Method Article

Wytwarzanie i sterowanie przepływami elektrohydrodynamicznymi w wodnych roztworach elektrolitów

DOI:

10.3791/57820

⸱

September 7th, 2018

 ,  ,  ,  , 
1Department of Mechanical Science and Bioengineering, Graduate School of Engineering Science, Osaka University, 2Division of Mechanical Science and Technology, Faculty of Science and Technology, GUNMA University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rektyfikacja ścieżek transportu jonów jest skuteczną metodą generowania jednokierunkowych przepływów elektrohydrodynamicznych ciągniętych jonami. Poprzez ustawienie membrany jonowymiennej w kanale przepływowym, generowany jest stan spolaryzowany elektrycznie, który powoduje napędzanie przepływu cieczy, gdy pole elektryczne jest przyłożone na zewnątrz.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aby napędzać przepływy elektrohydrodynamiczne (EHD) w roztworach wodnych, niezbędne jest rozdzielenie szlaków transportu kationów i anionów, ponieważ skierowana siła ciała elektrycznego musi być indukowana przez ruchy jonowe w cieczy. Z drugiej strony ładunki dodatnie i ujemne przyciągają się wzajemnie, a elektroneutralność jest utrzymywana wszędzie w warunkach równowagi. Ponadto wzrost przyłożonego napięcia musi zostać stłumiony, aby uniknąć elektrolizy wody, co powoduje niestabilność roztworów. Zwykle przepływy EHD można indukować w roztworach niewodnych poprzez zastosowanie ekstremalnie wysokich napięć, takich jak dziesiątki kV, w celu wstrzyknięcia ładunków elektrycznych. W niniejszej pracy przedstawiono dwie metody generowania przepływów EHD indukowanych separacją ładunków elektrycznych w roztworach wodnych, w których dwie fazy ciekłe są oddzielone membraną jonowymienną. Ze względu na różnicę w ruchliwości jonów w membranie, polaryzacja stężenia jonów jest indukowana między obiema stronami membrany. W tym badaniu pokazujemy dwie metody. (i) Rozluźnienie gradientów stężenia jonów następuje za pośrednictwem kanału przepływowego, który przenika przez membranę jonowymienną, gdzie transport wolniejszych związków w membranie selektywnie staje się dominujący w kanale przepływu. Jest to siła napędowa do generowania przepływu EHD w cieczy. (ii) Długi czas oczekiwania na dyfuzję jonów przechodzących przez membranę jonowymienną umożliwia wytworzenie przepływu ciągniętego przez jony poprzez zewnętrzne przyłożenie pola elektrycznego. Jony skoncentrowane w kanale przepływowym o przekroju 1 x 1mm2 wyznaczają kierunek przepływu cieczy, odpowiadający elektroforetycznym szlakom transportu. W obu metodach różnica napięcia elektrycznego wymagana do generowania przepływu EHD jest drastycznie zmniejszona do około 2 V poprzez prostowanie ścieżek transportu jonów.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ostatnio, techniki kontroli przepływu cieczy przyciągnęły wiele uwagi ze względu na zainteresowanie zastosowaniami urządzeń mikro- i nanofluidycznych1,2,3,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13,14,15. W roztworach polarnych, takich jak roztwory wodne i ciecze jonowe, jony i cząstki naładowane elektrycznie zwykle powodują ładunki elektryczne w przepływach cieczy. Transport tak spolaryzowanych cząstek zapewnia rozszerzenie różnych zastosowań, takich jak manipulacja pojedynczymi cząsteczkami6,10,11,13,14,15,16,17, urządzenia z diodami jonowymi12, 18, oraz kontrola przepływu cieczy19,20,21,22. Przepływ EHD jest zjawiskiem mającym zastosowanie w systemach kontroli przepływu cieczy od czasu, gdy Stuetzer1,2 wynalazł pompę oporową. Melcher i Taylor3 opublikowali ważny artykuł, w którym dokonano szczegółowego przeglądu teoretycznych ram przepływu EHD, a także zademonstrowano kilka wybitnych eksperymentów. Saville4 i jego współpracownicy23,24 przyczynili się do następującego rozwoju technologii EHD w cieczach. Istniały jednak pewne ograniczenia w indukowaniu przepływów cieczy napędzanych siłami elektrycznymi, ponieważ dziesiątki kV muszą być zastosowane w cieczach, aby wstrzyknąć ładunki elektryczne do roztworów niepolarnych, takich jak oleje, aby je spolaryzować1,2,3. Jest to wada roztworów wodnych, ponieważ elektroliza wody, która jest indukowana potencjałem elektrycznym wyższym niż 1,23 V, zmienia charakterystykę roztworów i sprawia, że roztwory są niestabilne.

W kanałach mikro- i nanofluidycznych, ładunki powierzchniowe ścian kanałów powodują koncentrację przeciwjonów, które skutecznie indukują przepływy elektroosmotyczne (EOF) pod wpływem zewnętrznie przyłożonych pól elektrycznych25,26,27,28,29. Korzystając z EOF, zastosowano niektóre techniki pompowania cieczy w roztworach wodnych, zmniejszając napięcia elektryczne30,31,32. Z drugiej strony, EOF są ograniczone do wytwarzania w mikro- i nanoprzestrzeniach, w których powierzchnie stają się bardziej dominujące niż objętości cieczy. Ponadto, w zależności od transportu wysoce skoncentrowanych jonów bardzo blisko powierzchni ścian, takich jak w podwójnych warstwach elektrycznych, granica poślizgu powoduje tylko przepływ cieczy, który może nie być wystarczający do uzyskania gradientów ciśnienia7,8,22,26,27. W przypadku zastosowań EOF wymagane jest precyzyjne dostrojenie, takie jak wymiary kanału i stężenie soli. W przeciwieństwie do tego, przepływy EHD napędzane siłami ciała wydają się być dostępne do transportu mas i energii, jeśli napięcia aplikacji można zmniejszyć, aby uniknąć degradacji rozpuszczalników. Ostatnio niektórzy badacze zasugerowali zastosowanie przepływów EHD przy niskich napięciach33,34,35,36. Chociaż technologie te nie zostały jeszcze wdrożone, oczekuje się, że granice będą się rozszerzać.

W poprzednich badaniach przeprowadziliśmy również eksperymentalne i teoretyczne prace nad przepływami EHD w roztworach wodnych37,38,39,40. Przypuszczano, że rektyfikacja szlaków transportu jonów jest skuteczna w generowaniu naładowanych elektrycznie roztworów, które powodują oddziaływanie ciała elektrycznego pod wpływem pól elektrycznych. Dzięki zastosowaniu membrany jonowymiennej i kanału przepływowego przecinającego membranę, byliśmy w stanie wyprostować prądy jonowe. Podczas stosowania membrany anionowymiennej, kationy skoncentrowane w kanale przepływowym ciągnęły rozpuszczalniki i tworzyły przepływ EHD37,38,39. Różnica w ruchliwości form jonów była ważnym czynnikiem przy rozdzielaniu prądów kationowych i anionowych. Membrany jonowymienne skutecznie modulowały ruchliwość dzięki selektywności jonowej. Zjawiska transportu jonów badano również z punktu widzenia gęstości prądu jonowego, na którą wpływ mają zastosowane pola elektryczne41. Badania te okazały się owocne w opracowywaniu technik manipulacji pojedynczymi cząsteczkami, a mianowicie mikro- i nanocząstkami, na których ruchy silnie wpływają fluktuacje termiczne11,16,17. Oczekuje się, że przepływy EOF i EHD rozszerzą różnorodność precyzyjnych metod kontroli przepływu, a także gradientów ciśnienia.

W tym badaniu demonstrujemy dwie metody sterowania przepływami EHD w roztworach wodnych. Po pierwsze, roztwór NaOH jest używany jako płyn roboczy do sterowania przepływem EHD37,38,39. Membrana anionowymienna rozdziela ciecz na dwie części. Kanał przepływowy polidimetylosiloksanu (PDMS) o przekroju 1 x 1 mm i długości 3 mm przenika przez membranę. Poprzez przyłożenie potencjału elektrycznego 2,2 V, wzdłuż pól elektrycznych indukowany jest elektroforetyczny transport jonów Na+, H+ i OH−. Membrana anionowymienna i kanał przepływowy skutecznie rozdzielają szlaki transportu jonów, w których aniony przeważają przez membranę, a kationy koncentrują się w kanale przepływowym, chociaż oba gatunki zwykle poruszają się w przeciwnych kierunkach, zachowując elektroneutralność. Tak więc taki stan nie powoduje siły napędowej dla przepływów cieczy. Struktura ta ma kluczowe znaczenie dla wytworzenia przepływu EHD, którego prędkość przepływu osiąga w kanale prędkość rzędu 1 mm/s, ponieważ silnie skoncentrowane kationy przyspieszane przez zewnętrzne pola elektryczne ciągną cząsteczki rozpuszczalnika. Przepływy EHD są obserwowane i rejestrowane za pomocą mikroskopu i szybkiej kamery, jak pokazano na rysunku 1. Po drugie, różnica stężeń między dwiema fazami ciekłymi oddzielonymi membraną jonowymienną powoduje wygenerowanie elektrycznie spolaryzowanego stanu przechodzącego przez membranę jonowymienną40. W tym badaniu stwierdzamy, jak ważny jest znaczny czas oczekiwania na zrównoważenie rozkładów jonów i odpowiadającego mu potencjału elektrycznego, które powodują, że do siły ciała w cieczy stosuje się preferowane warunki. Przechodząc przez błonę jonowymienne, uzyskuje się stan słabo spolaryzowany. W takim stanie zewnętrznie przyłożone pole elektryczne indukuje kierunkowy transport jonów, który generuje siłę ciała w cieczy, w wyniku czego przeniesienie pędu z jonów do rozpuszczalnika powoduje przepływ EHD.

Jak wspomniano powyżej, obecnym urządzeniom udaje się drastycznie zmniejszyć różnicę napięcia do kilku woltów, a zatem ta metoda może być stosowana do roztworów wodnych, chociaż konwencjonalne metody wstrzykiwania ładunku elektrycznego wymagały dziesiątek kV i ograniczają się do zastosowania do roztworów niewodnych.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Przepływ EHD wywołany przez rektyfikowany transport jonów

  1. Opracowanie urządzenia kanałowego do rektyfikacji ścieżek transportu jonów
    1. Wykonaj formę PTFE zbiornika:
      1. Wytnij formę o wymiarach 13 x 30 x 10 mm3 z bloku politetrafluoroetylenu (PTFE) za pomocą frezarki (patrz Rysunek 2). Alternatywnie kup produkt wykonany na zamówienie.
      2. Przyklej płytki akrylowe o wymiarach 15 x 18 x 1 mm3 na obu końcach formy PTFE za pomocą kleju z tworzywa sztucznego, który wykona szczeliny w zbiorniku w celu osadzenia elektrod polaryzacyjnych. Części te można wyciąć z dużej płyty lub kupić.
      3. Przyklej płytki akrylowe o wymiarach 13 x 30 x 1 mm3 na górnej i dolnej powierzchni formy PTFE za pomocą kleju z tworzywa sztucznego, aby uzyskać płaskie powierzchnie do wyraźnej obserwacji.
    2. Wymieszaj bazę z elastomeru silikonowego i utwardzacz w proporcji 10:1 w probówce o pojemności 50 ml i potrząśnij probówką ręcznie.
    3. Umieść płynny PDMS w naczyniu próżniowym i odgazuj go za pomocą pompy rotacyjnej.
    4. Wyjmij rurkę z naczynia. Wlej PDMS do plastikowego naczynia o wymiarach 40 x 50 x 24 mm3, aby uformować zewnętrzny kształt zbiornika i umieść w nim formę zbiornika (patrz krok 1.1.1).
    5. Piecz całą masę płynnego PDMS na płycie grzejnej w temperaturze 80 °C przez około 4 godziny.
    6. Po upieczeniu należy ręcznie odizolować zbiornik PDMS od formy PTFE i naczynia zewnętrznego. Wykonaj szczelinę w poprzek środka zbiornika za pomocą noża chirurgicznego. Zostanie to wykorzystane do włożenia do niego krawędzi membrany anionowymiennej (przygotowanej w kroku 1.1.16) za pomocą pęsety.
      UWAGA: Zbiornik PDMS jest później napełniany roztworami elektrolitu, jak pokazano na Rysunek 2.
    7. Zaopatrz się w płytki szklane (wykonywane na specjalne zamówienie) o okrągłym kształcie o średnicy 18 mm lub w kwadracie o krawędziach 18 mm.
    8. Umyj szklane płytki, mocząc je w acetonie, etanolu i czystej wodzie (w tej kolejności) w kąpieli ultradźwiękowej przez 15 minut każde.
    9. Wydmuchaj wszelkie resztki płynów za pomocą pistoletu pneumatycznego lub podgrzej szklane płytki za pomocą płyty grzejnej przez 5 minut w temperaturze około 473 K.
    10. Za pomocą rozpylania falami radiowymi pokryj powierzchnię szkła Cr lub Ti wystawionym na działanie plazmy Ar przez 1 minutę przy 75 W, a następnie nałóż cienką warstwę Au na 5 minut przy 75 W, ustawiając grubość na około 100 nm.
      UWAGA: Przed pokryciem powierzchni szkła metalami docelowymi, próbki umieszczono w komorze próżniowej, która była opróżniana za pomocą pompy rotacyjnej i pompy dyfuzji molekularnej, aż ciśnienie spadnie do 1 x 10−2 Pa.
    11. przewód na powierzchni elektrody Au za pomocą lutownicy.
      UWAGA: Kształt elektrody Au można ewentualnie zastąpić kwadratami i spiralnymi drutami, utrzymując wystarczająco duże powierzchnie, aby generować prądy jonowe.
    12. Za pomocą pęsety umieść szklane płytki pokryte cienką folią Au na obu końcach zbiornika. To są elektrody polaryzacyjne.
    13. Wytnij membranę anionowymienną na kształt prostokąta o wymiarach 20 x 18 mm2 za pomocą nożyczek. Powierzchnia o szerokości 13 mm i wysokości 10 mm jest wystawiona na działanie cieczy. W tym przypadku do przecięcia membrany można również użyć noża do pudełek lub noża chirurgicznego.
    14. Wytnij nożyczkami prostokątny kawałek o wymiarach 3 x 5,5 mm2 z jednej krawędzi membrany.
      UWAGA: Grubość membrany anionowymiennej wynosi 220 μm. Membranę można łatwo przeciąć nożyczkami lub nożem do pudełek. Krawędzie membrany są częściowo przymocowane do szczelin w komorze.
    15. Zestalić blok PDMS za pomocą pręta ze stali nierdzewnej o przekroju 1 x 1 mm2 w taki sam sposób, jak w krokach 1.1.4 - 1.1.5, aby utworzyć kanał przepływowy, który przenika przez membranę. Pozostaw konstrukcję na noc, a następnie wyciągnij pręt nierdzewny z bloku PDMS.
    16. Pokrój blok PDMS z kwadratowym kanałem przepływowym na kawałek o wymiarach 3 x 6 x 4,5 mm (patrz Rysunek 2) za pomocą noża chirurgicznego. Wykonaj nacięcia wzdłuż zewnętrznych krawędzi, a następnie przymocuj je do membrany w prostokątnym wycięciu.
      UWAGA: Górna powierzchnia kanału musi być ustawiona poziomo, aby zapewnić wyraźną obserwację cząstek w kanale przepływowym przez przezroczystą ściankę.
  2. Przygotowanie roztworów i obróbki wstępnej do eksperymentów
    1. Przygotować roztwory wodne NaOH o stężeniach 1 x 10−1, 1 x 10−2 i 1 x 10−3 mol/l, rozcieńczając roztwór podstawowy.
    2. Wykonać dyspersję cząstek polistyrenu o średniej średnicy 2,93 μm w każdym z roztworów NaOH przygotowanych w kroku 1.2.1, ustawiając stężenie na 4,2 x 10−3 obj.%.
      UWAGA: Rozmiar cząstek znacznikowych może zostać odpowiednio zmieniony, aby poprawić obserwowalność.
    3. Ultradźwiękowo sformatowaną membranę anionowymienną o wymiarach 20 x 18 mm2 ze szczeliną 3 x 5,5 mm2 2x przez 10 minut w czystej wodzie o mocy 100 W.
    4. Za pomocą pęsety umieść membranę anionowymienną z kanałem przepływowym PDMS do zbiornika PDMS. Napełnić zbiornik 4 ml roztworu NaOH za pomocą mikropipety.
      UWAGA: Powierzchnia membrany i kanał przepływowy są zanurzone w roztworze, przy czym powierzchnia membrany wystawiona na działanie roztworu jest co najmniej 100 razy większa niż przekrój kanału przepływowego.
    5. Zastosuj potencjał elektryczny 2,2 V, używając źródła zasilania prądem stałym w kierunku do przodu i do tyłu przez 2 godziny każdy szeregowo, aby poprawić przewodność membrany przed obserwacją.
    6. Wyciągnij elektrody Au pęsetą. Usunąć roztwór ze zbiorników za pomocą mikropipety.
    7. Umieść nowe elektrody Au w zbiornikach za pomocą pęsety. Napełnić zbiorniki 4 ml roztworu NaOH za pomocą mikropipety. Rozpocznij obserwacje, gdy roztwór jest zrównoważony.
      UWAGA: Może minąć kilka minut oczekiwania, zanim naturalna konwekcja się uspokoi, co można ocenić, obserwując zachowanie cząstek znacznikowych.
  3. Konfiguracja eksperymentalna i systemy pomiarowe
    1. Ustaw szybkość odtwarzania i czas naświetlania szybkiej kamery z komplementarnym metalem-tlenkiem i półprzewodnikiem (CMOS) odpowiednio na 500 kl./s i 1 ms.
      UWAGA: Jak pokazano na rysunku Rysunek 1, urządzenie eksperymentalne jest ustawione na stoliku mikroskopu podłączonego do szybkiej kamery CMOS w celu rejestrowania ruchów cząstek. Widok jest powiększony na 15-calowym monitorze z obiektywem 100X.
    2. Usuń wszelkie pęcherzyki z kanału, wkładając końcówkę mikropipety do końca kanału, aby je wypchnąć lub wyciągnąć, przed zastosowaniem potencjału elektrycznego.
    3. Zewnętrznie przyłożyć potencjał elektryczny 2,2 V do elektrod polaryzacyjnych Au. Jednocześnie monitoruj reakcje elektryczne za pomocą potencjostatu lub źródła zasilania prądem stałym z multimetrem cyfrowym.
      UWAGA: Wartość napięcia jest określana jako górna granica, unikając elektrolizy wody, która generuje pęcherzyki O2 i H2 w roztworze.
    4. Rejestruj zachowanie cząstek śledzących na komputerze.
    5. Zmierz różnicę potencjałów elektrycznych między obydwoma końcami kanału przepływu za pomocą elektrod sondy Au i multimetru cyfrowego, aby potwierdzić, że gradient stężenia jonów wyzwala przepływ EHD38,39.
    6. Określ początek kartezjańskiego układu współrzędnych w środku kanału.
      UWAGA: Oś x przebiega wzdłuż kierunku podłużnego kanału przepływowego, a osie y i z znajdują się odpowiednio w kierunku poziomym i pionowym w przekroju poprzecznym kanału, jak pokazano na Rysunek 2. Przezroczysty kanał PDMS umożliwia wizualizację przepływu cieczy wzdłuż osi x. Widok jest wyostrzany na płaszczyźnie xy przy z = 0 poprzez kontrolowanie głębokości ostrości. Dane dotyczące przepływu są niezależne od x w sekcji testowej, z wyjątkiem miejsca znajdującego się w pobliżu wlotu i wylotu kanału, a punkt obserwacyjny jest ustawiony na około 0,75 mm za początkiem kanału, tak że x = 0,75, y = 0 i z = 0 mm.
    7. Po jednorazowym pomiarze (15 s) zewrzyj elektrody, łącząc je ze sobą przewodem na 20 minut, aż roztwór się wyrówna.
    8. Następnie przenieść cały roztwór do innego naczynia (np. butelki z próbką o pojemności 10 ml) i wymieszać za pomocą mikropipety.
    9. Wlej zmieszany roztwór ponownie do komory za pomocą mikropipety podczas iteracyjnego wykonywania eksperymentu.
      UWAGA: Po obserwacji prędkość przepływu EHD jest oceniana za pomocą metody prędkości obrazu cząstek (PIV) 39, co można zrobić za pomocą odpowiedniego oprogramowania do śledzenia przemieszczenia cząstek i numerycznej oceny prędkości. Szczegółowe wyjaśnienie metod PIV i sposobu ich stosowania zostało tutaj pominięte, ponieważ analizy PIV są szeroko stosowane, a procedury obliczeń zależą od używanego oprogramowania i systemu operacyjnego.

2. Obserwacja indukowanych kationami przepływów EHD

  1. Opracowanie urządzenia eksperymentalnego
    1. Uformować elektrody polaryzacyjne Au o powierzchni 26 x 10mm2 na dolnej szklanej płytce zgodnie z procedurami podobnymi do tych opisanych wcześniej w krokach 1.1.5 - 1.1.7.
    2. Za pomocą rozpylania za pomocą fal radiowych pokryj szklaną powierzchnię Cr lub Ti wystawionym na działanie plazmy Ar przez 2 minuty przy 75 W i nałóż cienką warstwę Au na 5 minut przy 75 W.
      UWAGA: Ten kształt elektrody jest określany w celu silnej koncentracji pól elektrycznych w najwęższym obszarze kanału. Stosunek powierzchni elektrody, której powierzchnia 10 x 10mm2 jest wystawiona na działanie cieczy, do przekroju poprzecznego kanału wynosi idealnie 100:1; Przewiduje się, że stosunek ten będzie wystarczający do znacznego spadku potencjału elektrycznego w kanale16.
    3. przewód ołowiany na krawędzi elektrod za pomocą lutownicy.
    4. Z dużego arkusza gumy silikonowej wytnij 2 komory, z których każda składa się z kanału przepływowego 1 x 1 x 1 mm3 umieszczonego między dwoma zbiornikami 10 x 10 x 1 x 1 mm3, za pomocą noża chirurgicznego (patrz Rysunek 3). Części te mogą być zastąpione przez PDMS.
    5. Wytnij membranę kationowymienną o średniej grubości od 127 μm do 20 x 30 mm za pomocą noża do pudełek lub noża chirurgicznego, jak pokazano na Rysunek 3.
    6. Ultradźwiękowo każdą część w czystej wodzie przez 15 minut, stosując 100 W.
    7. Włóż membranę kationowymienną między komory za pomocą pęsety, jak pokazano na Rysunek 3. Spowoduje to oddzielenie 2 roztworów elektrolitów o różnych stężeniach.
    8. Ścisnąć i uszczelnić komin komór i membrany kationitowej płytkami szklanymi o wymiarach 26 mm szerokości i 38 mm długości.
  2. Przygotowanie roztworów
    1. Przygotować dyspersję cząstek polistyrenu o średniej średnicy 1,01 μm w roztworze buforowym kwasu tris(hydroksymetylo)aminometanowego (Tris-EDTA) o sile 1 x 10−2 mol/l, gdzie stosunek objętości jest dostosowany do 1 x 10−2 obj%.
    2. Przygotować mieszaninę 1 mol/l KCl i 1 x 10-2 mol/l Tris-EDTA.
    3. Wstrzyknąć cząstki Tris-EDTA/polistyrenu i roztwory Tris-EDTA/KCl odpowiednio do dolnej i górnej komory za pomocą igieł strzykawkowych umieszczonych z bocznych ścianek komory.
      UWAGA: Ilość roztworów wstrzykiwanych do każdej komory wynosi około 210 μL.
    4. Odczekaj około 18 godzin, aż roztwór zostanie zrównoważony w wyniku dyfuzji jonów, aby rozluźnić różnicę stężeń jonów między górną i dolną warstwą.
      UWAGA: W procesie dyfuzji oczekuje się, że K+ w górnym roztworze i H+ w membranie najpierw przenikną przez membranę, a Cl− oczekuje się, że podąży za nimi.
  3. Konfiguracja eksperymentalna i systemy pomiarowe
    1. Ustaw ręcznie urządzenie eksperymentalne opracowane w kroku 2.1 na stoliku mikroskopu odwróconego, jak pokazano na rysunku Rysunek 3. Podłącz mikroskop do szybkiej kamery CMOS, aby monitorować trajektorie ruchów cząstek i rejestrować dane obserwacyjne na komputerze.
    2. Zastosować różnicę potencjałów elektrycznych 2 V przez 6 s między dwiema elektrodami, używając generatora funkcyjnego jako źródła zasilania.
    3. Aby potwierdzić, że przepływy EHD są indukowane przez transport jonów, należy jednocześnie zmierzyć prądy jonowe za pomocą amperomierza40.
    4. Analizuj zarejestrowane trajektorie cząstek metodą prędkości śledzenia cząstek (PTV)39.
      UWAGA: Po obserwacjach prędkość przepływu EHD jest oceniana metodą PTV, która jest możliwa dzięki zastosowaniu odpowiedniego oprogramowania, do śledzenia przemieszczenia cząstek i numerycznej oceny prędkości. Szczegółowe wyjaśnienie metod PTV i sposobu ich stosowania zostało tutaj pominięte, ponieważ analizy PTV są szeroko stosowane, a procedury obliczeń zależą od używanego oprogramowania i systemu operacyjnego.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rysunek 4 (rysunek wideo) przedstawia reprezentatywny wynik generowania przepływu EHD, wynikającego z rektyfikacji szlaków transportu jonów i wysoko skoncentrowanych kationów, które indukowały przepływ cieczy w kanale, zgodnie z krokiem 1 protokołu. Rysunek 5 pokazuje wynik analizy PIV, gdzie uśredniono 20 punktów danych w pobliżu środka kanału (y = z = 0 mm). W przypadku roztworu NaOH o stężeniu 1 x 10−1

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Celem pracy było rozdzielenie kationów i anionów w roztworach wodnych pod względem rozkładów przestrzennych i liczb transportowych. Za pomocą membrany anionowymiennej transport anionów i kationów może być rektyfikowany odpowiednio w membranie i w kanale przepływowym, który przenika przez membranę. Alternatywnie, membrana kationowymienna, która oddzielała roztwory o wysokim i niskim stężeniu, działała w celu wytworzenia roztworów spolaryzowanych elektrycznie po długim czasie oczekiwania. W rezultacie, wyprostowane prądy j...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają żadnych podziękowań.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Sylgard 184Dow Corning Corp.3097366-0516, 3097358-1004PDMS
AcetonWako Pure Chemical Industries, Ltd.012-00343
EtanolWako Pure Chemical Industries, Ltd.054-00461
0,1 mol/l Roztwór wodorotlenku soduWako Pure Chemical Industries, Ltd.196-02195
Chlorek potasuWako Pure Chemical Industries, Ltd.163-03545
Bufor Tris-EDTA, 100x koncentratSigma-Aldrich, Co., LLC.T9285-10014L
2.93 μ m cząstki polistyrenuMerck KGaAL300 RougeTracer cząstki
1,01 μ m cząstki polistyrenuMerck KGaAK100(23716)Cząstka znacznikowa
Membrana anionowymiennaASTOM Corp.Neosepta AHA
Gold (Au)Furuuchi Chemical Corp.AUT-13301XRozpylanie metalu
docelowego TytanFuruuchi Chemical Corp.TIT-72301XRozpylanie metalu
docelowego ChromiumFuruuchi Chemical Corp.CRT-24301XRozpylana metalowa
kamera CMOS o dużej prędkościKeyence Corp.Mikroskop VW-600M
Keyence Corp.VW-9000
Rejestrator danychKeyence Corp.NR-500, NR-HA08
Laserowy miernik przemieszczeniaKeyence Corp.Oprogramowanie LK-G5000, LK-H008W
PIV i PTVDITECT Co., Ltd.Flownizer 2D
PotencjostatAMTEK Inc. VersaSTAT4
Mikroskop odwróconyOlympus Corp.IX73
Szybka kamera CMOSAndor Technology Ltd.Żyla 5.5 sCMOS
Generator funkcyjnyNF Corp. 
Generator funkcyjnyNF Corp. WF1973
Myjka ultradźwiękowaAS ONE Corp.
Pompa rotacyjnaULVAC, Inc.G-100SDegas liquid PDMS Pompa
rotacyjnaULVAC, Inc.GLD-201ARozpylanie 
Pompa dyfuzji molekularnejULVAC, Inc.VPC-400Rozpylanie
, WF1945BAS22GTU

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Stuetzer, O. M. Ion drag pressure generation. Journal of Applied Physics. 30, 984-994 (1959).
  2. Stuetzer, O. M. Ion drag pumps. Journal of Applied Physics. 31, 136-146 (1960).
  3. Melcher, J. R., Taylor, G. I. Electrohydrodynamics: A review of the role of interfacial shear stresses. Annual Review of Fluid Mechanics. 1, 111-146 (1969).
  4. Saville, D. A. Electrohydrodynamics: The Taylor-Melcher leaky dielectric model. Annual Review of Fluid Mechanics. 29, 27-64 (1997).
  5. Stein, D., Kruithof, M., Dekker, C. Surface-charge-governed ion transport in nanofluidic channels. Physical Review Letters. 93, 035901(2004).
  6. Dekker, C. Solid-state nanopores. Nature Nanotechnology. 2, 209-215 (2007).
  7. Schoch, R. B., Han, J., Renaud, P. Transport phenomena in nanofluidics. Reviews of Modern Physics. 80, 839-883 (2008).
  8. Iverson, B. D., Garimella, S. V. Recent advances in microscale pumping technologies: A review and evaluation. Microfluidics and Nanofluidics. 5, 145-174 (2008).
  9. Sparreboom, W., van den Berg, A., Eijkel, J. C. T. Principles and applications of nanofluidic transport. Nature Nanotechnology. 4, 713-720 (2009).
  10. Venkatesan, B. M., Bashir, R. Nanopore sensors for nucleic acid analysis. Nature Nanotechnology. 6, 615-624 (2011).
  11. Uehara, S., Shintaku, H., Kawano, S. Electrokinetic flow dynamics of weakly aggregated λDNA confined in nanochannels. Journal of Fluids Engineering. 133, 121203(2011).
  12. Guan, W., Reed, M. A. Electric field modulation of the membrane potential in solid-state ion channels. Nano Letters. 12, 6441-6447 (2012).
  13. Yasui, T., et al. DNA manipulation and separation in sublithographic-scale nanowire array. ACS Nano. 7, 3029-3035 (2013).
  14. Ren, Y., et al. Particle rotational trapping on a floating electrode by rotating induced-charge electroosmosis. Biomicrofluidics. 10, 054103(2016).
  15. Ren, Y., et al. Flexible particle flow-focusing in microchannel driven by droplet-directed induced-charge electroosmosis. ELECTROPHORESIS. 39, 597-607 (2018).
  16. Qian, W., Doi, K., Uehara, S., Morita, K., Kawano, S. Theoretical study of the transpore velocity control of single-stranded DNA. International Journal of Molecular Sciences. 15, 13817-13832 (2014).
  17. Qian, W., Doi, K., Kawano, S. Effect of polymer length and salt concentration on the transport of ssDNA in nanofluidic channels. Biophysical Journal. 112, 838-849 (2017).
  18. Liu, W., et al. A universal design of field-effect-tunable microfluidic ion diode based on a gating cation-exchange nanoporous membrane. Physics of Fluids. 29, 112001(2017).
  19. Liu, W., et al. Control of two-phase flow in microfluidics using out-of-phase electroconvective streaming. Physics of Fluids. 29, 112002(2017).
  20. Osman, O. O., Shintaku, H., Kawano, S. Development of micro-vibrating flow pumps using MEMS technologies. Microfluidics and Nanofluidics. 13, 703-713 (2012).
  21. Osman, O. O., Shirai, A., Kawano, S. A numerical study on the performance of micro-vibrating flow pumps using the immersed boundary method. Microfluidics and Nanofluidics. 19, 595-608 (2015).
  22. Daiguji, H. Ion transport in nanofluidic channels. Chemical Society Reviews Home. 39, 901-911 (2010).
  23. Ristenpart, W. D., Aksay, I. A., Saville, D. A. Assembly of colloidal aggregates by electrohydrodynamic flow: Kinetic experiments and scaling analysis. Physical Review E. 69, 021405(2004).
  24. Ristenpart, W. D., Aksay, I. A., Saville, D. A. Electrohydrodynamic flow around a colloidal particle near an electrode with an oscillating potential. Journal of Fluid Mechanics. 575, 83-109 (2007).
  25. Schoch, R. B., Hann, J., Renaud, P. Effect of the surface charge on ion transport through nanoslits. Physics of Fluids. 17, 100604(2005).
  26. Ross, D., Johnson, T. J., Locascio, L. E. Imaging of electroosmotic flow in plastic microchannels. Analytical Chemistry. 73, 2509-2515 (2001).
  27. Hsieh, S. -S., Lin, H. -C., Lin, C. -Y. Electroosmotic flow velocity measurements in a square microchannel. Colloid and Polymer Science. 284, 1275-1286 (2006).
  28. Rubinstein, I., Zaltzman, B. Electro-osmotically induced convection at a permselective membrane. Physical Review E. 62, 2238-2251 (2000).
  29. Bard, A. J., Faulkner, L. R. Electrochemical methods, 2nd ed. , John Wiley & Sons. Danvers, MA. 362-363 (2001).
  30. Brask, A., Goranović, G., Jensen, M. J., Bruus, H. A novel electro-osmotic pump design for nonconducting liquids: theoretical analysis of flow rate-pressure characteristics and stability. Journal of Micromechanics and Microengineering. 15, 883-891 (2005).
  31. Takamura, Y., et al. Low-voltage electroosmosis pump for stand-alone microfluidics devices. Electrophoresis. 24, 185-192 (2003).
  32. Zeng, S., Chen, C. -H., Mikkelsen, J. C., Santiago, J. G. Fabrication and characterization of electroosmotic micropumps. Sensors and Actuators B: Chemical. 79, 107-114 (2001).
  33. Bhaumik, S. K., Roy, R., Chakraborty, S., DasGupta, S. Low-voltage electrohydrodynamic micropumping of emulsions. Sensors and Actuators B: Chemical. 193, 288-293 (2014).
  34. El Moctar, A. O., Aubry, N., Batton, J. Electro-hydrodynamic micro-fluidic mixer. Lab on a Chip. 3, 273-280 (2003).
  35. Bart, S. F., Tavrow, L. S., Mehregany, M., Lang, J. H. Microfabricated electrohydrodynamic pumps. Sensors and Actuators A: Physical. 21, 193-197 (1990).
  36. Ashikhmin, I. A., Stishkov, Y. K. Effect of insulating walls on the structure of electrodynamic flows in a channel. Technical Physics. 57, 1181-1187 (2012).
  37. Yano, A., Doi, K., Kawano, S. Observation of electrohydrodynamic flow through a pore in ion-exchange membrane. International Journal of Chemical Engineering and Applications. 6, 254-257 (2015).
  38. Doi, K., Yano, A., Kawano, S. Electrohydrodynamic flow through a 1 mm2 cross-section pore placed in an ion-exchange membrane. The Journal of Physical Chemistry B. 119, 228-237 (2015).
  39. Yano, A., Shirai, H., Imoto, M., Doi, K., Kawano, S. Concentration dependence of cation-induced electrohydrodynamic flow passing through an anion exchange membrane. Japanese Journal of Applied Physics. 56, 097201(2017).
  40. Nagura, R., Doi, K., Kawano, S. Characterisation of microparticle transport driven by ionic current conditions in electrically polarized aqueous solutions. Micro & Nano Letters. 12, 526-531 (2017).
  41. Doi, K., et al. Nonequilibrium ionic response of biased mechanically controllable break junction (MCBJ) electrodes. The Journal of Physical Chemistry C. 118, 3758-3765 (2014).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Electrohydrodynamic FlowsIon Exchange MembraneIon Concentration PolarizationAqueous Electrolyte SolutionsElectric Potential ApplicationTracer Particle TrackingHigh Speed CameraPDMS ReservoirGold Bias ElectrodesPIV Analysis

Related Articles