Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Całkowita i częściowa niedrożność aorty w leczeniu wstrząsu krwotocznego u świń

10.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/58284

⸱

24 sierpnia 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, University of Michigan, 2Hays Innovations

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy protokół demonstrujący model wstrząsu krwotocznego u świń, który wykorzystuje okluzję aorty jako pomost do ostatecznej opieki w przypadku urazu. Model ten ma zastosowanie w testowaniu szerokiego zakresu chirurgicznych i farmakologicznych strategii terapeutycznych.

Streszczenie

Krwotok pozostaje główną przyczyną możliwych do uniknięcia zgonów po urazach. Wewnątrznaczyniowe leczenie nieściśliwego krwotoku tułowia jest w ostatnich latach w czołówce leczenia urazów. Ponieważ całkowita okluzja aorty budzi poważne obawy, koncepcja częściowej okluzji aorty zyskuje coraz większą uwagę. Tutaj prezentujemy duży zwierzęcy model wstrząsu krwotocznego, aby zbadać skutki nowego cewnika do częściowego okluzji balonu aorty i porównać go z cewnikiem, który działa na zasadzie całkowitej okluzji aorty. Świnie są znieczulane i oprzyrządowywane w celu przeprowadzenia kontrolowanego krwotoku o stałej objętości, a parametry hemodynamiczne i fizjologiczne są monitorowane. Po krwotoku wprowadza się cewniki do zamykania balonu aorty i napełnia je w aorcie nadgiętnej przez 60 minut, podczas których zwierzęta otrzymują resuscytację z krwi pełnej jako 20% całkowitej objętości krwi (TBV). Po opróżnieniu balonu zwierzęta są monitorowane w warunkach intensywnej opieki przez 4 godziny, podczas których w razie potrzeby otrzymują płynną resuscytację i leki wazopresyjne. Częściowa niedrożność balonu aorty wykazała poprawę dalszego średniego ciśnienia tętniczego (MAP) podczas napełniania balonu, zmniejszenie markerów niedokrwienia oraz zmniejszenie resuscytacji płynów i stosowania wazopresorów. Ponieważ fizjologia świń i reakcje homeostatyczne po krwotoku zostały dobrze udokumentowane i są podobne do tych u ludzi, model wstrząsu krwotocznego u świń może być wykorzystany do testowania różnych strategii leczenia. Oprócz leczenia krwotoku, cewniki do zamykania balonów aortalnych stały się popularne ze względu na ich rolę w zatrzymaniu krążenia, chirurgii serca i naczyń oraz innych planowych zabiegach chirurgicznych wysokiego ryzyka.

Wprowadzenie

Krwotok nadal jest dominującą przyczyną możliwych do uniknięcia zgonów u pacjentów doświadczających traumatycznych wydarzeń, odpowiadając za 90% zgonów związanych z traumą w środowisku wojskowym i 40% zgonów pourazowych w populacji cywilnej1,2. Chociaż bezpośrednie ciśnienie może leczyć krwotok ściśliwy, nieściśliwy krwotok tułowia pozostaje trudny do leczenia i może być śmiertelny bez natychmiastowej kontroli hemostatycznej. Historyczne podejście do torakotomii resuscytacyjnej lub laparotomii z zaciskiem krzyżowym aorty okazało się niezwykle inwazyjne3,4. Interwencja ta wymaga również złożonego algorytmu selekcji w celu określenia kandydatury pacjentów, którzy przeszli traumatyczne zniewagi5.

W ostatnich latach nastąpiło odrodzenie zainteresowania wcześniej opisanym podejściem - resuscytacyjnym wewnątrznaczyniowym balonowym zamknięciem aorty (REBOA)6,7,8. Chociaż REBOA zapewnia krótkoterminowe korzyści w zakresie przeżycia w przypadku krwotoku, przedłużająca się całkowita niedrożność aorty podczas nadmuchiwania balonu stwarza poważne obawy, które obejmują nieodwracalne niedokrwienie narządów końcowych9,10. Próbując przezwyciężyć tę potencjalną chorobowość, opracowywane są alternatywne strategie wewnątrznaczyniowe w celu opanowania krwotoku. Jedną z takich strategii, która cieszy się coraz większym zainteresowaniem, jest częściowe zamknięcie klasy aorta11,12. Idea częściowej niedrożności balonu aorty umożliwia perfuzję łożysk naczyniowych dystalnie do miejsca okluzji, poprawę fizjologicznych proksymalnych MAP aorty i stopniową redukcję obciążenia następczego po opróżnieniu balonu. Te zmiany parametrów są pożądanymi modyfikacjami cech fizjologicznych krwawiącego zwierzęcia. Przed przeniesieniem tej metody na ludzi, cewniki do całkowitego i częściowego okluzji balonu aorty były intensywnie testowane na modelach wstrząsu krwotocznego u świń11,12,13.

Świnie były wykorzystywane w badaniach nad wstrząsem krwotocznym przez wiele lat. Większość obecnej wiedzy na temat patofizjologii wstrząsu krwotocznego pochodzi z badań, w których wykorzystano modele zwierzęce, w tym świnie. Ich fizjologia i reakcje homeostatyczne w warunkach patologicznego wyczerpania objętości po krwotoku, szczególnie te dotyczące krzepnięcia krwi i odpowiedzi sercowo-naczyniowych, zostały dobrze udokumentowane i są podobne do tych u ludzi14. Modele wstrząsu krwotocznego u świń dają również możliwość zbadania strategii leczenia wstrząsu krwotocznego i innych urazów.

W tym badaniu demonstrujemy klinicznie realistyczny model wstrząsu krwotocznego u świń, aby ocenić strategie leczenia wewnątrznaczyniowego, w tym całkowitą i częściową niedrożność balonu aortalnego. Stawiamy hipotezę, że częściowa niedrożność aorty skutkuje lepszym profilem fizjologicznym i laboratoryjnym w porównaniu z całkowitą niedrożnością aorty u świń poddawanych kontrolowanemu krwotokowi o stałej objętości.

Naszym celem było porównanie fizjologicznych efektów częściowej i całkowitej niedrożności aorty jako leczenia wstrząsu krwotocznego w modelu świni. Częściową niedrożność aorty uzyskano za pomocą cewnika do selektywnej okluzji balonu aorty w urazach (SABOT) (Ryc. 1). Cewnik SABOT to system dwubalonowy, który umożliwia wewnątrzświetlny przepływ krwi, zapewniając w ten sposób częściowy przepływ aorty do łożysk naczyniowych dystalnie do okluzji. Całkowitą niedrożność aorty osiągnięto za pomocą jednobalonowego cewnika okluzyjnego aorty (np. CODA) (Ryc. 1). Grupy leczone zostały losowo przydzielone do grupy poddanej resuscytacyjnej niedrożności aorty z pełnymi lub częściowymi cewnikami do zamykania balonu aorty (n = 2 / grupa).

Główne etapy modelu obejmują indukcję znieczulenia i intubacji, utrzymanie znieczulenia, oprzyrządowanie, 35% krwotok TBV (łącznie 20 minut; połowa w ciągu pierwszych 7 minut, a połowa w ciągu pozostałych 13 minut), zamknięcie balonu aorty i resuscytacja pełną krwią (60 minut okluzji; 20% resuscytacji krwią pełną podczas ostatnich 20 minut okluzji), Monitorowanie intensywnej opieki medycznej (240 min) z obserwacją hemodynamiczną i eutanazja z pobraniem tkanek. Rysunek 2 pokazuje model wykorzystany w tym eksperymencie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Prowadząc badania na zwierzętach, badacze przestrzegali przepisów Ustawy o dobrostanie zwierząt i innych federalnych ustaw dotyczących zwierząt i eksperymentów na zwierzętach oraz zasad określonych w aktualnej wersji Przewodnika do opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych Narodowej Rady ds. Badań. Ten protokół badania został zatwierdzony przez University of Michigan Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC). Eksperymenty zostały przeprowadzone zgodnie ze wszystkimi przepisami i wytycznymi dotyczącymi dobrostanu zwierząt w badaniach.

1. Selekcja i aklimatyzacja zwierząt

  1. Do eksperymentu wykorzystano samice świni mieszańcowej Yorkshire-Landrace (n = 2/grupę, przedział wiekowy: 5 - 6 miesięcy, zakres wagowy: 40 - 60 kg).
  2. Po przybyciu do obiektu zwierzęta należy umieszczać pojedynczo w klatkach, ale należy upewnić się, że zwierzęta w sąsiednich klatkach zapewniają wystarczającą interakcję.
  3. Trzymaj zwierzęta w domu przez co najmniej 5 dni, aby były całkowicie zaaklimatyzowane przed przeprowadzeniem eksperymentu. W tym okresie należy karmić zwierzęta standardową dietą i obserwować je, aby upewnić się, że są w dobrym stanie zdrowia.
  4. Nie należy dopuścić do jedzenia i picia zwierząt po północy przed zabiegiem, aby zapobiec ryzyku zachłyśnięcia się podczas intubacji.

2. Znieczulenie i intubacja

  1. Zwierzę należy uspokoić dawką 5 mg/kg tiletaminy/zolazepamu podawaną domięśniowo (domięśniowo) do mięśnia pośladkowego, gdy zwierzę znajduje się w pomieszczeniach inwentarskich. Jednocześnie należy podawać 0,05 mg/kg atropiny domięśniowo jako lek antycholinergiczny w celu zminimalizowania wydzielania podczas intubacji.
  2. Przetransportować zwierzę z pomieszczenia do sali operacyjnej i ułożyć je w pozycji leżącej na stole operacyjnym
    3. .
  3. Stosować wziewny izofluran (2% - 5%) w celu wywołania znieczulenia. Użyj 21% tlenu (0,4 l/min) zmieszanego z powietrzem (4 l/min) jako gazów nośnych w celu dostarczenia wdychanego gazu znieczulającego.
  4. Podczas osiągania pożądanej głębokości znieczulenia należy umieścić obwodowy cewnik dożylny (IV) o sile 20 G w żyle usznej w celu dożylnego podawania płynów, leków lub znieczulenia, w razie potrzeby.
  5. Gdy zwierzę uzyska pożądaną głębokość znieczulenia, delikatnie zmyj wszelkie odpady i zanieczyszczenia z miejsc operacyjnych, w tym z lewej i prawej okolicy pachwinowej, lewej i prawej strony szyi oraz brzucha. Użyj elektrycznej maszynki do strzyżenia włosów, aby usunąć wszystkie włosy z miejsc operowanych. Oceń głębokość znieczulenia, ściskając tylną kończynę zwierzęcia i obserwując jego (brak) reakcji.
  6. Przed intubacją przymocuj zwierzę do stołu operacyjnego za pomocą bawełnianych lin chirurgicznych wokół każdej kończyny.
  7. Użyj krótkiego kawałka bawełnianej liny chirurgicznej, aby podnieść żuchwę wraz z językiem, aby otworzyć otwór ustny. Użyj innego kawałka bawełnianej liny, aby pociągnąć szczękę w dół. W przypadku, gdy rozluźnienie żuchwy jest niewystarczające lub fałdy głosowe są zapadnięte, należy na krótko zwiększyć poziom izofluranu i powtórzyć ten krok.
  8. Użyj niedominującej ręki, aby przytrzymać uchwyt konwencjonalnego laryngoskopu wyposażonego w 12-calowe podświetlane ostrze Millera. Przełóż końcówkę ostrza Millera przez część ustno-gardłową. Zachowaj ostrożność, aby zachować zęby i błonę śluzową jamy ustnej podczas manewrowania ostrzem w jamie ustnej. Powoli przesuwaj końcówkę ostrza, aż nagłośnia będzie wyraźnie widoczna i przejdzie obok wlotu krtani. Za pomocą nadgarstka podnieś ostrze, unosząc nagłośnię, tak aby uzyskać wyraźny widok krtani.
  9. Umieść rurkę dotchawiczą 6,5 Fr lub 7 Fr (ETT) ze styletem między fałdami głosowymi do tchawicy. W przypadku skurczu krtani spowodowanego podrażnieniem błony śluzowej należy nałożyć 2% lidokainy na fałdy głosowe i środkowe pole językowo-nagłośniowe i ponownie ocenić.
  10. Zdejmij trzpień przed całkowitym przesunięciem rurki w dół tchawicy, trzymając mocno rurkę. Napompuj mankiet balonu powietrzem o średnicy 10 - 15cm3, aby zapobiec wyciekowi powietrza wokół mankietu i zasysaniu treści żołądkowej.
  11. Podłączyć ETT do wentylatora mechanicznego przez filtr oddechowy (wymiennik ciepła i wilgoci). Zabezpiecz ETT, zawiązując bawełnianą taśmę wokół pyska (szczęki).
  12. W przypadku nieudanej intubacji, przed kolejnymi próbami należy pozwolić zwierzęciu na krótkie natlenienie i przewietrzenie.
  13. Zapewnij odpowiednie ustawienia respiratora mechanicznego: mieszanina 21% tlenu i powietrza, objętość oddechowa 7 - 10 ml/kg masy ciała; częstość oddechów 10 - 15 oddechów/min, aby utrzymać pCO na końcu oddechu2 na poziomie 40 mmHg ± 2 mmHg.
  14. Umieść pulsoksymetr na uchu, języku lub ogonie, aby zmierzyć natlenienie krwi i tętno. Przeprowadź sondę doodbytniczą przez otwór odbytu w celu ciągłego monitorowania temperatury.
    Uwaga: Temperaturę zwierzęcia należy utrzymywać w zakresie od 38 °C do 40 °C za pomocą podgrzewanego stołu operacyjnego o regulowanej temperaturze, maty grzewczej lub koca grzewczego.
  15. Stosować izofluran (1% - 3%) w celu utrzymania znieczulenia przez cały czas trwania zabiegu. W tym czasie oceń głębokość znieczulenia, testując odruchy bólowe za pomocą uszczypnięcia kończyny tylnej. Ponadto należy monitorować częstość oddechów w respiratorze, aby sprawdzić, czy jest zgodna z zaprogramowaną szybkością oddechu.
    Uwaga: Nadmierne oddychanie wskazuje na niewystarczającą głębokość znieczulenia.

3. Sterylizacja miejsca operowanego (przygotowanie i obłożenie zabiegu)

  1. Przygotuj miejsca nacięć, a także rozległy obszar wokół nich do procedur eksperymentalnych. Miejsca nacięć w eksperymencie obejmują obustronne okolice pachwinowe, obustronną szyję i dolną część brzucha. Zdezynfekuj miejsca operacyjne, szorując je dużą ilością jodu powidonu przez 5 minut.
  2. Użyj suchej, sterylnej gazy, aby usunąć mydło jodowe z powidonu ze skóry.
  3. Umieść sterylne ręczniki chirurgiczne wokół miejsc operacyjnych, aby zachować sterylne pola operacyjne. Użyj kleszczyków do ręczników, aby zabezpieczyć ręczniki na miejscu. Przykryj zwierzę sterylną serwetą, aby zapobiec zanieczyszczeniu miejsc operowanych.

4. Kaniulacja

  1. Kanuulacja tętnicy udowej i żyły
    Uwaga: Wykonuje się kaniulację prawej tętnicy udowej, lewej tętnicy udowej i lewej żyły udowej. Prawa tętnica udowa jest kaniulowana za pomocą osłonki wprowadzającej 14 Fr do wprowadzenia cewnika do zamknięcia balonu aorty. Lewa tętnica udowa jest kaniulowana za pomocą cewnika 5 Fr w celu monitorowania dystalnego MAP. Cewnik 8 Fr umieszcza się w lewej żyle udowej w celu podania płynu i pobrania krwi. Otwarta technika Seldingera jest stosowana w celu uzyskania dostępu naczyniowego dla wszystkich kaniulacji15.
    1. Przed wykonaniem nacięcia oceń głębokość znieczulenia, ściskając tylną kończynę zwierzęcia.
    2. Za pomocą skalpela wyposażonego w sterylne ostrze chirurgiczne numer 10 wykonaj pionowe 8-centymetrowe nacięcie w prawej pachwinie 4 cm powyżej i 4 cm poniżej prawego zgięcia pachwinowego.
    3. Przeprowadź sekcję tkanki podskórnej i mięśni i użyj dwóch retraktorów Weitlanera, aby uzyskać odpowiednią ekspozycję. W razie potrzeby użyj zwijacza Armii-Marynarki Wojennej, aby uzyskać dodatkowe wycofanie.
    4. Użyj kleszczy kątowych Mixter i elektrokoagulacji, aby przeciąć tkanki łączne, aż pęczek nerwowo-naczyniowy zostanie wyraźnie odsłonięty.
    5. Ostrożnie wypreparuj tętnicę. Zachowaj nerw, który jest najbardziej boczną strukturą.
    6. Ostrożnie wypreparuj żyłę, która znajduje się najbardziej przyśrodkowo, z dala od tętnicy.
    7. Uzyskaj proksymalną i dystalną kontrolę nad tętnicą za pomocą jedwabnych opasek 2-0.
    8. Użyj igły wprowadzającej pod kątem 20 G, aby przebić tętnicę. Upewnij się, że światło naczynia znajduje się w odpowiednim położeniu, obserwując pulsujący przepływ krwi przez drugi koniec igły.
    9. Przełóż prowadnik o średnicy 0,35 cala z okrągłą końcówką przez prześwit kątowej igły.
    10. Wyciągnąć igłę przez prowadnik. Upewnij się, że prowadnica nie migruje, przytrzymując ją na miejscu.
    11. Przełóż rozszerzacz 10 Fr przez prowadnik, aby rozszerzyć otwór w tętnicy. Usuń rozszerzacz 10 Fr. Założyć osłonę wprowadzającą 14 Fr na prowadnik.
    12. Ostrożnie wyjmij rozszerzacz z osłonki wprowadzającej wraz z prowadnikiem, utrzymując kaniulę wewnątrz tętnicy.
    13. Przepłucz osłonę wprowadzającą, aby upewnić się, że znajduje się wewnątrz światła naczynia.
    14. Zabezpiecz koniec cewnika na miejscu za pomocą szwu poliglaktynowego 3-0.
    15. Użyj nylonowego szwu 3-0, aby wykonać tymczasowe zamknięcie biegnące nałożonej skóry.
    16. Powtórz powyższe kroki dla kaniulacji lewej tętnicy udowej za pomocą cewnika 5 Fr (bez początkowego poszerzenia). W podobny sposób wyizoluj lewą żyłę udową i kaniuluj ją za pomocą cewnika 8 Fr. Użyj nylonowego szwu 3-0, aby wykonać tymczasowe zamknięcie biegnące nałożonej skóry.
  2. Kaniulacja tętnicy szyjnej i żyły szyjnej zewnętrznej
    Uwaga: Wykonuje się kaniulację obustronnych zewnętrznych żył szyjnych i lewej tętnicy szyjnej wspólnej. Cewnik 5 Fr umieszcza się w lewej tętnicy szyjnej wspólnej w celu monitorowania proksymalnego MAP, a cewnik 8 Fr w lewej żyle szyjnej zewnętrznej w celu dodatkowego centralnego dostępu żylnego w celu podania płynu i wlewu wazopresyjnego. Cewnik 9 Fr umieszcza się w prawej zewnętrznej żyle szyjnej w celu cewnikowania tętnicy płucnej za pomocą cewnika do tętnicy płucnej (np. Swana-Ganza), podczas gdy sondę przepływu w tętnicy szyjnej umieszcza się wokół prawej tętnicy szyjnej wspólnej w celu monitorowania natężenia przepływu w tętnicy szyjnej. Podejście Seldingera stosuje się w celu uzyskania dostępu naczyniowego dla wszystkich kaniulacji.
    1. Za pomocą skalpela z 10 ostrzami wykonaj pionowe nacięcie o długości 6 cm około 2 cm w bok od linii środkowej po lewej stronie szyi.
    2. Użyj elektrokoagulacji, aby wypreparować tkankę podskórną, aż do odsłonięcia mięśnia mostkowo-obojczykowo-sutkowego (SCM).
    3. Umieść retraktory Weitlanera w bliższej i dalszej części nacięcia, aby uzyskać pełne wycofanie.
    4. Wypreparuj wzdłuż bocznej granicy mięśnia SCM, aby odsłonić lewą zewnętrzną żyłę szyjną.
    5. Kaniulację naczynia można uzyskać, wykonując kroki 4.1.8 - 4.1.14. Włożyć, przepłukać i zabezpieczyć cewnik 8 Fr w żyle.
    6. W przypadku odsłonięcia lewej tętnicy szyjnej wspólnej należy rozciąć przyśrodkową krawędź mięśnia SCM. Umieść zwijacz Weitlanera, aby zwiększyć ekspozycję.
    7. Przeciąć tkankę łączną wzdłużnie wzdłuż bocznej granicy tchawicy. Zachowaj grasicę, jeśli zostaną napotkane.
    8. Odsłoń trójkąt szyjny, który zawiera tętnicę szyjną, żyłę szyjną wewnętrzną i nerw błędny. Zbadaj palpacyjnie tętnicę szyjną wspólną, aby określić jej trajektorię.
    9. Ostrożnie wypreparuj wspólną tętnicę szyjną z dala od żyły i nerwu.
    10. Wykonaj kaniulację tętnicy szyjnej, wykonując czynności 4.1.8 - 4.1.14. Włożyć, przepłukać i zabezpieczyć cewnik 5 Fr w tętnicy, jak opisano wcześniej.
    11. Powtórzyć czynności 4.1 w celu wycięcia i odizolowania prawej zewnętrznej żyły szyjnej i prawej tętnicy szyjnej wspólnej.
    12. Umieść sondę przepływu tętnicy szyjnej 4 mm wokół prawej tętnicy szyjnej wspólnej. Nałóż żel przetwornika między sondę przepływu a naczynie, aby uzyskać optymalną sygnalizację przepływu i wychwytywanie.
    13. Postępując zgodnie z krokami 4.1.8-4.1.14, kaniuluj prawą żyłę szyjną zewnętrzną za pomocą osłonki wprowadzającej 9 Fr. Przepłucz i zabezpiecz cewnik na miejscu. Użyj nylonowego szwu 3-0, aby wykonać tymczasowe zamknięcie biegnące nałożonej skóry.

5. Wprowadzenie cewnika PA

  1. Przepłukać port iniekcji, port proksymalny i dystalny port cewnika solą fizjologiczną (NS) i podłączyć je do rurki przetwornika. Port dystalny jest oznaczony jako port tętnicy płucnej (PA), podczas gdy port proksymalny jest oznaczony jako port centralnego ciśnienia żylnego (CVP).
  2. Sprawdź, czy na monitorze nie ma śladów artefaktów, przesuwając cewnik. Ma to na celu upewnienie się, że cewnik działa.
  3. Przełóż cewnik PA przez sterylną tuleję.
  4. Za pomocą strzykawki o średnicy 3cm3 napompuj balon cewnika PA nie więcej niż 1.5cm3 powietrza, aby sprawdzić, czy nie ma napompowania. Opróżnij balon, aby wprowadzić cewnik do osłonki wprowadzającej.
  5. Wprowadzić cewnik PA przez osłonę wprowadzającą 9 Fr. Po wprowadzeniu cewnika PA na co najmniej 18 cm napompuj balon nie więcej niż 1.5cm3 powietrza.
  6. Powoli przesuwaj cewnik PA i sprawdzaj, czy na monitorze nie występują zaburzenia rytmu serca podczas wprowadzania. W przypadku ektopii komorowej napompuj i opróżnij balon, aby zapobiec progresji. Jeśli wprowadzenie stanie się w jakikolwiek sposób utrudnione, balon należy opróżnić, a cewnik należy schować i ponownie włożyć.
  7. Obserwuj monitor, aby ocenić przejście od prawego przedsionka (RA) do prawej komory (RV) do PA do ciśnienia klinowego w tętnicy płucnej (PWP).
  8. Opróżnij balon i upewnij się, że ślad PA wraca do monitora.
    Uwaga: Odpowiednia długość cewnika od miejsca wprowadzenia do prawej żyły szyjnej zewnętrznej wynosi około 45 - 55 cm.
  9. Podłącz koniec sterylnej tulei do osłonki wprowadzającej, aby zabezpieczyć położenie cewnika wewnątrz PA.
  10. Podłącz porty wprowadzające cewnika PA do jednostki wychwytującej, aby uzyskać rzut serca (CO) i nasycenie tlenu żylnego (SVO2).
  11. Skalibruj system monitorowania cewnika PA. Korzystając z długości i masy ciała zwierzęcia, przeprowadź kalibrację in vivo systemu monitorowania cewnika PA dla zwierzęcia. Użyj gazometrii krwi żylnej do dalszej kalibracji za pomocą saturacji tlenem i poziomu hemoglobiny.

6. Umieszczenie rurki cystostomijnej

  1. Wykonaj 5-centymetrowe nacięcie dolnej części brzucha w linii środkowej za pomocą skalpela z 10 ostrzami.
  2. Za pomocą elektrokoagulacji przeprowadź sekcję tkanki podskórnej i kresy białej. Wizualizuj każdą warstwę podczas sekcji.
  3. Pozaustrojowo uświadom sobie pęcherz moczowy.
  4. Za pomocą dwóch kleszczyków DeBakeya chwyć pęcherz moczowy na powierzchni brzusznej z dala od otworów moczowodowych.
  5. Za pomocą elektrokoagulacji wykonaj mały otwór w pęcherzu, odsłaniając wewnętrzne światło.
  6. Użyj ssania, aby usunąć mocz ze światła pęcherza. Gąbki chirurgiczne mogą być używane do przypadkowego rozlania moczu poza pęcherz.
  7. Użyj nici polipropylenowej 4-0, aby wykonać tymczasowe zamknięcie pęcherza na sznurku torebki.
  8. Umieść cewnik Foleya 18 Fr w świetle pęcherza moczowego i użyj strzykawki o średnicy 10cm3, aby napompować balon. Podłącz worek do drenażu moczu do cewnika Foleya i przymocuj go z boku stołu operacyjnego.
  9. Zawiąż szew polipropylenowy 4-0, aby zabezpieczyć cewnik Foleya w świetle pęcherza.
  10. Użyj nylonowego szwu 3-0, aby wykonać tymczasowe zamknięcie biegowe przylegającej skóry ściany brzucha.

7. Całkowite i częściowe wprowadzenie cewnika balonowego do aorty

  1. Losowo dobieraj zwierzęta, aby otrzymały pełne lub częściowe cewniki do zamykania balonu aortalnego.
  2. Przełóż sztywny prowadnik Amplatz o średnicy 0,035 cala i długości 260 cm przez osłonkę wprowadzającą 14 Fr w prawej tętnicy udowej i wprowadź go do aorty nadgiennej (strefa 1) za pomocą ultrasonografii aorty brzusznej i piersiowej.
  3. Wprowadzić cewnik do okluzji balonu przez prowadnik do strefy 1 aorty, aby wykonać okluzję po krwotoku.
  4. Potwierdź ostateczne umieszczenie cewnika do okluzji balonu aorty w strefie 1 aorty za pomocą ultrasonografii.

8. Śródoperacyjne monitorowanie hemodynamiczne i laboratoryjne

  1. Upewnij się, że cewniki inwazyjne są podłączone do systemu monitorowania za pomocą przewodów, przetworników i przewodów do monitorów hemodynamicznych. Inwazyjne systemy monitorowania powinny być "wyzerowane" na poziomie serca zwierzęcia, aby zapewnić dokładne monitorowanie.
  2. Rejestruj dane fizjologiczne przez cały czas trwania eksperymentu, w tym proksymalny i dystalny MAP, tętno (HR), CVP, CO, ciśnienie PA, SVO2, CO na końcu oddechu 2 i temperaturę ciała.
  3. Zapisuj te zmienne co 5 minut podczas krwotoku i fazy nadmuchiwania balonu, a także co 15 minut podczas pozostałej części eksperymentu.
  4. Zbierz próbki krwi w 4 punktach czasowych: linii wyjściowej (BL), po wstrząsie (PS), po resuscytacji (PR) i na końcu (E) eksperymentu. W każdym punkcie czasowym pobiera się 10 ml krwi do analizy osocza i surowicy.
  5. Pobrać gazometrię krwi tętniczej (ABG), pobierając do 1 ml krwi do strzykawki ABG. Wykonaj pobieranie próbek ABG w każdym z wyżej wymienionych punktów czasowych, a także w razie potrzeby podczas eksperymentu. Do analizy należy użyć analizatora parametrów krytycznych krwi.
    Uwaga: Każda próbka powinna być analizowana w ciągu 10 minut od pobrania krwi, ponieważ opóźnienia dłuższe niż 10 minut mogą zmniejszyć wydajność wyników16.

9. Krwotok

  1. Oblicz TBV.
    TBV w ml = waga w g × 0,06 + 0,77
  2. Krwotok 35% TBV za pomocą automatycznej pompy przez okres 20 minut. Usuń połowę w ciągu pierwszych 7 minut, a drugą połowę w ciągu następnych 13 minut.
  3. Krew należy pobrać do standardowych worków do pobierania krwi. Przechowywać je w temperaturze 4 °C w oczekiwaniu na przyszłą transfuzję.
  4. Jeśli MAP spadnie poniżej 30 mmHg, należy zatamować krwotok, wyłączyć izofluran i podać 50 - 100 ml bolusów NS.
  5. Ponownie uruchom krwotok, gdy MAP powróci do 30 mmHg.

10. Balon aortalny, niedrożność, cewnik, napompowanie i resuscytacja krwią pełną

  1. Napompuj cewnik okluzyjny balonu aorty 9 - 12cm3 powietrza lub do momentu, gdy nie zostanie odnotowany dalszy spadek dystalnego MAP po dodatkowym napompowaniu balonu.
  2. Usuń drut z cewnika do częściowej okluzji balonu aorty, aby ułatwić dystalny przepływ aorty, pozostawiając go dla pełnego cewnika okluzyjnego balonu aorty. Potwierdź umieszczenie cewnika okluzyjnego balonu aorty w strefie 1 za pomocą ultrasonografii, aby wykluczyć migrację cewnika.
  3. Przymocuj cewnik do skóry za pomocą przerywanego nylonowego szwu 3-0.
  4. Po 40 minutach niedrożności aorty należy reanimować zwierzę krwią pełną o objętości równej 20% TBV przez cewnik do lewej żyły udowej przez okres 20 minut za pomocą automatycznej pompy. Do transfuzji należy użyć podgrzewacza do krwi, którego temperatura wynosi 40 °C.
  5. Po resuscytacji należy stopniowo opróżniać balon przez 5 minut.
  6. Wyjmij cewnik okluzyjny balonu aortalnego z osłonki wprowadzającej 14 Fr.
  7. W tym czasie należy ściśle monitorować hemodynamikę, biorąc pod uwagę znane ryzyko uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego z towarzyszącym niedociśnieniem.

11. Intensywna opieka, obserwacja i rekonwalescencja

  1. Obserwuj zwierzęta przez 4 godziny z ciągłym monitorowaniem ich parametrów fizjologicznych i laboratoryjnych.
  2. Podać podtrzymujące płyny dożylne (wlew NS w dawce 50 ml/h).
  3. Dążyć do osiągnięcia CVP na poziomie 6 mmHg, podając 30 ml/kg bolusów NS, a następnie 20 ml/kg bolusów, gdy CVP spadnie poniżej wartości docelowej. Oceniaj reakcję płynów co godzinę.
  4. Celuj w MAP 60 mmHg za pomocą wlewu noradrenaliny (0,024 mg/ml).
  5. Utrzymuj fizjologiczną temperaturę 38 - 40 °C za pomocą koca grzewczego.
  6. Pod koniec okresu 4 godzin należy poddać zwierzęta eutanazji za pomocą zastrzyku z pentobarbitalu sodu (100 mg/kg).

12. Sekcja

zwłok
  1. Usuń wszystkie niezbędne przewody i rurki ze zwierzęcia.
  2. Przygotuj pojemnik ze zwykłym lodem i umieść go obok stołu operacyjnego, aby zamrozić tkankę narządu natychmiast po wyjęciu z organizmu.
  3. Za pomocą skalpela wykonaj pionowe nacięcie o długości 6 cm wzdłuż lewej granicy mostka, przecinając skórę, tkanki podskórne, mięśnie piersiowe i chrząstki żebrowe. Wejdź do jamy klatki piersiowej, aby odsłonić serce i płuca.
  4. Usuń błonę osierdziową z serca, wykonując nacięcie skalpelem i chwyć wierzchołek serca za pomocą kleszczy. Za pomocą skalpela przeciąć fragment serca o wymiarach 5 x 5 cm na wierzchołku.
  5. Za pomocą nożyczek wyciąć odcinek płuca o wymiarach 5 x 5 cm od przedniej granicy podstawy płuca.
  6. Przedłuż nacięcie torakotomii do przedniej linii środkowej brzucha, odsłaniając wnętrzności brzucha.
  7. Użyj kleszczy, aby przytrzymać lewy płat wątroby i wyciąć odcinek o wymiarach 5 x 5 cm.
  8. Powtórz ten sam proces, aby pobrać próbki ze śledziony.
  9. Użyj prawej ręki, aby utworzyć okno, aby wejść do lewej przestrzeni zaotrzewnowej, aby złapać nerkę. Po mobilizacji miąższu nerki należy przeciąć tętnicę nerkową, żyłę i moczowód. Usunąć kapsułkę nerkową.
  10. Delikatnie odciśnij stolec od odcinka jelita cienkiego o długości 5 cm i nożyczkami odetnij odcinek jelita o długości 5 cm od krezki.
  11. Za pomocą skalpela wyciąć z uda odcinek mięśnia czworogłowego uda o wymiarach 5 x 2 cm.
  12. Próbki te należy dalej przetwarzać, tnąc je na małe kawałki, które zostaną umieszczone w probówkach do mikrowirówek. Błyskawiczne zamrożenie tych próbek tkanek poprzez umieszczenie probówek w suchym lodzie lub ciekłym azocie.
  13. Użyj stożkowych probówek o pojemności 50 ml zawierających roztwór formaliny, aby utrwalić drobno pocięte odcinki tkanki o długości 3 cm w celu oceny histologicznej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Parametry hemodynamiczne i fizjologiczne:

MAP spadło natychmiast po krwotoku (Ryc. 3A - 3D). W fazie pompowania balonu zwierzęta w grupie całkowitej okluzji wykazywały wyższe proksymalne MAP w porównaniu do zwierząt w grupie częściowej okluzji (Ryc. 3A i 3B). Średnie dystalne MAP podczas pompowania balonu było wyższe w grupie częściowej okluzji niż w grupie całkowi...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W tym protokole zwróciliśmy uwagę na model wstrząsu krwotocznego u świń. Model ten okazał się zarówno niezawodny, jak i powtarzalny 16,17,18,19. Modele podobne do tego zostały wykorzystane w kilku badaniach naukowych badających wpływ wstrząsu krwotocznego na fizjologię zwierząt16,20. Co więcej, model ten został również wykorzystany do t...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Prace te są wspierane przez Dowództwo Badań Medycznych i Materiałowych Armii Stanów Zjednoczonych w ramach kontraktu nr W81XWH-16-C-0102. Poglądy, opinie i/lub ustalenia zawarte w tym raporcie są poglądami autora (autorów) i nie powinny być interpretowane jako oficjalne stanowisko, polityka lub decyzja Departamentu Armii, chyba że tak wynika z innej dokumentacji.

Podziękowania

Chcielibyśmy podziękować Rachel O'Connell i Jessice Lee za pomoc w badaniach na zwierzętach. Chcielibyśmy również podziękować generałowi dywizji Haroldowi Timboe, MD, MPH, U.S. Army (w stanie spoczynku), który był doradcą i mentorem w tym projekcie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Yorkshire-Landrace ŚwinieMichigan State University Veterinary Farm
: TelazolPfizerDawka: 2-8 mg / kg; IM
Antycholinergiczne: AtropinePfizerDawka: 1 mg,
Znieczulenie domięśniowe: IsofluraneBaxterDawka: 1-5%, INH
BetadineHumco
Alcohol 70%HumcoNDC 0395-4202-28
Aparat anestezjologiczny Datex-AespireGE Healthcare7900
Rurka dotchawiczaDEE Weterynaryjny20170518Odpowiedni rozmiar dla zwierzęcia (6.5 lub 7.0F)
LaryngoskopMiller85-0045
StyletHudson RCI5-151--1
Cewnik Jelco 20G IVSmiths Medical4054
(monitor parametrów życiowych)SurgiVet AdvisorV9201Może wymagać co najmniej 2
fartuchów chirurgicznychKimberly Clark90142Użyj odpowiedniego rozmiaru dla chirurga.
Sterylne rękawice chirurgiczneCardinal Health (Allegiance)22537-570Użyj odpowiedniego rozmiaru dla chirurga.
Ołówek kauteryzacyjnyMedlineESPB 2000
Rurka ssącaMedlineDYND50251
Wskazówka dotycząca słońca: YankauerMedlineDYND50130
Bovie Aaron 1250 Jednostka do elektrokoagulacjiBovie Medical Co. FLBOV-A1250U
Salpel Blade - Rozmiar #10Cardinal Health (Allegiance)32295-010
Skalpel UchwytMartin10-295-11
Debakey KleszczeRobozRS-7562
Retraktor WeitlanderRobozRS-8612
Nożyczki MayoRobozRS-76870SC
Zwijacz wojskowo-granatowyTeleflex164715
Mixter Kleszcze kątoweTeleflex175073
Osłona wprowadzana 5F (1,7 mm) 11 cm z prowadnikiem 0,35"Boston Scientific16035-05B
8F (2,7 mm) Osłona wprowadzana 11 cm z prowadnikiem 0,35''Boston Scientific16035-08B
20G kątowa strzałka igły wprowadzającejAK-09903-S
14F (4,78 mm) 13 cm osłona wprowadzana z rozszerzaczem 10FCook MedicalG08024
2-0 Jedwab 18'' 45 cmEthiconA185H
3-0 Vicryl 36'' 90 cmEthiconJ344H
3-0 Nylon 18'' 45 cmEthicon663G
4-0 Prolene 30'' 75 cmEthicon8831H
Strzykawka 20 mlMetronic/Covidien8881512878
mL strzykawkaMetronic/ Covidien1180300555
Strzykawka 6 mlMetronic/Covidien1180600777
1000 ml 0,9% soli fizjologicznejBaxter2B1324X
Cewnik Foleya (18F 30 cc)Bard0166V18S
Worek do drenażu moczuBard154002
9F 10 cm Strzała do osłony wprowadzanejAK-09903-S
Cewnik do tętnic płucnych Swan-Ganz (8F)Edwards Lifesciences co. CA746F8
System sond przepływu tętnicy szyjnejTransonic, Ithaca, NYSondy 3, 4 lub 6 mm
Cewnik SABOTInc.
Cewnik balonowy CODACook Medical8379144
Ultrasonografia, M-TurboSonoSite
Amplatz Stiff Guidewire (0.035 cala, 260 cm)Cook MedicalG03460
Strzykawki do gazometrii krwi tętniczejSmiths Medical4041-2
Analizator gazometrii krwi tętniczejNova BiochemicalABL800
Pompa MasterflexCole PalmerHV-77921-75
Worki do pobierania krwiTerumo1BBD606A
Zestaw kroplówek Macro IVHospira12672-28
PentobarbitalPfizerDawka: 100 mg / kg; IV
Rurki EppendorfSorenson11590
50 cc rurki stożkoweFalcon352097
FormalinFisherbrand431121
Bair Hugger Normothermia SystemArizant Healthcare, Inc.
Znieczulenie Monitor sali operacyjnej 3 Hayes

Bibliografia

  1. Kauvar, D. S., Lefering, R., Wade, C. E. Impact of hemorrhage on trauma outcome: an overview of epidemiology, clinical presentations, and therapeutic considerations. The Journal of Trauma: Injury, Infection and Critical. 60, S3-S11 (2006).
  2. Kauvar, D. S., Wade, C. E. The epidemiology and modern management of traumatic hemorrhage: US and international perspectives. Critical Care. 9, S1-S9 (2005).
  3. Mattox, K. L., Allen, M. K., Feliciano, D. V. Laparotomy in the emergency department. Journal of the American College of Emergency Physicians. 8 (5), 180-183 (1979).
  4. Pust, G. D., Namias, N. Resuscitative thoracotomy. International Journal of Surgery. 33 (Pt B), 202-208 (2016).
  5. Burlew, C. C., et al. Trauma Association critical decisions in trauma: resuscitative thoracotomy. Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 73 (6), 1359-1363 (2012).
  6. DuBose, J. J., et al. The AAST prospective Aortic Occlusion for Resuscitation in Trauma and Acute Care Surgery (AORTA) registry: Data on contemporary utilization and outcomes of aortic occlusion and resuscitative balloon occlusion of the aorta (REBOA). Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 81 (3), 409-419 (2016).
  7. Biffl, W. L., Fox, C. J., Moore, E. E. The role of REBOA in the control of exsanguinating torso hemorrhage. Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 78 (5), 1054-1058 (2015).
  8. Manzano Nunez, R., et al. A meta-analysis of resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA) or open aortic cross-clamping by resuscitative thoracotomy in non-compressible torso hemorrhage patients. World Journal of Emergency Surgery. 12, 30(2017).
  9. Gupta, B. K., et al. The role of intra-aortic balloon occlusion in penetrating abdominal trauma. Journal of Trauma. 29 (6), 861-865 (1989).
  10. Inoue, J., et al. Resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta might be dangerous in patients with severe torso trauma: A propensity score analysis. Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 80 (4), discussion 378-380 559-566 (2016).
  11. Russo, R. M., et al. Extending the golden hour: Partial resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta in a highly lethal swine liver injury model. Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 80 (3), 378-380 (2016).
  12. Russo, R. M., et al. Partial Resuscitative Endovascular Balloon Occlusion of the Aorta in Swine Model of Hemorrhagic Shock. Journal of the American College of Surgeons. 223 (2), 359-368 (2016).
  13. Williams, T. K., et al. Extending resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta: Endovascular variable aortic control in a lethal model of hemorrhagic shock. The Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 81 (2), 294-301 (2016).
  14. Hannon, J. P. Hemorrhage and hemorrhagic-shock in swine: A review. Swine as Models in Biomedical Research. Swindle, M. M. , Iowa State University Press. Ames, IA. 197-245 (1992).
  15. Garry, B. P., Bivens, H. E. The Seldinger technique. Journal of Cardiothorac Anesthesia. 2 (3), 403(1988).
  16. Halaweish, I., et al. Addition of low-dose valproic acid to saline resuscitation provides neuroprotection and improves long-term outcomes in a large animal model of combined traumatic brain injury and hemorrhagic shock. The Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 79 (6), 911-919 (2015).
  17. Alam, H. B., et al. Surviving blood loss without blood transfusion in a swine poly-trauma model. Surgery. 146 (2), 325-333 (2009).
  18. Jin, G., et al. Traumatic brain injury and hemorrhagic shock: evaluation of different resuscitation strategies in a large animal model of combined insults. Shock. 38 (1), Augusta, GA. 49-56 (2012).
  19. Nikolian, V. C., et al. Valproic acid decreases brain lesion size and improves neurologic recovery in swine subjected to traumatic brain injury, hemorrhagic shock, and polytrauma. The Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 83 (6), 1066-1073 (2017).
  20. Langeland, H., Lyng, O., Aadahl, P., Skjaervold, N. K. The coherence of macrocirculation, microcirculation, and tissue metabolic response during nontraumatic hemorrhagic shock in swine. Physiological Reports. 5 (7), (2017).
  21. Johnson, M. A., et al. The effect of resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta, partial aortic occlusion and aggressive blood transfusion on traumatic brain injury in a swine multiple injuries model. Journal of Trauma Acute Care Surgery. 83 (1), 61-70 (2017).
  22. Theisen, M. M., et al. Ventral recumbency is crucial for fast and safe orotracheal intubation in laboratory swine. Laboratory Animals. 43 (1), 96-101 (2009).
  23. Li, Y., Alam, H. B. Modulation of acetylation: creating a pro-survival and anti-inflammatory phenotype in lethal hemorrhagic and septic shock. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 523481(2011).
  24. Nikolian, V. C., et al. Valproic acid decreases brain lesion size and improves neurologic recovery in swine subjected to traumatic brain injury, hemorrhagic shock, and polytrauma. The Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 83 (6), 1066-1073 (2017).
  25. Dekker, S. E., et al. Normal saline influences coagulation and endothelial function after traumatic brain injury and hemorrhagic shock in pigs. Surgery. 156 (3), 556-563 (2014).
  26. Causey, M. W., McVay, D. P., Miller, S., Beekley, A., Martin, M. The efficacy of Combat Gauze in extreme physiologic conditions. The Journal of Surgical Research. 177 (2), 301-305 (2012).
  27. Frankel, D. A., et al. Physiologic response to hemorrhagic shock depends on rate and means of hemorrhage. The Journal of Surgical Research. 143 (2), 276-280 (2007).
  28. Morrison, J. J., et al. The inflammatory sequelae of aortic balloon occlusion in hemorrhagic shock. The Journal of Surgical Research. 191 (2), 423-431 (2014).
  29. White, J. M., et al. A porcine model for evaluating the management of noncompressible torso hemorrhage. Journal of Trauma. 71, S131-S138 (2011).
  30. Alam, H. B., et al. Putting life on hold-for how long? Profound hypothermic cardiopulmonary bypass in a Swine model of complex vascular injuries. Journal of Trauma. 64 (4), 912-922 (2008).
  31. Bebarta, V. S., Daheshia, M., Ross, J. D. The significance of splenectomy in experimental swine models of controlled hemorrhagic shock. The Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 75 (5), 920(2013).
  32. Georgoff, P. E., et al. Alterations in the human proteome following administration of valproic acid. Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 81 (6), 1020-1027 (2016).
  33. Dekker, S. E., et al. Different resuscitation strategies and novel pharmacologic treatment with valproic acid in traumatic brain injury. Journal of Neuroscience Research. 96 (4), 711-719 (2017).
  34. Georgoff, P. E., et al. Safety and Tolerability of Intravenous Valproic Acid in Healthy Subjects: A Phase I Dose-Escalation Trial. Clinical Pharmacokinetics. 57 (2), 209-219 (2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Model świnicewnik balonowyczęściowe zamknięciecałkowite zamknięcieresuscytacja krwotocznaśrednie ciśnienie tętniczemonitorowanie w opiece intensywnejresuscytacja endowaskularna
Całkowita i częściowa niedrożność aorty w leczeniu wstrząsu krwotocznego u świń
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.