Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Testy behawioralne gryzoni w celu oceny deficytów funkcjonalnych spowodowanych implantacją mikroelektrod w korze ruchowej szczura

8.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/57829

⸱

18 sierpnia 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Advanced Platform Technology Center, Rehabilitation Research and Development, Louis Stokes Cleveland Department of Veterans Affairs Medical Center, 2Department of Biomedical Engineering, Case Western Reserve University

W tym artykule

Podsumowanie

Wykazaliśmy, że wszczepienie mikroelektrody w korze ruchowej szczurów powoduje natychmiastowe i trwałe deficyty motoryczne. Proponowane tutaj metody obejmują operację wszczepienia mikroelektrod i trzy zadania behawioralne gryzoni w celu wyjaśnienia potencjalnych zmian w funkcji motorycznej małej lub dużej spowodowanej uszkodzeniem kory ruchowej spowodowanym implantacją.

Streszczenie

Urządzenia medyczne wszczepione do mózgu mają ogromny potencjał. Jako część systemu Brain Machine Interface (BMI), mikroelektrody wewnątrzkorowe wykazują zdolność do rejestrowania potencjałów czynnościowych z pojedynczych lub małych grup neuronów. Takie zarejestrowane sygnały zostały z powodzeniem wykorzystane, aby umożliwić pacjentom łączenie się z komputerami, kończynami robotów i własnymi kończynami lub sterowanie nimi. Jednak wcześniejsze badania na zwierzętach wykazały, że wszczepienie mikroelektrody do mózgu nie tylko uszkadza otaczającą tkankę, ale może również powodować deficyty funkcjonalne. W tym miejscu omawiamy serię testów behawioralnych w celu ilościowego określenia potencjalnych zaburzeń motorycznych po wszczepieniu mikroelektrod wewnątrzkorowych do kory ruchowej szczura. Metody badania siatki w otwartym polu, przechodzenia przez drabinę i siły chwytu dostarczają cennych informacji na temat potencjalnych powikłań wynikających z implantacji mikroelektrod. Wyniki testów behawioralnych są skorelowane z histologią punktu końcowego, dostarczając dodatkowych informacji na temat patologicznych wyników i wpływu tej procedury na sąsiednią tkankę.

Wprowadzenie

Mikroelektrody wewnątrzkorowe były pierwotnie używane do mapowania obwodów mózgu i stały się cennym narzędziem umożliwiającym wykrywanie intencji motorycznych, które mogą być wykorzystane do generowania funkcjonalnych wyników1. Wykryte wyniki funkcjonalne mogą pomóc osobom cierpiącym na urazy rdzenia kręgowego, porażenie mózgowe, stwardnienie zanikowe boczne (ALS) lub inne schorzenia ograniczające ruchy kontrolę kursora komputerowego2,3 lub robotic arm4,5,6, lub przywrócić funkcję do własnej niepełnosprawnej kończyny7. W związku z tym technologia mikroelektrod wewnątrzkorowych stała się obiecującą i szybko rozwijającą się dziedziną8.

Ze względu na sukcesy w tej dziedzinie, prowadzone są badania kliniczne mające na celu poprawę i lepsze zrozumienie możliwości technologii BMI5,9,10. Wykorzystując pełen potencjał komunikacji z neuronami w mózgu, aplikacje rehabilitacyjne są postrzegane jako nieograniczone8. Chociaż istnieje duży optymizm co do przyszłości technologii mikroelektrod wewnątrzkorowych, dobrze wiadomo również, że mikroelektrody ostatecznie zawodzą11, prawdopodobnie z powodu ostrej reakcji neurozapalnej po implantacji. Zagnieżdżenie się obcego materiału w mózgu powoduje natychmiastowe uszkodzenie otaczającej tkanki i prowadzi do dalszych uszkodzeń spowodowanych reakcją neurozapalną, która różni się w zależności od właściwości implantu12. Ponadto implant w mózgu może powodować efekt mikrouszkodzenia: zmniejszenie metabolizmu glukozy, które uważa się za spowodowane ostrym obrzękiem i krwotokiem spowodowanym wprowadzeniem urządzenia13. Co więcej, jakość sygnału i czas, w którym można rejestrować użyteczne sygnały, są niespójne, niezależnie od modelu zwierzęcego11,14,15,16. Kilka badań wykazało związek między zapaleniem nerwów a wydajnością mikroelektrod17,18,19. Dlatego konsensus społeczności jest taki, że odpowiedź zapalna tkanki nerwowej otaczającej mikroelektrody, przynajmniej częściowo, zagraża niezawodności elektrod.

Wiele badań dotyczyło miejscowego stanu zapalnego11,20,21,22 lub badał metody zmniejszenia uszkodzeń mózgu spowodowanych przez insertion11,23,24,25, w celu poprawy jakości nagrywania Z biegiem czasu14,26. Dodatkowo, ostatnio wykazaliśmy, że jatrogenne uszkodzenie spowodowane wprowadzeniem mikroelektrody do kory ruchowej szczurów powoduje natychmiastowy i trwały deficyt motoryczny27. W związku z tym celem przedstawionych tutaj protokołów jest dostarczenie badaczom ilościowej metody oceny możliwych deficytów motorycznych w wyniku urazu mózgu po implantacji i trwałej obecności urządzeń wewnątrzkorowych (mikroelektrod w przypadku tego manuskryptu). Opisane tutaj testy behawioralne zostały zaprojektowane w celu wykrycia zarówno upośledzenia funkcji motorycznych dużych, jak i małych i mogą być stosowane w wielu modelach uszkodzeń mózgu. Metody te są proste, powtarzalne i można je łatwo wdrożyć w modelu gryzoni. Co więcej, przedstawione tutaj metody pozwalają na korelację zachowań motorycznych z wynikami histologicznymi, co jest korzyścią, której do niedawna autorzy nie widzieli w publikacji w dziedzinie BMI. Wreszcie, ponieważ metody te zostały zaprojektowane do testowania funkcji motoryki małej28, funkcji motoryki dużej29, oraz zachowania związane ze stresem i lękiem29,30, przedstawione tutaj metody można również zaimplementować w różnych modelach urazów głowy, w których naukowcy chcą wykluczyć (lub w) jakiekolwiek deficyty funkcji motorycznych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury i praktyki opieki nad zwierzętami zostały zatwierdzone i przeprowadzone zgodnie z wytycznymi Komitetów ds. Instytucjonalnej Opieki i Wykorzystania Zwierząt w Louis Stokes Cleveland Department of Veterans Affairs Medical Center.

UWAGA: Aby zapoznać badaczy z kwestią decyzji o zastosowaniu modelu rany kłutej jako grupy kontrolnej, zaleca się przeanalizowanie pracy Pottera et al.21.

1. Chirurgiczna procedura implantacji mikroelektrod

  1. Przygotowanie zwierzęcia przed operacją
    1. Zanurzyć zwierzę w komorze indukcyjnej i podać izofluran (2 - 4%). Podczas znieczulenia nieustannie monitorować zwierzę za pomocą systemu pomiaru parametrów życiowych w celu kontroli częstotliwości akcji serca oraz poziomu utlenowania krwi.
    2. Przenieść zwierzę do maski nosowej, aby kontynuować znieczulenie. Wstrzyknąć podskórnie (SQ) antybiotyk z grupy cefalosporyn, np. cefazolinę (25 mg/kg) oraz niesteroidowy lek przeciwzapalny, np. karprofen (5 mg/kg), odpowiednio w celu zapobiegania infekcjom i łagodzenia bólu.
    3. Obficie nałożyć maść oftalmologiczną na oczy zwierzęcia, aby zapobiec ich wysychaniu.
    4. Za pomocą obcinaczek do pazurków małych zwierząt przyciąć pazury, aby zapobiec rozgrzebaniu szwów przez zwierzę podczas gojenia rany. Należy upewnić się, że pazury nie zostały przycięte zbyt krótko, ponieważ może to spowodować ból i krwawienie.
    5. Dokładnie ogolić głowę zwierzęcia od okolic za uszami aż do obszaru między oczami, używając elektrycznej maszynki do golenia.
    6. Zapewnić znieczulenie miejscowe poprzez wstrzyknięcie podskórnie (SQ) bupiwakainy (0,3 mL bupiwakainy 0,125% rozcieńczonej z roztworem macierzystym) na szczycie głowy zwierzęcia w miejscu nacięcia.
    7. Zamocować zwierzę w ramie stereotaktycznej, używając wsporników usznych, aby zapobiec ruchom głowy podczas operacji. Pod zwierzęciem umieścić podkładkę grzewczą z cyrkulującą wodą w celu utrzymania wewnętrznej temperatury ciała.
    8. Założyć sterylną draperię, np. zatwierdzoną przez instytucję sterylną folię stretch, aby odizolować pole operacyjne.
    9. Oczyścić obszar operacyjny, stosując naprzemiennie betadynę oraz izopropanol.
    10. Wykonać test ucisku palca zgodnie z protokołem instytucjonalnym, aby upewnić się, że zwierzę znajduje się w chirurgicznej płaszczyźnie znieczulenia.
  2. Przygotowanie zwierzęcia do implantacji
    1. Wykonać nacięcie o długości około 1 cala wzdłuż linii środkowej, odsłaniając czaszkę za pomocą ostrza skalpela nr 10. Ostrożnie usunąć okostną za pomocą aplikatora z bawełnianą końcówką i zatamować ewentualne krwawienie za pomocą gazy. Odsunąć otaczające tkanki za pomocą kleszczyków typu alligator, a następnie oczyścić i ododawodnić czaszkę nadtlenkiem wodoru.
    2. Nanieść kilka kropel kleju tkankowego na bazie cyjanoakrylanu na odsłoniętą czaszkę, aby poprawić wiązanie cementu dentystycznego w kolejnych krokach.
    3. W wybranej półkuli zaznaczyć obszar kory ruchowej odpowiadający ruchom przedniej łapy, około 3 mm bocznie od linii środkowej i 2 mm przed bregma, wykonując niewielkie nacięcie w kości.
    4. Usunąć fragment czaszki za pomocą wiertarki dentystycznej z zaokrągloną końcówką o średnicy 1,75 mm, zwracając szczególną uwagę, aby nie wiercić zbyt szybko ani zbyt głęboko, opierając jedną rękę o ramę stereotaktyczną. Wiertarkę należy przykładać do czaszki przerywanie, aby uniknąć przegrzania31.
    5. Odsunąć oponę twardą za pomocą cienkiego haczykowatego zgłębnika do opony twardej pod kątem 45°.
    6. Oczyścić wszelkie krwawienie za pomocą aplikatora z bawełnianą końcówką i soli fizjologicznej, uważając, aby nie dotknąć bezpośrednio powierzchni mózgu.
  3. Wprowadzenie mikroelektrody do kory ruchowej
    1. Ostrożnie zamocować sterylizowaną mikroelektrodę w uchwycie uniwersalnym ramy stereotaktycznej, uważając, aby nie uderzyć w trzpień elektrody. Upewnić się, że konektor interfejsu headstage elektrody jest mocno trzymany przez uchwyt.
      UWAGA: W tym przypadku użyto niefunkcjonalnej elektrody krzemowej typu Michigan o wymiarach 2 mm x 123 µm x 15 µm, a trzpień wprowadzono za pomocą precyzyjnej pęsety.
    2. Za pomocą mikromanipulatorów ramy stereotaktycznej ostrożnie ustawić końcówkę elektrody nad otworem trepanacyjnym.
    3. Powoli opuścić elektrodę na głębokość około 2 mm do wnętrza mózgu, używając mikromanipulatorów jako przewodnika pomiarowego (w zależności od wybranej elektrody może być wymagane automatyczne wprowadzanie z kontrolowaną prędkością). Należy unikać widocznych naczyń krwionośnych wszędzie tam, gdzie jest to możliwe. Po umieszczeniu elektrody ostrożnie zwolnić konektor z uchwytu uniwersalnego i cofnąć ramię wprowadzające.
    4. Ostrożnie oczyścić krew wokół elektrody za pomocą aplikatora z bawełnianą końcówką i soli fizjologicznej.
    5. Uszczelnić otwór trepanacyjny wokół zaimplantowanej elektrody za pomocą elastomeru silikonowego.
    6. Zamocować elektrodę do czaszki za pomocą cementu dentystycznego.
    7. Po całkowitym wyschnięciu cementu zbliżyć brzegi nacięcia przed i za cementową czapeczką i zszyć je.
  4. Opieka pooperacyjna
    1. Pozwolić zwierzęciu dojść do siebie na podkładce grzewczej z cyrkulującą wodą, kontynuując monitorowanie jego parametrów życiowych. Należy unikać stosowania lamp grzewczych, ponieważ temperaturę z lamp trudniej kontrolować, co może prowadzić do przegrzania zwierząt.
    2. Po całkowitym wybudzeniu zwierzęcia przenieść je do czystej klatki z łatwym dostępem do pożywienia i wody.
    3. W dniach 1–3 po operacji podawać zwierzętom podskórnie (SQ) antybiotyk z grupy cefalosporyn (25 mg/kg) oraz niesteroidowy lek przeciwzapalny (5 mg/kg), aby zapobiec infekcjom i łagodzić ból.
    4. Codziennie monitorować zwierzęta pod kątem objawów bólu lub dyskomfortu, krwawienia, zmiany masy ciała lub problemów ze szwami przez co najmniej 5 dni po operacji.

2. Badania behawioralne

  1. W przypadku wszystkich testów behawioralnych należy poddać zwierzęta badaniom dwukrotnie dla każdego testu w tygodniu poprzedzającym operację implantacji elektrod, aby obliczyć ich bazowe wyniki przedoperacyjne. Po operacji należy zapewnić zwierzętom tydzień odpoczynku przed rozpoczęciem testów behawioralnych, przeprowadzanych dwukrotnie w tygodniu dla każdego testu. Przez cały okres badania, zarówno w fazie przed-, jak i pooperacyjnej, należy stosować spójne warunki testowe, aby zminimalizować wpływ stresu na wyniki, co mogłoby doprowadzić do pomiaru lęku.
    1. Należy oczyścić cały sprzęt testowy środkiem sterylizującym na bazie dwutlenku chloru na początku każdej sesji testowej oraz po każdym zwierzęciu.
    2. Sfilmuj testy w otwartym polu, na kratce oraz na drabinie. Testy te wymagają użycia kamery wideo (1080p, minimum 15 kl./s, 78° przekątne pole widzenia), laptop oraz miejsce na przechowywanie danych wideo.
    3. Na początku każdego dnia badań należy przenieść zwierzęta do pomieszczenia testowego i pozwolić im na aklimatyzację przez co najmniej 20 min przed rozpoczęciem testów. Pomieszczenie powinno być oświetlone i mieć kontrolowaną temperaturę, a wszystkie badania powinny być przeprowadzane przez ten sam personel. W idealnym przypadku do wszystkich zwierząt w całym przebiegu badań powinno być wykorzystywane to samo pomieszczenie, bez wprowadzania w nim żadnych zmian.
    4. Stosuj nagrody pokarmowe, aby zachęcić zwierzęta do wykonywania zadań, zwłaszcza podczas treningu na drabinie. Dobrymi nagrodami są płatki zbożowe lub małe kawałki chipsów bananowych bądź krakersów.
    5. Znormalizuj wszystkie tygodniowe wyniki testów do wyników uzyskanych przed operacją dla każdego zwierzęcia z osobna (Równanie 1).
      Równanie 1: Wzór na procentową zmianę: \((wynik\ wyjściowy - wynik\ testu\ tygodniowego) / wynik\ wyjściowy \times 10\)
  2. Testy w otwartej przestrzeni z siatką (Open field grid testing)
    UWAGA: Test otwartej przestrzeni z kratownicą (open field grid test) został zbudowany wewnętrznie i posiada powierzchnię biegową o wymiarach 1 m2 z nieprzezroczystymi ściankami bocznymi o wysokości około 40 cm. Dolna powierzchnia biegowa kraty jest podzielona od spodu na 9 równych kwadratów za pomocą taśmy (Rycina 1A). Kamera rejestrująca jest na stałe zamontowana na rusztowaniu nad środkiem siatki.
    1. Aby rozpocząć test w otwartym polu z siatką, należy umieścić zwierzę w centrum siatki, tyłem do badacza.
    2. Pozostaw zwierzę w swobodnym ruchu przez 3 min, nagrywając w tym czasie wideo.
    3. Po zakończeniu testów należy wyjąć zwierzę z kratki i umieścić je z powrotem w klatce. Kratkę należy dokładnie oczyścić środkiem sterilizującym na bazie dwutlenku chloru.
    4. Badaj każde zwierzę raz w ciągu dnia testowego.
    5. Przeanalizuj liczbę przekroczonych linii siatki, całkowitą przebyte odległość oraz maksymalną prędkość zwierzęcia jako wskaźniki ogólnej funkcji motorycznej, wykorzystując oprogramowanie do śledzenia wideo.
      UWAGA: Przedstawione tutaj dane zostały ilościowo określone ręcznie przez przeszkolonych badaczy, jednak zaleca się stosowanie niedawno opracowanego wewnętrznego algorytmu śledzenia32.
  3. Testowanie drabiną
    UWAGA: Test drabinkowy został wykonany wewnętrznie i składa się z 2 przezroczystych ścianek bocznych z akrylu, każda o długości 1 m, połączonych szczeblami o średnicy 3 mm rozmieszczonymi w odstępach 2 cm (Rysunek 2A). Test drabinkowy jest testem wymagającym umiejętności, dlatego przed zarejestrowaniem wyników bazowych przed operacją wymagany jest tydzień treningu. Protokół treningu i testowania jest taki sam.
    1. Przenieś zwierzę do tymczasowej, czystej klatki przetrzymującej, aby rozpocząć test drabinkowy.
    2. Ustaw drabinę w taki sposób, aby łączyła dwie klatki. Początkowy koniec drabiny powinien opierać się na czystej klatce, a koniec końcowy na klatce macierzystej zwierzęcia, aby stanowiło to motywację do ukończenia biegu.
    3. Umieść tę samą (lub podobną) kamerę wideo na statywie w centralnej części drabiny. Kamera powinna znajdować się na wysokości szczebla i być ustawiona tak, aby widoczna była cała drabina.
    4. Przy włączonej kamerze wideo należy przytrzymać zwierzę na linii startowej drabiny, tak aby przednie łapy dotykały pierwszego szczebla.
    5. Pozwól zwierzęciu przejść przez drabinę we własnym tempie. Czas mierzony od momentu dotknięcia przez zwierzę pierwszej szczebla do przekroczenia linii wyznaczonej przez trzeci od końca szczebel określi czas przejścia zwierzęcia.
    6. Jeśli zwierzę odwróci się na drabinie lub nie będzie się poruszać przez 20 s, należy uznać próbę za nieudaną. W przypadku każdego nieudanego przebiegu należy przypisać zwierzęciu karę czasową. Wartość kary czasowej należy wyznaczyć na podstawie najwolniejszego wyniku zarejestrowanego podczas testów przedoperacyjnych.27.
    7. Każde zwierzę powinno pokonać drabinę 5 razy w dniu testowym, z przerwą wynoszącą około 1 minuty między kolejnymi próbami.
    8. Oblicz średnią z 3 najszybszych prób wykonanych w ciągu dnia jako miernik funkcji motoryki małej. Dodatkowo, z wykorzystaniem oprogramowania do śledzenia wideo, odnotuj liczbę razy, gdy każda z przednich łap ześlizgnęła się z prętów.
      UWAGA: Przedstawione tutaj dane zostały zmierzone ręcznie przez przeszkolonych badaczy, jednak zaleca się stosowanie niedawno opracowanego wewnętrznego algorytmu śledzenia z wykorzystaniem Dona i wsp.32.
  4. Badanie siły chwytu
    1. Kalibruj dynamometr przed każdą sesją pomiarową i mierz siłę w gramach.
    2. Umieść dynamometr do pomiaru siły chwytu na krawędzi blatu tak, aby uchwyty wystawały nad podłogę.
    3. Pozwól zwierzęciu chwycić uchwyty obiema przednimi łapami, trzymając je jednocześnie u nasady ogona (Rycina 3A).
    4. Gdy zwierzę pewnie chwyci każdą łapą, powoli i jednostajnym naciskiem odsuń je od miernika, trzymając za nasadę ogona.
    5. Zapisz maksymalną siłę chwytu wywieraną przez zwierzę, wyświetlaną na cyfrowym ekranie dynamometru.
    6. Każde zwierzę należy poddać badaniu 3 razy w dniu testów, z około 2-minutową przerwą między kolejnymi próbami.
    7. Jako miarę funkcji motoryki małej, należy zarejestrować i wyciągnąć średnią z maksymalnej siły chwytu uzyskanej w każdym z 3 prób.

3. Protokół po badaniu behawioralnym

  1. Po zakończeniu wszystkich testów behawioralnych (np. 8–16 tygodni po implantacji), przeprowadź głęboką narkozę zwierząt przy użyciu ketaminy (160 mg/kg) i ksylazyny (20 mg/kg), wykonaj perfuzję transkardialną, pobierz mózgi i wykonaj kriosekcje, a następnie zabarw tkankę za pomocą markerów immunohistochemicznych w celu ilościowego określenia odpowiedzi komórkowej wokół miejsca implantacji33,34,35,36,37,38.

4. Analiza statystyczna

UWAGA: W przypadku wszelkich badań mających na celu udzielenie odpowiedzi na konkretne pytanie badawcze zdecydowanie zaleca się przeprowadzenie prospektywnej analizy mocy. Analiza mocy, która pozwala określić liczbę zwierząt niezbędną do osiągnięcia istotności statystycznej dla danego projektu badania, powinna opierać się na konkretnej hipotezie badawczej, projekcie eksperymentu, szacowanej wielkości efektu i zmienności planowanych działań terapeutycznych, a także na wielkości efektu wymaganej do osiągnięcia istotności klinicznej lub naukowej.

  1. Przeprowadzić analizy statystyczne przy użyciu popularnego oprogramowania statystycznego.
  2. Zestawić statystyki opisowe w formie tabeli i przedstawić je jako średnia ± błąd standardowy.
  3. Przeanalizować wyniki behawioralne [w otwartym polu (krok 2.2), na drabinie (krok 2.3) oraz w teście siły chwytu (krok 2.4)] w każdym tygodniowym punkcie czasowym, aby porównać grupę kontrolną vs. grupę z implantami, stosując test t dla dwóch prób. Każdy tygodniowy punkt czasowy należy traktować jako niezależny pomiar.
  4. Ilościowo ocenić wyniki w czasie za pomocą liniowego modelu efektów mieszanych. Tydzień oraz grupa są czynnikami stałymi, natomiast zwierzę doświadczalne jest zagnieżdżone w grupie jako efekt losowy. Do określenia wpływu czynników wykorzystuje się analizę wariancji (ANOVA) z poziomem istotności p < 0,05.
  5. Porównać wyniki na drabinie z intensywnością immunoglobulin G (IgG) za pomocą analizy regresji liniowej. Współczynnik korelacji obliczyć metodą Pearsona.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Stosując przedstawione tutaj metody, przeprowadzono operację implantacji mikroelektrod w korze ruchowej zgodnie z ustalonymi procedurami39,40,41,42, po której wykonano testy na siatce w otwartym polu w celu oceny ogólnej funkcji motorycznej oraz testy na drabinie i siły chwytu w celu oceny funkcji motoryki małej27. Testy funkcji motoryczn...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Przedstawiony tutaj protokół został wykorzystany do skutecznego i powtarzalnego pomiaru deficytu motorycznego zarówno małego, jak i dużego w modelu uszkodzenia mózgu gryzoni. Dodatkowo pozwala na korelację zachowań motorycznych z wynikami histologicznymi po wszczepieniu mikroelektrody do kory ruchowej. Metody są łatwe do naśladowania, niedrogie w konfiguracji i mogą być modyfikowane w celu dopasowania do indywidualnych potrzeb badacza. Co więcej, testy behawioralne nie powodują dużego stresu ani bólu u zwierząt; Naukowcy...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

To badanie było częściowo wspierane przez Merit Review Award #B1495-R (Capadona) oraz Presidential Early Career Award for Scientist and Engineers (PECASE, Capadona) od United States (US) Department of Veterans Affairs Rehabilitation Research and Development Service. Ponadto praca ta była częściowo wspierana przez Biuro Asystenta Sekretarza Obrony ds. Zdrowia za pośrednictwem Recenzowanego Programu Badań Medycznych w ramach nagrody nr W81XWH-15-1-0608. Treść nie reprezentuje poglądów Departamentu ds. Weteranów Stanów Zjednoczonych ani rządu Stanów Zjednoczonych. Autorzy chcieliby podziękować dr Hiroyuki Arakawa z CWRU Rodent Behavior Core za jego wskazówki w projektowaniu i testowaniu protokołów behawioralnych gryzoni. Autorzy chcieliby również podziękować Jamesowi Drake'owi i Kevinowi Talbotowi z Wydziału Inżynierii Mechanicznej i Lotniczej CWRU za ich pomoc w zaprojektowaniu i wyprodukowaniu testu drabiny dla gryzoni

.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Szczury Sprague Dawley, samiec, 201-225gSystem
Compac5Vetequip901812
Trymery elektryczneWahl9918-6171
Rama stereotaktycznaDavid Kopf Instruments1760
Podgrzewana poduszka wodna i pompa GaymarBraintree Scientific Inc  TP-700
Klej tkankowy Vetbond3M07-805-5031
Wiertło dentystycznePearson DentalO60-0045
Pick DuraFine Science Tools10064-14
Mikroelektroda z trzpieniem silikonowymWyprodukowano we własnym zakresie w Cleveland VA Medical CenterN/A
Elastomer silikonowy KwikCastWorld Precision InstrumentsCement dentystyczny KWIK-CAST
Teets AM Systems525000
Webcam HD Pro c920Logitec960-000764
Miernik siły chwytuAparat Harvard565084
Oprogramowanie statystyczne Minitab 17Minitab Inc
Test siatki w otwartym poluWykonane we własnym zakresie w Case Western Reserve UniversityN/A
Test drabinyWyprodukowano we własnym zakresie w Case Western Reserve UniversityN/A
Królicze przeciwciało anty szczurze IgGBio-Rad618501
anestezjologiczny Charles River CD

Bibliografia

  1. Donoghue, J. P. Bridging the brain to the world: a perspective on neural interface systems. Neuron. 60 (3), 511-521 (2008).
  2. McFarland, D. J., Sarnacki, W. A., Wolpaw, J. R. Electroencephalographic (EEG) control of three-dimensional movement. Journal of Neural Engineering. 7 (3), 036007(2010).
  3. Wolpaw, J. R., McFarland, D. J. Control of a two-dimensional movement signal by a noninvasive brain-computer interface in humans. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101 (51), 17849-17854 (2004).
  4. Bell, C. J., Shenoy, P., Chalodhorn, R., Rao, R. P. Control of a humanoid robot by a noninvasive brain-computer interface in humans. Journal of Neural Engineering. 5 (2), 214-220 (2008).
  5. Collinger, J. L., et al. High-performance neuroprosthetic control by an individual with tetraplegia. The Lancet. 381 (9866), 557-564 (2013).
  6. Hochberg, L. R., et al. Reach and grasp by people with tetraplegia using a neurally controlled robotic arm. Nature. 485 (7398), 372-375 (2012).
  7. Ajiboye, A. B., et al. Restoration of reaching and grasping movements through brain-controlled muscle stimulation in a person with tetraplegia: a proof-of-concept demonstration. The Lancet. 389 (10081), 1821-1830 (2017).
  8. Bowsher, K., et al. Brain-computer interface devices for patients with paralysis and amputation: a meeting report. Journal of Neural Engineering. 13 (2), 023001(2016).
  9. Taylor, D. M., Tillery, S. I., Schwartz, A. B. Direct cortical control of 3D neuroprosthetic devices. Science. 296 (5574), 1829-1832 (2002).
  10. Taylor, D. M., Tillery, S. I., Schwartz, A. B. Information conveyed through brain-control: cursor versus robot. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 11 (2), 195-199 (2003).
  11. Jorfi, M., Skousen, J. L., Weder, C., Capadona, J. R. Progress towards biocompatible intracortical microelectrodes for neural interfacing applications. Journal of Neural Engineering. 12 (1), 011001(2015).
  12. Anderson, D. J. Penetrating multichannel stimulation and recording electrodes in auditory prosthesis research. Hearing Research. 242 (1-2), 31-41 (2008).
  13. Pourfar, M., et al. Assessing the microlesion effect of subthalamic deep brain stimulation surgery with FDG PET. Journal of Neurosurgery. 110 (6), 1278-1282 (2009).
  14. Hermann, J. K., et al. Inhibition of the cluster of differentiation 14 innate immunity pathway with IAXO-101 improves chronic microelectrode performance. Journal of Neural Engineering. , (2018).
  15. Bedell, H. W., et al. Targeting CD14 on blood derived cells improves chronic intracortical microelectrode performance in chronic modified state of neuroinflammation. Biomaterials. 163, 163-173 (2018).
  16. Kozai, T. D. Y., Jaquins-Gerstl, A. S., Vazquez, A. L., Michael, A. C., Cui, X. T. Brain tissue responses to neural implants impact signal sensitivity and intervention strategies. ACS Chemical Neuroscience. 6 (1), 48-67 (2015).
  17. Rennaker, R. L., Miller, J., Tang, H., Wilson, D. A. Minocycline increases quality and longevity of chronic neural recordings. Journal of Neural Engineering. 4 (2), 1-5 (2007).
  18. Saxena, T., et al. The impact of chronic blood-brain barrier breach on intracortical electrode function. Biomaterials. 34 (20), 4703-4713 (2013).
  19. Kozai, T. D., et al. Effects of caspase-1 knockout on chronic neural recording quality and longevity: insight into cellular and molecular mechanisms of the reactive tissue response. Biomaterials. 35 (36), 9620-9634 (2014).
  20. Biran, R., Martin, D., Tresco, P. Neuronal cell loss accompanies the brain tissue response to chronically implanted silicon microelectrode arrays. Experimental Neurology. 195 (1), 115-126 (2005).
  21. Potter, K. A., Buck, A. C., Self, W. K., Capadona, J. R. Stab injury and device implantation within the brain results in inversely multiphasic neuroinflammatory and neurodegenerative responses. Journal of Neural Engineering. 9 (4), 046020(2012).
  22. Szarowski, D. H., et al. Brain responses to micro-machined silicon devices. Brain Research. 983 (1-2), 23-35 (2003).
  23. Gunasekera, B., Saxena, T., Bellamkonda, R., Karumbaiah, L. Intracortical recording interfaces: current challenges to chronic recording function. ACS Chemical Neuroscience. 6 (1), 68-83 (2015).
  24. Villalobos, J., et al. Preclinical evaluation of a miniaturized Deep Brain Stimulation electrode lead. Conference Proceedings: Annual International Conferences of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 2015, 6908-6911 (2015).
  25. Zhong, Y., Bellamkonda, R. V. Controlled release of anti-inflammatory agent alpha-MSH from neural implants. Journal of Controlled Release. 106 (3), 309-318 (2005).
  26. Gage, G. J., et al. Surgical implantation of chronic neural electrodes for recording single unit activity and electrocorticographic signals. Journal of Visualized Experiments. (60), e3565(2012).
  27. Goss-Varley, M., et al. Microelectrode implantation in motor cortex causes fine motor deficit: implications on potential considerations to brain computer interfacing and human augmentation. Scientific Reports. 7, 15254(2017).
  28. Metz, G. A., Whishaw, I. Q. Cortical and subcortical lesions impair skilled walking in the ladder rung walking test: a new task to evaluate fore- and hindlimb stepping, placing, and co-ordination. Journal of Neuroscience Methods. 115 (2), 169-179 (2002).
  29. Bailey, K. R., Crawley, J. N. Anxiety-related behaviors in mice. Methods of Behavior Analysis in Neuroscience. Buccafusco, J. J. , CRC Press. Boca Raton, FL. chapter 5 (2009).
  30. Prut, L., Belzung, C. The open field as a paradigm to measure the effects of drugs on anxiety-like behaviors: a review. European Journal of Pharmacology. 463 (1-3), 3-33 (2003).
  31. Shoffstall, A. J., et al. Potential for thermal damage to the blood-brain barrier during craniotomy procedure: implications for intracortical recording microelectrodes. Journal of Neural Engineering. , (2017).
  32. Dona, K. R., et al. A novel single animal motor function tracking system using MATLAB's computer vision toolbox to assess functional deficits. Journal of Visualized Experiments. , Under Review (2018).
  33. Ereifej, E. S., et al. Implantation of neural probes in the brain elicits oxidative stress. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. , (2018).
  34. Ereifej, E. S., et al. The neuroinflammatory response to nanopatterning parallel grooves into the surface structure of intracortical microelectrodes. Advanced Functional Materials. , (2017).
  35. Ravikumar, M., et al. The roles of blood-derived macrophages and resident microglia in the neuroinflammatory response to implanted intracortical microelectrodes. Biomaterials. 0142-9612 (35), 8049-8064 (2014).
  36. Potter-Baker, K. A., et al. A comparison of neuroinflammation to implanted microelectrodes in rat and mouse models. Biomaterials. 34, 5637-5646 (2014).
  37. Nguyen, J. K., et al. Influence of resveratrol release on the tissue response to mechanically adaptive cortical implants. Acta Biomaterialia. 29, 81-93 (2016).
  38. Ravikumar, M., et al. The effect of residual endotoxin contamination on the neuroinflammatory response to sterilized intracortical microelectrodes. Journal of Materials Chemistry B. 2, 2517-2529 (2014).
  39. Potter, K. A., Simon, J. S., Velagapudi, B., Capadona, J. R. Reduction of autofluorescence at the microelectrode-cortical tissue interface improves antibody detection. Journal of Neuroscience Methods. 203 (1), 96-105 (2012).
  40. Potter, K. A., et al. Curcumin-releasing mechanically-adaptive intracortical implants improve the proximal neuronal density and blood-brain barrier stability. Acta Biomaterialia. 10 (5), 2209-2222 (2014).
  41. Nguyen, J. K., et al. Mechanically-compliant intracortical implants reduce the neuroinflammatory response. Journal of Neural Engineering. 11, 056014(2014).
  42. Potter, K. A., et al. The effect of resveratrol on neurodegeneration and blood brain barrier stability surrounding intracortical microelectrodes. Biomaterials. 34, 7001-7015 (2013).
  43. McConnell, G. C., et al. Implanted neural electrodes cause chronic, local inflammation that is correlated with local neurodegeneration. Journal of Neural Engineering. 6 (5), 056003(2009).
  44. Hamm, R. J., Pike, B. R., O'Dell, D. M., Lyeth, B. G., Jenkins, L. W. The rotarod test: an evaluation of its effectiveness in assessing motor deficits following traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 11 (2), 187-196 (1994).
  45. Teuber, H. L. Recovery of function after brain injury in man. Ciba Foundation Symposium. (34), 159-190 (1975).
  46. Carmel, J. B., Kimura, H., Martin, J. H. Electrical stimulation of motor cortex in the uninjured hemisphere after chronic unilateral injury promotes recovery of skilled locomotion through ipsilateral control. Journal of Neuroscience. 34 (2), 462-466 (2014).
  47. Hayn, L., Koch, M. Suppression of excitotoxicity and foreign body response by memantine in chronic cannula implantation into the rat brain. Brain Research Bulletin. 117, 54-68 (2015).
  48. Marklund, N. Rodent models of traumatic brain injury: methods and challenges. Methods in Molecular Biology. 1462, 29-46 (2016).
  49. Metz, G. A., Whishaw, I. Q. The ladder rung walking task: a scoring system and its practical application. Journal of Visualized Experiments. (28), e1204(2009).
  50. Pajoohesh-Ganji, A., Byrnes, K. R., Fatemi, G., Faden, A. I. A combined scoring method to assess behavioral recovery after mouse spinal cord injury. Neuroscience Research. 67 (2), 117-125 (2010).
  51. Chesler, E. J., Wilson, S. G., Lariviere, W. R., Rodriguez-Zas, S. L., Mogil, J. S. Influences of laboratory environment on behavior. Nature Neuroscience. 5 (11), 1101-1102 (2002).
  52. Crabbe, J. C., Wahlsten, D., Dudek, B. C. Genetics of mouse behavior: interactions with laboratory environment. Science. 284 (5420), 1670-1672 (1999).
  53. Richter, S. H., Garner, J. P., Auer, C., Kunert, J., Wurbel, H. Systematic variation improves reproducibility of animal experiments. Nature Methods. 7 (3), 167-168 (2010).
  54. Xiong, Y., Mahmood, A., Chopp, M. Animal models of traumatic brain injury. Nature Reviews Neuroscience. 14 (2), 128-142 (2013).
  55. Osier, N. D., Dixon, C. E. The controlled cortical impact model: applications, considerations for researchers, and future directions. Frontiers in Neurology. 7, 134(2016).
  56. Harrison, F. E., Hosseini, A. H., McDonald, M. P. Endogenous anxiety and stress responses in water maze and Barnes maze spatial memory tasks. Behavioural Brain Research. 198 (1), 247-251 (2009).
  57. Jackson, J. R., et al. Reduced voluntary running performance is associated with impaired coordination as a result of muscle satellite cell depletion in adult mice. Skeletal Muscle. 5, 41(2015).
  58. Potter-Baker, K. A., et al. Implications of chronic daily anti-oxidant administration on the inflammatory response to intracortical microelectrodes. Journal of Neural Engineering. 12 (4), 046002(2015).
  59. Ware, T., Simon, D., Rennaker, R. L., Voit, W. Smart polymers for neural interfaces. Polymer Reviews. 53 (1), 108-129 (2013).
  60. Ecker, M., et al. Sterilization of thiol-ene/acrylate based shape memory polymers for biomedical applications. Macromolecular Materials and Engineering. 302 (2), 160331(2017).
  61. Kozai, T., et al. Reduction of neurovascular damage resulting from microelectrode insertion into the cerebral cortex using in vivo two-photon mapping. Journal of Neural Engineering. 7 (4), 046011(2010).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Implantacja do kory ruchowejtestowanie na siatce w otwartym polutest przechodzenia po drabiniepomiar siły chwytubehawioralna ocena motorycznachirurgia stereotaktycznakorelacja histologicznaprzepuszczalność bariery krew-mózgprecyzyjna funkcja motoryczna
Testy behawioralne gryzoni w celu oceny deficytów funkcjonalnych spowodowanych implantacją mikroelektrod w korze ruchowej szczura
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.