Artykuł metodologiczny

Decellularyzacja całego ludzkiego serca w woreczku ciśnieniowym w orientacji odwróconej

DOI:

10.3791/58123

⸱

26 listopada 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Regenerative Medicine Research, Texas Heart Institute, 2Lifegift Organ Donation Center, 3Biomedical Engineering, Texas A&M University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta metoda umożliwia decelularyzację złożonego stałego organu przy użyciu prostego protokołu opartego na szoku osmotycznym i perfuzji jonowego detergentu przy minimalnym naruszeniu macierzy narządu. Obejmuje on nowatorską technikę decelularyzacji ludzkich serc w woreczku ciśnieniowym z monitorowaniem w czasie rzeczywistym dynamiki przepływu i odpływu zanieczyszczeń komórkowych.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ostatecznym rozwiązaniem dla pacjentów ze schyłkową niewydolnością serca jest przeszczep narządów. Ale serca dawców są ograniczone, wymagana jest immunosupresja, a ostatecznie może dojść do odrzucenia. Stworzenie funkcjonalnego, autologicznego biosztucznego serca może rozwiązać te problemy. Jedną z opcji jest biofabrykacja serca składającego się z rusztowania i komórek. Naturalne rusztowanie o specyficznym składzie tkankowym, a także mikro- i makroarchitekturze można uzyskać poprzez decelularyzację serc ludzi lub dużych zwierząt, takich jak świnie. Decelularyzacja polega na wypłukiwaniu resztek komórkowych przy jednoczesnym zachowaniu macierzy zewnątrzkomórkowej i naczyń 3D oraz umożliwieniu "celularyzacji" w późniejszym czasie. Wykorzystując nasze nowatorskie odkrycie, że decelularyzacja perfuzyjna złożonych narządów jest możliwa, opracowaliśmy bardziej "fizjologiczną" metodę decelularyzacji ludzkich serc nienadających się do przeszczepu poprzez umieszczenie ich w woreczku ciśnieniowym, w orientacji odwróconej, pod kontrolowanym ciśnieniem. Celem stosowania worka ciśnieniowego jest wytworzenie gradientów ciśnienia w poprzek zastawki aortalnej, aby utrzymać ją zamkniętą i poprawić perfuzję mięśnia sercowego. Jednoczesna ocena dynamiki przepływu i usuwania zanieczyszczeń komórkowych podczas decelularyzacji pozwoliła nam monitorować zarówno napływ płynu, jak i odpływ zanieczyszczeń, tworząc w ten sposób rusztowanie, które można wykorzystać zarówno do prostej naprawy serca (np. jako rusztowanie łaty lub zastawki), jak i jako rusztowanie całego narządu.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Niewydolność serca prowadzi do wysokiej śmiertelności wśród pacjentów. Ostateczną opcją leczenia schyłkowej niewydolności serca jest allotransplantacja. Jednak lista oczekujących na przeszczep jest długa ze względu na niedobór narządów od dawców, a pacjenci napotykają przeszkody po przeszczepie, które wahają się od trwającej całe życie immunosupresji do przewlekłego odrzucenia narządu1,2. Bioinżynieria funkcjonalnych serc poprzez ponowne zasiedlenie zdecelularyzowanych serc ludzkich własnymi komórkami pacjenta mogłaby obejść te przeszkody3.

Głównym krokiem w "inżynierii" serca jest stworzenie rusztowania o odpowiedniej strukturze, składzie i funkcji naczyniowej i miąższowej, aby kierować wyrównaniem i organizacją dostarczanych komórek. W obecności odpowiedniego szkieletu komórki wysiane na rusztowaniu powinny rozpoznawać środowisko i pełnić oczekiwaną funkcję jako część tego narządu. Naszym zdaniem, bezkomórkowa macierz zewnątrzkomórkowa narządu (dECM) zawiera niezbędne cechy idealnego rusztowania.

Wykorzystując wewnętrzne unaczynienie, można osiągnąć złożoną decelularyzację całego narządu poprzez perfuzję wsteczną lub wsteczną4 w celu usunięcia składników komórkowych przy jednoczesnym zachowaniu delikatnej macierzy zewnątrzkomórkowej i układu naczyniowego 3D2,5,6,7. Funkcjonalne unaczynienie jest ważne w bioinżynierii całych narządów, tak samo jak in vivo, do dystrybucji składników odżywczych i usuwania odpadów8. Udowodniono, że decelularyzacja perfuzji wieńcowej jest skuteczna w tworzeniu pozbawionych komórek serc ze szczurów4, lub pigs4,7,9,10,11,12,13, oraz humans5,7,14,15,16. Jednak integralność zastawek, przedsionków i innych "cienkich" obszarów może ucierpieć.

Bezkomórkowe rusztowania serca wielkości człowieka można uzyskać od świń za pomocą kontroli ciśnienia7,9,10,11,12 lub kontrola przepływu infuzji13,17 oraz od ludzkich dawców korzystających z kontroli ciśnienia5,7,14,15. Decelularyzacja ludzkich serc dawców zachodzi w ciągu 4-8 dni pod ciśnieniem kontrolowanym na poziomie 80-100 mmHg w orientacji pionowej5,15,16 lub przez 16 dni pod ciśnieniem kontrolowanym na poziomie 60 mmHg14. W przypadku decelularyzacji sterowanej ciśnieniem kompetencja zastawki aortalnej odgrywa kluczową rolę w utrzymaniu wydajności perfuzji wieńcowej i stabilnego ciśnienia w korzeniu aorty. Nasze wcześniejsze prace wykazały, że orientacja serca wpływa na skuteczność jego perfuzji wieńcowej podczas procedury decelularyzacji, a tym samym na integralność rusztowania w końcu9.

Jako kontynuacja naszej poprzedniej pracy9, wprowadzamy nowatorską koncepcję, w której dodaje się torebkę podobną do osierdzia, aby poprawić decelularyzację całego serca. Opisujemy decelularyzację ludzkich serc umieszczonych w woreczkach ciśnieniowych, zorientowanych odwrotnie i pod ciśnieniem kontrolowanym na poziomie 120 mmHg w korzeniu aorty. Protokół ten obejmuje monitorowanie profilu przepływu i zbieranie pożywek odpływowych podczas całej procedury decelularyzacji w celu oceny skuteczności perfuzji wieńcowej i usuwania resztek komórkowych. Następnie przeprowadza się testy biochemiczne w celu sprawdzenia skuteczności metody.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie eksperymenty były zgodne z wytycznymi komisji etyki z Texas Heart Institute.

1. Przygotowanie organów

UWAGA: We współpracy z LifeGift, organizacją non-profit zajmującą się pobieraniem narządów w Teksasie (http://www.lifegift.org), oddane ludzkie serca, które nie nadają się do przeszczepu, zostały wykorzystane do badań za zatwierdzoną zgodą.

  1. Aby uzyskać serca, należy podać dożylnie 30 000 j. heparyny do serca. Bezpiecznie zszyj kaniulę kardioplegii w aorcie i przymocuj zaciśniętą linię perfuzyjną. Wykonaj perforację żyły głównej dolnej (IVC), aby odprowadzić powietrze z prawego serca. Przeciąć lewą górną żyłę płucną lub uszek lewego przedsionka, aby odpowietrzyć lewe komory serca.
  2. Wlej 1 l kardioplegii lub heparynizowanej soli fizjologicznej. Wypreparuj gałęzie łuku aorty, żyłę główną górną (SVC) i inne żyły płucne, aby uwolnić serce z wszelkich przyczepów naczyniowych lub otaczających tkanek. Zanurz dobrze heparynizowane serce w lodowatym roztworze soli fizjologicznej.
  3. Zbadaj ludzkie serce dawcy (zarówno przednie, jak i tylne, Ryc. 1). Umieść serce na tacy preparacyjnej i sprawdź, czy nie ma uszkodzeń strukturalnych lub wad anatomicznych. Jeśli wątroba i (lub) płuca zostały pobrane do przeszczepu, w sercu może wystąpić krótka żyła główna dolna i (lub) brak tylnej ściany lewego przedsionka.
  4. Wykonaj kontrolę wewnętrzną pod kątem ewentualnych wad - ubytku przegrody międzyprzedsionkowej (ASD), ubytku przegrody międzykomorowej (VSD) lub malformacji zastawki (aortalnej, płucnej, mitralnej, trójdzielnej).
  5. Jeśli występuje ubytek przegrody nosowej, skoryguj go odpowiednimi szwami (Ryc. 2A, 2B). Korekcja ubytków przegrody międzyodblaskowej jest potrzebna do monitorowania postępu decelularyzacji poprzez pomiar zmętnienia odpływu z tętnicy płucnej (PA). Korekcja ubytku przegrody powoduje usunięcie zastawki od lewej do prawej, stąd odpływ z PA reprezentuje odpływ z krążenia wieńcowego przez zatokę wieńcową.
  6. Żyła główna górna i dolna z jedwabnym szwem 2-0 (Ryc. 2C).
  7. Wypreparuj aortę (Ao) z dala od głównego PA (Rysunek 2D) w celu późniejszej kaniulacji.
  8. Włóż łączniki, w zależności od średnicy naczynia, (Rysunek 3) do Ao i PA i zabezpiecz je jedwabnymi szwami 2-0 (Rysunek 4A).
  9. Przełóż przewód rurowy przez lewy przedsionek (Rysunek 4B) i w kierunku lewej komory (LV) (Rysunek 3), używając jednego z otworów żyły płucnej.
  10. Podłącz przewód infuzyjny do złącza umieszczonego w Ao, a przewód odpływowy do przewodu w PA (Rysunek 3).
  11. Przygotowane serduszko umieść w poliestrowym woreczku w orientacji odwróconej (do góry nogami).
  12. Umieść saszetkę z sercem w pojemniku perfuzyjnym i zamknij pokrywkę (Rysunek 4C).
  13. Podłącz każdą z linii do odpowiednich portów w gumowym korku (w zależności od średnicy pojemnika) i włóż go do pokrywy pojemnika perfuzyjnego, aby uszczelnić poliestrową torebkę (Rysunek 4C i Rysunek 5B).
  14. Wprowadzić 1x sól fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS) (136 mM NaCl, 2,7 mM KCl, 10 mM Na2HPO4 i 1,8 mM KH2PO4 w wodzie destylowanej, pH 7,4) przez port infuzyjny gumowego korka w celu sprawdzenia odpływu z PA i z linii wprowadzonej do LV.
  15. Użyj tego przepływu, aby oczyścić narząd z wszelkich pozostałości krwi w układzie naczyniowym. Jeśli przepływ nie jest obserwowany, dokręć przewody połączeniowe, ponieważ mogą być luźne.

2. Konfiguracja systemu i procedura decelularyzacji narządów

  1. Zmontuj bioreaktor i ustaw go w pozycji pionowej (Rysunek 5). System perfuzyjny składa się z komputera osobistego (PC), regulatora pochodnej proporcjonalno-całkującej (PID), pompy perystaltycznej do infuzji Ao, bioreaktora perfuzyjnego, zbiornika głowicy ciśnieniowej do zatrzymywania perfuzatu LV (butelka aspiratora 2L z dolnym ramieniem) oraz pompę perystaltyczną do odprowadzania nadmiaru płynu z pojemnika głowicy ciśnieniowej i zbierania odpływu z PA.
  2. W gumowej przegrodzie podłącz przewód infuzyjny, przewód ciśnieniowy, przewód odpływowy PA i przewód opróżniający bioreaktor do portów powierzchniowych z gumową nasadką umieszczonych na górze bioreaktora perfuzyjnego (Rysunek 5A).
  3. Decellularyzacja serca pod stałym ciśnieniem 120 mmHg mierzonym w korzeniu aorty. Średnie ciśnienie lewej komory powinno mieścić się w granicach 14-18 mmHg podczas całego procesu decelularyzacji.
  4. Decelularyzacja serc w następujący sposób: 4 godziny roztworu hipertonicznego (500 mM NaCl), 2 godziny roztworu hipotonicznego (20 mM NaCl), 120 godzin roztworu dodecylosiarczanu sodu (1% SDS) i końcowe płukanie 120 L 1X PBS (Rysunek 6A).
  5. Decellularyzacja serc pod stałą kontrolą ciśnienia (120 mmHg). Natężenie przepływu infuzji do Ao zależy od serca i wynosi średnio 98,06±16,22 ml/min dla roztworu hipertonicznego, 76,14±7,90 ml/min dla roztworu hipotonicznego, 151,50±5,76 ml/min dla SDS i 185,24±7,10 ml/min dla PBS. Całkowita objętość zużytego odczynnika wynosi średnio 23,36±5,70 l dla roztworu hipertonicznego i 9,13±1,26 l dla roztworu hipotonicznego.
  6. Recyrkulować ostatnie 60 l 1% SDS (1 l na gram masy serca) do końca perfuzji SDS. Rysunek 6A pokazuje oś czasu procesu decelularyzacji, wywołując punkty końcowe do zbierania danych: monitorowanie natężenia przepływu (Ao i PA) oraz zbieranie odpływu (PA i non-PA) z głowicy ciśnieniowej podczas decelularyzacji.
  7. Ponieważ SVC i IVC są podwiązane, rozsądnie jest założyć, że cały płyn pobrany z PA jest wynikiem rzeczywistej perfuzji wieńcowej (Rysunek 5B). Określ wydajność perfuzji wieńcowej, bezpośrednio dzieląc szybkość przepływu perfuzatu z PA przez szybkość przepływu roztworu w infuzji do Ao:
    Sprawność perfuzji wieńcowej = figure-protocol-1 (%).
  8. Przeprowadzić analizę porównawczą perfuzatu otrzymanego z PA i LV oraz roztworów podawanych w dwóch egzemplarzach, ładując 200 μl na dołek do przezroczystej 96-dołkowej płytki z dnem i odczytując absorbancję przy 280 nm. Stwierdzono, że wartość absorbancji, wybrana empirycznie po wypróbowaniu różnych wartości, daje najlepsze wartości znormalizowane.
  9. Jako kontrolę należy użyć zmętnienia czystego odczynnika w infuzji. Zmętnienie perfuzatu odpływowego reprezentuje wypłukiwanie resztek komórek i może być natychmiast określone ilościowo podczas decelularyzacji jako narzędzie do śledzenia procesu.
  10. Podczas końcowego płukania 10 litrami 1X PBS dodać 500 ml sterylnego zobojętnionego 2,1% roztworu kwasu nadoctowego, zneutralizowanego 10N NaOH, co prowadzi do 0,1% roztworu kwasu nadoctowego (v/v) w PBS. Użyj tego roztworu do sterylizacji rusztowania.

3. Ocena serc pozbawionych komórek

UWAGA: Po decelularyzacji, reprezentatywne serca będą używane do obrazowania angiogramu wieńcowego i testów biochemicznych.

  1. Wykonaj koronarografię reprezentatywnego pozbawionego komórek ludzkiego serca, aby zbadać nienaruszoną naczyń wieńcowych. Krótko mówiąc, za pomocą fluoroskopu obraz zdecelularyzował ludzkie serce po wstrzyknięciu środka kontrastowego przez kaniulę wieńcową w głównej prawej i lewej tętnicy wieńcowej.
  2. Przeprowadź sekcję pozbawionego komórek serca, aby pobrać próbki z 19 obszarów w celu oceny pozostałych poziomów kwasu dezoksyrybonukleinowego (DNA), glikozaminoglikanu (GAG) i SDS w tkankach pozbawionych komórek. Usuń podstawę serca z komór i rozetnij komory na 4 równe sekcje (Rysunek 6C). Podziel każdą sekcję na przednią i tylną prawą komorę (RV), przednią i tylną LV oraz przegrodę międzykomorową (IVS). Tkanka zawierająca wierzchołek jest preparowana na LV i RV w celu pobrania próbek.
  3. Wytnij próbki tkanek do testów DNA, GAG i SDS (~15 mg mokrej masy).
  4. Ekstrahować dwuniciowy DNA (dsDNA) przez trawienie próbek w 1 M NaOH przez 3 godziny w temperaturze 65 °C i dostosować pH do 7 przy użyciu 10x buforu Tris-EDTA (TE) i 1 M kwasu solnego (HCl).
  5. Określ ilościowo dsDNA za pomocą zestawu do oznaczania dsDNA ze wzorcem grasicy cielęcej (patrz tabela materiałów). Odczytać próbki w dwóch egzemplarzach za pomocą czytnika mikropłytek fluorescencyjnych (wzbudzenie przy 480 nm i emisja przy 520 nm). Oblicz procent resztkowego dsDNA w pozbawionych komórek sercach, porównując stężenie dsDNA w każdej tkance z stężeniem w zwłokach (% zwłok
    6. ).
  6. Otrzymać zasiarczone GAG do roztworu przez trawienie próbek tkanek w roztworze do ekstrakcji papainy (0,2 M bufor fosforanu sodu z solą disodową EDTA, chlorowodorkiem cysteiny, octanem sodu i papainą) w temperaturze 65 °C przez 3 godziny. Zmierz zawartość GAG (w dwóch egzemplarzach) za pomocą zestawu do oznaczania glikozaminoglikanu.
  7. Liofilizować próbki do testu SDS w ogrzewanej próżni i zmierzyć suchą masę. Dodać 200 μl ultraczystej wody do każdej wysuszonej próbki i homogenizować w celu ekstrakcji pozostałej SDS do roztworu. Zmieszać ten roztwór SDS z chloroformem i roztworem błękitu metylenowego (12 mg błękitu metylenowego w 1 l 0,01 M HCl). SDS oddzieli się w warstwie organicznej poprzez związanie się z barwnikiem błękitu metylenowego.
  8. Za pomocą czytnika mikropłytek fluorescencyjnych odczytać absorbancję (655 nm) wzorców i próbek w dwóch egzemplarzach, aby obliczyć resztkową SDS. Znormalizuj tę wartość SDS do suchej masy tkanki.
  9. Zobrazuj próbki z grubych obszarów (tj. LV, RV i przegrody) ludzkiego serca za pomocą nieliniowej mikroskopii optycznej (NLOM) w celu potwierdzenia usunięcia komórek po decelularyzacji. Konfiguracja NLOM jest szczegółowo opisana w naszych poprzednich publikacjach18,19,20. NLOM umożliwia nam obrazowanie włókien komórkowych, elastyny, kolagenu i miozyny za pomocą kanałów fluorescencji dwufotonowej (TPF) i generacji drugiej harmonicznej (SHG) bez użycia jakichkolwiek egzogennych barwników lub barwników21.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Po 7-dniowej decelularyzacji z perfuzją aorty antegrade pod stałym ciśnieniem 120 mmHg, ludzkie serce stało się przezroczyste (Rysunek 6B). Serce zostało z grubsza rozbiorowane na 19 sekcji w celu analizy biochemicznej (DNA, GAG i SDS) (Rysunek 6C) w celu oceny końcowego produktu pozbawionego komórek.

Podczas procesu decelularyzacji szybkość przepływu różnych roztworów zm...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Według naszej wiedzy jest to pierwsze badanie, które donosi o odwróconej decelularyzacji ludzkich serc w woreczku ciśnieniowym z poklatkowym monitorowaniem natężenia przepływu i usuwania resztek komórek. Worek przypominający osierdzie utrzymuje stabilną orientację serca przez cały czas trwania procedury decelularyzacji. Zanurzenie i odwrócenie całych serc w woreczku zapobiega odwodnieniu i minimalizuje nadmierne obciążenie aorty (spowodowane masą serca) w porównaniu z konwencjonalną pionową metodą decelularyzacji perfuzy...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dr Taylor jest założycielem i udziałowcem Miromatrix Medical, Inc. Relacja ta jest zarządzana zgodnie z zasadami dotyczącymi konfliktu interesów przez University of Minnesota i Texas Heart Institute; Pozostali autorzy nie mają konfliktu interesów, który mogliby ujawnić.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie było wspierane przez grant Houston Endowment i Texas Emerging Technology Fund. Autorzy dziękują agencji LifeGift, Inc. zajmującej się pobieraniem narządów oraz rodzinom dawców za umożliwienie przeprowadzenia tego badania.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Szew jedwabny 2-0EthiconSA85HSzew służy do podwiązywania żyły głównej górnej i dolnej
Łącznik 1/4" x 3/8" z luerNovoSci332023-000Połącz aortę i tętnicę płucną
Rurka silikonowa utwardzana platyną MasterflexCole-ParmerHV-96410-16Rurka do łączenia komór serca/żył
linii infuzji i odpływuSmiths MedicalMX452FLDo przepływania roztworów przez układ krwionośny
Woreczek poliestrowy (Ampak 400 Series SealPAK Pouches)Fisher scientific01-812-17Woreczek przypominający osierdzie do przechowywania serca podczas decelularyzacji
Snapware Kanister z kwadratowym uchwytemSnapware10221-litrowy pojemnik używany do perfuzji serca
Czarne gumowe korkiVWR59586-162Do uszczelnienia pojemnik perfuzyjny
Pompa perystaltycznaAparatura Harvarda881003Do pompowania płynu przez przewody doprowadzające i odprowadzania płynów
Butelka aspiratora 2 l z dolnym ramieniem bocznymVWR89001-532Do przechowywania roztworów/perfugatu
Quant-iT PicoGreen dsDNA Zestaw do oznaczaniaLife TechnologiesP7589Do ilościowego oznaczania dsDNA
Norma grasicy cielęcejSigmaD4522Standardowy zestaw
do oznaczania glikozaminoglikanu BlyscanBiocolor LtdZestaw do oznaczaniaBlyscan #B1000
Czytnik płytekTecanInfinite M200 ProDo testów analitycznych
Fluoroskopia GE GeneralElectricOEC 9900 EliteAngiogram
VisipaqueGE13233575Środek kontrastowy
DNA GAG

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Writing Group Members. Executive Summary: Heart Disease and Stroke Statistics--2016 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 133 (4), 447-454 (2016).
  2. Zia, S., et al. Hearts beating through decellularized scaffolds: whole-organ engineering for cardiac regeneration and transplantation. Critical Reviews in Biotechnology. 36 (4), 705-715 (2016).
  3. Zimmermann, W. H. Strip and Dress the Human Heart. Circulation Research. 118 (1), 12-13 (2016).
  4. Ott, H. C., et al. Perfusion-decellularized matrix: Using nature's platform to engineer a bioartificial heart. Nature Medicine. 14 (2), 213-221 (2008).
  5. Sanchez, P. L., et al. Acellular human heart matrix: A critical step toward whole heart grafts. Biomaterials. 61, 279-289 (2015).
  6. Peloso, A., et al. Current achievements and future perspectives in whole-organ bioengineering. Stem Cell Research & Therapy. 6, 107(2015).
  7. Guyette, J. P., et al. Perfusion decellularization of whole organs. Nature Protocols. 9 (6), 1451-1468 (2014).
  8. Momtahan, N., Sukavaneshvar, S., Roeder, B. L., Cook, A. D. Strategies and Processes to Decellularize and Cellularize Hearts to Generate Functional Organs and Reduce the Risk of Thrombosis. Tissue Engineering Part B-Reviews. 21 (1), 115-132 (2015).
  9. Lee, P. F., et al. Inverted orientation improves decellularization of whole porcine hearts. Acta Biomaterialia. , (2016).
  10. Momtahan, N., et al. Automation of Pressure Control Improves Whole Porcine Heart Decellularization. Tissue Eng Part C Methods. , (2015).
  11. Weymann, A., et al. Development and Evaluation of a Perfusion Decellularization Porcine Heart Model - Generation of 3-Dimensional Myocardial Neoscaffolds. Circulation Journal. 75 (4), 852-860 (2011).
  12. Weymann, A., et al. Bioartificial heart: A human-sized porcine model--the way ahead. PLoS One. 9 (11), e111591(2014).
  13. Remlinger, N. T., Wearden, P. D., Gilbert, T. W. Procedure for decellularization of porcine heart by retrograde coronary perfusion. Journal of Visualized Experiments. (70), e50059(2012).
  14. Guyette, J. P., et al. Bioengineering Human Myocardium on Native Extracellular Matrix. Circulation Research. 118 (1), 56-72 (2016).
  15. Sanchez, P. L., et al. Data from acellular human heart matrix. Data Brief. 8, 211-219 (2016).
  16. Garreta, E., et al. Myocardial commitment from human pluripotent stem cells: Rapid production of human heart grafts. Biomaterials. 98, 64-78 (2016).
  17. Wainwright, J. M., et al. Preparation of Cardiac Extracellular Matrix from an Intact Porcine Heart. Tissue Engineering Part C-Methods. 16 (3), 525-532 (2010).
  18. Larson, A. M., Yeh, A. T. Ex vivo characterization of sub-10-fs pulses. Optics Letters. 31 (11), 1681-1683 (2006).
  19. Lee, P. F., Yeh, A. T., Bayless, K. J. Nonlinear optical microscopy reveals invading endothelial cells anisotropically alter three-dimensional collagen matrices. Experimental Cell Research. 315 (3), 396-410 (2009).
  20. Lee, P. F., Bai, Y., Smith, R. L., Bayless, K. J., Yeh, A. T. Angiogenic responses are enhanced in mechanically and microscopically characterized, microbial transglutaminase crosslinked collagen matrices with increased stiffness. Acta Biomaterialia. 9 (7), 7178-7190 (2013).
  21. Wu, Z., et al. Multi-photon microscopy in cardiovascular research. Methods. 130, 79-89 (2017).
  22. Ramanathan, T., Skinner, H. Coronary blood flow. Continuing Education in Anaesthesia Critical Care & Pain. 5 (2), 61-64 (2005).
  23. Murthy, V. L., et al. Clinical Quantification of Myocardial Blood Flow Using PET: Joint Position Paper of the SNMMI Cardiovascular Council and the ASNC. Journal of Nuclear Cardiology. 25 (1), 269-297 (2018).
  24. Molina, D. K., DiMaio, V. J. Normal organ weights in men: Part I-the heart. The American Journal of Forensic Medicine and Pathology. 33 (4), 362-367 (2012).
  25. Molina, D. K., DiMaio, V. J. Normal Organ Weights in Women: Part I-The Heart. The American Journal of Forensic Medicine and Pathology. 36 (3), 176-181 (2015).
  26. Robertson, M. J., Dries-Devlin, J. L., Kren, S. M., Burchfield, J. S., Taylor, D. A. Optimizing cellularization of whole decellularized heart extracellular matrix. PLoS One. 9 (2), e90406(2014).
  27. Robertson, M. J., Soibam, B., O'Leary, J. G., Sampaio, L. C., Taylor, D. A. Cellularization of rat liver: An in vitro model for assessing human drug metabolism and liver biology. PLoS One. 13 (1), e0191892(2018).
  28. Baghalishahi, M., et al. Cardiac extracellular matrix hydrogel together with or without inducer cocktail improves human adipose tissue-derived stem cells differentiation into cardiomyocyte-like cells. Biochemical and Biophysical Research Communications. , (2018).
  29. Perea-Gil, I., et al. In vitro comparative study of two decellularization protocols in search of an optimal myocardial scaffold for recellularization. American Journal of Translational Research. 7 (3), 558-573 (2015).
  30. Freytes, D. O., O'Neill, J. D., Duan-Arnold, Y., Wrona, E. A., Vunjak-Novakovic, G. Natural cardiac extracellular matrix hydrogels for cultivation of human stem cell-derived cardiomyocytes. Methods Molecular Biology. 1181, 69-81 (2014).
  31. Oberwallner, B., et al. Preparation of cardiac extracellular matrix scaffolds by decellularization of human myocardium. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 102 (9), 3263-3272 (2014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

decelularyzacja perfuzyjnaroztw r hipertonicznyroztw r hipotonicznydodecylosiarczan sodup ukanie w PBSdynamika przep ywu

Powiązane artykuły