Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Mikroskopia fluorescencyjna z arkuszem świetlnym do badania mysiego serca

8.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/57769

⸱

15 września 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Bioengineering, University of California Los Angeles, 2Department of Bioengineering, University of Texas at Arlington, 3School of Optical and Electronic Information, Huazhong University of Science and Technology, 4Department of Biomedical Engineering, OSHU

W tym artykule

Podsumowanie

To badanie wykorzystuje technikę mikroskopii fluorescencyjnej z dwustronnym oświetleniem (LSFM) w połączeniu z oczyszczaniem optycznym do badania mysiego serca.

Streszczenie

Mikroskopia fluorescencyjna z arkuszami świetlnymi jest szeroko stosowana do szybkiego pozyskiwania obrazów z wysoką rozdzielczością osiową od mikrometra do milimetra. Tradycyjne techniki arkuszy świetlnych polegają na użyciu pojedynczej wiązki świetlnej skierowanej prostopadle na tkankę próbki. Obrazy dużych próbek, które są wytwarzane przy użyciu pojedynczej wiązki oświetlenia, zawierają paski lub artefakty i mają zmniejszoną rozdzielczość z powodu rozpraszania i absorpcji światła przez tkankę. W tym badaniu wykorzystano dwustronną wiązkę świetlną i uproszczoną technikę optycznego oczyszczania CLARITY dla mysiego serca. Techniki te pozwalają na głębsze obrazowanie poprzez usunięcie lipidów z serca i wytwarzają duże pole obrazowania, większe niż 10 x 10 x 10 mm3. W rezultacie, strategia ta umożliwia nam ilościowe określenie wymiarów komór, śledzenie linii serca i zlokalizowanie przestrzennego rozkładu białek i kanałów jonowych specyficznych dla serca serca od serca myszy po urodzeniu do serca dorosłego z wystarczającym kontrastem i rozdzielczością.

Wprowadzenie

Mikroskopia fluorescencyjna z użyciem arkuszy świetlnych była techniką opracowaną po raz pierwszy w 1903 roku i jest obecnie używana jako metoda do badania ekspresji genów, a także do tworzenia modeli 3D lub 4-D próbek tkanek1,2,3. Ta metoda obrazowania wykorzystuje cienki arkusz światła do oświetlenia pojedynczej płaszczyzny próbki, tak aby tylko ta płaszczyzna została uchwycona przez detektor. Próbka może być następnie przesuwana w kierunku osiowym, aby uchwycić każdą warstwę, sekcja po sekcji, i renderować model 3D po przetworzeniu końcowym uzyskanych obrazów4. Jednak ze względu na absorpcję i rozpraszanie fotonów, LSFM został ograniczony do próbek, które mają albo kilka mikronów grubości, albo są optycznie przezroczyste1.

Ograniczenia LSFM doprowadziły do obszernych badań organizmów, które mają tkanki optycznie przezroczyste, takich jak danio pręgowany. Badania dotyczące rozwoju i różnicowania serca są często prowadzone na danio pręgowanym, ponieważ istnieją konserwatywne geny między ludźmi a danio pręgowanym5,6. Chociaż badania te doprowadziły do postępów w badaniach kardiologicznych związanych z kardiomiopatiami6,7, nadal istnieje potrzeba przeprowadzenia podobnych badań na organizmach wyższego poziomu, takich jak ssaki.

Tkanka serca ssaków stanowi wyzwanie ze względu na grubość i nieprzezroczystość tkanki, absorpcję przez hemoglobinę w czerwonych krwinkach oraz paski, które powstają w wyniku jednostronnego oświetlenia próbki tradycyjnymi metodami LSFM1,8. Aby zrekompensować te ograniczenia, zaproponowaliśmy zastosowanie dwustronnego oświetlenia i uproszczonej wersji techniki CLARITY9 w połączeniu z roztworem do dopasowywania współczynnika załamania światła (RIMS). W związku z tym system ten pozwala na obrazowanie próbki o wymiarach większych niż 10 x 10 x 10 mm3 przy zachowaniu dobrej jakości rozdzielczości w płaszczyźnie osiowej i bocznej8.

Ten system został najpierw skalibrowany za pomocą koralików fluorescencyjnych ułożonych w różnych konfiguracjach w szklanych rurkach. Następnie system wykorzystano do obrazowania poporodowych i dorosłych serc mysich. Po pierwsze, pourodzeniowe serce myszy zostało zobrazowane po 7 dniach (P7), aby ujawnić jamę komorową, grubość ściany komory, struktury zastawki i obecność beleczkowania. Po drugie, przeprowadzono badanie w celu zidentyfikowania komórek, które różnicowałyby się w kardiomiocyty przy użyciu pourodzeniowego serca myszy w ciągu 1 dnia (P1) z kardiomiocytami znakowanymi Cre i żółtym białkiem fluorescencyjnym (YFP). Wreszcie, dorosłe myszy w wieku 7,5 miesiąca zostały zobrazowane, aby zaobserwować obecność nerkowych zewnętrznych kanałów potasowych rdzenia (ROMK) po terapii genowej8.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury związane z wykorzystaniem zwierząt zostały zatwierdzone przez Instytucjonalne Komisje Rewizyjne (IACUC) na Uniwersytecie Kalifornijskim w Los Angeles, Kalifornia.

1. Ustawienia systemu obrazowania

Uwaga: Zobacz Rysunek 1 i Rysunek 2.

  1. Pobierz laser o fali ciągłej (CW) o 3 długościach fal: 405 nm, 473 nm i 532 nm. Umieść 2 lustra (M1 i M2) w odległości 150 mm od siebie i wyrównaj je z ich płaszczyznami lustra pod kątem 45° do wiązki.
    Uwaga: Ten krok jest wykonywany w celu przekierowania lasera z dala od konfiguracji dwustronnego oświetlenia. Wynikowa belka będzie w tym samym kierunku co belka początkowa.
  2. Przepuść wiązkę przez przysłonę/otwór irysowy (PH) o średnicy 25 mm, filtr o neutralnej gęstości (NDF) o średnicy 50 mm o zakresie gęstości optycznej 0 - 4,0, ekspander wiązki (BE), szczelinę 30 mm (S) o szerokości ~0 - 6 mm i lustro (M3), wszystkie umieszczone w odległości 150 mm od siebie. Umieść lustro tak, aby jego płaszczyzna lustra znajdowała się pod kątem 45° do wiązki.
  3. Przeprowadź wiązkę przez rozdzielacz wiązki 50:50 umieszczony w odległości 150 mm od M3. Umieść lustro (M6) w odległości 150 mm od rozdzielacza wiązki i ustaw je tak, aby jego płaszczyzna lustra znajdowała się pod kątem 45° w stosunku do wiązki emitowanej w kierunku do przodu. Użyj odbitej wiązki, aby uformować jedną stronę arkusza świetlnego z podwójnym oświetleniem.
  4. Umieść lustro (M4) w odległości 150 mm od rozdzielacza wiązki i ustaw je tak, aby jego płaszczyzna lustra znajdowała się pod kątem 45° w stosunku do wiązki, która została wyemitowana pod kątem 90° od rozdzielacza wiązki. Umieścić drugie lustro (M5) w odległości 150 mm od M4 i ustawić je tak, aby jego płaszczyzna lustra znajdowała się pod kątem 45° w stosunku do wiązki odbitej od M6. Użyj wiązki emitowanej przez M5, aby uformować drugą stronę arkusza świetlnego z podwójnym oświetleniem.
  5. Ustaw system oświetlenia dwustronnego w sposób symetryczny (patrz Rysunek 1). Umieść jedną soczewkę cylindryczną (CL1) [średnica (d) = 1 cal; ogniskowa (f) = 50 mm] 150 mm w linii wiązki emitowanej z M5 z jednej strony, a drugą identyczną soczewkę cylindryczną (CL2) 150 mm w linii z wiązką emitowaną z M6 po drugiej stronie układu z podwójnym oświetleniem. Umieść 2 lustra (M7 i M8) każde w jednej linii z soczewkami cylindrycznymi w odległości 50 mm, aby odbijać wiązkę pod kątem 90°.
  6. Utwórz achromatyczny dublet z pary soczewek. Umieść pierwszą soczewkę, L1 (d = 1 cal; f = 100 mm), 100 mm od M7, a drugą soczewkę, L2 (d = 1 cal; f = 60 mm), 160 mm od L1. Powtórz to po drugiej stronie podwójnego oświetlenia z identycznymi soczewkami (L3, L4) umieszczonymi w tej samej odległości od M8.
  7. Umieść lustra M9 i M10 w odległości 60 mm od soczewek L2 i L4 i w jednej linii z wiązką. Umieść obiektywy oświetlające OL1 i OL2 (d = 2 cale; f = 150 mm), 150 mm od M9 i M10 i w jednej linii z wiązką. Wiązka emitowana przez obiektywy tworzy arkusz świetlny do obrazowania próbek.
  8. Użyj drukarki 3D, aby wydrukować uchwyt próbki z akrylonitrylu butadienu i styrenu (ABS). Osadź kawałek szkła nakrywkowego [współczynnik załamania światła (RI) = 1,4745] z każdej strony komory, prostopadle do wiązki świetlnej, aby zminimalizować niedopasowanie współczynnika załamania. Równomiernie umieść komorę pomiędzy wiązkami emitowanymi przez soczewki obiektywu.
  9. Zainstaluj mikroskop stereoskopowy z obiektywem o powiększeniu 1X i naukową kamerą z komplementarnym półprzewodnikiem tlenku metalu (sCMOS) prostopadłą do płaszczyzny oświetlenia (patrz Rysunek 2).

2. Kalibracja systemu obrazowania

  1. Pobierz fluorescencyjne kulki polistyrenowe o średnicy 0,53 μm.
  2. Przygotować próbkę kulki fluorescencyjnej, rozcieńczając roztwór kulki w roztworze dopasowującym współczynnik załamania światła (RIMS) z 1% agarozą o niskiej temperaturze topliwości do 1:150 000. Wyciąć kawałek rurki ze szkła borokrzemianowego o średnicy wewnętrznej 12 mm i średnicy zewnętrznej 18 mm na długość 30 mm.
    Uwaga: Rurka ze szkła borokrzemianowego służy do dopasowania współczynnika załamania światła (1,47).
  3. Wymieszać rozcieńczoną próbkę kulki z 1% agarozą i odpipetować roztwór kulki/agarozy do rurki borokrzemianowej. Pozostawić agarozę do zestalenia się w temperaturze pokojowej (23 °C).
  4. Napełnij komorę ABS (od kroku 1.7) 99,5% roztworem glicerolu. Umieść rurkę ze szkła borokrzemianowego zawierającą koraliki w komorze. Umieść komorę ABS w systemie obrazowania tak, aby znajdowała się w środku wiązki Gaussa utworzonej przez system podwójnego oświetlenia.
  5. Podłącz zmotoryzowany stolik translacyjny 3D do rurki ze szkła borokrzemianowego, aby kontrolować ruch i orientację próbki w komorze ABS (patrz rysunek uzupełniający 1).
  6. Rejestruj obrazy za pomocą kamery sCMOS z szybkością 30 klatek na sekundę (fps). Za pomocą sterownika silnika przesuń próbkę o 1 mm w kierunku bocznym i uzyskuj obrazy z każdym krokiem 1 mm za pomocą kamery sCMOS. Kontynuuj, aż cała próbka zostanie zobrazowana.
  7. Ułóż uzyskane obrazy w stos za pomocą oprogramowania do wizualizacji (patrz tabela materiałów). Zmierz funkcję rozproszenia punktowego (PSF) systemu, korzystając z tych obrazów ściegów. Użyj tego PSF do dekonwolucji podczas przetwarzania obrazu w późniejszych krokach.

3. Przygotowanie próbki

  1. Wypreparuj serca myszy P1 typu dzikiego i podwójnie heterozygotycznej myszy knockin sarcolipin-Cre z genem Rosa26-YFP (SlnCre/+; R26YFP reporter/+) na P7.
    Uwaga: Eutanazja została przeprowadzona przy użyciu pentobarbitalu i techniki opisanej przez Robbinsa i wsp.10. Sekcja została przeprowadzona zgodnie z techniką opisaną przez National Heart, Lung, and Blood Institute (NHLBI)10,11.
  2. Wykonaj chemiczne oczyszczanie mysich serc zgodnie z opisem Kevina Sunga i wsp.12.
    Uwaga: Poniższe czynności należy wykonywać w dygestorium, ponieważ używane chemikalia są toksyczne.
    1. Opłucz serca w 1x soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS) 3x przez 10 min. Po wypłukaniu umieścić serca w 4% roztworze paraformaldehydu i inkubować te próbki w temperaturze 4 °C przez noc.
    2. Umieścić próbki w 4% roztworze akryloamidu zawierającym 0,5% w/v dichlorowodorku 2,2'-Azobis. Pozostawić próbki do inkubacji w temperaturze 4 °C przez noc. Po całonocnej inkubacji usunąć próbki i inkubować je w temperaturze 37 °C przez 2-3 godziny.
    3. Przepłukać próbki PBS, a następnie umieścić je w roztworze 8% w/v dodecylosiarczanu sodu i 1,25% m/v kwasu borowego. Próbki inkubować w temperaturze 37 °C do momentu, aż staną się klarowne. Może to potrwać kilka godzin, w zależności od grubości próbki. Po oczyszczeniu usuń próbki i umieść je w 1x soli fizjologicznej buforowanej fosforanami na 1 dzień.
    4. Przygotować roztwór dopasowujący współczynnik załamania światła z 40 g ośrodka o niejonowym gradiencie gęstości (patrz tabela materiałów) w 30 ml 0,02 M buforu fosforanowego (PB), 0,1% Tween-20 i 0,01% azydku sodu. Doprowadzić roztwór do pH 7,5 za pomocą wodorotlenku sodu.
  3. Umieść oczyszczoną próbkę w RIMS o współczynniku załamania światła 1,46 - 1,48 i 1% agarozie. Umieścić próbkę w rurkach ze szkła borokrzemianowego i pozostawić agarozę do zestalenia się w temperaturze pokojowej (23 °C).
  4. Podłącz zmotoryzowany stolik translacyjny 3D do rurki ze szkła borokrzemianowego, aby kontrolować ruch i orientację próbki w drukowanej w 3D komorze ABS (patrz rysunek uzupełniający 1).

4. Obrazowanie serca u dorosłych

  1. Wstrzyknąć 8,7 x 1012 wirusów typu adeno-associated virus vector 9 (AAV9) zawierających specyficzny dla serca promotor troponiny T (cTnT) i białko zielonej fluorescencji (GFP) w objętości 100 μl do żyły ogonowej 2-miesięcznej myszy typu dzikiego (C57BL/6).
    Uwaga: AAV9 został opracowany zgodnie z techniką opisaną przez Yuan i wsp.13. Powoduje to, że GFP wiąże się z nerkowym zewnętrznym kanałem potasowym rdzeniowym (ROMK) produkując AAV9-cTnT-ROMK-GFP (patrz Tabela Materiałów).
  2. Przeprowadź sekcję serc dorosłych myszy w wieku 7,5 miesiąca zgodnie z techniką opisaną przez NHLBI11. Przygotować próbki, wykonując kroki 3.1 - 3.3.
  3. Podłączyć sterownik silnika do siłownika silnika. Przymocuj siłownik do rurki ze szkła borokrzemianowego, aby kontrolować ruch i orientację próbki w drukowanej w 3D komorze ABS.
  4. Umieść próbkę tak, aby znajdowała się w środku wiązki Gaussa utworzonej przez system podwójnego oświetlenia. Rejestruj obrazy za pomocą kamery sCMOS z szybkością 100 kl./s.
  5. Za pomocą sterownika silnika przesuń próbkę o 1 mm w kierunku osiowym i rejestruj obrazy z każdym krokiem co 1 mm za pomocą kamery sCMOS. Kontynuuj, aż cała próbka zostanie zobrazowana.
    Uwaga: System jest sterowany za pomocą specjalnie opracowanego oprogramowania do sterowania przyrządami.
  6. Ułóż uzyskane obrazy w stos za pomocą oprogramowania do wizualizacji (patrz tabela materiałów). Twórz obrazy 3D, korzystając z tych stosów obrazów i oprogramowania do wizualizacji14. Zdekonwolucjonizuj plik PSF z kroku 2.6 z uzyskanym stosem obrazów. Ustaw wartość intensywności progu piksela, aby obserwować kontury serca i dodawać pseudokolor do obrazów w oparciu o tę intensywność w skali szarości.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Opisana tutaj technika wykorzystuje dwustronną wiązkę oświetlenia w połączeniu z optycznym wyjaśnianiem próbek tkanki serca myszy, aby uzyskać większą głębokość obrazowania oraz większą objętość obrazowania przy zachowaniu wystarczającej rozdzielczości (Rysunek 1). W celu kalibracji systemu, wewnątrz szklanej rurki oraz w obrębie układu obrazowania umieszczono kuleczki fluorescencyjne. Następnie wykonano obrazowanie kuleczek i zwizualizowano je w płaszczyźnie...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Opisany tutaj system i technika LSFM wykorzystuje dwustronną wiązkę oświetlenia połączoną z oczyszczaniem optycznym do obrazowania serca myszy w okresie poporodowym i dorosłym jego rozwoju. Tradycyjna pojedyncza wiązka oświetlenia cierpi z powodu rozpraszania i absorpcji fotonów przez grubsze i większe próbki tkanek 1,3. Dwustronne wiązki zapewniają bardziej równomierne oświetlenie próbki, minimalizując w ten sposób efekt pasków i innych artefaktów, które często ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy chcieliby wyrazić wdzięczność Thao Nguyenowi i Atsushi Nakano z UCLA za dostarczenie próbki myszy do obrazu. Badanie to było wspierane przez granty NIH HL118650 (dla Tzung K. Hsiai), HL083015 (dla Tzung K. Hsiai), HD069305 (dla N. C. Chi i Tzung K. Hsiai), HL111437 (dla Tzung K. Hsiai i N. C. Chi), HL129727 (dla Tzung K. Hsiai) oraz finansowanie University of Texas System STARS (dla Juhyun Lee).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
CW LaserLaserglow TechnologiesLMM-GBV1-PF3-00300-05Wzbudzenie fluoroforów
Filtr o neutralnej gęstościThorlabsNDC-50C-4MKontroluje ilość światła wpadającego do systemu
Achromatyczny ekspander wiązkiThorlabsGBE05-ARozszerza wiązkę światła
Szczelina mechanicznaThorlabsVA100CKontroluje szerokość wiązki
Rozdzielacz wiązkiThorlabsBS013Tworzy wiązkę podwójnego oświetlenia
Mikroskop stereoskopowy z soczewką obiektywową 1XOlympusMVX10Służy do obserwacji próbki
Kamera ORCA-Flash4.0 LT sCMOSHamamatsu PhotonicsC11440-42USłuży do przechwytywania obrazów
Akrylonitrylo-butadien-styren (ABS)StratasysuPrintMateriał używany do drukowania 3D uchwytu na próbkę
Koraliki fluorescencyjne z polistyrenuSpherotech IncPP-05-10Służy do kalibracji systemu obrazowania
Rurki ze szkła borokrzemianowegoCorningPyrex 7740Rurki do zatapiania próbek
GlicerolFisher ScientificBP229-4Wypełnienie komory na próbkę
Sól fizjologiczna buforowana fosforanamiFisher ScientificBP39920Roztwór do płukania serc myszy
ParaformaldehydMikroskopia elektronowa naukiRT-15700Pierwszy roztwór do inkubacji
AkrylamidWako ChemicalsAAL-107Zmieszany z dichlorowodorkiem 2,2'-Azobis do drugiej inkubacji roztwór do inkubacji serc
myszy Dichlorowodorek 2,2'-AzobisWako ChemicalsVA-044Zmieszany z akrylamidem do drugiego roztworu inkubacyjnego dla serc myszy
Dodecylosiarczan sodu Sigma Aldrich71725Zmieszany z kwasem borowym do trzeciej inkubacji roztwór do serca myszy
Kwas borowyFischerScientific A74-1Zmieszany z dodecylosiarczanem sodu do trzeciej inkubacji roztwór dla serc myszy
Sigma D2158Sigma AldrichD2158Zmieszany z PB, Tween-20 i azydkiem sodu jako roztwór dopasowujący współczynnik załamania
Tween-20Sigma Aldrich11332465001Zmieszany z Sigma D2158, PB i azydkiem sodu jako roztwór dopasowujący współczynnik załamania
Azydek soduSigma AldrichS2002zmieszany z Sigma D2158, PB i Tween-20 jako roztwór dopasowujący współczynnik załamania światła
Wektor wirusa związanego z adenowirusem 9 z specyficznym dla serca promotorem troponiny T oznaczonym GFPVector BiolabsVB2045Wyraża GFP po związaniu z
siłownikiem serwomotoru ROMK DCZ825BSłuży do przemieszczania próbki w kierunku osiowym w arkuszu świetlnym
K-Cube Szczotkowany sterownik serwomotoru prądu stałegoThorlabsKDC101Łączy się z siłownikiem silnika i steruje ruchem siłownika
AmiraFEI SoftwareNie dotyczyOprogramowanie do wizualizacji do tworzenia obrazów 2D i 3D
światła światła

Bibliografia

  1. Richardson, D. S., Lichtman, J. W. Clarifying tissue clearing. Cell. 162 (2), 246-257 (2015).
  2. Lee, J., et al. 4-Dimensional light-sheet microscopy to elucidate shear stress modulation of cardiac trabeculation. Journal of Clinical Investigation. 126 (5), 1679-1690 (2016).
  3. Huisken, J., Swoger, J., Del Bene, F., Wittbrodt, J., Stelzer, E. Optical sectioning deep inside live embryos by selective plane illumination microscopy. Science. 305 (5686), 1007-1009 (2004).
  4. Huisken, J., Stainier, D. Y. Selective plane illumination microscopy techniques in developmental biology. Development. 136 (12), 1963-1975 (2009).
  5. Bakkers, J. Zebrafish as a model to study cardiac development and human cardiac disease. Cardiovascular Research. 91 (2), 279-288 (2011).
  6. High, F. A., Epstein, J. A. The multifaceted role of Notch in cardiac development and disease. Nature Reviews Genetics. 9 (1), 49-61 (2008).
  7. Sachinidis, A. Cardiac specific differentiation of mouse embryonic stem cells. Cardiovascular Research. 58 (2), 278-291 (2003).
  8. Ding, Y., et al. Light-sheet fluorescence imaging to localize cardiac lineage and protein distribution. Scientific Reports. 7, 42209(2017).
  9. Tomer, R., Ye, L., Hsueh, B., Deisseroth, K. Advanced CLARITY for rapid and high-resolution imaging of intact tissues. Nature Protocols. 9 (7), 1682-1697 (2014).
  10. Robbins, N., Thompson, A., Mann, A., Blomkalns, A. L. Isolation and excision of murine aorta; a versatile technique in the study of cardiovascular disease. Journal of Visualized Experiments. (93), e52172(2014).
  11. National Heart, L., Blood Institute, Standard Operating Procedures (SOP's) for Duchenne Animal Models. , (2015).
  12. Sung, K., et al. Simplified three-dimensional tissue clearing and incorporation of colorimetric phenotyping. Scientific Reports. 6, 30736(2016).
  13. Yuan, Z., Qiao, C., Hu, P., Li, J., Xiao, X. A versatile adeno-associated virus vector producer cell line method for scalable vector production of different serotypes. Human Gene Therapy. 22 (5), 613-624 (2011).
  14. FEI, Amira User's Guide. , Konrad-Zuse-Zentrum fur Informationstechnik. Berlin. 59-138 (2017).
  15. Gao, L., et al. Noninvasive imaging of 3D dynamics in thickly fluorescent specimens beyond the diffraction limit. Cell. 151 (6), 1370-1385 (2012).
  16. Truong, T. V., Supatto, W., Koos, D. S., Choi, J. M., Fraser, S. E. Deep and fast live imaging with two-photon scanned light-sheet microscopy. Nature Methods. 8 (9), 757-760 (2011).
  17. Ding, Y., et al. Integrating light-sheet imaging with virtual reality to recapitulate developmental cardiac mechanics. JCI Insight. 2 (22), (2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Obustronne o wietlenieobrazowanie serca mysiegooptyczne klarowanie CLARITYkwantyfikacja wymiar w kom rledzenie linii kom rkowych sercalokalizacja bia kowych kana w jonowychobrazowanie kamer sCMOSzmotoryzowany tr jwymiarowy st translacyjnyroztw r dopasowuj cy wsp czynnik za amania wiat a
Mikroskopia fluorescencyjna z arkuszem świetlnym do badania mysiego serca
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.