Artykuł metodologiczny

Wytwarzanie hydrożelu pochodzącego z macierzy zewnątrzkomórkowej kory nerkowej

DOI:

10.3791/58314

⸱

13 października 2018

 ,  ,  , 
1Department of Bioengineering, University of Washington, 2Department of Bioengineering, Center for Cardiovascular Biology, Institute for Stem Cell and Regenerative Medicine, University of Washington, 3Department of Medicine, Kidney Research Institute, University of Washington

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj prezentujemy protokół wytwarzania hydrożelu pochodzącego z macierzy zewnątrzkomórkowej kory nerki, aby zachować naturalny skład strukturalny i biochemiczny macierzy zewnątrzkomórkowej nerki (ECM). Opisano proces wytwarzania i jego zastosowania. Na koniec omówiono perspektywę wykorzystania tego hydrożelu do wspomagania specyficznej dla nerek regeneracji komórek i tkanek oraz bioinżynierii.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Macierz zewnątrzkomórkowa (ECM) dostarcza ważnych biofizycznych i biochemicznych wskazówek do utrzymania homeostazy tkanek. Obecne syntetyczne hydrożele oferują solidne mechaniczne wsparcie dla hodowli komórkowych in vitro, ale brakuje im niezbędnego składu białek i ligandów, aby wywołać fizjologiczne zachowanie komórek. Manuskrypt ten opisuje metodę wytwarzania hydrożelu pochodzącego z ECM kory nerkowej o odpowiedniej wytrzymałości mechanicznej i wspierającym składzie biochemicznym. Hydrożel jest wytwarzany przez mechaniczną homogenizację i solubilizację pozbawionej komórek ludzkiej kory nerkowej ECM. Macierz zachowuje natywne proporcje białka ECM w korze nerkowej, jednocześnie umożliwiając żelowanie do fizjologicznych sztywności mechanicznych. Hydrożel służy jako substrat, na którym komórki pochodzące z kory nerkowej mogą być utrzymywane w warunkach fizjologicznych. Co więcej, składem hydrożelu można manipulować w celu modelowania chorego środowiska, co umożliwia przyszłe badania nad chorobami nerek.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Macierz zewnątrzkomórkowa (ECM) dostarcza ważnych biofizycznych i biochemicznych wskazówek do utrzymania homeostazy tkanek. Złożony skład molekularny reguluje zarówno właściwości strukturalne, jak i funkcjonalne tkanki. Białka strukturalne zapewniają komórkom świadomość przestrzenną i umożliwiają adhezję i migrację1. Związane ligandy oddziałują z receptorami na powierzchni komórki, aby kontrolować zachowanie komórki2. ECM nerki zawiera mnóstwo cząsteczek, których skład i struktura różnią się w zależności od lokalizacji anatomicznej, etapu rozwoju i stanu choroby3,4. Rekapitulacja złożoności ECM jest kluczowym aspektem w badaniu komórek pochodzących z nerek in vitro.

Poprzednie próby replikacji mikrośrodowisk ECM skupiały się na decellularizacji całej tkanki w celu stworzenia rusztowań zdolnych do recellularizacji. Decelularyzacja została przeprowadzona za pomocą detergentów chemicznych, takich jak dodecylosiarczan sodu (SDS) lub detergenty niejonowe, i wykorzystuje metody perfuzji całego narządu lub zanurzenia i mieszania5,6,7,8,9,10,11,12,13. Prezentowane tutaj rusztowania zachowują strukturalne i biochemiczne wskazówki znajdujące się w natywnej tkance ECM; Co więcej, recelularyzacja komórkami specyficznymi dla dawcy ma znaczenie kliniczne w chirurgii rekonstrukcyjnej14,15,16,17,18,19. Rusztowania te są jednak pozbawione elastyczności strukturalnej i dlatego są niekompatybilne z wieloma obecnie stosowanymi urządzeniami do badań in vitro. Aby przezwyciężyć to ograniczenie, wiele grup dalej przetwarzało zdecelularyzowany ECM na hydrożele20,21,22,23,24. Te hydrożele są kompatybilne z formowaniem wtryskowym i biotuszem oraz omijają ograniczenia przestrzenne w skali mikrometrycznej, które rusztowania bezkomórkowe nakładają na komórki. Ponadto zachowany jest skład molekularny i proporcje występujące w natywnym ECM3,25. Tutaj demonstrujemy metodę wytwarzania hydrożelu pochodzącego z kory nerkowej ECM (kECM).

Celem tego protokołu jest wyprodukowanie hydrożelu, który replikuje mikrośrodowisko obszaru kory nerkowej. Tkanka kory nerkowej jest decelularyzacja w 1% roztworze SDS pod ciągłym mieszaniem w celu usunięcia materii komórkowej. SDS jest powszechnie stosowany do decelularyzacji tkanek ze względu na jego zdolność do szybkiego usuwania immunologicznego materiału komórkowego6,7,9,26. kECM jest następnie poddawany mechanicznej homogenizacji i liofilizacji5,6,9,11,26. Solubilizacja w mocnym kwasie z pepsyną daje końcowy roztwór podstawowy hydrożelu20,27. Natywne białka kECM, które są ważne dla wsparcia strukturalnego i transdukcji sygnału, są zachowywane3,25. Hydrożel może być również żelowany z dokładnością do jednego rzędu wielkości rodzimej ludzkiej kory nerkowej28,29,30. Macierz ta zapewnia środowisko fizjologiczne, które zostało wykorzystane do utrzymania stanu spoczynku komórek specyficznych dla nerek w porównaniu z hydrożelami z innych białek macierzy. Co więcej, składem matrycy można manipulować, na przykład poprzez dodanie kolagenu-I, w celu modelowania środowisk chorobowych do badania zwłóknienia nerek i innych chorób nerek31,32.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ludzkie nerki zostały wyizolowane przez LifeCenter Northwest zgodnie z etycznymi wytycznymi ustalonymi przez Stowarzyszenie Organizacji Pobierających Narządy. Protokół ten jest zgodny z wytycznymi dotyczącymi opieki nad zwierzętami i hodowli komórkowych określonymi przez Uniwersytet Waszyngtoński.

1. Przygotowanie ludzkiej tkanki nerkowej

  1. Przygotowanie roztworu decelularyzacyjnego
    1. Wysterylizuj zlewkę o pojemności 5000 ml i mieszadło o wymiarach 70 x 10 mm.
    2. Wymieszaj 1:1000 (waga:objętość) dodecylosiarczanu sodu (SDS) w autoklawowanej wodzie dejonizowanej w zlewce. Pozostawić roztwór na płytce mieszającej z prędkością około 200 obr./min przez 24 godziny lub do całkowitego rozpuszczenia SDS.
      Uwaga: Zazwyczaj 2500 ml 1% roztworu SDS wystarcza do decelularyzacji pojedynczej ludzkiej nerki.
    3. Przenieść roztwór do sterylnego filtra próżniowego o pojemności 500 ml i przefiltrować go do wysterylizowanych, zamykanych pojemników.
  2. Przetwarzanie tkanki nerkowej
    1. Umyj i autoklawuj parę kleszczy, dwa zaciski do hemostatu, parę nożyczek ogólnego użytku, dwa uchwyty ostrzy skalpela, zlewkę o pojemności 1000 ml pokrytą folią aluminiową i mieszadło o wymiarach 36 x 9 mm.
    2. Wyłóż kaptur do hodowli tkankowych podkładem. Umieścić zlewkę, sterylne naczynie do hodowli tkankowych (150 x 25 mm) i cały narząd nerkowy w kapturze. Napełnij zlewkę 500 ml 1% roztworu SDS.
      Uwaga: Ludzkie nerki zostały pobrane na lodzie z LifeCenter NorthWest.
    3. Umieść nerkę w sterylnym naczyniu do hodowli tkankowej (Rysunek 1A). Usuń cały tłuszcz okołonerkowy, lekko goląc okolice torebki nerkowej skalpelem (Ryc. 1B).
    4. Wykonaj płytkie nacięcie skalpelem o długości 8-10 cm, na tyle głębokie, aby otworzyć torebkę nerkową bez uszkadzania leżącej poniżej tkanki kory mózgowej, w poprzek górnego końca nerki. Usuń torebkę nerkową, odrywając ją od tkanki kory mózgowej za pomocą dwóch klamer hemostatycznych (Ryc. 1C).
    5. Przeciąć nerkę wzdłuż płaszczyzny czołowej, używając skalpela wzdłuż bocznej strony nerki (Rysunek 1D). Wyizoluj tkankę kory mózgowej z obu połówek, wycinając obszar rdzenia skalpelem (Ryc. 1E) i pokrój tkankę kory na 0,5 cm3 części (Ryc. 1F). Usuń wszelkie duże widoczne naczynia.
  3. Izolacja macierzy zewnątrzkomórkowej
    1. W kapturze do hodowli tkankowej napełnij zlewkę o pojemności 1000 ml 500 ml 1% roztworu SDS. Umieść pokrojoną w kostkę tkankę kory mózgowej i mieszadło w zlewce zawierającej roztwór SDS. Przykryj zlewkę autoklawizowaną folią aluminiową i umieść ją na płytce mieszającej z prędkością około 400 obr./min na zewnątrz okapu do hodowli tkankowych.
    2. Po 24 godzinach umieszczenia tkanki kory mózgowej na płytce mieszającej, umieścić zlewkę w kapturze do hodowli tkankowych i dodać sitko do sterylnych komórek o wielkości 40 μm wykonane z siatki nylonowej. Napełnij oddzielną zlewkę o pojemności 1000 ml 200 ml wybielacza i umieść ją w kapturze do hodowli tkankowych.
    3. Odpipetować roztwór SDS przez sitko do komórek do zlewki zawierającej wybielacz. Odpipetować cały roztwór SDS, aż w zlewce pozostanie tylko pozbawiona komórek tkanka i sitko do komórek.
      Uwaga: Sitko do komórek powinno zapobiegać usunięciu jakiejkolwiek tkanki podczas aspiracji roztworu.
    4. Pozostawić sitko do komórek w zlewce i napełnić 500 ml świeżego roztworu SDS. Przykryj zlewkę tą samą folią aluminiową i umieść na talerzu mieszającym z tą samą prędkością co poprzednio.
    5. Powtarzaj kroki 1.3.1-1.3.3 co 24 godziny ze świeżym roztworem SDS przez łącznie pięć dni.
    6. Płukać pozbawioną komórek tkankę autoklawowaną wodą demineralizowaną co 24 godziny przez łącznie 3 dni, postępując zgodnie z techniką opisaną w krokach 1.3.1-1.3.3.
    7. Płukać pozbawioną komórek tkankę wodą klasy do hodowli komórkowych co 24 godziny przez łącznie 2 dni, postępując zgodnie z techniką opisaną w krokach 1.3.1-1.3.3.
    8. Powtórz kroki 1.3.1-1.3.2. Przenieś pozbawioną komórek tkankę (od tego momentu określaną jako kECM) do wolnostojącej stożkowej probówki o pojemności 30 ml i napełnij ją wodą klasy hodowli komórkowej, aż cała tkanka zostanie zanurzona.

2. Wytwarzanie roztworu hydrożelowego

  1. Obróbka mechaniczna tkanek pozbawionych komórek
    1. W kapturze do hodowli tkankowych mechanicznie homogenizować kECM w stożkowej probówce za pomocą homogenizatora tkankowego przez 2 min.
      Uwaga: Homogenizowany kECM powinien przypominać nieprzezroczysty roztwór, bez widocznych fragmentów ECM.
    2. Zanurz stożkową rurkę zawierającą kECM w ciekłym azocie, aż wrzenie otaczające rurkę przestanie się utrzymywać. Przechowywać kECM w temperaturze -4 °C przez noc.
  2. Liofilizacja zamrożonej tkanki pozbawionej komórek
    1. Lekko poluzuj stożkową nasadkę rurki, aby umożliwić wymianę gazową i umieść rurkę w maszynie do liofilizacji. Liofilizuj kECM przez trzy dni lub do momentu, gdy będzie przypominał drobny biały proszek. Przechowywać w temperaturze -4 °C.
  3. Trawienie chemiczne i solubilizacja żelu
    1. W autoklawie należy umieścić w autoklawie fiolkę scyntylacyjną o pojemności 20 ml i nakrętkę, mieszadło o wymiarach 15,9 x 7,9 mm i jedną parę kleszczyków z cienką końcówką.
    2. Zważyć liofilizowany kECM i obliczyć objętość HCl i masę pepsyny potrzebną do rozpuszczenia kECM do 3% (30 mg/ml) roztworu, stosując następujące równania, gdzie m pepsyna jest masą pepsyny, mtkanka jest masą liofilizowanej tkanki, a VHCl jest objętością 0,01 N HCl:
      figure-protocol-1
      figure-protocol-2
    3. W kapturze do hodowli tkankowej dodać pepsynę żołądkową świń, 0,01 N HCl i mieszadło do fiolki scyntylacyjnej i pozostawić na płytce mieszającej z prędkością około 500 obr./min, aż cała pepsyna się rozpuści. Przenieść liofilizowany kECM do fiolki scyntylacyjnej i pozostawić roztwór na płytce mieszającej z prędkością około 500 obr./min na trzy dni.

3. Żelowanie hydrożelowe

  1. Preparat hydrożelowy ECM nerki
    1. Żeluj hydrożel, mieszając roztwór podstawowy hydrożelu kECM z 1 N NaOH, 10x dodatkiem pożywki (M199) i pożywką do hodowli komórkowych. Trzymaj wszystkie roztwory na lodzie.
      Uwaga: Do hodowli komórkowej użyto końcowych stężeń żelu wynoszących 7,5 mg/ml. 1 ml żelu kECM był wystarczający do przeprowadzenia eksperymentów z hodowlami komórkowymi.
    2. Określ objętość wyprodukowanego nadającego się do pracy żelu kECM i objętość potrzebnego hydrożelu kECM za pomocą następującego równania, gdzie Vkońcowe to objętość utworzonego żelu, Vzapas kECM to objętość potrzebnego hydrożelu kECM, Czapas kECM to stężenie podstawowego hydrożelu kECM, a Ckońcowy to stężenie końcowego żelu:
      figure-protocol-3
    3. Określ objętość potrzebnych odczynników neutralizujących, korzystając z następujących równań, gdzie VNaOH jest objętością 1 N NaOH, V10X jest objętością suplementu pożywki M199 10X, a V1X jest objętością pożywki do hodowli komórkowych:
      figure-protocol-4
      figure-protocol-5
      figure-protocol-6
    4. W kapturze do hodowli tkankowych odpipetować odczynniki neutralizujące (NaOH, M199 i pożywkę do hodowli komórkowych) do sterylnej, wolnostojącej stożkowej probówki o pojemności 30 ml. Wymieszaj roztwór odczynnika neutralizującego za pomocą mikroszpatułki.
    5. Za pomocą sterylnej strzykawki o pojemności 1 ml przenieś odpowiednią objętość podstawowego hydrożelu kECM do roztworu odczynnika neutralizującego. Za pomocą mikroszpatułki delikatnie wymieszać roztwór, aż do uzyskania jednorodnego w kolorze roztworu hydrożelu.
      Uwaga: Unikaj wprowadzania pęcherzyków powietrza, mieszając powoli i delikatnie.
    6. Aby włączyć komórki do hydrożelu kECM, odejmij 10 μl pożywki do hodowli komórkowych (V1X) od obliczeń objętości roztworu neutralizującego w kroku 3.1.1.3.
      1. Zawiesić komórki w 10 μl pożywki do hodowli komórkowych. Określ liczbę komórek do zawieszenia, używając następującego równania, gdzie #komórki oznaczają liczbę komórek do zawieszenia, a Vkońcowe to objętość utworzonego żelu:
        figure-protocol-7
        Uwaga: 300 000 komórek/ml to stężenie komórek użytych w żelu kECM.
      2. Odpipetować 10 μl roztworu zawiesiny komórek do końcowego żelu kECM po zmieszaniu roztworu podstawowego kECM z neutralizującym roztworem odczynnika. Mieszaj roztwór mikroszpatułką, aż komórki zostaną równomiernie rozłożone.
  2. Użyj strzykawki o pojemności 1 ml, aby napełnić żądane urządzenie do hodowli komórkowej hydrożelem kECM.
  3. Pozostawić żel do zastygnięcia w temperaturze 37 °C przez 1 godzinę przed przeniesieniem lub posianiem komórek.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hydrożel kECM dostarcza matrycę do hodowli komórek nerki o podobnym składzie chemicznym jak natywne mikrośrodowisko nerkowe. Aby wytworzyć hydrożel, tkanka kory nerkowej jest mechanicznie izolowana z całego narządu nerki i krojona w kostkę (Ryc. 1). Decelularyzacja chemicznym detergentem (Rysunek 2A.1-A.3), a następnie płukanie wodą w celu usunięcia cząstek detergentu (Rysunek 2A.4-A.6) daje izolowaną korę nerkow...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Matryce dostarczają ważnych wskazówek mechanicznych i chemicznych, które regulują zachowanie komórki. Syntetyczne hydrożele są w stanie wspierać złożone trójwymiarowe wzory, ale nie zapewniają różnorodnych sygnałów zewnątrzkomórkowych występujących w mikrośrodowiskach macierzy fizjologicznej. Hydrożele pochodzące z natywnego ECM są idealnymi materiałami zarówno do badań in vivo, jak i in vitro. W poprzednich badaniach wykorzystano bezkomórkowe hydrożele ECM do powlekania syntetycznych biomateriałów w ce...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy chcieliby podziękować Lynn and Mike Garvey Imaging Laboratory w Instytucie Komórek Macierzystych i Medycyny Regeneracyjnej oraz LifeCenter NorthWest. Chcieliby również podziękować za wsparcie finansowe w postaci grantów National Institutes of Health, UH2/UH3 TR000504 (dla J.H.) i DP2DK102258 (dla Y.Z.), stypendium szkoleniowego NIH T32 DK0007467 (dla R.J.N.) oraz nieograniczonego daru od Northwest Kidney Centers dla Instytutu Badań nad Nerkami.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Przygotowanie tkanki nerkowej
5000 mL ZlewkaSigma-AldrichZ740589
Dodecyl siarczan sodu (SDS)Sigma-Aldrich436143
Sterylny H2OAutoklawizowany DI H2O
Stir Bar (70 x 10 mm)Fisher Science14-512-128
Filtr próżniowy 500 mlVWR97066-202
Płytka mieszającaSigma-AldrichCLS6795420D
1000 ml ZlewkaSigma-AldrichCLS10031L
KleszczeSigma-AldrichF4642Można użyć dowolnych podobnych kleszczyków
Zacisk hemostat z uchwytem nożycowymSigma-AldrichZ168866
Nożyczki preparacyjneSigma-AldrichZ265977
rękojeść do skalpela, nr 4VWR25859-000Można użyć każdej podobnej rękojeści skalpela
Ostrze skalpela, nr 20VWR25860-020Można użyć dowolnego podobnego ostrza skalpela
Mieszadło (38,1 x 9,5 mm)Fisher Science14-513-52
Chłonny podkładVWR82020-845
Szalka Petriego (150 x 25 mm)Corning430597
Autoklawowalny worek na zagrożenia biologiczneVWR14220-026
Sterylne sitko do komórek (40 um)Fisher Science22-363-547
Hyklon wodny klasy hodowli komórkowychSH30529.03
30 ml Wolnostojąca rurkaVWR89012-778
Produkcja homogenizatora tkankowego ECM Gel
TissuePolytronPCU-20110
LiofilizatorLabconco7670520
20 ml szklane fiolki scyntylacyjne i nakrętkaSigma-AldrichV7130
Stir Bar (15,9 x 8 mm)Fisher Science14-513-62
Pepsyna z błony śluzowej żołądka świniSigma-AldrichP7012
0,01 N HClSigma-Aldrich320331Rozcieńczyć do 0,01 N HCl za pomocą kultury komórkowej woda
Nerki ECM Gelation
1 N NaOH (sterylny)Sigma-Aldrich415413Rozcieńczyć do 1 N w wodzie klasy hodowli komórkowej
Medium 199Sigma-AldrichM4530
15 ml Probówka stożkowaThermoFisher339651
Pożywka do hodowli komórkowychThermoFisher11330.032Zmodyfikowane podłoże Eagle firmy Dulbecco: Mieszanina składników odżywczych F-12 (DMEM/F12)
Surowica bydlęca płodu (FBS)Gibco10082147
Antybiotyk-Antybiotyk 100XLife Technologies15240-062
Insulina, transferyna, selen, roztwór pirogronianu sodu ( ITS-A) 100XLife Technologies51300-044
1 mL StrzykawkaSigma-AldrichZ192325
MikroszpatułkaSigma-AldrichZ193208

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Lelongt, B., Ronco, P. Role of extracellular matrix in kidney development and repair. Pediatric Nephrology. 18 (8), 731-742 (2003).
  2. Yue, B. Biology of the Extracellular Matrix: An Overview. Journal of Glaucoma. 23, S20-S23 (2014).
  3. Miner, J. H. Renal basement membrane components. Kidney International. 56 (6), 2016-2024 (1999).
  4. Petrosyan, A., et al. Decellularized Renal Matrix and Regenerative Medicine of the Kidney: A Different Point of View. Tissue Engineering Part B. 22 (3), 183-192 (2016).
  5. Caralt, M., et al. Optimization and Critical Evaluation of Decellularization Strategies to Develop Renal Extracellular Matrix Scaffolds as Biological Templates for Organ Engineering and Transplantation. American Journal of Transplantation. 15 (1), 64-75 (2015).
  6. Nakayama, K. H., Batchelder, C. A., Lee, C. I., Tarantal, A. F. Decellularized rhesus monkey kidney as a three-dimensional scaffold for renal tissue engineering. Tissue Engineering Part A. 16 (7), 2207-2216 (2010).
  7. Nakayama, K. H., Lee, C. C. I., Batchelder, C. A., Tarantal, A. F. Tissue Specificity of Decellularized Rhesus Monkey Kidney and Lung Scaffolds. Public Library of Science ONE. 8 (5), (2013).
  8. Orlando, G., et al. Production and implantation of renal extracellular matrix scaffolds from porcine kidneys as a platform for renal bioengineering investigations. Annals of Surgery. 256 (2), 363-370 (2012).
  9. Sullivan, D. C., et al. Decellularization methods of porcine kidneys for whole organ engineering using a high-throughput system. Biomaterials. 33 (31), 7756-7764 (2012).
  10. Choi, S. H., et al. Development of a porcine renal extracellular matrix scaffold as a platform for kidney regeneration. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 103 (4), 1391-1403 (2015).
  11. Ross, E. A., et al. Mouse stem cells seeded into decellularized rat kidney scaffolds endothelialize and remodel basement membranes. Organogenesis. 8 (2), 49-55 (2012).
  12. Nagao, R. J., et al. Decellularized Human Kidney Cortex Hydrogels Enhance Kidney Microvascular Endothelial Cell Maturation and Quiescence. Tissue Engineering Part A. 22 (19-20), 1140-1150 (2016).
  13. Gupta, S. K., Mishra, N. C., Dhasmana, A. Decellularization Methods for Scaffold Fabrication. Methods in Molecular Biology. , 1-10 (2017).
  14. Hudson, T., et al. Optimized Acellular Nerve Graft is Immunologically Tolerated and Supports Regeneration. Tissue Engineering. 10 (11), 1641-1651 (2004).
  15. Atala, A., Bauer, S. B., Soker, S., Yoo, J. J., Retik, A. B. Tissue-engineered autologous bladders for patients needing cystoplasty. Lancet. 367 (9518), 1241-1246 (2006).
  16. Ott, H. C., et al. Perfusion-decellularized matrix: using nature's platform to engineer a bioartificial heart. Nature Medicine. 14 (2), 213-221 (2008).
  17. Uygun, B., et al. Organ reengineering through development of a transplantable recellularied liver graft using decellularized liver matrix. Nature Medicine. 16 (7), 814-820 (2010).
  18. Nagao, R. J., et al. Preservation of Capillary-beds in Rat Lung Tissue Using Optimized Chemical Decellularization. Journal of Materials Chemistry B. 1 (37), 4801-4808 (2013).
  19. Song, J. J., et al. Regeneration and experimental orthotopic transplantation of a bioengineered kidney. Nature Medicine. 19 (5), 646-651 (2013).
  20. Freytes, D. O., Martin, J., Velankar, S. S., Lee, A. S., Badylak, S. F. Preparation and rheological characterization of a gel form of the porcine urinary bladder matrix. Biomaterials. 29 (11), 1630-1637 (2008).
  21. Wolf, M. T., et al. A hydrogel derived from decellularized dermal extracellular matrix. Biomaterials. 33 (29), 7028-7038 (2012).
  22. Fisher, M. B., et al. Potential of healing a transected anterior cruciate ligament with genetically modified extracellular matrix bioscaffolds in a goat model. Knee Surgery, Sports Traumatology, Arthroscopy. 20 (7), 1357-1365 (2012).
  23. Ghuman, H., et al. ECM hydrogel for the treatment of stroke: Characterization of the host cell infiltrate. Biomaterials. 91, 166-181 (2016).
  24. Rijal, G. The decellularized extracellular matrix in regenerative medicine. Regenerative Medicine. 12 (5), 475-477 (2017).
  25. Lennon, R., et al. Global Analysis Reveals the Complexity of the Human Glomerular Extracellular Matrix. Journal of the American Society of Nephrology. 25 (5), 939-951 (2014).
  26. Bonandrini, B., et al. Recellularization of Well-Preserved Acellular Kidney Scaffold Using Embryonic Stem Cells. Tissue Engineering Part A. 20 (9-10), 1486-1498 (2014).
  27. O'Neill, J. D., Freytes, D. O., Anandappa, A. J., Oliver, J. A., Vunjak-Novakovic, G. V. The regulation of growth and metabolism of kidney stem cells with regional specificity using extracellular matrix derived from kidney. Biomaterials. 34 (38), 9830-9841 (2013).
  28. Streitberger, K. -J., et al. High-resolution mechanical imaging of the kidney. Journal of Biomechanics. 47 (3), 639-644 (2014).
  29. Bensamoun, S. F., et al. Stiffness imaging of the kidney and adjacent abdominal tissues measured simultaneously using magnetic resonance elastography. Clinical Imaging. 35 (4), 284-287 (2011).
  30. Moon, S. K., et al. Quantification of Kidney Fibrosis Using Ultrasonic Shear Wave Elastography. Journal of Ultrasound in Medicine. 34, 869-877 (2015).
  31. Genovese, F., Manresa, A. A., Leeming, D. J., Karsdal, M. A., Boor, P. The extracellular matrix in the kidney: a source of novel non-invasive biomarkers of kidney fibrosis? Fibrogenesis & Tissue Repair. 7 (1), (2014).
  32. Hewitson, T. D. Fibrosis in the kidney: is a problem shared a problem halved? Fibrogenes & Tissue Repair. 5 (1), S14(2012).
  33. Wolf, M. T., et al. Polypropylene surgical mesh coated with extracellular matrix mitigates the host foreign body response. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 102 (1), 234-246 (2014).
  34. Faulk, D. M., et al. ECM hydrogel coating mitigates the chronic inflammatory response to polypropylene mesh. Biomaterials. 35 (30), 8585-8595 (2014).
  35. Jeffords, M. E., Wu, J., Shah, M., Hong, Y., Zhang, G. Tailoring Material Properties of Cardiac Matrix Hydrogels To Induce Endothelial Differentiation of Human Mesenchymal Stem Cells. ACS Applied Materials & Interfaces. 7 (20), 11053-11061 (2015).
  36. Kim, M. -S., et al. Differential Expression of Extracellular Matrix and Adhesion Molecules in Fetal-Origin Amniotic Epithelial Cells of Preeclamptic Pregnancy. Public Library of Science ONE. 11 (5), e0156038(2016).
  37. Paduano, F., Marrelli, M., White, L. J., Shakesheff, K. M., Tatullo, M. Odontogenic Differentiation of Human Dental Pulp Stem Cells on Hydrogel Scaffolds Derived from Decellularized Bone Extracellular Matrix and Collagen Type I. Public Library of Science ONE. 11 (2), e0148225(2016).
  38. Viswanath, A., et al. Extracellular matrix-derived hydrogels for dental stem cell delivery. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 105 (1), 319-328 (2017).
  39. Uriel, S., et al. Extraction and Assembly of Tissue-Derived Gels for Cell Culture and Tissue Engineering. Tissue Engineering Part C Methods. 15 (3), 309-321 (2009).
  40. Saldin, L. T., Cramer, M. C., Velankar, S. S., White, L. J., Badylak, S. F. Extracellular matrix hydrogels from decellularized tissues: Structure and function. Acta Biomaterialia. 49, 1-15 (2017).
  41. Faust, A., et al. Urinary bladder extracellular matrix hydrogels and matrix-bound vesicles differentially regulate central nervous system neuron viability and axon growth and branching. Journal of Biomaterials Applications. 31 (9), 1277-1295 (2017).
  42. Pouliot, R. A., et al. Development and characterization of a naturally derived lung extracellular matrix hydrogel. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 104 (8), 1922-1935 (2016).
  43. Pati, F., et al. Printing three-dimensional tissue analogues with decellularized extracellular matrix bioink. Nature Communications. 5, 3935(2014).
  44. Pati, F., et al. Biomimetic 3D tissue printing for soft tissue regeneration. Biomaterials. 62, 164-175 (2015).
  45. Wang, R. M., Christman, K. L. Decellularized myocardial matrix hydrogels: In basic research and preclinical studies. Advanced Drug Delivery Reviews. 96, 77-82 (2016).
  46. Jang, J., et al. 3D printed complex tissue construct using stem cell-laden decellularized extracellular matrix bioinks for cardiac repair. Biomaterials. 112, 264-274 (2017).
  47. Frantz, C., Stewart, K. M., Weaver, V. M. The extracellular matrix at a glance. Journal of Cell Science. 123 (Pt 24), 4195-4200 (2010).
  48. Mouw, J. K., Ou, G., Weaver, V. M. Extracellular matrix assembly: a multiscale deconstruction. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 15 (12), 771-785 (2014).
  49. Bonnans, C., Chou, J., Werb, Z. Remodelling the extracellular matrix in development and disease. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 15 (12), 786-801 (2014).
  50. Hinderer, S., Layland, S. L., Schenke-Layland, K. ECM and ECM-like materials - Biomaterials for applications in regenerative medicine and cancer therapy. Advanced Drug Delivery Reviews. 97, 260-269 (2016).
  51. Uriel, S., et al. The role of adipose protein derived hydrogels in adipogenesis. Biomaterials. 29 (27), 3712-3719 (2008).
  52. Singelyn, J. M., et al. Naturally derived myocardial matrix as an injectable scaffold for cardiac tissue engineering. Biomaterials. 30 (29), 5409-5416 (2009).
  53. Medberry, C. J., et al. Hydrogels derived from central nervous system extracellular matrix. Biomaterials. 34 (4), 1033-1040 (2013).
  54. Loneker, A. E., Faulk, D. M., Hussey, G. S., D'Amore, A., Badylak, S. F. Solubilized liver extracellular matrix maintains primary rat hepatocyte phenotype in-vitro. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 104 (4), 957-965 (2016).
  55. Hill, R. C., Calle, E. A., Dzieciatkowska, M., Niklason, L. E., Hansen, K. C. Quantification of extracellular matrix proteins from a rat lung scaffold to provide a molecular readout for tissue engineering. Molecular & Cellular Proteomics. 14 (4), 961-973 (2015).
  56. Li, Q., et al. Proteomic analysis of naturally-sourced biological scaffolds. Biomaterials. 75, 37-46 (2016).
  57. Tanaka, T., Yada, R. Y. N-terminal portion acts as an initiator of the inactivation of pepsin at neutral pH. Protein Engineering. 14 (9), 669-674 (2001).
  58. Ligresti, G., et al. A Novel Three-Dimensional Human Peritubular Microvascular System. Journal of the American Society of Nephrology. 27 (8), 2370-2381 (2016).
  59. Mozes, M. M., Böttinger, E. P., Jacot, T. A., Kopp, J. B. Renal expression of fibrotic matrix proteins and of transforming growth factor-beta (TGF-beta) isoforms in TGF-beta transgenic mice. Journal of the American Society of Nephrology. 10 (2), 271-280 (1999).
  60. Romanowicz, L., Galewska, Z. Extracellular matrix remodeling of the umbilical cord in pre-eclampsia as a risk factor for fetal hypertension. Journal of Pregnancy. 2011, 542695(2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Kidney Cortex ECMExtracellular Matrix HydrogelDecellularized TissueTissue HomogenizationLyophilization ProcessPepsin DigestionGelation ProtocolCollagen IV DetectionHuman Kidney CellsMicrophysiological Systems

Powiązane artykuły