz Center Munich, University Tübingen, 3German Center for Diabetes Research (DZD), University Tübingen

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj opisujemy indukcję eksperymentalnego zespołu nerczycowego u myszy 129S1/SvImJ poprzez szybkie retrogałkowe wstrzyknięcie doksorubicyny. Leczymy również myszy z nerczycami granulkami o przedłużonym uwalnianiu zawierającymi aprotyninę, aby zahamować aktywność proteazy serynowej w moczu i zapobiec zatrzymywaniu sodu.

Streszczenie

Zespół nerczycowy jest najbardziej ekstremalnym przejawem białkomoczowej choroby nerek i charakteryzuje się ciężkim białkomoczem, hipoalbuminemią i obrzękiem spowodowanym zatrzymywaniem sodu i hiperlipidemią. Aby zbadać patofizjologię tego zespołu, opracowano modele gryzoni oparte na wstrzyknięciu substancji toksycznych, takich jak doksorubicyna, powodujących uszkodzenie podocytów. U myszy tylko kilka szczepów jest podatnych na ten model. U myszy typu dzikiego 129S1 / SvImJ podanie doksorubicyny w szybkim wstrzyknięciu dożylnym do zatoki zagałkowej wywołuje eksperymentalny zespół nerczycowy, który obejmuje wszystkie objawy choroby człowieka, w tym retencję sodu i obrzęk. Po wystąpieniu białkomoczu myszy wykazują zwiększoną aktywność proteazy serynowej w moczu, co prowadzi do aktywacji nabłonkowego kanału sodowego (ENaC) i zatrzymywania sodu. Farmakologiczne hamowanie proteaz serynowych w moczu przez leczenie aprotyniną o przedłużonym uwalnianiu znosi aktywację ENaC i zapobiega zatrzymywaniu sodu. Model ten jest idealny do badania patofizjologii proteasurii, tj. wydalania aktywnych proteaz serynowych, które powodują aktywację ENaC przez proteolizę jej podjednostki γ. Można to uznać za główny mechanizm aktywacji ENaC i zatrzymywania sodu w białkomoczowej chorobie nerek.

Wprowadzenie

Zespół nerczycowy charakteryzuje się ciężkim białkomoczem, hipoalbuminemią, obrzękiem i hiperlipidemią i może być uważany za najbardziej ekstremalny przejaw białkomoczowej choroby nerek. U gryzoni eksperymentalny zespół nerczycowy może być wywołany przez pojedyncze wstrzyknięcie antracyklin lub puromycyny, co prowadzi do uszkodzenia podocytów i przypomina ludzką chorobę minimalnych zmian i ogniskowe segmentalne stwardnienie kłębuszków nerkowych (FSGS)1. Po jego pierwszym opisie w 1955 roku przez Frenka i wsp. 2, neroza nukleozydów puromycyny (PAN) u szczurów stała się standardowym modelem do badania patofizjologii zespołu nerczycowego w licznych badaniach3,4,5,6. U myszy odpowiedni model może być indukowany przez antracyklinę doksorubicynę7. Istnieje jednak silna zależność od szczepu, która jest genetycznie determinowana przez co najmniej dwa loci genetyczne 8. Ponadto istnieją różnice w odpowiedzi białkomoczowej i przebiegu zespołu nerczycowego9,10. Wykorzystując myszy 129S1/SvImJ i szybkie dożylne wstrzyknięcie doksorubicyny przez zatokę zagałkową, odpowiedzi białkomoczu osiągają wartości wystarczające do wywołania typowych cech zespołu nerczycowego, w szczególności zatrzymania objętości charakteryzującego się wodobrzuszem i prawie bezsodowym moczem 7. Przypuszcza się, że retencja sodu w eksperymentalnym zespole nerczycowym jest wynikiem aktywacji nabłonkowego kanału sodowego (ENaC) w kanaliku dystalnym przez nieprawidłowo przefiltrowane proteazy serynowe, takie jak plazmina, powodujące proteolizę jej podjednostki γ4,11,12. Ostatnio koncepcja ta została udowodniona na myszach nerczycowych, które były chronione przed proteolityczną aktywacją ENaC i zatrzymywaniem sodu poprzez leczenie inhibitorem proteazy serynowej aprotyniną, który był równie skuteczny jak bloker ENaC amiloryd13. Aby zapewnić ciągłe dostarczanie do dystalnego kanalika, aprotyninę podawano za pomocą podskórnie wstrzykiwanych granulek o przedłużonym uwalnianiu. Potrzebne są dalsze badania w celu zidentyfikowania proteaz serynowych, które są odpowiedzialne za proteolityczną aktywację ENaC w zespole nerczycowym, który, jak się uważa, jest równoległy do sytuacji człowieka. W tym celu zespół nerczycowy wywołany doksorubicyną jest cennym modelem, który można zastosować u myszy typu dzikiego lub rozszerzyć na myszy modyfikowane genetycznie. Jego zalety to niski koszt leku, mniejsza złożoność leczenia i dobra odtwarzalność14.

W tym artykule pokazujemy indukcję eksperymentalnego zespołu nerczycowego poprzez szybkie dożylne wstrzyknięcie doksorubicyny do zatoki zagałkowej i wszczepienie granulek o przedłużonym uwalnianiu zawierających aprotyninę w celu zahamowania aktywności proteazy seryny w moczu, mierzonej testem chromogennym.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie metody zostały przeprowadzone zgodnie z Przewodnikiem Narodowych Instytutów Zdrowia dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych oraz niemieckim prawem dotyczącym dobrostanu zwierząt, a także zostały zatwierdzone przez lokalne władze (Regierungspräsidium Tübingen).

1. Indukcja eksperymentalnego zespołu nerczycowego przez wstrzyknięcie doksorubicyny do zatoki pozagałkowej

  1. Przygotuj strzykawkę o pojemności 0,5 ml z zamontowaną kaniulą 30G, zaznaczając pozycję zatrzymania tłoka.
  2. Obliczyć objętość wstrzyknięcia doksorubicyny dla samców (7,25 μl/g masy ciała (m.c.) równej 14,5 μg/g m.c. doksorubicyny) i samic myszy (6,9 μl/g m.c. r. 13,8 μg/g m.c. doksorubicyny) w zależności od masy ciała od rana.
    UWAGA: Podana dawka jest odpowiednia do indukcji zespołu nerczycowego. Niewielkie zmiany w dawkowaniu prowadzą do istotnego odmiennego przebiegu nefropatii, począwszy od łagodnej przewlekłej choroby nerek z niewielkimi zmianami współczynnika filtracji kłębuszkowej (12,6 μg/g m.c. doksorubicyny) do ostrej niewydolności nerek (15,4 μg/g m.c. doksorubicyny)7,15.
  3. Obliczoną ilość roztworu doksorubicyny (2 μg/μl) podgrzać w ciepłej komorze o temperaturze 37 °C.
    Uwaga: Doksorubicyna jest szkodliwa po połknięciu i może powodować raka. Podczas pracy z doksorubicyną należy zawsze nosić rękawice i unikać kontaktu ze skórą.
  4. Napełnij strzykawkę roztworem doksorubicyny do punktu znakowania i ustaw równowagę na zero. Napełnić strzykawkę objętością wstrzyknięcia i sprawdzić objętość, ważąc strzykawkę.
  5. Głęboko narkotyzuj mysz izofluranem o stężeniu 5% obj. za pomocą parownika i przepływu tlenu 2 l/min.
    1. Nie należy stosować maści na oczy przed wstrzyknięciem. Operator potrzebuje wyraźnego widoku jamy oczodołu, aby wykonać bezpieczne i udane wstrzyknięcie zagałkowe.
    2. Ocenić poziom znieczulenia za pomocą odruchu pedałowania i w razie potrzeby dostosować podawanie środka znieczulającego przed rozpoczęciem wstrzykiwania.
  6. Umieść mysz w pozycji leżącej po prawej stronie, tyłem skierowanym do ciała operatora, a głową skierowaną w stronę ręki operatora do wstrzykiwania.
    UWAGA: Procedura jest opisana dla osoby praworęcznej, dla osób leworęcznych wykonujących iniekcję lewą ręką łatwiej jest wykonać pozycję i wstrzyknięcie odwrócone od prawej do lewej.
  7. Ostrożnie wystaw lewą gałkę oczną myszy z oczodołu, delikatnie uciskając skórę, grzbietową i brzuszną do oka.
  8. Nakłuć lewą zatokę zagałkową od wewnętrznego kąta oka (spoidło przyśrodkowe powiekowe). Unikaj kontaktu z gałką oczną myszy.
  9. Lekko przechylić strzykawkę i wstrzyknąć całą objętość za jednym razem. Upewnij się, że objętość została wstrzyknięta bez żadnego oporu i bez żadnych oznak wynaczynienia, takich jak wytrzeszcz lub wyciek z miejsca wstrzyknięcia.
  10. Ponieważ doksorubicyna jest substancją wysoce toksyczną, sprawdzaj samopoczucie co najmniej raz dziennie, korzystając z arkusza wyników według Mortona i Griffithsa i wsp.16 i zwrócić szczególną uwagę na miejsce wstrzyknięcia. Jeśli po wstrzyknięciu lub w kolejnych dniach wystąpią jakiekolwiek oznaki wynaczynienia, takie jak wytrzeszcz, upośledzone zamykanie powiek lub jakiekolwiek oznaki martwicy, takie jak obrzęk lub zmiany skórne, mysz powinna zostać poddana eutanazji.

2. Implantacja granulek o przedłużonym uwalnianiu zawierających aprotyninę

  1. Zamów z wyprzedzeniem granulki z żądaną dawką dziennie i czasem uwalniania. W przypadku aprotyniny należy wybrać dawkę 1 mg na dobę, która będzie uwalniana przez 10 dni.
    UWAGA: W tym badaniu granulki aprotyniny zawierają dawkę 10 mg.
    1. Przechowuj granulki w suchych warunkach i unikaj narażenia na wilgoć.
  2. Przygotuj wymagane przedmioty do zabiegu, w tym nożyczki do włosów, nożyczki do przygotowania skóry, skalpel, pęsetę chirurgiczną, dwie pary pęset tkankowych, uchwyt na igłę i niewchłanialny szew monofile 15 cm.
    1. Sterylizować narzędzia za pomocą sterylizatora termicznego przez 5 minut w temperaturze 240 °C. Przed użyciem przyrządów odczekaj 5 minut, aż osiągną temperaturę pokojową.
      1. Unikaj kontaktu wysterylizowanych końcówek narzędzi z niesterylnymi powierzchniami.
      2. Unikaj oparzeń skóry gorącymi narzędziami.
  3. Nanieczyścić mysz izofluranem 5% obj., a następnie 1,5% obj., używając parownika i przepływu tlenu 2 l/min.
  4. Umieść mysz w pozycji leżącej na urządzeniu grzewczym pokrytym warstwą gazy, aby uniknąć obrażeń termicznych myszy. Temperatura powierzchni wynosi około 37 °C.
  5. Chronić oczy maścią.
  6. Usuń włosy na środku pleców na obszarze około 0,5cm2 za pomocą nożyczek lub trymera do włosów i zdezynfekuj bezwłosą skórę środkiem dezynfekującym odpowiednim do dezynfekcji skóry. Usuń jak najmniej włosów, aby myszy trudniej było dotrzeć do rany i późniejszych końców nici oraz utrzymać temperaturę ciała.
  7. Naciąć bezwłosą skórę skalpelem w kierunku czaszkowo-ogonowym na długości około 5 mm. Przygotować lewy boczny woreczek o głębokości około 1 cm w podskórnej tkance łącznej za pomocą preparatu.
    1. Oceń poziom znieczulenia za pomocą odruchu pedałowania i w razie potrzeby dostosuj podanie znieczulenia przed rozpoczęciem operacji.
  8. Wprowadzić jedną 10-dniową osadkę o uwalnianiu do przygotowanej lewej bocznej torebki za pomocą sterylnej pęsety do tkanek. Pozostawić granulat na dnie woreczka w pozycji płaskiej.
    1. Unikać kontaktu granulatu z płynem i wilgocią do momentu umieszczenia go w przygotowanej torebce.
  9. Zamknij skórę 2-3 szwami. Pozostaw tylko bardzo krótkie końce nici, aby utrudnić myszy otwieranie szwów przez gryzienie.
  10. Myszy należy umieszczać pojedynczo, aby zmniejszyć niepokój pooperacyjny i zapobiec otwieraniu szwów przez gryzienie. Trzymaj mysz w zasięgu wzroku, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności po narkozie.
    UWAGA: Nie ma potrzeby leczenia bólu pooperacyjnego, ponieważ ta interwencja jest dobrze tolerowana bez żadnych oznak dyskomfortu lub bólu. Alternatywnie zalecamy miejscowe leki przeciwbólowe, np. kroplę bupiwakainy na nacięcie przed zamknięciem, które zapewnią do 8 godzin znieczulenia.

3. Ocena indukcji modelu, oznaki zespołu nerczycowego i dobre samopoczucie

  1. Zbieraj poranny mocz (08:00) do kubka reakcyjnego (1,5 ml) codziennie od dnia wstrzyknięcia, masując pęcherz.
    1. Zmierz białkomocz za pomocą testu białka Bradforda i znormalizuj do kreatyniny.
      UWAGA: W celu indukcji zespołu nerczycowego białkomocz powinien osiągnąć próg 120 mg/mg kreatyniny między 7 a 10 dniem po wstrzyknięciu doksorubicyny.
  2. Zwróć uwagę na rozwój wodobrzusza. Sprawdź, czy nie ma zwiększenia obwodu brzucha lub zwisających boków.
  3. Waż mysz, granulki jedzenia i butelkę z piciem rano (08:00) każdego dnia.
  4. Sprawdzaj samopoczucie co najmniej raz dziennie, korzystając z arkusza wyników według Mortona i Griffithsa i wsp. 16

4. Pomiar proteazy serynowej w moczu za pomocą testu chromogennego

  1. Przygotować roztwór roboczy substratu, dodając 15 ml sterylnego roztworu soli fizjologicznej buforowanej fosforanem (PBS) do butelki z 25 mg liofilizowanego substratu chromogennego S-2251, otrzymując stężenie 2 mM. Rozpuścić aprotyninę w PBS, aby otrzymać roztwór aprotyniny o stężeniu 2 mg/ml.
    1. Przygotowane roztwory przechowywać w temperaturze -20 °C. To znacznie spowalnia autodegradację S-2251. Nie używaj starych roztworów o mocnym odcieniu żółtego.
  2. Użyj świeżo przygotowanego lub rozmrożonego roztworu roboczego podłoża i ogrzej go w komorze grzewczej o temperaturze 37 °C.
  3. Rozmrozić próbki moczu w temperaturze pokojowej.
    1. Zapobiegaj degradacji proteazy, unikając wielokrotnego rozmrażania i zamrażania. Próbki moczu należy przechowywać w temperaturze -20 °C.
  4. Użyj płytki mikrodołkowej 96 odpowiedniej do pomiarów fotometrycznych. Dodać 3 μl nierozcieńczonego moczu do każdej z dwóch studzienek i dodać 50 μl roztworu roboczego substratu z 3 μl roztworu PBS lub roztworu aprotyniny do studzienek. Przykryj płytkę uszczelniaczem do płyt.
  5. Inkubować przykrytą płytkę mikrodołkową przez 60 minut w komorze grzewczej o temperaturze 37 °C.
  6. Zmierzyć gęstość optyczną każdej studzienki przy długości fali 450 nm za pomocą czytnika mikropłytek.
  7. Weźmy pod uwagę różnicę między OD bez aprotyniny a aprotyniną jako aktywność proteazy serynowej wrażliwej na aprotyninę w moczu.
    UWAGA: Pomiar sparowanej próbki z aprotyniną i bez aprotyniny zwiększa swoistość testu, ponieważ substrat może być również rozszczepiony przez inne proteazy, które nie odgrywają patofizjologicznej roli.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Po indukcji narkozy izofluranem, doksorubicynę wstrzyknięto szybko przez lewy zatokę zaoczodołową. Całą objętość 7,25 µL/g masy ciała wstrzyknięto bez oporu i ekstrawasacji, co potwierdziło prawidłowe położenie kaniuli w naczyniu żylnym. Mysz szybko wybudziła się z narkozy i nie wykazywała żadnych zaburzeń w tym dniu ani później. W szczególności nie stwierdzono oznak uszkodzenia lewego oka. Po wstrzyknięciu doksorubicyny spożycie pokarmu i płynów spadło w ciągu pierwszych 3 dni z powodu o...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Tutaj pokazujemy, że wstrzyknięcie doksorubicyny przez wstrzyknięcie do zatoki zagałkowej indukuje eksperymentalny zespół nerczycowy u myszy 129S1 / SvImJ z białkomoczem, retencją sodu, hipoalbumenią i hiperlipidemią. Istnieją jednak dwie krytyczne kwestie, które należy wziąć pod uwagę podczas korzystania z tego modelu. Po pierwsze, indukcja modelu jest ściśle zależna od dawki, a odchylenia dawki doksorubicyny tak małe jak 0,3 μg/g wpływają na odpowiedź myszy15. Po wstrzyknięciu mniejszej dawki, t...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

To badanie zostało wsparte grantem z Niemieckiej Fundacji Badawczej (DFG, AR 1092/2-1).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
supplies
BD Micro FINE + U-40 (0,30 mm x 8 mm)BD Deutschland GmbH, Heidelberg, NiemcyPZN: 07468060strzykawka
ETHILON*II (5/0, 16 mm, 3/8c, 45 cm)Johnson& Johnson Medical GmbH, Ethicon Deutschland, Norderstedt, Niemcy)EH7823Hszyć
NazwaFirmaNumer katalogowyUwagi
odczynniki
aprotinin (6000 KIU/mg)LOXO, Heidelberg, NiemcyCAS 9087-70-1
Bepanthen, Augen- und NasensalbeBayer Vital GmbH, Leverkusen, NiemcyPZN: 1578681maść
Chromogenix S-2251HAEMOCHROM DIAGNOSTICA GmbH, Essen, Niemcy82 0332 39chromogenny substrat
doksorubicyna (2.0 &mikro; g/&mikro; L)Cell Pharm, Bad Vilbel, NiemcyCAS 25316-40-9doksorubicyna
izofluran CP (1 ml / ml)CP-Pharma, Burgdorf, NiemcyCAS 26675-46-7izofluranu
z matrycą o przedłużonym uwalnianiu (wykonane na zamówienie)Innowacyjne badania Ameryki, Sarasota, FLX-999pelety
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
>equipment
ELx808 Czytnik mikropłytek absorbancyjnychBioTek, Bad Friedrichshall, NiemcyCzytnik mikropłytekELx808
MICROSTERIL - 436B.M.S., Trescore Balneario, WłochySterylizator GAL/436
Piec do hybrydyzacji/ shakerGE Healthcare UK Limited, Amersham LIFE SCIENCE, Little Chalfont, Wielka BrytaniaRPN 2511komora grzewcza
Thermo MAT Pro 10 W, 15x25 cm, Lucky ReptileImport Export Peter Hoch GmbH, Waldkirch, Niemcy61201urządzenie do ogrzewania myszy
granulki

Bibliografia

  1. Lee, V. W., Harris, D. C. Adriamycin nephropathy: a model of focal segmental glomerulosclerosis. Nephrology (Carlton). 16 (1), 30-38 (2011).
  2. Frenk, S., Antonowicz, I., Craig, J. M., Metcoff, J. Experimental nephrotic syndrome induced in rats by aminonucleoside; renal lesions and body electrolyte composition. Proc Soc Exp Biol Med. 89 (3), 424-427 (1955).
  3. Ichikawa, I., et al. Role for intrarenal mechanisms in the impaired salt excretion of experimental nephrotic syndrome. J Clin Invest. 71, (1983).
  4. Deschenes, G., Wittner, M., Stefano, A., Jounier, S., Doucet, A. Collecting duct is a site of sodium retention in PAN nephrosis: a rationale for amiloride therapy. J Am Soc Nephrol. 12 (3), 598-601 (2001).
  5. Lourdel, S., et al. Hyperaldosteronemia and activation of the epithelial sodium channel are not required for sodium retention in puromycin-induced nephrosis. J Am Soc Nephrol. 16 (12), 3642-3650 (2005).
  6. Seigneux, S., Kim, S. W., Hemmingsen, S. C., Frokiaer, J., Nielsen, S. Increased expression but not targeting of ENaC in adrenalectomized rats with PAN-induced nephrotic syndrome. Am J Physiol Renal Physiol. 291 (1), F208-F217 (2006).
  7. Artunc, F., et al. Serum- and glucocorticoid-inducible kinase 1 in doxorubicin-induced nephrotic syndrome. Am J Physiol Renal Physiol. 295 (6), F1624-F1634 (2008).
  8. Zheng, Z., et al. A Mendelian locus on chromosome 16 determines susceptibility to doxorubicin nephropathy in the mouse. Proc Natl Acad Sci U S A. 102 (7), 2502-2507 (2005).
  9. Kimura, M., et al. Interstrain differences in murine daunomycin-induced nephrosis. Nephron. 63 (2), 193-198 (1993).
  10. Wang, Y., Wang, Y. P., Tay, Y. C., Harris, D. C. Progressive adriamycin nephropathy in mice: sequence of histologic and immunohistochemical events. Kidney Int. 58 (4), 1797-1804 (2000).
  11. Svenningsen, P., et al. Plasmin in nephrotic urine activates the epithelial sodium channel. Journal of the American Society of Nephrology : JASN. 20 (2), 299-310 (2009).
  12. Passero, C. J., Hughey, R. P., Kleyman, T. R. New role for plasmin in sodium homeostasis. Curr Opin Nephrol Hypertens. 19 (1), 13-19 (2010).
  13. Bohnert, B. N., et al. Aprotinin prevents proteolytic epithelial sodium channel (ENaC) activation and volume retention in nephrotic syndrome. Kidney Int. 93 (1), 159-172 (2018).
  14. Pippin, J. W., et al. Inducible rodent models of acquired podocyte diseases. Am J Physiol Renal Physiol. 296 (2), F213-F229 (2009).
  15. Bohnert, B. N., et al. Impact of phosphorus restriction and vitamin D-substitution on secondary hyperparathyroidism in a proteinuric mouse model. Kidney Blood Press Res. 40 (2), 153-165 (2015).
  16. Morton, D. B., Griffiths, P. H. Guidelines on the recognition of pain, distress and discomfort in experimental animals and an hypothesis for assessment. Vet Rec. 116 (16), 431-436 (1985).
  17. Beath, S. M., et al. Plasma aprotinin concentrations during cardiac surgery: full- versus half-dose regimens. Anesth Analg. 91 (2), 257-264 (2000).
  18. Kanter, P. M., et al. Preclinical toxicology study of liposome encapsulated doxorubicin (TLC D-99): comparison with doxorubicin and empty liposomes in mice and dogs. In Vivo. 7 (1), 85-95 (1993).
  19. Ma, L. J., Fogo, A. B. Model of robust induction of glomerulosclerosis in mice: importance of genetic background. Kidney Int. 64 (1), 350-355 (2003).
  20. Kren, S., Hostetter, T. H. The course of the remnant kidney model in mice. Kidney Int. 56 (1), 333-337 (1999).
  21. Mizuno-Horikawa, Y., Mizuno, S., Tamura, S., Kurosawa, T. Advanced glomerulosclerosis is reversible in nephrotic mice. Biochem Biophys Res Commun. 284 (3), 707-713 (2001).
  22. Friberger, P. Chromogenic peptide substrates. Their use for the assay of factors in the fibrinolytic and the plasma kallikrein-kinin systems. Scand J Clin Lab Invest Suppl. 162, 1-298 (1982).
  23. Haerteis, S., et al. Plasma kallikrein activates the epithelial sodium channel in vitro but is not essential for volume retention in nephrotic mice. Acta Physiologica. , (2018).
  24. Schork, A., et al. Association of Plasminuria with Overhydration in Patients with CKD. Clin J Am Soc Nephrol. 11 (5), 761-769 (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Wstrzyknięcie doksorubicynyzatoka zaocznamocznikowa serynowa proteazakanał sodowy nabłonkowytest proteazuriiretencja sodumodel mysiprzewlekła choroba nerek
Indukcja zespołu nerczycowego u myszy przez zagałkowe wstrzyknięcie doksorubicyny i zapobieganie utrzymaniu objętości przez aprotyninę o przedłużonym uwalnianiu
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.