Artykuł metodologiczny

Skalowalna produkcja rozciągliwych, dwukanałowych, mikroprzepływowych układów narządowych

19.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/58151

⸱

20 października 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Wyss Institute for Biologically Inspired Engineering, Harvard University, 2Apple, Inc, 3Harvard John A. Paulson School of Engineering and Applied Sciences, Harvard University, 4Vascular Biology Program and Department of Surgery, Boston Children's Hospital and Harvard Medical School

* These authors contributed equally

W tym artykule

Informacja o sprostowaniu

Important: There has been an erratum issued for this article. View Erratum Notice

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy protokół, który opisuje wytwarzanie rozciągliwych, dwukanałowych, mikroprzepływowych urządzeń do hodowli komórek na poziomie narządów do rekapitulacji funkcjonalności na poziomie narządów in vitro.

Streszczenie

Znaczna liczba związków ołowiu zawodzi w procesie farmaceutycznym, ponieważ badania na zwierzętach często nie są w stanie przewidzieć klinicznych odpowiedzi u ludzi. Urządzenia do mikroprzepływowej hodowli komórkowej Human Organ-on-a-Chip (Organ Chip), które stanowią eksperymentalną platformę in vitro do oceny skuteczności, toksyczności i profili farmakokinetycznych (PK) u ludzi, mogą być lepszymi predyktorami skuteczności terapeutycznej i bezpieczeństwa w klinice w porównaniu z badaniami na zwierzętach. Urządzenia te mogą być używane do modelowania funkcji praktycznie każdego typu narządu i mogą być płynnie połączone za pomocą wspólnych mikrokanałów wyściełanych śródbłonkiem w celu przeprowadzania badań in vitro na poziomie ludzkich narządów i fizjologii na poziomie całego ciała bez konieczności przeprowadzania eksperymentów na ludziach. Te chipy narządowe składają się z dwóch perfundowanych kanałów mikroprzepływowych oddzielonych przepuszczalną błoną elastomerową z komórkami miąższowymi specyficznymi dla narządu po jednej stronie i śródbłonkiem mikronaczyniowym po drugiej, które mogą być cyklicznie rozciągane, aby zapewnić specyficzne dla narządu wskazówki mechaniczne (np. ruchy oddechowe w płucach). Protokół ten szczegółowo opisuje wytwarzanie elastycznych, dwukanałowych chipów narządowych poprzez odlewanie części przy użyciu form drukowanych w 3D, umożliwiając połączenie wielu etapów odlewania i obróbki końcowej. Porowate membrany poli(dimetylosiloksanowe) (PDMS) są odlewane z otworami przelotowymi o rozmiarach mikrometrowych przy użyciu silikonowych układów filarów pod kompresją. Produkcja i montaż chipów narządowych obejmuje sprzęt i kroki, które można wdrożyć poza tradycyjnym pomieszczeniem czystym. Protokół ten zapewnia naukowcom dostęp do technologii Organ Chip do badań in vitro na poziomie narządów i organizmu w zakresie odkrywania leków, testowania bezpieczeństwa i skuteczności, a także badań mechanistycznych podstawowych procesów biologicznych.

Wprowadzenie

W niniejszej pracy opisujemy proces wytwarzania dwukanałowych, unaczynionych mikrofluidycznych urządzeń do hodowli typu Organ-on-a-Chip (Organ Chip), z wykorzystaniem skalowalnego protokołu, który może być stosowany przez grupy badawcze nieposiadające dostępu do czystych pomieszczeń (cleanrooms) i tradycyjnych narzędzi do litografii miękkiej. Urządzenia te zostały opracowane w celu odtworzenia funkcji ludzkich organów, co pozwala na zrozumienie fizjologii zdrowej i chorobowej, a także reakcji na leki in vitro1,2. Kluczowym elementem dla uzyskania tej funkcjonalności są dwa perfundowane kanały mikrofluidyczne oddzielone półprzepuszczalną membraną (Rysunek 1). Taka konstrukcja umożliwia odtworzenie interfejsów tkanka-tkanka między co najmniej dwoma typami tkanek, zazwyczaj komórkami miąższowymi organu po jednej stronie membrany porowatej a śródbłonkiem naczyniowym po drugiej, oraz ich ekspozycję na przepływ płynu. Ponadto, ponieważ do wykonania korpusu Organ Chip oraz komponentów membrany zastosowano elastomerowy polimer, poli(dimetylosiloksan) (PDMS), do całego zaprojektowanego interfejsu tkanka-tkanka można aplikować cykliczne naprężenia mechaniczne via elastyczną membranę, aby naśladować naturalne fizyczne mikrośrodowisko żywych organów, takie jak ruchy oddechowe w płucach czy perystaltyka w jelitach.

figure-introduction-1
Rycina 1: Przekrój poprzeczny organ-on-a-chip. Układy organ-on-a-chip składają się z dwóch kanałów oddzielonych porowatą, elastyczną membraną, na której po obu stronach można wysiać komórki. Przekroje poprzeczne górnego kanału mają wymiary 1 mm szerokości x 1 mm wysokości, przekroje poprzeczne dolnego kanału mają wymiary 1 mm szerokości x 0.2 mm wysokości, a kanały próżniowe w częściach górnej i dolnej mają szerokość 0.3 mm, wysokość 0.5 mm i są oddalone o 0.3 mm od kanałów płynowych. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Te rozciągliwe, dwukanałowe układy Organ Chips były wykorzystywane do demonstrowania wpływu ruchów oddechowych na wchłanianie nanocząstek w płucach oraz na obrzęk płuc indukowany lekami3,4; efektów ruchów perystaltycznych na różnicowanie5 i nadmierny wzrost bakterii w jelitach5,6,7; a także wpływu cyklicznych deformacji wynikających z pulsacji serca na różnicowanie i dojrzewanie podocytów kłębuszkowych w nerkach8. Ponadto te dwulumenowe urządzenia, zawierające wyściełany śródbłonkiem kanał naczyniowy oddzielony membraną powlekaną macierzą zewnątrzkomórkową (ECM) od komórek miąższowych w osobno dostępnym kanale, są dobrze dostosowane do charakteryzacji parametrów PK leków i odkrywania nowych celów terapeutycznych, co było ograniczone w systemach z jednym kanałem perfuzyjnym. Co więcej, wiele układów Organ Chips można połączyć poprzez ich kanały naczyniowe, aby skutecznie stworzyć ludzki układ body-on-chips, który mógłby stanowić atrakcyjną platformę ludzką in vitro dla rozwoju terapii9,10. W przeciwieństwie do większości mikrofizjologicznych systemów (MPS)11,12,13, układy Organ Chips zawierają dwa kanały mikrofluidyczne oddzielone porowatą membraną, która ułatwia interakcje naczyniowo-miąższowe w celu odtworzenia funkcji narządu in vivo. Nie tylko upraszcza to łączenie różnych narządów poprzez perfuzję wspólnego medium przez kanały naczyniowe, ale kompartymentacja tkanek i płynów naśladuje funkcje in vivo i wspiera eksperymenty oraz modelowanie farmakokinetyczne, a także ekstrapolację in vitro-in vivo9,10, co jest trudne lub niemożliwe w jednokanałowych systemach MPS14,15,16. Popularność PDMS w urządzeniach mikrofluidycznych doprowadziła do opracowania narzędzi pozwalających przełamać wrodzoną zdolność tego materiału do absorpcji małych cząsteczek10,17. Jednak duża liczba chipów wymagana do wspierania badań biologicznych, w których zastosowanie czynników mikrobiologicznych i związków absorbowanych przez PDMS utrudnia ponowne użycie układów Organ Chips, sprawia, że skalowalny proces produkcji jest niezbędny nawet dla małych grup badawczych. Opisany tutaj protokół przedstawia metodę wytwarzania urządzenia odpowiednią do zastosowania w laboratoriach akademickich, w tym w tych, które nie mają dostępu do czystych pomieszczeń i litografii miękkiej. Protokół ten ma na celu zwiększenie dostępności układów Organ Chips dla szerokiego grona badaczy pragnących wykorzystać rozciągliwe, dwukanałowe urządzenia do badania podstawowych procesów biologicznych, jak również do translacyjnego rozwoju terapii.

Wykorzystując najlepsze praktyki z dziedziny mikrowytwarzania w połączeniu z projektowaniem dla produkcji, opracowano solidne podejście do wytwarzania urządzeń typu Organ Chip w dużych ilościach, przy wysokiej powtarzalności i wydajności. Opisany tutaj protokół wytwarzania stanowi skalowalną metodę produkcji Organ Chip. Opisujemy zastosowanie opcjonalnego uchwytu do formowania w miejscu (MiP; szczegóły konstrukcyjne w Materiałach uzupełniających) w połączeniu z poliuretanowymi paskami uszczelkowymi, co umożliwia skalowanie odlewania komponentów z PDMS. Połyskująca strona pasków poliuretanowych pozwala uzyskać optycznie gładkie części z PDMS, podczas gdy strona teksturowana ułatwia rozformowanie. Opisujemy również zastosowanie opcjonalnego Automatycznego Fabrykatora Membran (AMF), który zapewnia jednolity docisk form z wafla membranowego podczas utwardzania, umożliwiając wytwarzanie do 24 membran w jednej serii. Konstrukcja ta znajduje szerokie zastosowanie w badaniach nad narządami składającymi się z tkanek poddawanych odkształceniom mechanicznym i perfuzji, a takie chipy mogą być produkowane z niską zmiennością międzyurządzeniową w ilościach odpowiadających potrzebom zarówno małych, jak i dużych grup badawczych. Przepływ pracy nadaje się do formatu serii lub linii montażowej i jest w pełni kompatybilny z protokołami oceny jakości w celu kontroli procesów produkcji, szkolenia personelu oraz szybkiego rozwiązywania problemów. Mamy nadzieję, że niniejszy protokół rozszerzy dostęp do możliwości dwukanałowych, rozciągalnych Organ Chipów w badaniach podstawowych i translacyjnych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Ogólne przygotowanie

  1. Aby uniknąć zanieczyszczeń, wyczyść obszar roboczy za pomocą taśmy pakowej i wytrzyj obszar chusteczką do pomieszczeń czystych i alkoholem izopropylowym.
  2. W przypadku wszystkich etapów wymagających PDMS należy wymieszać PDMS w proporcji 10:1 (10 g środka sieciującego, 100 g bazy elastomerowej). Wymieszać ręcznie lub za pomocą dostępnego w handlu miksera. Użyj tutaj planetarnego miksera odśrodkowego: mieszaj przez 2 minuty przy 2000 obr./min, a następnie odgazowuj PDMS przez 2 minuty przy 2200 obr./min.
  3. Wyczyść wszystkie formy pistoletem pneumatycznym, aby wydmuchać zanieczyszczenia przed użyciem.
    ostrożność: Nie używaj metalowych kleszczy do usuwania zanieczyszczeń, ponieważ uszkodzi to powierzchnię form.

2. Przygotowanie kanału Top

  1. Wytrzyj błyszczącą stronę każdego kawałka poliuretanu chusteczkami z etanolu i pomieszczeń czystych. Upewnij się, że wszystkie resztki etanolu zostały wysuszone z powierzchni poliuretanu.
  2. Umieść błyszczącą stronę poliuretanu na otwartej stronie formy MiP, aby utworzyć uszczelnienie po otwartej stronie formy, pozostawiając tylko dobrze przypominający otwór w górnej części formy do nalewania PDMS.
    UWAGA: Sprawdź, czy każda forma jest bezpiecznie pokryta kawałkiem poliuretanu, w przeciwnym razie PDMS będzie wyciekać z form podczas nalewania.
  3. Umieść zespoły formy i poliuretanu w przyrządzie MiP, tak aby teksturowana strona przylegała do końca przyrządu MiP. Kontynuuj to, aż wszystkie formy zostaną umieszczone w przyrządzie.
  4. Dokręć przyrząd MiP, obracając uchwyt za pomocą klucza, aż odstęp między przyrządami wyniesie 25 mm szerokości.
  5. Zrób łódkę z folii aluminiowej otaczającej przyrząd MiP, aby zapobiec wyciekaniu nadmiaru PDMS na powierzchnie.
  6. Wlej PDMS do każdej z foremek dobrze, aż do pełna.
    UWAGA: Każdy górny składnik chipa wymaga około 3 ml PDMS.
  7. Po napełnieniu całego przyrządu umieść go w eksykatorze próżniowym. Pociągnij podciśnienie przy -80 kPa przez 1 godzinę, aby odgazować PDMS.
  8. Po 1 godzinie wyjąć przyrząd MiP z eksykatora i umieścić w piecu o temperaturze 60 °C na co najmniej 4 godziny w celu utwardzenia PDMS.
  9. Zdemontuj przyrząd MiP za pomocą klucza, poluzuj przyrząd, obracając uchwyt w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara. Gdy formy są wolne od kompresji, wyjmij formy z przyrządu.
  10. Usuń paski poliuretanu z każdej formy i wyrzuć.
  11. Ostrożnie wyjmij części PDMS z ich form i ułóż je cechą do góry.
  12. Wyrównaj ostrze skrobaka do płytek w wycięciu na końcu i odetnij każdy koniec, aby posegregować górne elementy.
  13. Sprawdź części pod kątem któregokolwiek z następujących trybów awarii i wyrzuć wszelkie niezadowalające części: zadrapania w głównym kanale, duże zanieczyszczenia nad obszarem kanału, duże pęcherzyki, zdeformowane kanały próżniowe.
  14. Gotowe części należy przechowywać na kwadratowych szalkach Petriego w szafkach z dodatnim ciśnieniem w temperaturze pokojowej.

3. Przygotowanie dolnego kanału

  1. Wlej około 10,5 g PDMS do foremek, aż PDMS dotrze do górnej części ubytku.
    1. Sprawdź formę dolnego kanału pod kątem PDMS utwardzonego do dna formy.
    2. W przypadku zabrudzenia zeskrob stary PDMS z dna formy, ponieważ nierówna powierzchnia na dnie formy może spowodować nierówną grubość końcowych części.
      UWAGA: W przypadku małych obszarów o powierzchni <2cm2, które są odsłonięte, pistolet pneumatyczny może być używany bardzo delikatnie do przesuwania PDMS nad przestrzenią.
  2. Umieść formy w eksykatorze próżniowym na 1 godzinę.
  3. Po 1 godzinie przełóż formy do piekarnika o temperaturze 60 °C na >4 godziny.
  4. Umieść formę na stole w okapie z przepływem laminarnym. Poluzuj PDMS od jednej krawędzi formy.
  5. Chwyć jeden róg i delikatnie oderwij PDMS od powierzchni formy.
  6. Po całkowitym wyjęciu połóż na powierzchni roboczej tak, aby elementy kanału były skierowane do góry.
  7. Wytnij części wzdłuż zewnętrznych krawędzi za pomocą przecinarek do płytek, umieszczając ostrze przecinarki do płytek w karbowanym PDMS, jak w kroku 2.12.
  8. Połóż części stroną do góry na taśmie, aby usunąć wszelkie zanieczyszczenia.
  9. Usuń część z taśmy pakowej. Przeciągnij luźny koniec części po slajdzie. Luźny koniec zostanie zalaminowany ze szkłem.
    UWAGA: Bardzo ważne jest, aby unikać rozciągania części podczas jej układania. Jeśli pęcherzyk zostanie uwięziony między częścią a szkłem, delikatnie podnieś część kleszczami i ponownie ułóż.
  10. Wykonaj kontrolę jakości części. Sprawdź części pod kątem trybów awarii i wyrzuć wszelkie niezadowalające części, w tym te, które zawierają zadrapania w głównym kanale, duże zanieczyszczenia, duże pęcherzyki lub zdeformowane kanały próżniowe.
  11. Przykryj elementy taśmą.
  12. Przechowuj części w komorze nadciśnieniowej w temperaturze pokojowej.

4. Przygotowanie membrany PDMS

  1. Sprawdź, czy wafle są wolne od PDMS z tyłu.
  2. Umieść każdą płytkę membranową w wyznaczonych szczelinach w tacach AMF.
  3. Użyj strzykawki o pojemności 1 ml, aby umieścić 0,09 ml PDMS na środku każdego układu płytek membranowych. Pozostaw PDMS na co najmniej 5 minut, aby umożliwić PDMS rozprzestrzenienie się po słupkach płytki membranowej.
    UWAGA: Nie przechodź do następnego kroku, dopóki co najmniej 75% tablicy postów nie zostanie pokryte przez PDMS. Jakość membran poprawia się, im dłużej PDMS może przenikać do obszaru post, dlatego preferowane są dłuższe czasy oczekiwania na tym etapie.
  4. Plazma traktuje pasek poliwęglanu o mocy 20 W przez 45 s, gaz O2 przy 0,80 mbar w maszynie plazmowej.
  5. Wyjmij arkusz poliwęglanu z maszyny plazmowej i za pomocą nożyczek pokrój arkusze poliwęglanu na kwadraty o wymiarach 45 mm x 45 mm.
    UWAGA: Zminimalizuj kontakt z powierzchnią poddaną obróbce plazmowej, aby zapobiec przywieraniu kurzu do poliwęglanu.
  6. Delikatnie połóż stronę kwadratów poliwęglanu poddanych obróbce plazmowej na ciekłym PDMS wyśrodkowanym na płytce membranowej. Upewnij się, że poliwęglan i PDMS są w kontakcie.
    UWAGA: Unikaj kieszeni powietrznych między poliwęglanem a PDMS.
  7. Umieść wstępnie przyciętą przekładkę PDMS na środku kwadratu z poliwęglanu.
  8. Umieść wstępnie przycięty teksturowany arkusz poliwęglanu na bloku PDMS, aby zespół nie przywiózł się do płyty kompresyjnej.
  9. Włóż tacę tak, aby taca 3 znajdowała się z tyłu, taca 2 pośrodku, a taca 1 z przodu. Podajnik 1 ma wycięcie do wyrównania.
  10. Otwórz zawór ciśnienia wyjściowego i bardzo powoli otwórz zawór ciśnienia wejściowego. Dopiero wtedy zamknij zawór ciśnienia wyjściowego.
    UWAGA: Dzieje się tak tak, że wyjściowa siła 4 kg jest stopniowo przykładana do każdej płytki membranowej, a nie natychmiast, co może spowodować pęknięcie płytek.
  11. Ustaw przełącznik AMF w pozycji ON, aby rozpocząć cykl utwardzania. Utwardzać płytkę pod ciśnieniem 4 kg (16 kPa) kompresji i cyklem temperatury narastania wymienionym w tabeli 1.
KrokTemperatura (°C)Czas trwania (min)
12020
23510
34510
45060
560120
620trzymać

Tabela 1 - Warunki utwardzania membrany

  1. Zamknij zawór ciśnienia wejściowego i otwórz zawór ciśnienia wyjściowego, aby uwolnić ciśnienie z cylindrów pneumatycznych.
  2. Wyjmij tace i przynieś je do okapu z przepływem laminarnym.
  3. Ostrożnie zdejmij teksturowany poliwęglan i ostrożnie usuń przekładkę PDMS.
    UWAGA: Obserwuj przekładkę PDMS, aby upewnić się, że nie odkleja się również od nośnika poliwęglanu, jeśli tak się stanie, zacznij odklejać się z innego rogu.
    1. Sprawdź membranę PDMS przez nośnik poliwęglanu pod kątem obszarów z otworami przelotowymi i użyj markera, aby prześledzić kontur obszaru otworu przelotowego i zaznaczyć wszelkie otwory lub wady membran.
    2. Za pomocą kleszczy do przenoszenia wafli poluzuj wafle z tacy.
    3. Usuń każdą membranę z płytki i umieść na szalce Petriego.
      UWAGA: Membrana PDMS odformuje się od płytki membrany i zostanie przyklejona do podłoża z poliwęglanu. Jeśli PDMS zacznie odłączać się od nośnika poliwęglanu, oderwij go z innego obszaru.
    4. Przechowuj membrany i wafle na szalkach Petriego w komorze nadciśnieniowej w temperaturze pokojowej.

5. Najlepszy montaż i przygotowanie

  1. Za pomocą taśmy matowej wyczyść membrany PDMS, a także wnętrze szalki Petriego, aby usunąć zanieczyszczenia.
  2. Dokładnie przyklej taśmą stronę każdego górnego elementu, aby usunąć zanieczyszczenia.
  3. Umieść górną część kanału ("górną") stroną do góry na szalce Petriego z membraną PDMS.
    UWAGA: Należy pamiętać, że niektóre membrany mogą być używane do jednej lub dwóch górnych części, w zależności od wielkości powierzchni użytkowej. Główne kanały każdej górnej części powinny mieścić się w zaznaczonym obszarze membrany.
  4. Załaduj szalki Petriego do maszyny plazmowej.
  5. Plazma traktuje membranę i górę przy 20 W przez 45 s, gaz O2 przy 0,80 mbar.
  6. Po zakończeniu cykli klejenia wyjmij naczynia i połóż aktywowane części stroną do dołu na wierzchu membrany i upewnij się, że część jest w pełni laminowana membraną bez pęcherzyków.
  7. Umieścić części w piecu o temperaturze 60 °C na co najmniej 2 godziny w celu wyżarzania.
  8. Za pomocą skalpela obrysuj obwód klejonej góry, aby oddzielić zespół górnej membrany od nośnika poliwęglanu.
    UWAGA: Nie przecinaj nosidełka.
  9. Po prześledzeniu części oderwij zespół od poliwęglanu. Membrana PDMS, która jest przyklejona do góry, powinna odkleić się od nośnika.
  10. Za pomocą kleszczyków z ostrymi końcówkami usuń membranę z portów, które mają dostęp do dolnego kanału, i usuń wszelkie zanieczyszczenia lub kurz za pomocą kleszczy pod stereoskopem.
    UWAGA: Nie pozostawiaj żadnej części membrany zakrywającej port dostępowy.

6. Montaż chipów

  1. Cechą skierowaną do góry, zespoły traktowane plazmowo z dolnymi komponentami, korzystając z warunków podanych w kroku 5.5.
  2. Pod odwróconym mikroskopem wyrównaj górny zespół ze szkiełkiem mikroskopu do dolnej połowy.
  3. Wstawić do piekarnika o temperaturze 60 °C na co najmniej 2 godziny.
  4. Kontrola jakości wiórów
    UWAGA: Zwróć szczególną uwagę na główne porty i kanał chipa. Sprawdź tryby awarii na oko, a także pod mikroskopem.
    1. Aby sprawdzić, czy wiór jest całkowicie połączony, lekko pociągnij za każdy róg wióra, aby sprawdzić, czy części się nie rozwarstwiają.
    2. Spójrz na kanał chipa, aby sprawdzić, czy nie ma pomarszczonej lub zwisającej membrany, która pojawi się jako falisty wzór lub lekkie ugięcie w kanale.
    3. Wykonaj inspekcję mikroskopową, aby sprawdzić, czy w głównym kanale nie ma zanieczyszczeń.
      UWAGA: Dopuszczalne są zanieczyszczenia w obszarach niekrytycznych, takich jak kanały podciśnieniowe.
    4. Trzymając chip nadal na odwróconym mikroskopie, sprawdź kanał główny i kanały próżniowe pod kątem rozwarstwienia.
      UWAGA: Rozwarstwienie w obszarach niekrytycznych (np. krawędź chipa) jest dopuszczalne.
    5. Sprawdź, czy główne kanały są wyrównane z dokładnością do 50-60 μm (1-2 pory membrany).
      UWAGA: Bardzo ważne jest, aby kanały nie zachodziły na kanały próżniowe.
    6. Sprawdź, czy membrana między kanałami głównymi a kanałami wlotowymi i wylotowymi jest nienaruszona, bez widocznych otworów.
      UWAGA: Każdy otwór w membranie może prowadzić do nieszczelnego chipa lub wzrostu komórek poza kanałami.
  5. Przechowuj frytki na szalkach Petriego w komorze nadciśnieniowej w temperaturze pokojowej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Przedstawiony tutaj protokół opisuje skalowalny proces wytwarzania organ-on-a-chip z PDMS. Urządzenia te umożliwiają hodowlę dwóch odrębnych, perfundowanych typów tkanek na elastycznej porowatej membranie (Rycina 1). Kanały PDMS są odlewane przy użyciu form wydrukowanych w technologii 3D, co przyspiesza prototypowanie nowych projektów (Rysunek 2A oraz 2B). Górne kanały odlewa się w formach pod ciśnieniem, do...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Proces produkcji opiera się na zastosowaniu wysokorozdzielczych form drukowanych w technologii 3D do kształtowania górnych i dolnych komponentów korpusu Organ Chip z PDMS, połączonych z mikrowytłaczanymi porowatymi membranami z PDMS. To kluczowe podejście wybrano ze względu na łatwość prototypowania w połączeniu z szybkim przejściem do produkcji skalowalnej oraz możliwością szybkiej wymiany oprzyrządowania. Formy górnego komponentu są zaprojektowane tak, aby podczas etapu odlewania tworzyć porty w precyzyjnych lokalizacj...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

D.E.I. jest założycielem i posiada udziały w Emulate, Inc. oraz przewodniczy jej naukowej radzie doradczej. J.P. jest obecnie pracownikiem Emulate, Inc. R.N., Y.C., J.P. i D.E.I. są wynalazcami własności intelektualnej, na którą udzielono licencji Emulate, Inc.

Podziękowania

Dziękujemy M. Rousseau i S. Krollowi za pomoc w fotografowaniu i filmowaniu oraz M. Ingramowi, J. Nguyenowi, D. Shea i N. Wenowi za wkład w początkowy rozwój protokołu produkcji. Badania te były sponsorowane przez Wyss Institute for Biologically Inspired Engineering na Uniwersytecie Harvarda oraz Agencję Zaawansowanych Projektów Badawczych w Obszarze Obronności na mocy umów o współpracy #W911NF-12-2-0036 i #W911NF-16-C-0050 oraz grantów FDA #HHSF223201310079C, grantów NIH #R01-EB020004 i #UG3-HL141797-01 oraz grantów Fundacji Billa i Melindy Gatesów #OPP1163237 i #OPP1173198 na rzecz DEI. Poglądy i wnioski zawarte w tym dokumencie są poglądami autorów i nie powinny być interpretowane jako reprezentujące oficjalną politykę, wyrażoną lub dorozumianą, Agencji Zaawansowanych Projektów Badawczych w Obszarze Obronności, Agencji ds. Żywności i Leków, Narodowych Instytutów Zdrowia lub rządu Stanów Zjednoczonych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Środki ochrony indywidualnej
Siatka na włosyVWR89107-770
Fartuch laboratoryjny TyvekVWR13450-506
Rękawice z przedłużonymi mankietamiVWR89521-898
Wyposażenie
Mata do cięciaVWR102096-430
Przecinarka do płytekMcMaster-Carr26765A31
Formy na miejscu (MIP) Formy górneProtolabs, Inc.niestandardowedrukowane w formach dolnych Prototherm 12120
Mold-in-place (MIP)Protolabs, Inc.druk na zamówieniew Prototherm 12121
Kleszcze zakrzywione z kaczym dziobemVWR63041-864
Kleszcze z ostrą końcówkąMikroskopia elektronowa Sciences72700-D
Szpatułka metalowaVWR  82027-528
Głęboko reaktywne wytrawianie jonowe (DRIE)  wafle filaroweSensera, Inc.niestandardoweCztery układy filarów 50 x 50 mm na płytkę; filary o szerokości 7 μm, wysokości 50 μm, sześciokątne odstępy co 40 μm
Teksturowany poliwęglan o grubości .01McMaster-Carr85585K33przycięty do kwadratowych
bloków PDMS o średnicy 45 mm (40 x 40 x 5 mm)bezniestandardowego
okapu z przepływem laminarnymPistolet
pneumatyczny odlewany z BVBI wolny od zarazków60&stopni; Piec
Eksykator
Dokładność bilansudo 0,1 g
Maszyna plazmowaDienerNanoplazmy tlenowej jest krytyczna
Supplies
Sylgard 184 poli(dimetylosiloksan) (PDMS) zestaw bazy/utwardzaczaEllsworth Adhesives& nbsp;
KubekZapewnić odpowiednią wentylację podczas pracy z prepolimerem ze względu na niski poziom etylobenzenu
Strzykawka 1 mlVWR10099-395
Chusteczki do pomieszczeń czystychVWR
szklane 25 x 75 mmVWR48311-703
Taśma pakowaVWR500043-724
Taśma klejącaVWR500026-873
Sztancowane paski poliuretanowe (PU) AtlanticGasket, Inc.Niestandardowe: AGWI2X3  1/8" gruby; 60 Twardość poliuretan; 2" x 3"
Folia poliwęglanowa o grubości 005"McMaster-Carr85585K102
100 x 100 x 15 mm kwadratowa kratka PetriegoVWR60872-480
  Folia
Wyposażenie dodatkowe
Thinky PDMS MixerThinkyARE-310
Przyrząd do formowania na miejscu (MIP)Wewnętrznyprzyrząd
Zautomatyzowany producent membran (AMF)własnypneumatyczny układ tłoków sprężających z programowalną grzałką
" poziomu Cpróżniowy masy zdolność 4019862 do mieszania Szkiełka mikroskopowe TWTX1080 aluminiowado zacisku śrubowego

Bibliografia

  1. Bhatia, S. N., Ingber, D. E. Microfluidic organs-on-chips. Nature Biotechnology. 32 (8), 760-772 (2014).
  2. Benam, K. H., et al. Engineered In vitro Disease Models. Annual Review of Pathology Mechanisms of Disease. 10 (1), 195-262 (2015).
  3. Huh, D., et al. A Human Disease Model of Drug Toxicity-Induced Pulmonary Edema in a Lung-on-a-Chip Microdevice. Science Translational Medicine. 4 (159), 159ra147(2012).
  4. Huh, D., et al. Reconstituting Organ-Level Lung Functions on a Chip. Science. 328 (5986), 1662-1668 (2010).
  5. Kim, H. J., Huh, D., Hamilton, G., Ingber, D. E. Human gut-on-a-chip inhabited by microbial flora that experiences intestinal peristalsis-like motions and flow. Lab on a Chip. 12 (12), 2165-2174 (2012).
  6. Kim, H. J., Ingber, D. E. Gut-on-a-Chip microenvironment induces human intestinal cells to undergo villus differentiation. Integrative Biology. 5 (9), 1130-1140 (2013).
  7. Kim, H. J., Li, H., Collins, J. J., Ingber, D. E. Contributions of microbiome and mechanical deformation to intestinal bacterial overgrowth and inflammation in a human gut-on-a-chip. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (1), E7-E15 (2016).
  8. Musah, S., et al. Mature induced-pluripotent-stem-cell-derived human podocytes reconstitute kidney glomerular-capillary-wall function on a chip. Nature Biomedical Engineering. 1 (5), s41551-017-0069–017(2017).
  9. Somayaji, M. R., Das, D., Przekwas, A. Computational approaches for modeling and analysis of human-on-chip systems for drug testing and characterization. Drug Discovery Today. 21 (12), 1859-1862 (2016).
  10. Prantil-Baun, R., et al. Physiologically Based Pharmacokinetic and Pharmacodynamic Analysis Enabled by Microfluidically Linked Organs-on-Chips. Annual Review of Pharmacology and Toxicology. 58 (1), 37-64 (2018).
  11. Mahler, G. J., Esch, M. B., Stokol, T., Hickman, J. J., Shuler, M. L. Body-on-a-chip systems for animal-free toxicity testing. Alternatives to laboratory animals: ATLA. 44 (5), 469-478 (2016).
  12. Miller, P. G., Shuler, M. L. Design and demonstration of a pumpless 14 compartment microphysiological system. Biotechnology and Bioengineering. 113 (10), 2213-2227 (2016).
  13. Coppeta, J. R., et al. A portable and reconfigurable multi-organ platform for drug development with onboard microfluidic flow control. Lab Chip. 17 (1), 134-144 (2016).
  14. Wikswo, J. P., et al. Scaling and systems biology for integrating multiple organs-on-a-chip. Lab on a Chip. 13 (18), 3496-3511 (2013).
  15. Sung, J. H., et al. Using PBPK guided "Body-on-a-Chip" Systems to Predict Mammalian Response to Drug and Chemical Exposure. Experimental biology and medicine (Maywood, N.J.). 239 (9), 1225-1239 (2014).
  16. Stokes, C., Cirit, M., Lauffenburger, D. Physiome-on-a-Chip: The Challenge of "Scaling" in Design, Operation, and Translation of Microphysiological Systems. CPT: Pharmacometrics & Systems Pharmacology. 4 (10), 559-562 (2015).
  17. Shirure, V. S., George, S. C. Design considerations to minimize the impact of drug absorption in polymer-based organ-on-a-chip platforms. Lab Chip. , (2017).
  18. Huh, D., et al. Microfabrication of human organs-on-chips. Nature Protocols. 8 (11), 2135-2157 (2013).
  19. Tran, T. T., et al. Exact kinetic analysis of passive transport across a polarized confluent MDCK cell monolayer modeled as a single barrier. Journal of Pharmaceutical Sciences. 93 (8), 2108-2123 (2004).
  20. Henry, O. Y. F., et al. Organs-on-chips with integrated electrodes for trans-epithelial electrical resistance (TEER) measurements of human epithelial barrier function. Lab on a Chip. 17 (13), 2264-2271 (2017).
  21. Maoz, B. M., et al. Organs-on-Chips with combined multi-electrode array and transepithelial electrical resistance measurement capabilities. Lab on a Chip. 17 (13), 2294-2302 (2017).
  22. Benam, K. H., et al. Matched-Comparative Modeling of Normal and Diseased Human Airway Responses Using a Microengineered Breathing Lung Chip. Cell Systems. 3 (5), 456-466 (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Sprostowanie


Formal Correction: Erratum: Scalable Fabrication of Stretchable, Dual Channel, Microfluidic Organ Chips
Posted by JoVE Editors on 5/08/2019. Citeable Link.

An erratum was issued for: Scalable Fabrication of Stretchable, Dual Channel, Microfluidic Organ Chips.  The Representative Results, Discussion, and References sections have been updated.

In the Representative Results section, the legend for Figure 5 has been updated from:

Figure 5: Permeability of inert tracer Cascade Blue through the microporous PDMS membrane. Cascade Blue hydrazide dye in medium was loaded into the top channel of the Organ Chip and perfused at 60 µL/h to measure the flux of the dye across the membrane into the bottom channel containing medium. Empty chips were compared to Gut Chips with Caco2-BBe1 cells in the apical channel and human vascular endothelial cells (HUVEC) in the basal channel cultured for 6 days. Error bars indicate standard error of the mean.

to:

Figure 5: Permeability of inert tracer Cascade Blue through the microporous PDMS membrane. Cascade Blue hydrazide dye in medium was loaded into the top channel of the Organ Chip and perfused at 60 µl/h to measure the flux of the dye across the membrane into the bottom channel containing medium. Empty chips were compared to Gut Chips with Caco2-BBe1 cells in the apical channel and human vascular endothelial cells (HUVEC) in the basal channel cultured for 6 days. The apparent permeability (Papp, cm/s) of the microporous PDMS membrane was determined using the dye concentration in the outlet channels. The gut chip cell layers provide a significantly increased barrier to permeability. Error bars indicate standard error of the mean.

In the Discussion section, the fourth paragraph has been updated from:

Troubleshooting the resulting Organ Chips takes place at two levels: during the fabrication process and during Organ Chip culture. We have developed a visual method for quality assurance (QA) of through-hole formation in the cast membranes that greatly accelerates the production process while improving the quality and reliability of assembled Organ Chips. This QA method allows for process troubleshooting, and we recommend keeping a record of process conditions to enable tracking fabrication problems that may occur during cell culture. During Organ Chip culture, inert tracer dyes are the simplest method of measuring barrier function to troubleshoot the fabrication process and cell culture steps. Lucifer Yellow has been used historically due to its small molecular mass and innate fluorescence, but Cascade Blue offers similar properties with a narrower emission spectrum that is less likely to interfere with downstream assays. Larger molecules, such as poly-ethyleneglycol (PEG)- or dextran-conjugated fluorophores are larger and consequently result in lower permeability overall and lower sensitivity. The apparent permeability (Papp, cm/s) of tracer dyes can be used to determine barrier function properties of organs or tissues (Figure 4). The following equation can be used to calculate Papp between the dosing channel and receiving channel and is derived from equations used primarily for Transwell studies19,20 and corrects for tracer dye loss caused by absorption into PDMS by comparing the two output flows and not relying on mass balance assumptions at the outflow.

Papp formula for permeation rate analysis in a scientific study, featuring equation variables.

to:

Troubleshooting the resulting Organ Chips takes place at two levels: during the fabrication process and during Organ Chip culture. We have developed a visual method for quality assurance (QA) of through-hole formation in the cast membranes that greatly accelerates the production process while improving the quality and reliability of assembled Organ Chips. This QA method allows for process troubleshooting, and we recommend keeping a record of process conditions to enable tracking fabrication problems that may occur during cell culture. During Organ Chip culture, inert tracer dyes are the simplest method of measuring barrier function to troubleshoot the fabrication process and cell culture steps. Lucifer Yellow has been used historically due to its small molecular mass and innate fluorescence, but Cascade Blue offers similar properties with a narrower emission spectrum that is less likely to interfere with downstream assays. Larger molecules, such as poly-ethyleneglycol (PEG)- or dextran-conjugated fluorophores are larger and consequently result in lower permeability overall and lower sensitivity. The apparent permeability (Papp, cm/s) of tracer dyes can be used to determine barrier function properties of organs or tissues (Figure 5). The following equation derived by Tran, et al.19 can be used to calculate Papp between the dosing channel and receiving channel, which partially corrects for tracer dye loss caused by absorption into PDMS by averaging the two output flows and not relying on mass balance assumptions at the outflow.

Permeability coefficient equation, Papp, showing variables for diffusion analysis.

The References section has been updated from:

  1. Blaser, D.W. Determination of drug absorption parameters in Caco-2 cell monolayers with a mathematical model encompassing passive diffusion, carrier-mediated efflux, non-specific binding and phase II metabolism. at <http://edoc.unibas.ch/655/1/DissB_7998.pdf> (2007).
  2. Hubatsch, I., Ragnarsson, E.G.E., Artursson, P. Determination of drug permeability and prediction of drug absorption in Caco-2 monolayers. Nature Protocols. 2 (9), 2111-2119 (2007).
  3. Henry, O.Y.F. et al. Organs-on-chips with integrated electrodes for trans-epithelial electrical resistance (TEER) measurements of human epithelial barrier function. Lab on a Chip. 17 (13), 2264-2271 (2017).
  4. Maoz, B.M. et al. Organs-on-Chips with combined multi-electrode array and transepithelial electrical resistance measurement capabilities. Lab on a Chip. 17 (13), 2294-2302 (2017).
  5. Benam, K.H. et al. Matched-Comparative Modeling of Normal and Diseased Human Airway Responses Using a Microengineered Breathing Lung Chip. Cell Systems. 3 (5), 456-466.e4 (2016).

to:

  1. Tran, T.T. et al. Exact kinetic analysis of passive transport across a polarized confluent MDCK cell monolayer modeled as a single barrier. Journal of Pharmaceutical Sciences. 93 (8), 2108–2123 (2004).
  2. Henry, O.Y.F. et al. Organs-on-chips with integrated electrodes for trans-epithelial electrical resistance (TEER) measurements of human epithelial barrier function. Lab on a Chip. 17 (13), 2264-2271 (2017).
  3. Maoz, B.M. et al. Organs-on-Chips with combined multi-electrode array and transepithelial electrical resistance measurement capabilities. Lab on a Chip. 17 (13), 2294-2302 (2017).
  4. Benam, K.H. et al. Matched-Comparative Modeling of Normal and Diseased Human Airway Responses Using a Microengineered Breathing Lung Chip. Cell Systems. 3 (5), 456-466.e4 (2016).

Tagi

Organ na chipieurz dzenie mikroprzep ywowemembrana PDMSformy drukowane w 3Drozci ganie cykliczneinterakcja tkanka tkankaaktywacja pr niowamembrana porowataodkrywanie lek w

Powiązane artykuły