Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Wytwarzanie hydrożelu pochodzącego z macierzy zewnątrzkomórkowej kory nerkowej

10K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/58314

⸱

13 października 2018

 ,  ,  , 
1Department of Bioengineering, University of Washington, 2Department of Bioengineering, Center for Cardiovascular Biology, Institute for Stem Cell and Regenerative Medicine, University of Washington, 3Department of Medicine, Kidney Research Institute, University of Washington

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy protokół wytwarzania hydrożelu pochodzącego z macierzy zewnątrzkomórkowej kory nerki, aby zachować naturalny skład strukturalny i biochemiczny macierzy zewnątrzkomórkowej nerki (ECM). Opisano proces wytwarzania i jego zastosowania. Na koniec omówiono perspektywę wykorzystania tego hydrożelu do wspomagania specyficznej dla nerek regeneracji komórek i tkanek oraz bioinżynierii.

Streszczenie

Macierz zewnątrzkomórkowa (ECM) dostarcza ważnych biofizycznych i biochemicznych wskazówek do utrzymania homeostazy tkanek. Obecne syntetyczne hydrożele oferują solidne mechaniczne wsparcie dla hodowli komórkowych in vitro, ale brakuje im niezbędnego składu białek i ligandów, aby wywołać fizjologiczne zachowanie komórek. Manuskrypt ten opisuje metodę wytwarzania hydrożelu pochodzącego z ECM kory nerkowej o odpowiedniej wytrzymałości mechanicznej i wspierającym składzie biochemicznym. Hydrożel jest wytwarzany przez mechaniczną homogenizację i solubilizację pozbawionej komórek ludzkiej kory nerkowej ECM. Macierz zachowuje natywne proporcje białka ECM w korze nerkowej, jednocześnie umożliwiając żelowanie do fizjologicznych sztywności mechanicznych. Hydrożel służy jako substrat, na którym komórki pochodzące z kory nerkowej mogą być utrzymywane w warunkach fizjologicznych. Co więcej, składem hydrożelu można manipulować w celu modelowania chorego środowiska, co umożliwia przyszłe badania nad chorobami nerek.

Wprowadzenie

Macierz zewnątrzkomórkowa (ECM) dostarcza ważnych biofizycznych i biochemicznych wskazówek do utrzymania homeostazy tkanek. Złożony skład molekularny reguluje zarówno właściwości strukturalne, jak i funkcjonalne tkanki. Białka strukturalne zapewniają komórkom świadomość przestrzenną i umożliwiają adhezję i migrację1. Związane ligandy oddziałują z receptorami na powierzchni komórki, aby kontrolować zachowanie komórki2. ECM nerki zawiera mnóstwo cząsteczek, których skład i struktura różnią się w zależności od lokalizacji anatomicznej, etapu rozwoju i stanu choroby3,4. Rekapitulacja złożoności ECM jest kluczowym aspektem w badaniu komórek pochodzących z nerek in vitro.

Poprzednie próby replikacji mikrośrodowisk ECM skupiały się na decellularizacji całej tkanki w celu stworzenia rusztowań zdolnych do recellularizacji. Decelularyzacja została przeprowadzona za pomocą detergentów chemicznych, takich jak dodecylosiarczan sodu (SDS) lub detergenty niejonowe, i wykorzystuje metody perfuzji całego narządu lub zanurzenia i mieszania5,6,7,8,9,10,11,12,13. Prezentowane tutaj rusztowania zachowują strukturalne i biochemiczne wskazówki znajdujące się w natywnej tkance ECM; Co więcej, recelularyzacja komórkami specyficznymi dla dawcy ma znaczenie kliniczne w chirurgii rekonstrukcyjnej14,15,16,17,18,19. Rusztowania te są jednak pozbawione elastyczności strukturalnej i dlatego są niekompatybilne z wieloma obecnie stosowanymi urządzeniami do badań in vitro. Aby przezwyciężyć to ograniczenie, wiele grup dalej przetwarzało zdecelularyzowany ECM na hydrożele20,21,22,23,24. Te hydrożele są kompatybilne z formowaniem wtryskowym i biotuszem oraz omijają ograniczenia przestrzenne w skali mikrometrycznej, które rusztowania bezkomórkowe nakładają na komórki. Ponadto zachowany jest skład molekularny i proporcje występujące w natywnym ECM3,25. Tutaj demonstrujemy metodę wytwarzania hydrożelu pochodzącego z kory nerkowej ECM (kECM).

Celem tego protokołu jest wyprodukowanie hydrożelu, który replikuje mikrośrodowisko obszaru kory nerkowej. Tkanka kory nerkowej jest decelularyzacja w 1% roztworze SDS pod ciągłym mieszaniem w celu usunięcia materii komórkowej. SDS jest powszechnie stosowany do decelularyzacji tkanek ze względu na jego zdolność do szybkiego usuwania immunologicznego materiału komórkowego6,7,9,26. kECM jest następnie poddawany mechanicznej homogenizacji i liofilizacji5,6,9,11,26. Solubilizacja w mocnym kwasie z pepsyną daje końcowy roztwór podstawowy hydrożelu20,27. Natywne białka kECM, które są ważne dla wsparcia strukturalnego i transdukcji sygnału, są zachowywane3,25. Hydrożel może być również żelowany z dokładnością do jednego rzędu wielkości rodzimej ludzkiej kory nerkowej28,29,30. Macierz ta zapewnia środowisko fizjologiczne, które zostało wykorzystane do utrzymania stanu spoczynku komórek specyficznych dla nerek w porównaniu z hydrożelami z innych białek macierzy. Co więcej, składem matrycy można manipulować, na przykład poprzez dodanie kolagenu-I, w celu modelowania środowisk chorobowych do badania zwłóknienia nerek i innych chorób nerek31,32.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Ludzkie nerki zostały wyizolowane przez LifeCenter Northwest zgodnie z wytycznymi etycznymi ustanowionymi przez Association of Organ Procurement Organizations. Niniejszy protokół jest zgodny z wytycznymi dotyczącymi opieki nad zwierzętami i hodowli komórkowych określonymi przez University of Washington.

1. Przygotowanie tkanki ludzkiej nerki

  1. Przygotowanie roztworu do decelularyzacji
    1. Sterylizować zlew o pojemności 50 mL oraz mieszadło magnetyczne 70 x 10 mm.
    2. W zlewie przygotować roztwór dodecylosiarczanu sodu (SDS) w stężeniu 1:10 (masa:objętość) w autoklawowanej wodzie dejonizowanej. Pozostawić roztwór na mieszadle magnetycznym przy prędkości ok. 20 rpm przez 24 h lub do całkowitego rozpuszczenia SDS.
      Uwaga: Zazwyczaj 250 mL 1% roztworu SDS wystarcza do decelularyzacji jednej ludzkiej nerki.
    3. Przenieść roztwór do sterylnego filtra próżniowego 50 mL i przefiltrować go do sterylnych, szczelnych pojemników.
  2. Obróbka tkanki nerkowej
    1. Umyć i autoklawować pęsetę, dwa zaciski hemostatyczne, nożyce ogólnego przeznaczenia, dwa uchwyty do ostrzy skalpela, zlew 10 mL przykryty folią aluminiową oraz mieszadło magnetyczne 36 x 9 mm.
    2. Wyłożyć dywanik chłonny w komorze z laminarnym przepływem powietrza. Umieścić w komorze zlew, sterylnąy naczynie do hodowli tkankowej (150 x 25 mm) oraz cały organ nerki. Napełnić zlew 50 mL 1% roztworu SDS.
      Uwaga: Ludzkie nerki otrzymano w lodu z LifeCenter NorthWest.
    3. Umieścić nerkę w sterylnym naczyniu do hodowli tkankowej (Rysunek 1A). Usunąć całą tkankę tłuszczową okołonerkową, delikatnie zeskrobując ją wokół torebki nerki za pomocą skalpela (Rysunek 1B).
    4. Za pomocą skalpela wykonać płytkie nacięcie o długości 8-10 cm w górnej części nerki, na tyle głębokie, aby przerwać ciągłość torebki nerkowej, ale nie uszkodzić leżącej pod nią tkanki kory. Usunąć torebkę nerkową, oddzielając ją od tkanki kory za pomocą dwóch zacisków hemostatycznych (Rysunek 1C).
    5. Przeciąć nerkę wzdłuż płaszczyzny czołowej, prowadząc skalpel wzdłuż bocznej strony nerki (Rysunek 1D). Wyizolować tkankę kory z obu połówek, wycinając region rdzeniowy skalpelem (Rysunek 1E), a następnie pokroić tkankę kory na kawałki o objętości 0,5 cm3 (Rysunek 1F). Usunąć wszystkie duże widoczne naczynia.
  3. Izolacja macierzy zewnątrzkomórkowej
    1. W komorze do hodowli tkankowej napełnić zlew 10 mL 50 mL 1% roztworu SDS. Umieścić pokrojoną tkankę kory oraz mieszadło magnetyczne w zlewie z roztworem SDS. Przykryć zlew autoklawowaną folią aluminiową i umieścić na mieszadle magnetycznym przy prędkości ok. 40 rpm poza komorą do hodowli tkankowej.
    2. Po 24 h przetrzymywania tkanki kory na mieszadle, przenieść zlew do komory do hodowli tkankowej i dodać sterylne sitko komórkowe 40 µm wykonane z nylonowej siatki. Napełnić osobny zlew 10 mL 20 mL wybielacza i umieścić go w komorze do hodowli tkankowej.
    3. Odessać roztwór SDS przez sitko komórkowe do zlewu z wybielaczem. Odessać cały roztwór SDS, aż w zlewie pozostanie jedynie decelularyzowana tkanka i sitko komórkowe.
      Uwaga: Sitko komórkowe powinno zapobiegać usuwaniu tkanki podczas aspiracji roztworu.
    4. Pozostawić sitko komórkowe w zlewie i napełnić go 500 mL świeżego roztworu SDS. Przykryć zlew tą samą folią aluminiową i umieścić na mieszadle magnetycznym z taką samą prędkością jak poprzednio.
    5. Powtarzać kroki 1.3.1-1.3.3 co 24 godziny ze świeżym roztworem SDS przez łącznie pięć dni.
    6. Płukać decelularyzowaną tkankę autoklawowaną wodą DI co 24 h przez łącznie 3 dni, stosując technikę opisaną w krokach 1.3.1-1.3.3.
    7. Płukać decelularyzowaną tkankę wodą klasy do hodowli komórkowych co 24 h przez łącznie 2 dni, stosując technikę opisaną w krokach 1.3.1-1.3.3.
    8. Powtórzyć kroki 1.3.1-1.3.2. Przenieść decelularyzowaną tkankę (od tego momentu określaną jako kECM) do 30 mL samostojącej probówki stożkowej i napełnić ją wodą klasy do hodowli komórkowych tak, aby cała tkanka była zanurzona.

2. Przygotowanie roztworu zapasu hydrożelu

  1. Mechaniczne przetwarzanie tkanki decelularyzowanej
    1. W komorze z laminarnym przepływem powietrza należy mechanicznie zhomogenizować kECM w probówce stożkowej za pomocą homogenizatora do tkanek przez 2 min.
      Uwaga: Zhomogenizowana kECM powinna przypominać nieprzezroczysty roztwór bez widocznych fragmentów ECM.
    2. Zanurz probówkę stożkową zawierającą kECM w ciekłym azocie, aż do momentu ustania wrzenia wokół probówki. Przechowuj kECM w temperaturze -4 ˚C przez noc.
  2. Liofilizacja zamrożonej tkanki zdecelularyzowanej
    1. Lekko poluzować zakrętkę probówki stożkowej, aby umożliwić wymianę gazową, a następnie umieścić probówkę w liofilizatorze. Liofilizować kECM przez trzy dni lub do momentu, aż przyjmie postać drobnego białego proszku. Przechowywać w temperaturze -4 ˚C.
  3. Chemiczna digestia i solubilizacja żelu
    1. Zautoklawować fiolkę scyntylacyjną o pojemności 20 ml wraz z nakrętką, mieszadło magnetyczne o wymiarach 15,9 x 7,9 mm oraz jedną parę pęset z cienkimi końcówkami.
    2. Zważ liofilizowaną kECM i oblicz objętość HCl oraz masę pepsyny niezbędną do rozpuszczenia kECM w celu przygotowania roztworu o stężeniu 3% (30 mg/ml), korzystając z następujących równań, gdzie mpepsyna masa pepsyny, mtkanka jest masą liofilizowanego tkanki, a VHCl objętość 0,01 N HCl wynosi:
      Równanie pomiaru pepsyny, \(m_{pepsin}(mg)=\frac{m_{tissue}(mg)}{10}\); wzór w badaniu biochemicznym.
      Wzór na objętość kwasu solnowodoru, \(V_{HCl}\), stosowany w analizie tkanek; równanie w mililitrach.
    3. W komorze z laminarnym przepływem powietrza do fiolki scyntylacyjnej należy dodać pepsynę żołądkową wieprzową, 0,01 N HCl oraz mieszadło magnetyczne, a następnie pozostawić na mieszalce magnetycznej przy prędkości około 50 obr./min aż do całkowitego rozpuszczenia pepsyny. Następnie należy przenieść liofilizowaną kECM do fiolki scyntylacyjnej i pozostawić roztwór na mieszalce magnetycznej przy prędkości około 50 obr./min przez trzy dni.

3. Żelowanie hydrożelu

  1. Przygotowanie hydrożelu z macierzy pozakomórkowej (ECM) nerki
    1. Przeprowadź żelowanie hydrożelu poprzez zmieszanie roztworu zapasu hydrożelu kECM z 1 N NaOH, 10-krotnym suplementem do pożywki (M19) oraz pożywką do hodowli komórek. Wszystkie roztwory należy przechowywać w lodzie.
      Uwaga: Do hodowli komórkowej zastosowano końcowe stężenia żelu wynoszące 7,5 mg/ml. Do przedstawionych eksperymentów z hodowlą komórkową wystarczyła ilość 1 ml żelu kECM.
    2. Wyznacz objętość otrzymanego żelu kECM zdatnego do użycia oraz objętość wymaganego hydrożelu kECM z zapasu, korzystając z poniższego równania, gdzie Vostateczny czy objętość wytworzonego żelu, Vroztwór zapasowy kECM potrzebna objętość roztworu gęstego hydrożelu kECM, Croztwór stokowy kECM jest stężeniem roztworu zapasowego hydrożelu kECM, a Costateczny jaka jest koncentracja końcowego żelu:
      Równanie stężenia roztworu, wzór V_stock=C_final*V_final/C_stock, schemat chemiczny.
    3. Wyznaczyć objętość niezbędnych odczynników neutralizujących, korzystając z poniższych równań, gdzie VNaOH jest objętość 1 N NaOH, V10X czy objętość suplementu do pożywki M19 10X wynosi, i V1X objętość pożywki hodowlanej wynosi:
      Wzór na równowagę statyczną, równanie chemiczne V_NaOH=0.02*V_stock kECM, analiza edukacyjna.
      Równanie rozcieńczenia V<sub>10X</sub>=0,1*V<sub>stock</sub> do przygotowywania buforów, wzór chemiczny.
      Równanie bilansu objętości dla przygotowywania roztworów chemicznych, obejmujące V1X, Vfinal i VstockKECM.
    4. W komorze z laminarnym przepływem powietrza przenieść pipetą odczynniki neutralizujące (NaOH, M19 oraz pożywkę do hodowli komórkowej) do sterylnej, samostojącej probówki stożkowej o pojemności 30 ml. Wymieszać roztwór odczynnika neutralizującego za pomocą mikrospatułki.
    5. Za pomocą sterylnej strzykawki o objętości 1 ml przenieś odpowiednią objętość roztworu stokowego hydrożelu kECM do roztworu odczynnika neutralizującego. Użyj mikroszpatułki, aby delikatnie wymieszać roztwór, aż do uzyskania jednorodnego pod względem koloru roztworu hydrożelu.
      Uwaga: Aby uniknąć powstawania pęcherzyków powietrza, należy mieszać roztwór powoli i delikatnie.
    6. Aby włączyć komórki do hydrożelu kECM, należy odjąć 10 µL pożywek do hodowli komórkowych (V1X) z obliczeń objętości roztworu neutralizującego w kroku 3.1.1.3.
      1. Resuspender komórki w 10 µL pożywek do hodowli komórkowej. Wyznaczyć liczbę komórek do zawieszenia, korzystając z następującego równania, gdzie #komórki oznacza liczbę komórek do zawieszenia oraz Vostateczny czy objętość otrzymanego żelu wynosi:
        Równanie liczby komórek, \( \#komórek = 30 0 \frac{komórek}{mL} \times V_{końcowe}(mL) \); obliczenia według wzoru.
        Uwaga: 30 0 komórek/ml to stężenie komórek zastosowane w żelu kECM.
      2. Pipetuj 10 µL zawiesiny komórkowej do końcowego żelu kECM po zmieszaniu roztworu zapasowego kECM z roztworem odczynnika neutralizującego. Mieszać roztwór mikroszpatułką aż do równomiernego rozłożenia komórek.
  2. Używając strzykawki o pojemności 1 ml, napełnij wybrany aparat do hodowli komórek hydrożelem kECM.
  3. Pozostawić żel do stężenia w temperaturze 37 ˚C przez 1 h przed przeniesieniem lub wysianiem komórek.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Hydrożel kECM stanowi macierz do hodowli komórek nerek o składzie chemicznym zbliżonym do natywnego mikrośrodowiska nerek. Aby wytworzyć hydrożel, tkankę kory nerek izoluje się mechanicznie z całego narządu i tnie na kawałki (Rycina 1). Decelularyzacja przy użyciu detergentu chemicznego (Rycina 2A.1-A.3) i następujące po niej płukanie wodą w celu usunięcia cząsteczek detergentu (Rycina 2A

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Matryce dostarczają ważnych wskazówek mechanicznych i chemicznych, które regulują zachowanie komórki. Syntetyczne hydrożele są w stanie wspierać złożone trójwymiarowe wzory, ale nie zapewniają różnorodnych sygnałów zewnątrzkomórkowych występujących w mikrośrodowiskach macierzy fizjologicznej. Hydrożele pochodzące z natywnego ECM są idealnymi materiałami zarówno do badań in vivo, jak i in vitro. W poprzednich badaniach wykorzystano bezkomórkowe hydrożele ECM do powlekania syntetycznych biomateriałów w ce...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy chcieliby podziękować Lynn and Mike Garvey Imaging Laboratory w Instytucie Komórek Macierzystych i Medycyny Regeneracyjnej oraz LifeCenter NorthWest. Chcieliby również podziękować za wsparcie finansowe w postaci grantów National Institutes of Health, UH2/UH3 TR000504 (dla J.H.) i DP2DK102258 (dla Y.Z.), stypendium szkoleniowego NIH T32 DK0007467 (dla R.J.N.) oraz nieograniczonego daru od Northwest Kidney Centers dla Instytutu Badań nad Nerkami.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Przygotowanie tkanki nerkowej
5000 mL ZlewkaSigma-AldrichZ740589
Dodecyl siarczan sodu (SDS)Sigma-Aldrich436143
Sterylny H2OAutoklawizowany DI H2O
Stir Bar (70 x 10 mm)Fisher Science14-512-128
Filtr próżniowy 500 mlVWR97066-202
Płytka mieszającaSigma-AldrichCLS6795420D
1000 ml ZlewkaSigma-AldrichCLS10031L
KleszczeSigma-AldrichF4642Można użyć dowolnych podobnych kleszczyków
Zacisk hemostat z uchwytem nożycowymSigma-AldrichZ168866
Nożyczki preparacyjneSigma-AldrichZ265977
rękojeść do skalpela, nr 4VWR25859-000Można użyć każdej podobnej rękojeści skalpela
Ostrze skalpela, nr 20VWR25860-020Można użyć dowolnego podobnego ostrza skalpela
Mieszadło (38,1 x 9,5 mm)Fisher Science14-513-52
Chłonny podkładVWR82020-845
Szalka Petriego (150 x 25 mm)Corning430597
Autoklawowalny worek na zagrożenia biologiczneVWR14220-026
Sterylne sitko do komórek (40 um)Fisher Science22-363-547
Hyklon wodny klasy hodowli komórkowychSH30529.03
30 ml Wolnostojąca rurkaVWR89012-778
Produkcja homogenizatora tkankowego ECM Gel
TissuePolytronPCU-20110
LiofilizatorLabconco7670520
20 ml szklane fiolki scyntylacyjne i nakrętkaSigma-AldrichV7130
Stir Bar (15,9 x 8 mm)Fisher Science14-513-62
Pepsyna z błony śluzowej żołądka świniSigma-AldrichP7012
0,01 N HClSigma-Aldrich320331Rozcieńczyć do 0,01 N HCl za pomocą kultury komórkowej woda
Nerki ECM Gelation
1 N NaOH (sterylny)Sigma-Aldrich415413Rozcieńczyć do 1 N w wodzie klasy hodowli komórkowej
Medium 199Sigma-AldrichM4530
15 ml Probówka stożkowaThermoFisher339651
Pożywka do hodowli komórkowychThermoFisher11330.032Zmodyfikowane podłoże Eagle firmy Dulbecco: Mieszanina składników odżywczych F-12 (DMEM/F12)
Surowica bydlęca płodu (FBS)Gibco10082147
Antybiotyk-Antybiotyk 100XLife Technologies15240-062
Insulina, transferyna, selen, roztwór pirogronianu sodu ( ITS-A) 100XLife Technologies51300-044
1 mL StrzykawkaSigma-AldrichZ192325
MikroszpatułkaSigma-AldrichZ193208

Bibliografia

  1. Lelongt, B., Ronco, P. Role of extracellular matrix in kidney development and repair. Pediatric Nephrology. 18 (8), 731-742 (2003).
  2. Yue, B. Biology of the Extracellular Matrix: An Overview. Journal of Glaucoma. 23, S20-S23 (2014).
  3. Miner, J. H. Renal basement membrane components. Kidney International. 56 (6), 2016-2024 (1999).
  4. Petrosyan, A., et al. Decellularized Renal Matrix and Regenerative Medicine of the Kidney: A Different Point of View. Tissue Engineering Part B. 22 (3), 183-192 (2016).
  5. Caralt, M., et al. Optimization and Critical Evaluation of Decellularization Strategies to Develop Renal Extracellular Matrix Scaffolds as Biological Templates for Organ Engineering and Transplantation. American Journal of Transplantation. 15 (1), 64-75 (2015).
  6. Nakayama, K. H., Batchelder, C. A., Lee, C. I., Tarantal, A. F. Decellularized rhesus monkey kidney as a three-dimensional scaffold for renal tissue engineering. Tissue Engineering Part A. 16 (7), 2207-2216 (2010).
  7. Nakayama, K. H., Lee, C. C. I., Batchelder, C. A., Tarantal, A. F. Tissue Specificity of Decellularized Rhesus Monkey Kidney and Lung Scaffolds. Public Library of Science ONE. 8 (5), (2013).
  8. Orlando, G., et al. Production and implantation of renal extracellular matrix scaffolds from porcine kidneys as a platform for renal bioengineering investigations. Annals of Surgery. 256 (2), 363-370 (2012).
  9. Sullivan, D. C., et al. Decellularization methods of porcine kidneys for whole organ engineering using a high-throughput system. Biomaterials. 33 (31), 7756-7764 (2012).
  10. Choi, S. H., et al. Development of a porcine renal extracellular matrix scaffold as a platform for kidney regeneration. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 103 (4), 1391-1403 (2015).
  11. Ross, E. A., et al. Mouse stem cells seeded into decellularized rat kidney scaffolds endothelialize and remodel basement membranes. Organogenesis. 8 (2), 49-55 (2012).
  12. Nagao, R. J., et al. Decellularized Human Kidney Cortex Hydrogels Enhance Kidney Microvascular Endothelial Cell Maturation and Quiescence. Tissue Engineering Part A. 22 (19-20), 1140-1150 (2016).
  13. Gupta, S. K., Mishra, N. C., Dhasmana, A. Decellularization Methods for Scaffold Fabrication. Methods in Molecular Biology. , 1-10 (2017).
  14. Hudson, T., et al. Optimized Acellular Nerve Graft is Immunologically Tolerated and Supports Regeneration. Tissue Engineering. 10 (11), 1641-1651 (2004).
  15. Atala, A., Bauer, S. B., Soker, S., Yoo, J. J., Retik, A. B. Tissue-engineered autologous bladders for patients needing cystoplasty. Lancet. 367 (9518), 1241-1246 (2006).
  16. Ott, H. C., et al. Perfusion-decellularized matrix: using nature's platform to engineer a bioartificial heart. Nature Medicine. 14 (2), 213-221 (2008).
  17. Uygun, B., et al. Organ reengineering through development of a transplantable recellularied liver graft using decellularized liver matrix. Nature Medicine. 16 (7), 814-820 (2010).
  18. Nagao, R. J., et al. Preservation of Capillary-beds in Rat Lung Tissue Using Optimized Chemical Decellularization. Journal of Materials Chemistry B. 1 (37), 4801-4808 (2013).
  19. Song, J. J., et al. Regeneration and experimental orthotopic transplantation of a bioengineered kidney. Nature Medicine. 19 (5), 646-651 (2013).
  20. Freytes, D. O., Martin, J., Velankar, S. S., Lee, A. S., Badylak, S. F. Preparation and rheological characterization of a gel form of the porcine urinary bladder matrix. Biomaterials. 29 (11), 1630-1637 (2008).
  21. Wolf, M. T., et al. A hydrogel derived from decellularized dermal extracellular matrix. Biomaterials. 33 (29), 7028-7038 (2012).
  22. Fisher, M. B., et al. Potential of healing a transected anterior cruciate ligament with genetically modified extracellular matrix bioscaffolds in a goat model. Knee Surgery, Sports Traumatology, Arthroscopy. 20 (7), 1357-1365 (2012).
  23. Ghuman, H., et al. ECM hydrogel for the treatment of stroke: Characterization of the host cell infiltrate. Biomaterials. 91, 166-181 (2016).
  24. Rijal, G. The decellularized extracellular matrix in regenerative medicine. Regenerative Medicine. 12 (5), 475-477 (2017).
  25. Lennon, R., et al. Global Analysis Reveals the Complexity of the Human Glomerular Extracellular Matrix. Journal of the American Society of Nephrology. 25 (5), 939-951 (2014).
  26. Bonandrini, B., et al. Recellularization of Well-Preserved Acellular Kidney Scaffold Using Embryonic Stem Cells. Tissue Engineering Part A. 20 (9-10), 1486-1498 (2014).
  27. O'Neill, J. D., Freytes, D. O., Anandappa, A. J., Oliver, J. A., Vunjak-Novakovic, G. V. The regulation of growth and metabolism of kidney stem cells with regional specificity using extracellular matrix derived from kidney. Biomaterials. 34 (38), 9830-9841 (2013).
  28. Streitberger, K. -J., et al. High-resolution mechanical imaging of the kidney. Journal of Biomechanics. 47 (3), 639-644 (2014).
  29. Bensamoun, S. F., et al. Stiffness imaging of the kidney and adjacent abdominal tissues measured simultaneously using magnetic resonance elastography. Clinical Imaging. 35 (4), 284-287 (2011).
  30. Moon, S. K., et al. Quantification of Kidney Fibrosis Using Ultrasonic Shear Wave Elastography. Journal of Ultrasound in Medicine. 34, 869-877 (2015).
  31. Genovese, F., Manresa, A. A., Leeming, D. J., Karsdal, M. A., Boor, P. The extracellular matrix in the kidney: a source of novel non-invasive biomarkers of kidney fibrosis? Fibrogenesis & Tissue Repair. 7 (1), (2014).
  32. Hewitson, T. D. Fibrosis in the kidney: is a problem shared a problem halved? Fibrogenes & Tissue Repair. 5 (1), S14(2012).
  33. Wolf, M. T., et al. Polypropylene surgical mesh coated with extracellular matrix mitigates the host foreign body response. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 102 (1), 234-246 (2014).
  34. Faulk, D. M., et al. ECM hydrogel coating mitigates the chronic inflammatory response to polypropylene mesh. Biomaterials. 35 (30), 8585-8595 (2014).
  35. Jeffords, M. E., Wu, J., Shah, M., Hong, Y., Zhang, G. Tailoring Material Properties of Cardiac Matrix Hydrogels To Induce Endothelial Differentiation of Human Mesenchymal Stem Cells. ACS Applied Materials & Interfaces. 7 (20), 11053-11061 (2015).
  36. Kim, M. -S., et al. Differential Expression of Extracellular Matrix and Adhesion Molecules in Fetal-Origin Amniotic Epithelial Cells of Preeclamptic Pregnancy. Public Library of Science ONE. 11 (5), e0156038(2016).
  37. Paduano, F., Marrelli, M., White, L. J., Shakesheff, K. M., Tatullo, M. Odontogenic Differentiation of Human Dental Pulp Stem Cells on Hydrogel Scaffolds Derived from Decellularized Bone Extracellular Matrix and Collagen Type I. Public Library of Science ONE. 11 (2), e0148225(2016).
  38. Viswanath, A., et al. Extracellular matrix-derived hydrogels for dental stem cell delivery. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 105 (1), 319-328 (2017).
  39. Uriel, S., et al. Extraction and Assembly of Tissue-Derived Gels for Cell Culture and Tissue Engineering. Tissue Engineering Part C Methods. 15 (3), 309-321 (2009).
  40. Saldin, L. T., Cramer, M. C., Velankar, S. S., White, L. J., Badylak, S. F. Extracellular matrix hydrogels from decellularized tissues: Structure and function. Acta Biomaterialia. 49, 1-15 (2017).
  41. Faust, A., et al. Urinary bladder extracellular matrix hydrogels and matrix-bound vesicles differentially regulate central nervous system neuron viability and axon growth and branching. Journal of Biomaterials Applications. 31 (9), 1277-1295 (2017).
  42. Pouliot, R. A., et al. Development and characterization of a naturally derived lung extracellular matrix hydrogel. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 104 (8), 1922-1935 (2016).
  43. Pati, F., et al. Printing three-dimensional tissue analogues with decellularized extracellular matrix bioink. Nature Communications. 5, 3935(2014).
  44. Pati, F., et al. Biomimetic 3D tissue printing for soft tissue regeneration. Biomaterials. 62, 164-175 (2015).
  45. Wang, R. M., Christman, K. L. Decellularized myocardial matrix hydrogels: In basic research and preclinical studies. Advanced Drug Delivery Reviews. 96, 77-82 (2016).
  46. Jang, J., et al. 3D printed complex tissue construct using stem cell-laden decellularized extracellular matrix bioinks for cardiac repair. Biomaterials. 112, 264-274 (2017).
  47. Frantz, C., Stewart, K. M., Weaver, V. M. The extracellular matrix at a glance. Journal of Cell Science. 123 (Pt 24), 4195-4200 (2010).
  48. Mouw, J. K., Ou, G., Weaver, V. M. Extracellular matrix assembly: a multiscale deconstruction. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 15 (12), 771-785 (2014).
  49. Bonnans, C., Chou, J., Werb, Z. Remodelling the extracellular matrix in development and disease. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 15 (12), 786-801 (2014).
  50. Hinderer, S., Layland, S. L., Schenke-Layland, K. ECM and ECM-like materials - Biomaterials for applications in regenerative medicine and cancer therapy. Advanced Drug Delivery Reviews. 97, 260-269 (2016).
  51. Uriel, S., et al. The role of adipose protein derived hydrogels in adipogenesis. Biomaterials. 29 (27), 3712-3719 (2008).
  52. Singelyn, J. M., et al. Naturally derived myocardial matrix as an injectable scaffold for cardiac tissue engineering. Biomaterials. 30 (29), 5409-5416 (2009).
  53. Medberry, C. J., et al. Hydrogels derived from central nervous system extracellular matrix. Biomaterials. 34 (4), 1033-1040 (2013).
  54. Loneker, A. E., Faulk, D. M., Hussey, G. S., D'Amore, A., Badylak, S. F. Solubilized liver extracellular matrix maintains primary rat hepatocyte phenotype in-vitro. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 104 (4), 957-965 (2016).
  55. Hill, R. C., Calle, E. A., Dzieciatkowska, M., Niklason, L. E., Hansen, K. C. Quantification of extracellular matrix proteins from a rat lung scaffold to provide a molecular readout for tissue engineering. Molecular & Cellular Proteomics. 14 (4), 961-973 (2015).
  56. Li, Q., et al. Proteomic analysis of naturally-sourced biological scaffolds. Biomaterials. 75, 37-46 (2016).
  57. Tanaka, T., Yada, R. Y. N-terminal portion acts as an initiator of the inactivation of pepsin at neutral pH. Protein Engineering. 14 (9), 669-674 (2001).
  58. Ligresti, G., et al. A Novel Three-Dimensional Human Peritubular Microvascular System. Journal of the American Society of Nephrology. 27 (8), 2370-2381 (2016).
  59. Mozes, M. M., Böttinger, E. P., Jacot, T. A., Kopp, J. B. Renal expression of fibrotic matrix proteins and of transforming growth factor-beta (TGF-beta) isoforms in TGF-beta transgenic mice. Journal of the American Society of Nephrology. 10 (2), 271-280 (1999).
  60. Romanowicz, L., Galewska, Z. Extracellular matrix remodeling of the umbilical cord in pre-eclampsia as a risk factor for fetal hypertension. Journal of Pregnancy. 2011, 542695(2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

ECM kory nerekhydro el macierzy pozakom rkowejtkanka decelularyzowanahomogenizacja tkankiproces liofilizacjitrawienie pepsynprotok elowaniadetekcja kolagenu IVludzkie kom rki nerkowemikrofizjologiczne systemy
Wytwarzanie hydrożelu pochodzącego z macierzy zewnątrzkomórkowej kory nerkowej
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.