Artykuł metodologiczny

Testy behawioralne gryzoni w celu oceny deficytów funkcjonalnych spowodowanych implantacją mikroelektrod w korze ruchowej szczura

DOI:

10.3791/57829

⸱

18 sierpnia 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Advanced Platform Technology Center, Rehabilitation Research and Development, Louis Stokes Cleveland Department of Veterans Affairs Medical Center, 2Department of Biomedical Engineering, Case Western Reserve University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wykazaliśmy, że wszczepienie mikroelektrody w korze ruchowej szczurów powoduje natychmiastowe i trwałe deficyty motoryczne. Proponowane tutaj metody obejmują operację wszczepienia mikroelektrod i trzy zadania behawioralne gryzoni w celu wyjaśnienia potencjalnych zmian w funkcji motorycznej małej lub dużej spowodowanej uszkodzeniem kory ruchowej spowodowanym implantacją.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Urządzenia medyczne wszczepione do mózgu mają ogromny potencjał. Jako część systemu Brain Machine Interface (BMI), mikroelektrody wewnątrzkorowe wykazują zdolność do rejestrowania potencjałów czynnościowych z pojedynczych lub małych grup neuronów. Takie zarejestrowane sygnały zostały z powodzeniem wykorzystane, aby umożliwić pacjentom łączenie się z komputerami, kończynami robotów i własnymi kończynami lub sterowanie nimi. Jednak wcześniejsze badania na zwierzętach wykazały, że wszczepienie mikroelektrody do mózgu nie tylko uszkadza otaczającą tkankę, ale może również powodować deficyty funkcjonalne. W tym miejscu omawiamy serię testów behawioralnych w celu ilościowego określenia potencjalnych zaburzeń motorycznych po wszczepieniu mikroelektrod wewnątrzkorowych do kory ruchowej szczura. Metody badania siatki w otwartym polu, przechodzenia przez drabinę i siły chwytu dostarczają cennych informacji na temat potencjalnych powikłań wynikających z implantacji mikroelektrod. Wyniki testów behawioralnych są skorelowane z histologią punktu końcowego, dostarczając dodatkowych informacji na temat patologicznych wyników i wpływu tej procedury na sąsiednią tkankę.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mikroelektrody wewnątrzkorowe były pierwotnie używane do mapowania obwodów mózgu i stały się cennym narzędziem umożliwiającym wykrywanie intencji motorycznych, które mogą być wykorzystane do generowania funkcjonalnych wyników1. Wykryte wyniki funkcjonalne mogą pomóc osobom cierpiącym na urazy rdzenia kręgowego, porażenie mózgowe, stwardnienie zanikowe boczne (ALS) lub inne schorzenia ograniczające ruchy kontrolę kursora komputerowego2,3 lub robotic arm4,5,6, lub przywrócić funkcję do własnej niepełnosprawnej kończyny7. W związku z tym technologia mikroelektrod wewnątrzkorowych stała się obiecującą i szybko rozwijającą się dziedziną8.

Ze względu na sukcesy w tej dziedzinie, prowadzone są badania kliniczne mające na celu poprawę i lepsze zrozumienie możliwości technologii BMI5,9,10. Wykorzystując pełen potencjał komunikacji z neuronami w mózgu, aplikacje rehabilitacyjne są postrzegane jako nieograniczone8. Chociaż istnieje duży optymizm co do przyszłości technologii mikroelektrod wewnątrzkorowych, dobrze wiadomo również, że mikroelektrody ostatecznie zawodzą11, prawdopodobnie z powodu ostrej reakcji neurozapalnej po implantacji. Zagnieżdżenie się obcego materiału w mózgu powoduje natychmiastowe uszkodzenie otaczającej tkanki i prowadzi do dalszych uszkodzeń spowodowanych reakcją neurozapalną, która różni się w zależności od właściwości implantu12. Ponadto implant w mózgu może powodować efekt mikrouszkodzenia: zmniejszenie metabolizmu glukozy, które uważa się za spowodowane ostrym obrzękiem i krwotokiem spowodowanym wprowadzeniem urządzenia13. Co więcej, jakość sygnału i czas, w którym można rejestrować użyteczne sygnały, są niespójne, niezależnie od modelu zwierzęcego11,14,15,16. Kilka badań wykazało związek między zapaleniem nerwów a wydajnością mikroelektrod17,18,19. Dlatego konsensus społeczności jest taki, że odpowiedź zapalna tkanki nerwowej otaczającej mikroelektrody, przynajmniej częściowo, zagraża niezawodności elektrod.

Wiele badań dotyczyło miejscowego stanu zapalnego11,20,21,22 lub badał metody zmniejszenia uszkodzeń mózgu spowodowanych przez insertion11,23,24,25, w celu poprawy jakości nagrywania Z biegiem czasu14,26. Dodatkowo, ostatnio wykazaliśmy, że jatrogenne uszkodzenie spowodowane wprowadzeniem mikroelektrody do kory ruchowej szczurów powoduje natychmiastowy i trwały deficyt motoryczny27. W związku z tym celem przedstawionych tutaj protokołów jest dostarczenie badaczom ilościowej metody oceny możliwych deficytów motorycznych w wyniku urazu mózgu po implantacji i trwałej obecności urządzeń wewnątrzkorowych (mikroelektrod w przypadku tego manuskryptu). Opisane tutaj testy behawioralne zostały zaprojektowane w celu wykrycia zarówno upośledzenia funkcji motorycznych dużych, jak i małych i mogą być stosowane w wielu modelach uszkodzeń mózgu. Metody te są proste, powtarzalne i można je łatwo wdrożyć w modelu gryzoni. Co więcej, przedstawione tutaj metody pozwalają na korelację zachowań motorycznych z wynikami histologicznymi, co jest korzyścią, której do niedawna autorzy nie widzieli w publikacji w dziedzinie BMI. Wreszcie, ponieważ metody te zostały zaprojektowane do testowania funkcji motoryki małej28, funkcji motoryki dużej29, oraz zachowania związane ze stresem i lękiem29,30, przedstawione tutaj metody można również zaimplementować w różnych modelach urazów głowy, w których naukowcy chcą wykluczyć (lub w) jakiekolwiek deficyty funkcji motorycznych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury i praktyki opieki nad zwierzętami zostały zatwierdzone i wykonane zgodnie z Komitetami ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Louis Stokes Cleveland Department of Veterans Affairs Medical Center.

UWAGA: Aby edukować badaczy na temat decyzji o użyciu modelu obrażeń kłutych jako kontroli, zaleca się przejrzenie pracy wykonanej przez Pottera i wsp.21.

1. Zabieg chirurgiczny implantacji mikroelektrod

  1. Przedoperacyjne przygotowanie zwierząt
    1. Znieczulić zwierzę w komorze indukcyjnej za pomocą izofluranu (2 - 4%). Podczas znieczulenia należy stale monitorować zwierzę za pomocą ważnego systemu pomiarowego w celu monitorowania tętna i zawartości tlenu we krwi.
    2. Przenieś zwierzę do stożka nosowego, aby kontynuować znieczulenie. Podskórnie (SQ) wstrzyknąć antybiotyk cefalosporynowy, np. cefazolinę (25 mg/kg) i niesteroidowy lek przeciwzapalny, np. karprofen (5 mg/kg), aby odpowiednio zapobiec infekcji i opanować ból.
    3. Obficie nałóż maść okulistyczną na oczy zwierzęcia, aby zapobiec ich wysuszeniu.
    4. Za pomocą obcinacza do paznokci małych zwierząt przytnij paznokcie u stóp, aby zwierzę nie drapało szwów podczas gojenia się rany. Upewnij się, że pazury nie są zbyt krótko przycięte, ponieważ może to prowadzić do bólu i krwawienia zwierzęcia.
    5. Dokładnie ogol głowę zwierzęcia od tyłu uszu do przestrzeni między oczami za pomocą elektrycznego trymera do golenia.
    6. Miejscowe znieczulenie należy zastosować poprzez wstrzyknięcie SQ bupiwakainy (0,3 ml 0,125% bupiwakainy rozcieńczonej z roztworu podstawowego) w czubek głowy zwierzęcia w miejscu nacięcia.
    7. Zamontuj zwierzę na ramie stereotaktycznej, używając pasków nausznych, aby zapobiec poruszaniu się głowy podczas operacji. Umieść poduszkę grzewczą z obiegową wodą pod zwierzęciem, aby utrzymać wewnętrzną temperaturę zwierzęcia.
    8. Nałożyć sterylną obłożenie, np. zatwierdzoną przez instytucję sterylną folię plastikową, aby odizolować pole operacyjne.
    9. Wyszoruj obszar operacyjny za pomocą naprzemiennego roztworu betadyny i peelingów izopropanolowych.
    10. Wykonaj uszczypnięcie palca u nogi zgodnie z protokołem instytucjonalnym, aby upewnić się, że zwierzę znajduje się pod płaszczyzną chirurgiczną.
  2. Przygotowanie zwierzęcia do implantacji
    1. Wykonaj nacięcie o długości około 1 cala w dolnej linii środkowej, odsłaniając czaszkę za pomocą ostrza skalpela nr 10. Tępo usuń okostną za pomocą aplikatora z bawełnianą końcówką i zatamuj krwawienie za pomocą gaziku. Cofnij otaczającą tkankę za pomocą zacisków krokodylkowych oraz oczyść i odwodnij czaszkę nadtlenkiem wodoru.
    2. Umieść kilka kropel kleju tkankowego na bazie cyjanoakrylanu na odsłoniętej czaszce, aby poprawić wiązanie cementu dentystycznego w późniejszych krokach.
    3. W wybranej półkuli zaznacz obszar kory ruchowej odpowiadający ruchowi przedniej łapy około 3 mm w bok do linii środkowej i 2 mm przed bregmą, tworząc nacięcie w kości.
    4. Usuń część czaszki za pomocą wiertła dentystycznego z zaokrągloną końcówką o średnicy 1,75 mm, zwracając szczególną uwagę, aby nie wiercić zbyt szybko ani zbyt głęboko, i opierając jedną rękę na ramie stereotaktycznej. Wiertło powinno być przykładane do czaszki z przerwami, aby uniknąć przegrzania31.
    5. Odbij oponę twardą za pomocą cienkiego haczykowatego kilofa 45° dura.
    6. Oczyść krwawienie za pomocą aplikatora z bawełnianą końcówką i soli fizjologicznej, uważając, aby nie dotykać bezpośrednio powierzchni mózgu.
  3. Wprowadzenie mikroelektrody do kory ruchowej
    1. Ostrożnie zamontuj wysterylizowaną mikroelektrodę w uniwersalnym uchwycie na ramie stereotaktycznej, uważając, aby nie uderzyć w trzpień elektrody. Upewnij się, że złącze interfejsu headstage elektrody jest mocno przytrzymane przez uchwyt.
      UWAGA: W tym przypadku użyto niefunkcjonalnej elektrody z trzpieniem krzemowym w stylu Michigan o wymiarach 2 mm x 123 μm x 15 μm, a trzpień został włożony za pomocą cienkich kleszczy.
    2. Za pomocą mikromanipulatorów na ramie stereotaktycznej ostrożnie umieść końcówkę elektrody nad otwartą kraniotomią.
    3. Delikatnie opuść elektrodę na około 2 mm w głąb mózgu, używając mikromanipulatorów jako przewodnika pomiarowego (w zależności od wyboru elektrody może być wymagane automatyczne wprowadzanie w kontrolowanych szybkościach). Zachowaj ostrożność, aby w miarę możliwości unikać widocznego unaczynienia. Gdy elektroda znajdzie się na swoim miejscu, ostrożnie zwolnij złącze z uniwersalnego uchwytu i wsuń ramię wprowadzające.
    4. Ostrożnie oczyść wszelkie krwawienia z okolic elektrody za pomocą aplikatora z bawełnianą końcówką i soli fizjologicznej.
    5. Uszczelnij kraniotomię wokół wszczepionej elektrody za pomocą elastomeru silikonowego.
    6. Przymocuj elektrodę do czaszki za pomocą cementu dentystycznego.
    7. Gdy cement całkowicie wyschnie, zbliż krawędzie nacięcia do siebie z przodu i z tyłu cementowej nasadki i zszyj je.
  4. Opieka pooperacyjna
    1. Pozwól zwierzęciu dojść do siebie na poduszce grzewczej z krążącą wodą, jednocześnie kontynuując monitorowanie jego parametrów życiowych. Unikaj używania lamp grzewczych, ponieważ temperatura z lamp jest trudniejsza do kontrolowania, a zwierzęta mogą się przegrzać.
    2. Gdy zwierzę jest w pełni przytomne, przenieś je do czystej klatki z łatwym dostępem do jedzenia i wody.
    3. W dniach pooperacyjnych 1 - 3 należy podawać zwierzętom antybiotyk SQ cefalosporyny (25 mg/kg) i niesteroidowy lek przeciwzapalny (5 mg/kg), aby zapobiec infekcji i opanować ból.
    4. Codziennie monitoruj zwierzęta pod kątem oznak bólu lub dyskomfortu, krwawienia, zmiany masy ciała lub problemów ze szwami co najmniej do 5 dnia po operacji.

2. Testy behawioralne

  1. W przypadku wszystkich testów behawioralnych należy przetestować zwierzęta 2 razy na test w tygodniu poprzedzającym operację wszczepienia elektrody, aby obliczyć ich wyjściowe wyniki sprzed operacji. Po operacji pozwól zwierzętom odpocząć przez 1 tydzień przed rozpoczęciem testów zachowania 2 razy w tygodniu na każdym teście. Przez cały czas trwania badania należy stosować spójne warunki testowe zarówno w przypadku badań przed, jak i pooperacyjnych, aby zminimalizować wpływ stresu na wydajność, co może skutkować pomiarem lęku.
    1. Na początku każdej sesji badawczej i po każdym zwierzęciu należy oczyścić cały sprzęt badawczy środkiem sterylizującym na bazie dwutlenku chloru.
    2. Sfilmuj testowanie siatki i drabiny na otwartym polu. Testy te wymagają kamery wideo (1080p, minimum 15 kl./s, pole widzenia po przekątnej 78°), laptopa i miejsca do przechowywania danych wideo.
    3. Na początku każdego dnia badań należy przyprowadzić zwierzęta do pomieszczenia do przeprowadzania testów i pozwolić im się zaaklimatyzować przez co najmniej 20 minut przed rozpoczęciem badania. Pomieszczenie powinno być oświetlone i mieć kontrolowaną temperaturę, a wszystkie testy powinien wykonywać ten sam personel. Idealnie byłoby, gdyby to samo pomieszczenie było używane dla wszystkich zwierząt przez cały czas trwania testów, bez żadnych zmian w pomieszczeniu.
    4. Używaj nagród w postaci jedzenia, aby zachęcić zwierzęta do wykonania zadań, zwłaszcza podczas treningu na drabinie. Płatki śniadaniowe lub małe kawałki chipsów bananowych lub krakersów są dobrymi nagrodami.
    5. Znormalizuj wszystkie tygodniowe wyniki testów do wyników sprzed operacji dla każdego zwierzęcia z osobna (równanie 1).
      Równanie 1: figure-protocol-1
  2. Testowanie siatki w otwartym polu
    UWAGA: Test siatki w otwartym polu został zbudowany we własnym zakresie i ma powierzchnię toczną 1m2 z nieprzezroczystymi ścianami bocznymi o wysokości około 40 cm. Dolna powierzchnia bieżna siatki jest podzielona na 9 równych kwadratów od spodu za pomocą taśmy (Rysunek 1A). Kamera rejestrująca jest zamontowana na stałe powyżej środka siatki na rusztowaniu.
    1. Aby rozpocząć testowanie na otwartym polu, umieść zwierzę na środku siatki, odwrócone od testera.
    2. Pozwól zwierzęciu swobodnie biegać przez 3 minuty podczas nagrywania wideo.
    3. Gdy zwierzę zakończy badania, wyjmij je z siatki i włóż z powrotem do klatki. Dokładnie wyczyść kratkę środkiem sterylizującym na bazie dwutlenku chloru.
    4. Przetestuj każde zwierzę 1 raz na dzień testowy.
    5. Analizuj liczbę przekroczonych linii siatki, całkowitą przebytą odległość i maksymalną prędkość zwierzęcia jako wskaźniki funkcji motoryki dużej za pomocą oprogramowania do śledzenia wideo.
      UWAGA: Przedstawione tutaj dane zostały skwantyfikowane ręcznie przez przeszkolonych badaczy, ale preferowane jest użycie niedawno opracowanego wewnętrznego algorytmu śledzenia32.
  3. Testowanie drabiny
    UWAGA: Test drabiny został zbudowany wewnętrznie i składa się z 2 przezroczystych akrylowych ścian bocznych, każda o długości 1 m, połączonych szczeblami o średnicy 3 mm oddalonymi od siebie o 2 cm (Rysunek 2A). Testowanie drabinkowe jest testem wykwalifikowanym i dlatego wymaga 1 tygodnia szkolenia przed zarejestrowaniem wyników wyjściowych sprzed operacji. Protokół szkolenia i testowania jest taki sam.
    1. Przenieś zwierzę do tymczasowej, czystej klatki, aby rozpocząć testowanie drabiny.
    2. Ustaw drabinę tak, aby łączyła 2 klatki. Początkowy koniec drabiny spoczywa na czystej klatce, a końcowy koniec spoczywa na domowej klatce zwierzęcia, aby służyć jako motywacja do ukończenia biegu.
    3. Umieść tę samą (lub podobną) kamerę wideo na statywie na środku drabiny. Kamera powinna znajdować się na wysokości szczebla i umożliwiać widoczność całej drabiny.
    4. Przy włączonej kamerze wideo przytrzymaj zwierzę do linii startu drabiny, pozwalając jego przednim łapom dotknąć pierwszego szczebla.
    5. Pozwól zwierzęciu przejść przez drabinę we własnym tempie. Czas, jaki upłynął od momentu, w którym łapa zwierzęcia dotknie pierwszego szczebla, a metą na trzecim i ostatnim szczeblu określi czas przejścia zwierzęcia.
    6. Jeśli zwierzę obróci się na drabinie lub nie ruszy się przez okres 20 sekund, należy wziąć pod uwagę, że zwierzę nie przeszło biegu. Przypisz zwierzętom czas zdobywania punktów karnych za każdy nieudany bieg. Określ karny czas na podstawie najwolniejszego występu zarejestrowanego podczas testów przedoperacyjnych27.
    7. Pozwól każdemu zwierzęciu przejść przez drabinę 5 razy w ciągu dnia testowego, z około 1 minutą odpoczynku pomiędzy każdym biegiem.
    8. Uśrednij najszybsze 3 biegi dziennie jako metrykę funkcji motoryki małej. Dodatkowo rejestruj, ile razy każda z przednich łap ześlizgnęła się ze szczebli za pomocą oprogramowania do śledzenia wideo.
      UWAGA: Przedstawione tutaj dane zostały ręcznie określone ilościowo przez przeszkolonych badaczy, ale preferowane jest użycie niedawno opracowanego wewnętrznego algorytmu śledzenia przy użyciu Dona i wsp.32.
  4. Badanie wytrzymałości chwytu
    1. Skalibruj miernik siły chwytu przed każdą sesją testową i zmierz siłę w gramach.
    2. Umieść miernik siły chwytu na krawędzi blatu z kierownicą uchwytu wysuniętą nad podłogą.
    3. Pozwól zwierzęciu chwycić kierownicę obiema przednimi łapami, trzymając zwierzę za podstawę ogona (Rysunek 3A).
    4. Gdy zwierzę mocno chwyci każdą łapą, odciągnij zwierzę od miernika za podstawę ogona z powolną i stałą siłą.
    5. Zapisz maksymalną siłę chwytu wywieraną przez zwierzę, która jest wyświetlana na wyjściu cyfrowym przez miernik siły chwytu.
    6. Badaj każde zwierzę 3 razy w ciągu dnia testowego z około 2 minutami odpoczynku między każdym testem.
    7. Jako wskaźnik funkcji motoryki małej, zapisz i uśrednij maksymalną siłę chwytu z każdej z 3 prób.

3. Protokół postbehawioralny

  1. Po wszystkich testach behawioralnych (np. 8 - 16 tygodni po implantacji) należy dokładnie znieczulić zwierzęta za pomocą ketaminy (160 mg/kg) i ksylazyny (20 mg/kg), perfuzję przezsercową, pobrać ich mózgi i pokroić je w krioplastykę, a następnie wybarwić tkankę za pomocą markerów immunohistochemicznych w celu ilościowego określenia odpowiedzi komórkowej wokół miejsca implantacji33,34,35,36,37,38.

4. Analiza statystyczna

UWAGA: Prospektywna analiza mocy jest zdecydowanie zalecana dla wszelkich badań mających na celu odpowiedź na konkretne pytanie badawcze. Analiza mocy, która informuje o liczbie zwierząt wymaganej do osiągnięcia istotności statystycznej dla konkretnego projektu badania, powinna opierać się na konkretnej hipotezie badawczej, projekcie doświadczenia, szacowanej wielkości efektu i zmienności zamierzonych metod leczenia, a także wielkości skutku wymaganej do osiągnięcia znaczenia klinicznego lub naukowego.

  1. Przeprowadzanie analiz statystycznych przy użyciu powszechnie używanego oprogramowania statystycznego.
  2. Tabelaryzuj statystyki opisowe i wyświetlaj je jako średnią ± błędu standardowego.
  3. Przeanalizuj wydajność behawioralną [w siatce otwartego pola (krok 2.2), drabinie (krok 2.3) i teście siły chwytu (krok 2.4)] w każdym tygodniowym punkcie czasowym, aby porównać grupy kontrolne i wszczepione za pomocą testu t dla dwóch prób. Traktuj każdy tygodniowy punkt czasowy jako niezależną miarę.
  4. Określ ilościowo wydajność podłużną za pomocą modelu liniowego z efektem mieszanym. Tydzień i grupa są stałymi czynnikami, a zwierzę doświadczalne jest zagnieżdżone w grupie jako efekt losowy. Analiza wariancji (ANOVA) służy do określenia efektu czynnika o poziomie istotności p < 0,05.
  5. Porównaj wydajność drabiny z intensywnością immunoglobiny G (IgG) za pomocą analizy regresji liniowej. Oblicz współczynnik korelacji metodą Pearsona.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Korzystając z przedstawionych tutaj metod, operacja wszczepienia mikroelektrody w korze ruchowej jest przeprowadzana zgodnie z ustalonymi procedurami39,40,41,42, po czym następuje badanie siatki w otwartym polu w celu oceny funkcji motorycznej oraz badanie drabiny i siły chwytu w celu oceny funkcji motorycznej27. Testy funkcji motorycznyc...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiony tutaj protokół został wykorzystany do skutecznego i powtarzalnego pomiaru deficytu motorycznego zarówno małego, jak i dużego w modelu uszkodzenia mózgu gryzoni. Dodatkowo pozwala na korelację zachowań motorycznych z wynikami histologicznymi po wszczepieniu mikroelektrody do kory ruchowej. Metody są łatwe do naśladowania, niedrogie w konfiguracji i mogą być modyfikowane w celu dopasowania do indywidualnych potrzeb badacza. Co więcej, testy behawioralne nie powodują dużego stresu ani bólu u zwierząt; Naukowcy...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie było częściowo wspierane przez Merit Review Award #B1495-R (Capadona) oraz Presidential Early Career Award for Scientist and Engineers (PECASE, Capadona) od United States (US) Department of Veterans Affairs Rehabilitation Research and Development Service. Ponadto praca ta była częściowo wspierana przez Biuro Asystenta Sekretarza Obrony ds. Zdrowia za pośrednictwem Recenzowanego Programu Badań Medycznych w ramach nagrody nr W81XWH-15-1-0608. Treść nie reprezentuje poglądów Departamentu ds. Weteranów Stanów Zjednoczonych ani rządu Stanów Zjednoczonych. Autorzy chcieliby podziękować dr Hiroyuki Arakawa z CWRU Rodent Behavior Core za jego wskazówki w projektowaniu i testowaniu protokołów behawioralnych gryzoni. Autorzy chcieliby również podziękować Jamesowi Drake'owi i Kevinowi Talbotowi z Wydziału Inżynierii Mechanicznej i Lotniczej CWRU za ich pomoc w zaprojektowaniu i wyprodukowaniu testu drabiny dla gryzoni

.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Szczury Sprague Dawley, samiec, 201-225gSystem
Compac5Vetequip901812
Trymery elektryczneWahl9918-6171
Rama stereotaktycznaDavid Kopf Instruments1760
Podgrzewana poduszka wodna i pompa GaymarBraintree Scientific Inc  TP-700
Klej tkankowy Vetbond3M07-805-5031
Wiertło dentystycznePearson DentalO60-0045
Pick DuraFine Science Tools10064-14
Mikroelektroda z trzpieniem silikonowymWyprodukowano we własnym zakresie w Cleveland VA Medical CenterN/A
Elastomer silikonowy KwikCastWorld Precision InstrumentsCement dentystyczny KWIK-CAST
Teets AM Systems525000
Webcam HD Pro c920Logitec960-000764
Miernik siły chwytuAparat Harvard565084
Oprogramowanie statystyczne Minitab 17Minitab Inc
Test siatki w otwartym poluWykonane we własnym zakresie w Case Western Reserve UniversityN/A
Test drabinyWyprodukowano we własnym zakresie w Case Western Reserve UniversityN/A
Królicze przeciwciało anty szczurze IgGBio-Rad618501
anestezjologiczny Charles River CD

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Donoghue, J. P. Bridging the brain to the world: a perspective on neural interface systems. Neuron. 60 (3), 511-521 (2008).
  2. McFarland, D. J., Sarnacki, W. A., Wolpaw, J. R. Electroencephalographic (EEG) control of three-dimensional movement. Journal of Neural Engineering. 7 (3), 036007(2010).
  3. Wolpaw, J. R., McFarland, D. J. Control of a two-dimensional movement signal by a noninvasive brain-computer interface in humans. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101 (51), 17849-17854 (2004).
  4. Bell, C. J., Shenoy, P., Chalodhorn, R., Rao, R. P. Control of a humanoid robot by a noninvasive brain-computer interface in humans. Journal of Neural Engineering. 5 (2), 214-220 (2008).
  5. Collinger, J. L., et al. High-performance neuroprosthetic control by an individual with tetraplegia. The Lancet. 381 (9866), 557-564 (2013).
  6. Hochberg, L. R., et al. Reach and grasp by people with tetraplegia using a neurally controlled robotic arm. Nature. 485 (7398), 372-375 (2012).
  7. Ajiboye, A. B., et al. Restoration of reaching and grasping movements through brain-controlled muscle stimulation in a person with tetraplegia: a proof-of-concept demonstration. The Lancet. 389 (10081), 1821-1830 (2017).
  8. Bowsher, K., et al. Brain-computer interface devices for patients with paralysis and amputation: a meeting report. Journal of Neural Engineering. 13 (2), 023001(2016).
  9. Taylor, D. M., Tillery, S. I., Schwartz, A. B. Direct cortical control of 3D neuroprosthetic devices. Science. 296 (5574), 1829-1832 (2002).
  10. Taylor, D. M., Tillery, S. I., Schwartz, A. B. Information conveyed through brain-control: cursor versus robot. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 11 (2), 195-199 (2003).
  11. Jorfi, M., Skousen, J. L., Weder, C., Capadona, J. R. Progress towards biocompatible intracortical microelectrodes for neural interfacing applications. Journal of Neural Engineering. 12 (1), 011001(2015).
  12. Anderson, D. J. Penetrating multichannel stimulation and recording electrodes in auditory prosthesis research. Hearing Research. 242 (1-2), 31-41 (2008).
  13. Pourfar, M., et al. Assessing the microlesion effect of subthalamic deep brain stimulation surgery with FDG PET. Journal of Neurosurgery. 110 (6), 1278-1282 (2009).
  14. Hermann, J. K., et al. Inhibition of the cluster of differentiation 14 innate immunity pathway with IAXO-101 improves chronic microelectrode performance. Journal of Neural Engineering. , (2018).
  15. Bedell, H. W., et al. Targeting CD14 on blood derived cells improves chronic intracortical microelectrode performance in chronic modified state of neuroinflammation. Biomaterials. 163, 163-173 (2018).
  16. Kozai, T. D. Y., Jaquins-Gerstl, A. S., Vazquez, A. L., Michael, A. C., Cui, X. T. Brain tissue responses to neural implants impact signal sensitivity and intervention strategies. ACS Chemical Neuroscience. 6 (1), 48-67 (2015).
  17. Rennaker, R. L., Miller, J., Tang, H., Wilson, D. A. Minocycline increases quality and longevity of chronic neural recordings. Journal of Neural Engineering. 4 (2), 1-5 (2007).
  18. Saxena, T., et al. The impact of chronic blood-brain barrier breach on intracortical electrode function. Biomaterials. 34 (20), 4703-4713 (2013).
  19. Kozai, T. D., et al. Effects of caspase-1 knockout on chronic neural recording quality and longevity: insight into cellular and molecular mechanisms of the reactive tissue response. Biomaterials. 35 (36), 9620-9634 (2014).
  20. Biran, R., Martin, D., Tresco, P. Neuronal cell loss accompanies the brain tissue response to chronically implanted silicon microelectrode arrays. Experimental Neurology. 195 (1), 115-126 (2005).
  21. Potter, K. A., Buck, A. C., Self, W. K., Capadona, J. R. Stab injury and device implantation within the brain results in inversely multiphasic neuroinflammatory and neurodegenerative responses. Journal of Neural Engineering. 9 (4), 046020(2012).
  22. Szarowski, D. H., et al. Brain responses to micro-machined silicon devices. Brain Research. 983 (1-2), 23-35 (2003).
  23. Gunasekera, B., Saxena, T., Bellamkonda, R., Karumbaiah, L. Intracortical recording interfaces: current challenges to chronic recording function. ACS Chemical Neuroscience. 6 (1), 68-83 (2015).
  24. Villalobos, J., et al. Preclinical evaluation of a miniaturized Deep Brain Stimulation electrode lead. Conference Proceedings: Annual International Conferences of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 2015, 6908-6911 (2015).
  25. Zhong, Y., Bellamkonda, R. V. Controlled release of anti-inflammatory agent alpha-MSH from neural implants. Journal of Controlled Release. 106 (3), 309-318 (2005).
  26. Gage, G. J., et al. Surgical implantation of chronic neural electrodes for recording single unit activity and electrocorticographic signals. Journal of Visualized Experiments. (60), e3565(2012).
  27. Goss-Varley, M., et al. Microelectrode implantation in motor cortex causes fine motor deficit: implications on potential considerations to brain computer interfacing and human augmentation. Scientific Reports. 7, 15254(2017).
  28. Metz, G. A., Whishaw, I. Q. Cortical and subcortical lesions impair skilled walking in the ladder rung walking test: a new task to evaluate fore- and hindlimb stepping, placing, and co-ordination. Journal of Neuroscience Methods. 115 (2), 169-179 (2002).
  29. Bailey, K. R., Crawley, J. N. Anxiety-related behaviors in mice. Methods of Behavior Analysis in Neuroscience. Buccafusco, J. J. , CRC Press. Boca Raton, FL. chapter 5 (2009).
  30. Prut, L., Belzung, C. The open field as a paradigm to measure the effects of drugs on anxiety-like behaviors: a review. European Journal of Pharmacology. 463 (1-3), 3-33 (2003).
  31. Shoffstall, A. J., et al. Potential for thermal damage to the blood-brain barrier during craniotomy procedure: implications for intracortical recording microelectrodes. Journal of Neural Engineering. , (2017).
  32. Dona, K. R., et al. A novel single animal motor function tracking system using MATLAB's computer vision toolbox to assess functional deficits. Journal of Visualized Experiments. , Under Review (2018).
  33. Ereifej, E. S., et al. Implantation of neural probes in the brain elicits oxidative stress. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. , (2018).
  34. Ereifej, E. S., et al. The neuroinflammatory response to nanopatterning parallel grooves into the surface structure of intracortical microelectrodes. Advanced Functional Materials. , (2017).
  35. Ravikumar, M., et al. The roles of blood-derived macrophages and resident microglia in the neuroinflammatory response to implanted intracortical microelectrodes. Biomaterials. 0142-9612 (35), 8049-8064 (2014).
  36. Potter-Baker, K. A., et al. A comparison of neuroinflammation to implanted microelectrodes in rat and mouse models. Biomaterials. 34, 5637-5646 (2014).
  37. Nguyen, J. K., et al. Influence of resveratrol release on the tissue response to mechanically adaptive cortical implants. Acta Biomaterialia. 29, 81-93 (2016).
  38. Ravikumar, M., et al. The effect of residual endotoxin contamination on the neuroinflammatory response to sterilized intracortical microelectrodes. Journal of Materials Chemistry B. 2, 2517-2529 (2014).
  39. Potter, K. A., Simon, J. S., Velagapudi, B., Capadona, J. R. Reduction of autofluorescence at the microelectrode-cortical tissue interface improves antibody detection. Journal of Neuroscience Methods. 203 (1), 96-105 (2012).
  40. Potter, K. A., et al. Curcumin-releasing mechanically-adaptive intracortical implants improve the proximal neuronal density and blood-brain barrier stability. Acta Biomaterialia. 10 (5), 2209-2222 (2014).
  41. Nguyen, J. K., et al. Mechanically-compliant intracortical implants reduce the neuroinflammatory response. Journal of Neural Engineering. 11, 056014(2014).
  42. Potter, K. A., et al. The effect of resveratrol on neurodegeneration and blood brain barrier stability surrounding intracortical microelectrodes. Biomaterials. 34, 7001-7015 (2013).
  43. McConnell, G. C., et al. Implanted neural electrodes cause chronic, local inflammation that is correlated with local neurodegeneration. Journal of Neural Engineering. 6 (5), 056003(2009).
  44. Hamm, R. J., Pike, B. R., O'Dell, D. M., Lyeth, B. G., Jenkins, L. W. The rotarod test: an evaluation of its effectiveness in assessing motor deficits following traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 11 (2), 187-196 (1994).
  45. Teuber, H. L. Recovery of function after brain injury in man. Ciba Foundation Symposium. (34), 159-190 (1975).
  46. Carmel, J. B., Kimura, H., Martin, J. H. Electrical stimulation of motor cortex in the uninjured hemisphere after chronic unilateral injury promotes recovery of skilled locomotion through ipsilateral control. Journal of Neuroscience. 34 (2), 462-466 (2014).
  47. Hayn, L., Koch, M. Suppression of excitotoxicity and foreign body response by memantine in chronic cannula implantation into the rat brain. Brain Research Bulletin. 117, 54-68 (2015).
  48. Marklund, N. Rodent models of traumatic brain injury: methods and challenges. Methods in Molecular Biology. 1462, 29-46 (2016).
  49. Metz, G. A., Whishaw, I. Q. The ladder rung walking task: a scoring system and its practical application. Journal of Visualized Experiments. (28), e1204(2009).
  50. Pajoohesh-Ganji, A., Byrnes, K. R., Fatemi, G., Faden, A. I. A combined scoring method to assess behavioral recovery after mouse spinal cord injury. Neuroscience Research. 67 (2), 117-125 (2010).
  51. Chesler, E. J., Wilson, S. G., Lariviere, W. R., Rodriguez-Zas, S. L., Mogil, J. S. Influences of laboratory environment on behavior. Nature Neuroscience. 5 (11), 1101-1102 (2002).
  52. Crabbe, J. C., Wahlsten, D., Dudek, B. C. Genetics of mouse behavior: interactions with laboratory environment. Science. 284 (5420), 1670-1672 (1999).
  53. Richter, S. H., Garner, J. P., Auer, C., Kunert, J., Wurbel, H. Systematic variation improves reproducibility of animal experiments. Nature Methods. 7 (3), 167-168 (2010).
  54. Xiong, Y., Mahmood, A., Chopp, M. Animal models of traumatic brain injury. Nature Reviews Neuroscience. 14 (2), 128-142 (2013).
  55. Osier, N. D., Dixon, C. E. The controlled cortical impact model: applications, considerations for researchers, and future directions. Frontiers in Neurology. 7, 134(2016).
  56. Harrison, F. E., Hosseini, A. H., McDonald, M. P. Endogenous anxiety and stress responses in water maze and Barnes maze spatial memory tasks. Behavioural Brain Research. 198 (1), 247-251 (2009).
  57. Jackson, J. R., et al. Reduced voluntary running performance is associated with impaired coordination as a result of muscle satellite cell depletion in adult mice. Skeletal Muscle. 5, 41(2015).
  58. Potter-Baker, K. A., et al. Implications of chronic daily anti-oxidant administration on the inflammatory response to intracortical microelectrodes. Journal of Neural Engineering. 12 (4), 046002(2015).
  59. Ware, T., Simon, D., Rennaker, R. L., Voit, W. Smart polymers for neural interfaces. Polymer Reviews. 53 (1), 108-129 (2013).
  60. Ecker, M., et al. Sterilization of thiol-ene/acrylate based shape memory polymers for biomedical applications. Macromolecular Materials and Engineering. 302 (2), 160331(2017).
  61. Kozai, T., et al. Reduction of neurovascular damage resulting from microelectrode insertion into the cerebral cortex using in vivo two-photon mapping. Journal of Neural Engineering. 7 (4), 046011(2010).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Implantacja do kory ruchowejtestowanie na siatce w otwartym polutest przechodzenia po drabiniepomiar si y chwytubehawioralna ocena motorycznachirurgia stereotaktycznakorelacja histologicznaprzepuszczalno bariery krew m zgprecyzyjna funkcja motoryczna

Powiązane artykuły