Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Decellularyzacja całego ludzkiego serca w woreczku ciśnieniowym w orientacji odwróconej

11.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/58123

⸱

26 listopada 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Regenerative Medicine Research, Texas Heart Institute, 2Lifegift Organ Donation Center, 3Biomedical Engineering, Texas A&M University

W tym artykule

Podsumowanie

Ta metoda umożliwia decelularyzację złożonego stałego organu przy użyciu prostego protokołu opartego na szoku osmotycznym i perfuzji jonowego detergentu przy minimalnym naruszeniu macierzy narządu. Obejmuje on nowatorską technikę decelularyzacji ludzkich serc w woreczku ciśnieniowym z monitorowaniem w czasie rzeczywistym dynamiki przepływu i odpływu zanieczyszczeń komórkowych.

Streszczenie

Ostatecznym rozwiązaniem dla pacjentów ze schyłkową niewydolnością serca jest przeszczep narządów. Ale serca dawców są ograniczone, wymagana jest immunosupresja, a ostatecznie może dojść do odrzucenia. Stworzenie funkcjonalnego, autologicznego biosztucznego serca może rozwiązać te problemy. Jedną z opcji jest biofabrykacja serca składającego się z rusztowania i komórek. Naturalne rusztowanie o specyficznym składzie tkankowym, a także mikro- i makroarchitekturze można uzyskać poprzez decelularyzację serc ludzi lub dużych zwierząt, takich jak świnie. Decelularyzacja polega na wypłukiwaniu resztek komórkowych przy jednoczesnym zachowaniu macierzy zewnątrzkomórkowej i naczyń 3D oraz umożliwieniu "celularyzacji" w późniejszym czasie. Wykorzystując nasze nowatorskie odkrycie, że decelularyzacja perfuzyjna złożonych narządów jest możliwa, opracowaliśmy bardziej "fizjologiczną" metodę decelularyzacji ludzkich serc nienadających się do przeszczepu poprzez umieszczenie ich w woreczku ciśnieniowym, w orientacji odwróconej, pod kontrolowanym ciśnieniem. Celem stosowania worka ciśnieniowego jest wytworzenie gradientów ciśnienia w poprzek zastawki aortalnej, aby utrzymać ją zamkniętą i poprawić perfuzję mięśnia sercowego. Jednoczesna ocena dynamiki przepływu i usuwania zanieczyszczeń komórkowych podczas decelularyzacji pozwoliła nam monitorować zarówno napływ płynu, jak i odpływ zanieczyszczeń, tworząc w ten sposób rusztowanie, które można wykorzystać zarówno do prostej naprawy serca (np. jako rusztowanie łaty lub zastawki), jak i jako rusztowanie całego narządu.

Wprowadzenie

Niewydolność serca prowadzi do wysokiej śmiertelności wśród pacjentów. Ostateczną opcją leczenia schyłkowej niewydolności serca jest allotransplantacja. Jednak lista oczekujących na przeszczep jest długa ze względu na niedobór narządów od dawców, a pacjenci napotykają przeszkody po przeszczepie, które wahają się od trwającej całe życie immunosupresji do przewlekłego odrzucenia narządu1,2. Bioinżynieria funkcjonalnych serc poprzez ponowne zasiedlenie zdecelularyzowanych serc ludzkich własnymi komórkami pacjenta mogłaby obejść te przeszkody3.

Głównym krokiem w "inżynierii" serca jest stworzenie rusztowania o odpowiedniej strukturze, składzie i funkcji naczyniowej i miąższowej, aby kierować wyrównaniem i organizacją dostarczanych komórek. W obecności odpowiedniego szkieletu komórki wysiane na rusztowaniu powinny rozpoznawać środowisko i pełnić oczekiwaną funkcję jako część tego narządu. Naszym zdaniem, bezkomórkowa macierz zewnątrzkomórkowa narządu (dECM) zawiera niezbędne cechy idealnego rusztowania.

Wykorzystując wewnętrzne unaczynienie, można osiągnąć złożoną decelularyzację całego narządu poprzez perfuzję wsteczną lub wsteczną4 w celu usunięcia składników komórkowych przy jednoczesnym zachowaniu delikatnej macierzy zewnątrzkomórkowej i układu naczyniowego 3D2,5,6,7. Funkcjonalne unaczynienie jest ważne w bioinżynierii całych narządów, tak samo jak in vivo, do dystrybucji składników odżywczych i usuwania odpadów8. Udowodniono, że decelularyzacja perfuzji wieńcowej jest skuteczna w tworzeniu pozbawionych komórek serc ze szczurów4, lub pigs4,7,9,10,11,12,13, oraz humans5,7,14,15,16. Jednak integralność zastawek, przedsionków i innych "cienkich" obszarów może ucierpieć.

Bezkomórkowe rusztowania serca wielkości człowieka można uzyskać od świń za pomocą kontroli ciśnienia7,9,10,11,12 lub kontrola przepływu infuzji13,17 oraz od ludzkich dawców korzystających z kontroli ciśnienia5,7,14,15. Decelularyzacja ludzkich serc dawców zachodzi w ciągu 4-8 dni pod ciśnieniem kontrolowanym na poziomie 80-100 mmHg w orientacji pionowej5,15,16 lub przez 16 dni pod ciśnieniem kontrolowanym na poziomie 60 mmHg14. W przypadku decelularyzacji sterowanej ciśnieniem kompetencja zastawki aortalnej odgrywa kluczową rolę w utrzymaniu wydajności perfuzji wieńcowej i stabilnego ciśnienia w korzeniu aorty. Nasze wcześniejsze prace wykazały, że orientacja serca wpływa na skuteczność jego perfuzji wieńcowej podczas procedury decelularyzacji, a tym samym na integralność rusztowania w końcu9.

Jako kontynuacja naszej poprzedniej pracy9, wprowadzamy nowatorską koncepcję, w której dodaje się torebkę podobną do osierdzia, aby poprawić decelularyzację całego serca. Opisujemy decelularyzację ludzkich serc umieszczonych w woreczkach ciśnieniowych, zorientowanych odwrotnie i pod ciśnieniem kontrolowanym na poziomie 120 mmHg w korzeniu aorty. Protokół ten obejmuje monitorowanie profilu przepływu i zbieranie pożywek odpływowych podczas całej procedury decelularyzacji w celu oceny skuteczności perfuzji wieńcowej i usuwania resztek komórkowych. Następnie przeprowadza się testy biochemiczne w celu sprawdzenia skuteczności metody.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie eksperymenty zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi komisji etycznej Texas Heart Institute.

1. Przygotowanie organu

UWAGA: We współpracy z LifeGift, non-profit organizacją zajmującą się pozyskiwaniem organów w Teksasie (http://www.lifegift.org), do badań wykorzystano przekazane ludzkie serca nieprzydatne do transplantacji, za zgodą odpowiednich organów.

  1. W celu pozyskania serc, podać dożylnie 30 000 U heparyny do serc. Bezpiecznie zaszyć kaniulę do kardioplegii w aorcie i podłączyć zaklampowaną linię perfuzyjną. Perforować żyłę główną dolną (IVC), aby odpowietrzyć prawą część serca. Przeciąć lewą górną żyłę płucną lub uszek lewego przedsionka, aby odpowietrzyć lewe jamy serca.
  2. Wprowadzić 1 L kardioplegii lub heparynowanej soli fizjologicznej. Wypreparować odgałęzienia łuku aorty, żyłę główną górną (SVC) i pozostałe żyły płucne, aby uwolnić serce z wszelkich naczyń lub przylegających tkanek. Zanurzyć dobrze heparynowane serce w schłodzonym roztworze soli fizjologicznej.
  3. Obejrzeć przekazane ludzkie serce (zarówno od strony przedniej, jak i tylnej, Rysunek 1). Umieścić serce na tacy do sekcji i sprawdzić, czy nie występują uszkodzenia strukturalne lub wady anatomiczne. Jeśli do transplantacji pobrano również wątrobę i/lub płuca, serce może charakteryzować się krótką żyłą główną dolną i/lub brakiem tylnej ściany lewego przedsionka.
  4. Przeprowadzić inspekcję wewnętrzną w celu wykrycia ewentualnych wad – ubytku w przegrodzie międzyprzedsionkowej (ASD), ubytku w przegrodzie międzykomorowej (VSD) lub wad zastawek (aortalnej, płucnej, mitralnej, trójdzielnej).
  5. W przypadku wystąpienia ubytku w przegrodzie, skorygować go za pomocą odpowiednich szwów (Rysunek 2A, 2B). Korekcja ubytków w przegrodzie jest niezbędna do monitorowania postępu decelularyzacji poprzez pomiar mętności odpływu z tętnicy płucnej (PA). Korekcja ubytku w przegrodzie eliminuje przeciek z lewej do prawej komory, dzięki czemu odpływ z PA reprezentuje odpływ z krążenia wieńcowego przez zatokę wieńcową.
  6. Podwiązać żyłę główną górną i dolną szwem jedwabnym 2-0 (Rysunek 2C).
  7. Wypreparować aortę (Ao) od głównej tętnicy płucnej (PA) (Rysunek 2D) w celu późniejszej kaniulacji.
  8. Wprowadzić konektory, dopasowane do średnicy naczynia (Rysunek 3), do Ao i PA i zabezpieczyć je szwami jedwabnymi 2-0 (Rysunek 4A).
  9. Wprowadzić linię z drenem przez lewy przedsionek (Rysunek 4B) w kierunku lewej komory (LV) (Rysunek 3), wykorzystując jeden z ujść żyły płucnej.
  10. Podłączyć linię infuzyjną do konektora umieszczonego w Ao oraz linię odpływową do konektora w PA (Rysunek 3).
  11. Umieścić przygotowane serce w poliestrowym worku w orientacji odwróconej (do góry nogami).
  12. Umieścić worek z sercem w pojemniku do perfuzji i zamknąć pokrywę (Rysunek 4C).
  13. Podłączyć każdą z linii do odpowiednich portów w gumowym korku (zależnie od średnicy pojemnika) i włożyć go do pokrywy pojemnika do perfuzji, aby uszczelnić poliestrowy worek (Rysunek 4C oraz Rysunek 5B).
  14. Przeperfundować 1x fosforanem sodowo-potasowym (PBS) (136 mM NaCl, 2,7 mM KCl, 10 mM Na2HPO4 oraz 1,8 mM KH2PO4 w wodzie destylowanej, pH 7,4) poprzez port infuzyjny gumowego korka, aby zweryfikować odpływ z PA oraz z linii wprowadzonej do LV.
  15. Wykorzystać ten przepływ do oczyszczenia narządu z wszelkich pozostałości krwi w naczyniach. Jeśli przepływ nie jest obserwowany, należy dokręcić linie połączeniowe, gdyż mogą być one poluzowane.

2. Konfiguracja systemu i procedura decelularyzacji organu

  1. Złożyć bioreaktor i ustawić go w pozycji pionowej (Rysunek 5). System perfuzji składa się z komputera osobistego (PC), kontrolera proporcjonalno-całkująco-różniczkującego (PID), pompy perystaltycznej do infuzji do Ao, bioreaktora perfuzyjnego, zbiornika ciśnieniowego do retencji perfuzatu LV (butelka aspiracyjna 2 L z bocznym wylotem dolnym) oraz pompy perystaltycznej do odprowadzania nadmiaru cieczy ze zbiornika ciśnieniowego i zbierania odpływu z PA.
  2. Przez gumowy septu połączyć linię infuzji, linię ciśnieniową, linię odpływu PA i linię spustową bioreaktora z portami powierzchniowymi gumowej zatyczki znajdującymi się na górze bioreaktora perfuzyjnego (Rysunek 5A).
  3. Przeprowadzić decelularyzację serc pod stałym ciśnieniem 120 mmHg mierzone u nasady aorty. Średnie ciśnienie w LV powinno wynosić od 14-18 mmHg przez cały proces decelularyzacji.
  4. Decelularyzację serc przeprowadzić w następujący sposób: 4 h w roztworze hipertonicznym (500 mM NaCl), 2 h w roztworze hipotonicznym (20 mM NaCl), 120 h w roztworze dodecylosiarczanu sodu (1% SDS) oraz końcowe płukanie 120 L 1X PBS (Rysunek 6A).
  5. Decelularyzację serc przeprowadzić pod stałą kontrolą ciśnienia (120 mmHg). Szybkość przepływu infuzji do Ao zależy od serca i wynosi średnio 98,06±16,22 mL/min dla roztworu hipertonicznego, 76,14±7,90 mL/min dla roztworu hipotonicznego, 151,50±5,76 mL/min dla SDS oraz 185,24±7,10 mL/min dla PBS. Całkowita zużyta objętość każdego odczynnika wynosi średnio 23,36±5,70 L dla roztworu hipertonicznego i 9,13±1,26 L dla roztworu hipotonicznego.
  6. Recyrkulować ostatnie 60 L 1% SDS (1 L na gram masy serca) aż do końca perfuzji SDS. Rysunek 6A przedstawia oś czasu procesu decelularyzacji, wskazując punkty końcowe dla gromadzenia danych: monitorowanie szybkości przepływu (Ao i PA) oraz zbieranie odpływu (PA i poza PA) ze zbiornika ciśnieniowego podczas decelularyzacji.
  7. Ponieważ SVC i IVC są podwiązane, można założyć, że cała ciecz zebrana z PA jest wynikiem rzeczywistej perfuzji wieńcowej (Rysunek 5B). Wyznaczyć wydajność perfuzji wieńcowej poprzez bezpośredni podział szybkości przepływu perfuzatu z PA przez szybkość przepływu infuzji roztworu do Ao:
    Wydajność perfuzji wieńcowej = Równanie stosunku szybkości przepływu, dynamika płynów, analiza wydajności procesu. (%).
  8. Przeprowadzić analizę porównawczą perfuzatu uzyskanego z PA i LV oraz infuzowanych roztworów w dubletach, nanosząc 200 μL na dołek w płytce 96-dołkowej z przezroczystym dnem i odczytując absorbancję przy 280 nm. Wartość absorbancji, dobrana empirycznie po przetestowaniu różnych wartości, okazała się dawać najlepsze wartości znormalizowane.
  9. Jako kontrolę wykorzystać mętność czystego infuzowanego odczynnika. Mętność odpływowego perfuzatu reprezentuje wypłukiwanie szczątków komórkowych i może być ilościowo określona natychmiast podczas decelularyzacji jako narzędzie do monitorowania procesu.
  10. Podczas końcowego płukania 10 L 1X PBS dodać 500 mL sterylnego zneutralizowanego 2,1% roztworu kwasu nadoctowego, zneutralizowanego 10N NaOH, co prowadzi do uzyskania 0,1% roztworu kwasu nadoctowego (v/v) w PBS. Użyć tego roztworu do sterylizacji rusztowania.

3. Ocena zdecelularyzowanych serc

UWAGA: Po decelularyzacji reprezentatywne serca zostaną wykorzystane do obrazowania angiograficznego tętnic wieńcowych oraz analiz biochemicznych.

  1. Wykonaj angiografię wieńcową reprezentatywnego zdecelularyzowanego ludzkiego serca, aby zbadać integralność naczyń wieńcowych. W skrócie, przy użyciu fluoroskopu, obrazuj zdecelularyzowane ludzkie serce po wstrzyknięciu środka kontrastowego przez kaniulę ujściową tętnic wieńcowych do głównej prawej i lewej tętnicy wieńcowej.
  2. Przeprowadź sekcję zdecelularyzowanego serca, aby pobrać próbki z 19 obszarów w celu oceny pozostałych poziomów kwasu deoxyrybonukleinowego (DNA), glikozaminoglikanów (GAG) i SDS w zdecelularyzowanych tkankach. Oddziel podstawę serca od komór i podziel komory na 4 równe sekcje (Ryc. 6C). Podziel każdą sekcję na przednią i tylną część prawej komory (RV), przednią i tylną część lewej komory (LV) oraz przegrodę międzykomorową (IVS). Tkankę zawierającą wierzchołek serca podziel na LV i RV w celu pobrania próbek.
  3. Wytnij próbki tkanki do analiz DNA, GAG i SDS (~15 mg masy mokrej).
  4. Wyekstrahuj dwuniciowy DNA (dsDNA) poprzez trawienie próbek w 1 M NaOH przez 3 h w 65 °C i dostosuj pH do 7, używając 10x buforu Tris-EDTA (TE) oraz 1 M kwasu solnego (HCl).
  5. Ilościowo określ dsDNA przy użyciu zestawu dsDNA Assay z użyciem standardu z tymusu cielęcego (patrz Tabela Materiałów). Odczytaj próbki w duplikacie za pomocą fluorescencyjnego czytnika mikropłytek (wzbudzenie przy 480 nm i emisja przy 520 nm). Oblicz procent pozostałego dsDNA w zdecelularyzowanych sercach, porównując stężenie dsDNA w każdej tkance do stężenia w materiale trupim (% cadaveric).
  6. Przenieś siarczanowane GAG do roztworu poprzez trawienie próbek tkanki w roztworze ekstrakcyjnym papainy (0,2 M bufor fosforanowy sodu z dwusodową solą EDTA, cysteiną HCl, octanem sodu i papainą) w 65 °C przez 3 godziny. Zmierz zawartość GAG (w duplikacie), używając zestawu Glycosaminoglycan Assay Kit.
  7. Liofilizuj próbki do analizy SDS w podgrzewanej próżni i zmierz masę suchą. Dodaj 200 µL wody ultrapure do każdej wysuszonej próbki i zhomogenizuj, aby wyekstrahować pozostałe SDS do roztworu. Wymieszaj ten roztwór SDS z chloroformem i roztworem błękitu metylenowego (12 mg błękitu metylenowego w 1 L 0,01 M HCl). SDS oddzieli się w warstwie organicznej poprzez wiązanie z barwnikiem błękitu metylenowego.
  8. Za pomocą fluorescencyjnego czytnika mikropłytek zmierz absorbancję (655 nm) standardów i próbek w duplikacie, aby obliczyć pozostałe SDS. Znormalizuj tę wartość SDS do suchej masy tkanki.
  9. Obrazuj próbki z obszarów grubych (tj. LV, RV i przegrody) ludzkiego serca za pomocą nielinearnej mikroskopii optycznej (NLOM), aby potwierdzić usunięcie komórek po decelularyzacji. Konfiguracja NLOM została szczegółowo opisana w naszych poprzednich publikacjach18,19,20. NLOM umożliwia obrazowanie komórek, włókien elastyny, kolagenu i miozyny poprzez kanały fluorescencji dwufotonowej (TPF) i generowania drugiej harmonicznej (SHG) bez użycia egzogennych barwników21.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Po 7-dniowej decelularyzacji z antegradową perfuzją aorty pod stałym ciśnieniem 120 mmHg, ludzkie serce stało się półprzezroczyste (Rysunek 6B). Serce zostało makroskopowo podzielone na 19 sekcji do analizy biochemicznej (DNA, GAG i SDS) (Rysunek 6C) w celu oceny końcowego produktu decelularyzacji.

W trakcie procesu decelularyzacji szybkość przepływu infuzyjnego różnych...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Według naszej wiedzy jest to pierwsze badanie, które donosi o odwróconej decelularyzacji ludzkich serc w woreczku ciśnieniowym z poklatkowym monitorowaniem natężenia przepływu i usuwania resztek komórek. Worek przypominający osierdzie utrzymuje stabilną orientację serca przez cały czas trwania procedury decelularyzacji. Zanurzenie i odwrócenie całych serc w woreczku zapobiega odwodnieniu i minimalizuje nadmierne obciążenie aorty (spowodowane masą serca) w porównaniu z konwencjonalną pionową metodą decelularyzacji perfuzy...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Dr Taylor jest założycielem i udziałowcem Miromatrix Medical, Inc. Relacja ta jest zarządzana zgodnie z zasadami dotyczącymi konfliktu interesów przez University of Minnesota i Texas Heart Institute; Pozostali autorzy nie mają konfliktu interesów, który mogliby ujawnić.

Podziękowania

To badanie było wspierane przez grant Houston Endowment i Texas Emerging Technology Fund. Autorzy dziękują agencji LifeGift, Inc. zajmującej się pobieraniem narządów oraz rodzinom dawców za umożliwienie przeprowadzenia tego badania.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Szew jedwabny 2-0EthiconSA85HSzew służy do podwiązywania żyły głównej górnej i dolnej
Łącznik 1/4" x 3/8" z luerNovoSci332023-000Połącz aortę i tętnicę płucną
Rurka silikonowa utwardzana platyną MasterflexCole-ParmerHV-96410-16Rurka do łączenia komór serca/żył
linii infuzji i odpływuSmiths MedicalMX452FLDo przepływania roztworów przez układ krwionośny
Woreczek poliestrowy (Ampak 400 Series SealPAK Pouches)Fisher scientific01-812-17Woreczek przypominający osierdzie do przechowywania serca podczas decelularyzacji
Snapware Kanister z kwadratowym uchwytemSnapware10221-litrowy pojemnik używany do perfuzji serca
Czarne gumowe korkiVWR59586-162Do uszczelnienia pojemnik perfuzyjny
Pompa perystaltycznaAparatura Harvarda881003Do pompowania płynu przez przewody doprowadzające i odprowadzania płynów
Butelka aspiratora 2 l z dolnym ramieniem bocznymVWR89001-532Do przechowywania roztworów/perfugatu
Quant-iT PicoGreen dsDNA Zestaw do oznaczaniaLife TechnologiesP7589Do ilościowego oznaczania dsDNA
Norma grasicy cielęcejSigmaD4522Standardowy zestaw
do oznaczania glikozaminoglikanu BlyscanBiocolor LtdZestaw do oznaczaniaBlyscan #B1000
Czytnik płytekTecanInfinite M200 ProDo testów analitycznych
Fluoroskopia GE GeneralElectricOEC 9900 EliteAngiogram
VisipaqueGE13233575Środek kontrastowy
DNA GAG

Bibliografia

  1. Writing Group Members. Executive Summary: Heart Disease and Stroke Statistics--2016 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 133 (4), 447-454 (2016).
  2. Zia, S., et al. Hearts beating through decellularized scaffolds: whole-organ engineering for cardiac regeneration and transplantation. Critical Reviews in Biotechnology. 36 (4), 705-715 (2016).
  3. Zimmermann, W. H. Strip and Dress the Human Heart. Circulation Research. 118 (1), 12-13 (2016).
  4. Ott, H. C., et al. Perfusion-decellularized matrix: Using nature's platform to engineer a bioartificial heart. Nature Medicine. 14 (2), 213-221 (2008).
  5. Sanchez, P. L., et al. Acellular human heart matrix: A critical step toward whole heart grafts. Biomaterials. 61, 279-289 (2015).
  6. Peloso, A., et al. Current achievements and future perspectives in whole-organ bioengineering. Stem Cell Research & Therapy. 6, 107(2015).
  7. Guyette, J. P., et al. Perfusion decellularization of whole organs. Nature Protocols. 9 (6), 1451-1468 (2014).
  8. Momtahan, N., Sukavaneshvar, S., Roeder, B. L., Cook, A. D. Strategies and Processes to Decellularize and Cellularize Hearts to Generate Functional Organs and Reduce the Risk of Thrombosis. Tissue Engineering Part B-Reviews. 21 (1), 115-132 (2015).
  9. Lee, P. F., et al. Inverted orientation improves decellularization of whole porcine hearts. Acta Biomaterialia. , (2016).
  10. Momtahan, N., et al. Automation of Pressure Control Improves Whole Porcine Heart Decellularization. Tissue Eng Part C Methods. , (2015).
  11. Weymann, A., et al. Development and Evaluation of a Perfusion Decellularization Porcine Heart Model - Generation of 3-Dimensional Myocardial Neoscaffolds. Circulation Journal. 75 (4), 852-860 (2011).
  12. Weymann, A., et al. Bioartificial heart: A human-sized porcine model--the way ahead. PLoS One. 9 (11), e111591(2014).
  13. Remlinger, N. T., Wearden, P. D., Gilbert, T. W. Procedure for decellularization of porcine heart by retrograde coronary perfusion. Journal of Visualized Experiments. (70), e50059(2012).
  14. Guyette, J. P., et al. Bioengineering Human Myocardium on Native Extracellular Matrix. Circulation Research. 118 (1), 56-72 (2016).
  15. Sanchez, P. L., et al. Data from acellular human heart matrix. Data Brief. 8, 211-219 (2016).
  16. Garreta, E., et al. Myocardial commitment from human pluripotent stem cells: Rapid production of human heart grafts. Biomaterials. 98, 64-78 (2016).
  17. Wainwright, J. M., et al. Preparation of Cardiac Extracellular Matrix from an Intact Porcine Heart. Tissue Engineering Part C-Methods. 16 (3), 525-532 (2010).
  18. Larson, A. M., Yeh, A. T. Ex vivo characterization of sub-10-fs pulses. Optics Letters. 31 (11), 1681-1683 (2006).
  19. Lee, P. F., Yeh, A. T., Bayless, K. J. Nonlinear optical microscopy reveals invading endothelial cells anisotropically alter three-dimensional collagen matrices. Experimental Cell Research. 315 (3), 396-410 (2009).
  20. Lee, P. F., Bai, Y., Smith, R. L., Bayless, K. J., Yeh, A. T. Angiogenic responses are enhanced in mechanically and microscopically characterized, microbial transglutaminase crosslinked collagen matrices with increased stiffness. Acta Biomaterialia. 9 (7), 7178-7190 (2013).
  21. Wu, Z., et al. Multi-photon microscopy in cardiovascular research. Methods. 130, 79-89 (2017).
  22. Ramanathan, T., Skinner, H. Coronary blood flow. Continuing Education in Anaesthesia Critical Care & Pain. 5 (2), 61-64 (2005).
  23. Murthy, V. L., et al. Clinical Quantification of Myocardial Blood Flow Using PET: Joint Position Paper of the SNMMI Cardiovascular Council and the ASNC. Journal of Nuclear Cardiology. 25 (1), 269-297 (2018).
  24. Molina, D. K., DiMaio, V. J. Normal organ weights in men: Part I-the heart. The American Journal of Forensic Medicine and Pathology. 33 (4), 362-367 (2012).
  25. Molina, D. K., DiMaio, V. J. Normal Organ Weights in Women: Part I-The Heart. The American Journal of Forensic Medicine and Pathology. 36 (3), 176-181 (2015).
  26. Robertson, M. J., Dries-Devlin, J. L., Kren, S. M., Burchfield, J. S., Taylor, D. A. Optimizing cellularization of whole decellularized heart extracellular matrix. PLoS One. 9 (2), e90406(2014).
  27. Robertson, M. J., Soibam, B., O'Leary, J. G., Sampaio, L. C., Taylor, D. A. Cellularization of rat liver: An in vitro model for assessing human drug metabolism and liver biology. PLoS One. 13 (1), e0191892(2018).
  28. Baghalishahi, M., et al. Cardiac extracellular matrix hydrogel together with or without inducer cocktail improves human adipose tissue-derived stem cells differentiation into cardiomyocyte-like cells. Biochemical and Biophysical Research Communications. , (2018).
  29. Perea-Gil, I., et al. In vitro comparative study of two decellularization protocols in search of an optimal myocardial scaffold for recellularization. American Journal of Translational Research. 7 (3), 558-573 (2015).
  30. Freytes, D. O., O'Neill, J. D., Duan-Arnold, Y., Wrona, E. A., Vunjak-Novakovic, G. Natural cardiac extracellular matrix hydrogels for cultivation of human stem cell-derived cardiomyocytes. Methods Molecular Biology. 1181, 69-81 (2014).
  31. Oberwallner, B., et al. Preparation of cardiac extracellular matrix scaffolds by decellularization of human myocardium. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 102 (9), 3263-3272 (2014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

decelularyzacja perfuzyjnaroztwór hipertonicznyroztwór hipotonicznydodecylosiarczan sodupłukanie w PBSdynamika przepływu
Decellularyzacja całego ludzkiego serca w woreczku ciśnieniowym w orientacji odwróconej
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.