Artykuł metodologiczny

Wolumetryczna metoda ilościowego oznaczania skurczu naczyń mózgowych w mysim modelu krwotoku podpajęczynówkowego

DOI:

10.3791/57997

⸱

28 lipca 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurosurgery, Medical Center of the Johannes Gutenberg - University, 2Department of Neuroradiology, Medical Center of the Johannes Gutenberg - University, 3Platform for Biomaterial Research, Medical Center of the Johannes Gutenberg - University, 4Department of Anesthesiology, Medical Center of the Johannes Gutenberg - University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Celem tego artykułu jest przedstawienie metody, która pozwala na trójwymiarową rekonstrukcję drzewa naczyniowo-mózgowego u myszy po mikrotomografii komputerowej i określeniu objętości całych segmentów naczynia, które mogą być użyte do ilościowego określenia skurczu naczyń mózgowych w mysich modelach krwotoku podpajęczynówkowego.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Krwotok podpajęczynówkowy (SAH) jest podtypem udaru krwotocznego. Skurcz naczyń mózgowych, który występuje w następstwie krwawienia, jest ważnym czynnikiem decydującym o wyniku leczenia i dlatego jest często traktowany jako punkt końcowy badania. Jednak w badaniach na małych zwierzętach nad SAH, kwantyfikacja skurczu naczyń mózgowych jest poważnym wyzwaniem. W tym miejscu przedstawiono metodę ex vivo, która umożliwia ilościowe określenie objętości całych segmentów naczyń, które można wykorzystać jako obiektywną miarę do ilościowego określenia skurczu naczyń mózgowych. W pierwszym etapie odlew wewnątrznaczyniowy układu naczyniowego mózgu wykonuje się przy użyciu nieprzepuszczającego promieni rentgenowskich środka odlewniczego. Następnie dane obrazowania przekrojowego są pozyskiwane za pomocą mikrotomografii komputerowej. Ostatnim krokiem jest trójwymiarowa rekonstrukcja wirtualnego drzewa naczyniowego, a następnie algorytm oblicza linie środkowe i objętości wybranych segmentów naczyń. Metoda ta pozwoliła na bardzo dokładną wirtualną rekonstrukcję drzewa naczyniowo-mózgowego, którą wykazano poprzez porównanie próbek anatomicznych na podstawie średnicy z ich wirtualnymi rekonstrukcjami. W porównaniu z samymi średnicami naczyń, objętości naczyń podkreślają różnice między naczyniami naczynioskurczowymi i nienaczynioskurczowymi wykazane w serii myszy SAH i myszy operowanych pozorowo.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tętniakowy krwotok podpajęczynówkowy (SAH), podtyp udaru krwotocznego, jest powszechną chorobą na oddziałach intensywnej terapii neurologicznej. Oprócz wczesnego uszkodzenia mózgu (EBI), które obejmuje uszkodzenie mózgu spowodowane samym krwawieniem, innym ważnym czynnikiem decydującym o wyniku leczenia jest opóźnione niedokrwienie mózgu (DCI), definiowane jako pogorszenie stanu klinicznego spowodowane upośledzoną perfuzją mózgową lub zawałem mózgu, niezwiązane z zabiegami interwencyjnymi lub chirurgicznymi1,2,3. Ważnymi mechanizmami przyczyniającymi się do DCI są z jednej strony skurcze naczyń krwionośnych dużych naczyń mózgowych; z drugiej strony, dysfunkcja mikrokrążenia ze skurczem naczyń krwionośnych mikronaczyń i mikrozakrzepica oraz niedokrwienie związane z zagłębieniami rozprzestrzeniającymi się w korze mózgowej odgrywają pewną rolę (przegląd w Madonald 20141). Dlatego rozpoznanie skurczu naczyń krwionośnych dużych naczyń mózgowych ma kluczowe znaczenie w praktyce klinicznej i stanowi ważny punkt końcowy w wielu badaniach klinicznych i eksperymentalnych.

Pomimo faktu, że cechy skurczu naczyń krwionośnych w mysich modelach SAH nie są bezpośrednio przenoszone na pacjenta ludzkiego, mysie modele skurczu naczyń krwionośnych związane z SAH zyskują na znaczeniu w ostatnich latach. W tych modelach SAH jest indukowany przez wewnątrznaczyniową perforację filamentu4,5,6,7,8, przecięcie naczyń cysternalnych9, czyli wstrzyknięcie krwi do CSF10,11,12. W przeciwieństwie do dużych modeli zwierzęcych SAH, które tradycyjnie były projektowane do badania skurczu naczyń krwionośnych13, modele mysie mają tę wielką zaletę, że dostępnych jest wiele szczepów myszy transgenicznych. To sprawia, że są doskonałym narzędziem do badania mechanizmów molekularnych prowadzących do skurczu naczyń krwionośnych i DCI. Jednak określenie skurczu naczyń mózgowych u myszy jest trudne. Dzieje się tak, ponieważ w przeciwieństwie do dużych modeli zwierzęcych, w których skurcz naczyń można badać za pomocą technik obrazowania klinicznego, obrazowanie in vivo do analizy skurczu naczyń mózgowych u myszy nie jest jeszcze dostępne. Dlatego skurcz naczyń krwionośnych jest zwykle określany za pomocą sekcji histologicznych10,11 lub mikroskopowo po odlaniu naczyń mózgowych7,9,12. Techniki te mają jednak tę wadę, że średnice naczyń są badane tylko w określonych punktach.

Na podstawie poprzedniego badania7, ten manuskrypt przedstawia metodę obiektywnej i powtarzalnej analizy skurczu naczyń krwionośnych w mysim modelu SAH. Metoda opiera się na perfuzji i odlewaniu naczyń mózgowych, skanowaniu mikrotomografii komputerowej ex vivo, cyfrowej rekonstrukcji drzewa naczyń krwionośnych, a następnie ocenie objętości całych naczyń mózgowych.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Doświadczenia na zwierzętach zostały zatwierdzone przez odpowiedzialny komitet ds. opieki nad zwierzętami (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz) i przeprowadzone zgodnie z niemiecką ustawą o ochronie zwierząt (TierSchG). Przestrzegano wszystkich obowiązujących międzynarodowych, krajowych i instytucjonalnych wytycznych dotyczących opieki nad zwierzętami i ich wykorzystywania.

W tym badaniu wykorzystano samce myszy C57BL6 (w wieku 10-12 tygodni). Krótko mówiąc, krwotok podpajęczynówkowy został wywołany przez wewnątrznaczyniową perforację włókien w znieczuleniu izofluranem. Lewa tętnica szyjna zewnętrzna została opracowana chirurgicznie. Następnie włókno zostało wprowadzone do tętnicy szyjnej zewnętrznej i posuwało się wewnątrzczaszkowo przez tętnicę szyjną wewnętrzną, która została perforowana w tętnicy szyjnej T, wywołując krwotok podpajęczynówkowy. Wzrost ciśnienia śródczaszkowego został przyjęty jako wskaźnik udanego endaskularnego perforacji. Szczegółowy protokół wewnątrznaczyniowego modelu perforacji włókna SAH u myszy został opublikowany przez others8,14.

1. Perfuzja i odlewanie wewnątrznaczyniowe

  1. W tym badaniu perfuzję przeprowadzono 72 godziny po indukcji SAH. Wywołać znieczulenie, wstrzykując dootrzewnowo 5 μg/g masy ciała (m.c.) midazolamu, 30 ng/g m.c. fentanylu i 0,5 μg/g m.c. medetomidyny. Kontynuuj dopiero po osiągnięciu wystarczającego poziomu znieczulenia, co potwierdza brak reakcji na bodźce bólowe.
  2. Otwórz klatkę piersiową, nakłuj lewą komorę kaniulą 21G, otwórz prawy przedsionek i zaciśnij aortę zstępującą, jak opisano w innym miejscu15.
  3. Przeprowadzić perfuzję przezsercową przy użyciu następujących roztworów: (i) sól fizjologiczna buforowana fosforanem firmy Dulbecco zawierająca MgCl2 i CaCl2 o pH 7,4 z 1 g/l glukozy oraz (ii) 4% roztwór paraformaldehydu.
    1. Rozpocznij perfuzję z roztworem (i) przez 2 minuty i kontynuuj z roztworem (ii) przez 4 minuty.
    2. Zaparzaj roztwory w temperaturze 37 °C i za pomocą pompy o regulowanej ciśnieniu ze zmienną szybkością perfuzji do perfuzji ze stałym ciśnieniem 70 mmHg, co okazało się optymalnym ciśnieniem perfuzji do analizy skurczu naczyń krwionośnych u myszy16. Unikaj utraty ciśnienia podczas przełączania z roztworu (i) na roztwór (ii).
  4. Po perfuzji roztworami (i) i (ii) kontynuować perfuzję przez 20 minut w temperaturze pokojowej z nieprzepuszczającym promieni rentgenowskich środkiem odlewczym (patrz tabela materiałów) ze stałą szybkością 0,2 ml/min.
  5. Pozostawić do utwardzenia materiału odlewniczego nieprzepuszczającego promieni rentgenowskich w temperaturze 4 °C przez noc. Następnie usuń mózg z czaszki, jak opisano wcześniej17, przenieś próbkę do 4% roztworu PFA i przechowuj próbkę w temperaturze 4 °C do czasu skanowania mikrotomografią komputerową.

2. Mikrotomografia komputerowa

  1. Umieść mózg w środku plastikowej rurki za pomocą anatomicznych kleszczy. Wybierz rurkę o nieco większej średnicy niż próbka, aby upewnić się, że obiekt nie porusza się podczas akwizycji obrazu. Użyj gazy, aby zamknąć rurkę.
  2. Przymocuj plastikową rurkę do silnika mikrokrokowego w systemie pozycjonowania sterowanym komputerowo (CNC) w kabinie rentgenowskiej, w której obiekt jest obracany wokół swojej osi poziomej.
  3. Wyrównaj próbkę w polu view w radiografii rentgenowskiej. Aby uzyskać maksymalne powiększenie, należy umieścić obiekt jak najbliżej źródła promieniowania rentgenowskiego i maksymalnie zwiększyć odległość od detektora.
  4. Użyj protokołu akwizycji obrazu typu "krok po kroku" z następującymi parametrami skanowania: ustaw czas naświetlania na 1 s dla każdej projekcji, aby zoptymalizować stosunek sygnału do szumu (SNR), napięcie lampy 80 kV (prąd 38 μA), obrót o 360°, co daje 1 000 projekcji.
  5. Do rekonstrukcji danych RAW należy użyć algorytmu projekcji wstecznej z filtrem, stosując filtr Sheppa-Logana z macierzą wokseli 1024 x 1024 x 1024 przy użyciu oprogramowania do rekonstrukcji (patrz tabela materiałów). W celu dalszej analizy zaimportuj wynikowe dane DICOM do oprogramowania do wizualizacji 3D (patrz Tabela materiałów).

3. Trójwymiarowa rekonstrukcja wewnątrzczaszkowego drzewa naczyniowego i określanie objętości naczyń krwionośnych

Uwaga: Informacje ogólne na temat funkcji oprogramowania do wizualizacji można znaleźć korzystając z pomocy funkcji.

  1. Importuj dane Dicom do oprogramowania do wizualizacji za pomocą funkcji Importuj.
  2. Wizualizuj drzewo naczyń za pomocą funkcji Volren. Wybierz próg wizualizacji tak, aby duże tętnice mózgowe były przedstawione w postaci ostrych konturów. Ważne jest, aby używać tego samego progu wizualizacji dla wszystkich zestawów danych należących do serii eksperymentalnej.
  3. Wirtualnie przeanalizuj podstawowe tętnice mózgowe (koło Willisa) za pomocą funkcji VolumeEdit, otaczając naczynia kursorem. Następnie wirtualnie przeanalizuj segment naczynia, który ma być analizowany. Dlatego obróć 3-wymiarowy model drzewa naczyniowego, aby precyzyjnie oddzielić wszystkie małe gałęzie od głównej tętnicy. Dla celów dalszej analizy konieczne jest usunięcie wszystkich statków z wyjątkiem segmentu statku, który ma być poddany analizie.
  4. Zastosuj funkcję Autoskeleton z progiem ustawionym na próg wizualizacji, która generuje wykres przestrzenny oparty na linii środkowej.
  5. Następnie zastosuj funkcję SpatialGraphToLineSet, aby utworzyć zestaw linii. Podziel zestaw linii na pojedyncze podsegmenty, ręcznie wybierając pojedyncze podsegmenty za pomocą kursora i klikając "podziel". Ten krok jest kluczowy w celu obliczenia objętości poszczególnych podsegmentów.
  6. Użyj funkcji LineSetToSpatialGraph, aby ponownie utworzyć wykres przestrzenny.
  7. Użyj funkcji SpatialGraphStatistics, aby określić długość, objętość i średnicę każdego podsegmentu. W celu oznaczenia kolorami wizualizacji przedstawiającej przebieg średnicy naczynia należy skorzystać z funkcji SpatialGraphView. Ustaw kolorowanie segmentów na "grubość", która jest skorelowana ze średnicą naczynia. Ważne jest, aby wybrać tę samą mapę kolorów dla wszystkich zestawów danych należących do serii eksperymentalnej.
  8. Dodać długości podsegmentów, aby określić, które podsegmenty mają zostać uwzględnione w dalszej analizie. W niniejszym badaniu oceniono odcinek naczynia składający się z 1 mm tętnicy szyjnej wewnętrznej proksymalnej tętnicy szyjnej T i 2,5 mm tętnicy środkowej mózgu dystalnej tętnicy szyjnej T. Następnie dodaj objętości, aby określić objętość naczynia w zdefiniowanym segmencie naczynia.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wirtualna rekonstrukcja trójwymiarowego drzewa naczyń wewnątrzczaszkowych

Trójwymiarowo zrekonstruowane wewnątrzczaszkowe drzewa naczyniowe dostarczyły bardzo dokładnej anatomii naczyniowej (Rysunek 1). Aby ocenić dokładność, przeprowadziliśmy porównanie średnic naczyń wyznaczonych mikroskopowo i na podstawie trójwymiarowych wirtualnych rekonstrukcji w 2 anatomicznie zdefiniowanych punktach (1: lewa środkowa tętnica mózgowa (MCA) 1 mm dystalna tętnicy szyjnej T; 2: prawa MCA 1 mm dystalna tętnicy szyjnej T). Do mikroskopowego wyznaczania średnic naczyń wykorzystano kamerę o wysokiej rozdzielczości (Infinity X-21, Deltapix) z oprogramowaniem DeltaPix Insight w wersji 2.0.1 skalibrowaną do skali mikrometrycznej. Do tej oceny przeanalizowano 10 próbek mózgu (5 SAH, 5 pozorowanych). Pochodziły one z serii 12 myszy, z których u 7 indukowano SAH, podczas gdy 5 przeszło pozorowaną operację (2 zwierzęta z grupy SAH zmarły odpowiednio w 1 i 2 dniu pooperacyjnym). Nie stwierdzono istotnych różnic pomiędzy średnicami wyznaczonymi mikroskopowo i wirtualnie, co wskazuje na dokładną wirtualną rekonstrukcję anatomii naczyń wewnątrzczaszkowych (oznaczenie mikroskopowe vs. rekonstrukcja wirtualna, średni błąd ± standardowy: lewe MCA 150 ± 9 μm vs. lewe MCA 150 ± 8 μm; prawe MCA 153 ± 8 μm vs. 154 ± 9 μm, zobacz Rysunek 2).

Kwantyfikacja skurczu naczyń mózgowych u myszy z SAH

Aby określić ilościowo skurcz naczyń mózgowych, (i) objętość predefiniowanego reprezentatywnego segmentu naczynia o średnicy 3,5 mm, składającego się z 1 mm tętnicy szyjnej wewnętrznej (ICA) i 2,5 mm MCA po lewej stronie, oraz (ii) średnice naczyń w 2 anatomicznie zdefiniowanych punktach (lewy i prawy MCA) zostały określone w próbkach mózgu od SAH i zwierząt operowanych pozorowo (n = 5). Objętość naczynia była istotnie mniejsza w SAH w porównaniu z pozorowanym (36 ± 4 nL vs. 71 ± 9 nL, p < 0,05). Średnice naczyń były niższe w SAH w porównaniu do pozorowanego (lewe MCA: 140 ± 11 μm vs. 160 ± 10 μm, p = 0,11; prawe MCA: 130 ± 16 μm vs. 158 ± 13 μm, p < 0,05; patrz Rysunek 3), podczas gdy poziom istotności został osiągnięty tylko dla analizy prawego MCA.

figure-results-1
Rysunek 1. Wirtualna rekonstrukcja wewnątrzczaszkowego drzewa naczyniowego. (A) pokazuje reprezentatywną próbkę mózgu; (B) pokazuje odpowiadające mu wirtualnie zrekonstruowane drzewo naczyniowe. (C) Oznaczona kolorami wizualizacja średnicy lewego MCA. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-2
Rysunek 2. Dokładność cyfrowej rekonstrukcji układu krwionośnego. Średnie średnice mierzone na podstawie zrekonstruowanych w 3D próbek mózgu w porównaniu z tymi wyznaczonymi pod mikroskopem. Dane są przedstawiane jako średnia ± błąd standardowy średniej. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-3
Rysunek 3. Objętość naczynia i średnica naczynia po SAH. (A) Porównanie średnic MCA mierzonych na podstawie zrekonstruowanego naczynia krwionośnego 3D u myszy SAH i pozorowanych. (B) Objętość naczynia u myszy SAH i pozorowanych. Dane są przedstawiane jako średnia ± błąd standardowy średniej. *p < 0,05. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mysie modele SAH są ważnym narzędziem do podstawowych badań SAH. Skurcz naczyń mózgowych jest często stosowany jako punkt końcowy w badaniach eksperymentalnych badających mechanizmy prowadzące do DCI po SAH 9,11. Jednak kwantyfikacja skurczu naczyń mózgowych u myszy lub innych małych zwierzęcych modeli SAH jest trudna. Zwykle skurcz naczyń określa się ilościowo przez określenie ex vivo średnic naczyń w określonych punktach anatomicznych po perfuzji wewnątrznaczyniowej i odlewaniu 7,9,12 lub przez określenie obwodu określonych naczyń na odcinkach histologicznych10,11. Metody te mają jednak pewne wady: Skurcz naczyń ocenia się tylko w określonych punktach anatomicznych; Skurcz naczyń krwionośnych sąsiednich segmentów naczyń może wymknąć się ocenie. Artefakty histologiczne stanowią kolejne źródło błędów. Co więcej, ocena może być dość subiektywna, ponieważ dokładna pozycja, w której mierzona jest średnica naczynia, jest określana przez badacza.

Celem było zatem opracowanie metody, która określa ilościowo skurcz naczyń mózgowych poprzez obliczenie objętości naczyń całych segmentów naczynia mózgowego na podstawie danych z obrazowania przekrojowego7. Najważniejszą zaletą przedstawionej tu metody wolumetrycznej jest to, że można badać całe segmenty naczynia. Pozwala to uniknąć konieczności definiowania punktu, w którym mierzona jest średnica zbiornika. Kolejną zaletą oceny całych segmentów naczynia jest to, że przypuszczalnie przedstawia ona bardziej obiektywny parametr do ilościowego określenia skurczu naczyń niż określenie średnic naczyń w określonych punktach, w których skurcz naczyń bardziej proksymalnego lub dystalnego naczynia może wymykać się ocenie. Cyfrowe odwzorowanie średnic naczyń za pomocą kodu kolorystycznego pozwala na intuicyjne oszacowanie stopnia skurczu naczyń krwionośnych. Ponadto ocena wolumetryczna prowadzi do większych różnic między naczyniami krwionośnymi w porównaniu z oceną średnic naczyń, jak pokazano w reprezentatywnych wynikach. Wirtualna rekonstrukcja uzyskana za pomocą przedstawionej tutaj metody dokładnie odzwierciedla anatomię naczyń krwionośnych. Świadczy o tym ocena serii reprezentatywnej, w której średnice naczyń mierzone mikroskopowo i z rekonstrukcji cyfrowych były podobne, odtwarzając obserwacje z poprzedniego badania7. Jednak pomimo jej zalet, potrzebne są dalsze badania, aby ocenić, czy przedstawiona tutaj metoda jest lepsza od konwencjonalnych metod analizy skurczu naczyń.

Ograniczeniem przedstawionej tutaj metody jest to, że daje ona więcej czasu w porównaniu z analizą mikroskopową odlanych próbek mózgu lub analizą histologiczną (czas skanowania mikrotomografią komputerową 90 minut na próbkę mózgu, przetwarzanie danych 45 minut na próbkę mózgu). Ponadto dostępność mikrotomografów komputerowych może ograniczać jego zastosowanie. Liczba badanych zwierząt była wystarczająca, aby wykazać wykonalność protokołu opisanego w tym manuskrypcie. Gdyby jednak protokół miał być stosowany w badaniach nad leczeniem, liczba zwierząt musiałaby być obliczana na podstawie oczekiwanego wpływu na objętość i średnicę naczyń. Innym ograniczeniem tego i innych badań z wykorzystaniem mysich modeli SAH jest to, że skurcz naczyń krwionośnych jest określany ex vivo. Uniemożliwia to badania podłużne, w których bada się wartości wyjściowe przed indukcją SAH i skurczem naczyń krwionośnych w różnych punktach czasowych. Chociaż badania wykazały, że możliwe jest zobrazowanie anatomii dużych naczyń wewnątrzczaszkowych myszy in vivo za pomocą tomografii rezonansu magnetycznego18, angiografii tomografii komputerowej19 lub cyfrowej angiografii subtrakcyjnej20, metody te, według naszej wiedzy, nie zostały jeszcze wykorzystane do analizy skurczu naczyń mózgowych w mysich modelach SAH in vivo. Warto zauważyć, że przedstawiona tutaj cyfrowa rekonstrukcja układu naczyniowego mózgu z późniejszą wolumetryczną oceną skurczu naczyń mózgowych nie ogranicza się do wykorzystania na danych ex vivo z mikro CT. Jeśli w przyszłości dostępne będzie obrazowanie przekroju poprzecznego naczyń krwionośnych mózgu u myszy w wysokiej rozdzielczości, można je wykorzystać do przeprowadzenia wolumetrycznej analizy skurczu naczyń in vivo.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Części tego badania są częścią pracy doktorskiej T. Pantela, przedstawionej na Wydziale Medycznym Uniwersytetu Jana Gutenberga w Moguncji. Badania były wspierane przez Friedhelm Frees Stiftung i Stiftung Neurochirurgische Forschung (granty dla A.N.).

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Medetomidyna Pfizer, Karlsruhe, Niemcyn.a.Midazolam
Ratiopharm, Ulm, Niemcyn.a.Fentanyl
 Curamed, Karlsruhe, Niemcyn.d.Venofix
21GB Braun Melsungen AG, Melsungen, Niemcyn.a.Kaniula21G 
Dulbecco' s Sól fizjologiczna buforowana fosforanami zawierająca MgCl2 i CaCl2, pH 7,4 Sigma-Aldrich, Hamburg, NiemcyD8662 
4% roztwór paraformaldehydu Sigma-Aldrich, Hamburg, Niemcy100496
Microfil MV-122 Flowtech Inc., Carver, MA, USAn.a.Radionieprzepuszczalny
system Micro-CT Y.FoxYxlon, Garbsen, Niemcyn.a.Reconstruction
Studio wersja oprogramowania 1.2.8.1TeraRecon, Frankfurt nad Menem, Niemcyn.a.Oprogramowanierekonstrukcji
Amira w wersji 5.4.2 FEI Visualization Sciences Group, Hillsboro, OR, USAn.a.Oprogramowaniedo wizualizacji
Pompa strzykawkowa PHD ultraHarvard Apparatus70-3Pompa sterowana ciśnieniem
kleszcze anatomiczne ()B Braun Melsungen AG, Melsungen, Niemcy160323_v 
Infinity X-21Deltapix, Maalov, Daniab.a.kamerawysokiej rozdzielczości
Oprogramowanie DeltaPix Insight w wersji 2.0.1Deltapix, Maalov, DaniaMyszy n.a.C57BL6
Charles River, Kolonia, Niemcy
do

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Macdonald, R. L. Delayed neurological deterioration after subarachnoid haemorrhage. Nature Reviews Neurology. 10 (1), 44-58 (2014).
  2. Dorsch, N. A clinical review of cerebral vasospasm and delayed ischaemia following aneurysm rupture. Acta Neurochirurgica Supplement. 110 (Pt 1), 5-6 (2011).
  3. Vergouwen, M. D., et al. Definition of delayed cerebral ischemia after aneurysmal subarachnoid hemorrhage as an outcome event in clinical trials and observational studies: Proposal of a multidisciplinary research group. Stroke. 41 (10), 2391-2395 (2010).
  4. Friedrich, B., et al. CO2 has no therapeutic effect on early microvasospasm after experimental subarachnoid hemorrhage. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 34 (8), e1-e6 (2014).
  5. Friedrich, B., Muller, F., Feiler, S., Scholler, K., Plesnila, N. Experimental subarachnoid hemorrhage causes early and long-lasting microarterial constriction and microthrombosis: An in vivo microscopy study. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 32 (3), 447-455 (2012).
  6. Terpolilli, N. A., et al. Nitric oxide inhalation reduces brain damage, prevents mortality, and improves neurological outcome after subarachnoid hemorrhage by resolving early pial microvasospasms. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 36 (12), 2096-2107 (2016).
  7. Neulen, A., et al. A segmentation-based volumetric approach to localize and quantify cerebral vasospasm based on tomographic imaging data. PLoS One. 12 (2), e0172010(2017).
  8. Schuller, K., Buhler, D., Plesnila, N. A murine model of subarachnoid hemorrhage. Journal of Visualized Experiments. (81), e50845(2013).
  9. Altay, T., et al. A novel method for subarachnoid hemorrhage to induce vasospasm in mice. Journal of Neuroscience Methods. 183 (2), 136-140 (2009).
  10. Momin, E. N., et al. Controlled delivery of nitric oxide inhibits leukocyte migration and prevents vasospasm in haptoglobin 2-2 mice after subarachnoid hemorrhage. Neurosurgery. 65 (5), 937-945 (2009).
  11. Froehler, M. T., et al. Vasospasm after subarachnoid hemorrhage in haptoglobin 2-2 mice can be prevented with a glutathione peroxidase mimetic. Journal of Clinical Neurocience. 17 (9), 1169-1172 (2010).
  12. Lin, C. L., et al. A murine model of subarachnoid hemorrhage-induced cerebral vasospasm. Journal of Neuroscience Methods. 123 (1), 89-97 (2003).
  13. Marbacher, S., Fandino, J., Kitchen, N. D. Standard intracranial in vivo animal models of delayed cerebral vasospasm. British Journal of Neurosurgery. 24 (4), 415-434 (2010).
  14. Feiler, S., Friedrich, B., Scholler, K., Thal, S. C., Plesnila, N. Standardized induction of subarachnoid hemorrhage in mice by intracranial pressure monitoring. Journal of Neuroscience Methods. 190 (2), 164-170 (2010).
  15. Ghanavati, S., Yu, L. X., Lerch, J. P., Sled, J. G. A perfusion procedure for imaging of the mouse cerebral vasculature by X-ray micro-CT. Journal of Neuroscience Methods. 221, 70-77 (2014).
  16. Parra, A., et al. Mouse model of subarachnoid hemorrhage associated cerebral vasospasm: methodological analysis. Neurological research. 24 (5), 510-516 (2002).
  17. Boulay, A. C., Saubamea, B., Decleves, X., Cohen-Salmon, M. Purification of Mouse Brain Vessels. Journal of Visualized Experiments. 105 (e53208), (2015).
  18. Marjamaa, J., et al. Mice with a deletion in the first intron of the Col1a1 gene develop dissection and rupture of aorta in the absence of aneurysms: High-resolution magnetic resonance imaging, at 4.7 T, of the aorta and cerebral arteries. Magnetic Resonance in Medicine. 55 (3), 592-597 (2006).
  19. Schambach, S. J., et al. Ultrafast high-resolution in vivo volume-CTA of mice cerebral vessels. Stroke. 40 (4), 1444-1450 (2009).
  20. Figueiredo, G., et al. Comparison of digital subtraction angiography, micro-computed tomography angiography and magnetic resonance angiography in the assessment of the cerebrovascular system in live mice. Clinical Neuroradiology. 22 (1), 21-28 (2012).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Endovascular CastingMicro Computed TomographyVascular Tree ReconstructionVessel Volume QuantificationTranscardiac PerfusionRadiopaque Casting AgentMiro Software AnalysisInternal Carotid Artery

Powiązane artykuły