Ten protokół opisuje wszczepienie szklanego okienka do rdzenia kręgowego myszy w celu ułatwienia wizualizacji za pomocą mikroskopii przyżyciowej.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Laminektomia i implantacja okienka rdzenia kręgowego u myszy
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Ten protokół opisuje metodę laminektomii rdzenia kręgowego i implantacji szklanego okienka do obrazowania in vivo rdzenia kręgowego myszy. Zintegrowany parownik cyfrowy służy do uzyskania stabilnej płaszczyzny znieczulenia przy niskim natężeniu przepływu izofluranu. Usuwa się pojedynczy kręgosłup kręgowy, a na cienkie podłoże agarozowe nakłada się dostępne w handlu szkło nakrywkowe. Wydrukowana w 3D plastikowa płyta tylna jest następnie mocowana do sąsiednich kolców kręgowych za pomocą kleju tkankowego i cementu dentystycznego. Platforma stabilizująca służy do redukcji artefaktów ruchowych spowodowanych oddychaniem i biciem serca. Ta szybka i bezzaciskowa metoda doskonale nadaje się do ostrej wielofotonowej mikroskopii fluorescencyjnej. Uwzględniono reprezentatywne dane dotyczące zastosowania tej techniki do mikroskopii dwufotonowej układu naczyniowego rdzenia kręgowego u myszy transgenicznych wykazujących ekspresję eGFP:Claudin-5 - białka o ścisłym połączeniu.
Wprowadzenie
Transgeniczne modele zwierzęce wyrażające białka fluorescencyjne, w połączeniu z mikroskopią przyżyciową, stanowią potężną platformę do zajmowania się biologią i patofizjologią. Aby zastosować te techniki do rdzenia kręgowego, wymagane są specjalistyczne protokoły przygotowujące rdzeń kręgowy do obrazowania. Jedną z takich strategii jest przeprowadzenie laminektomii i implantacji okienka rdzenia kręgowego. Kluczowe cechy idealnego protokołu laminektomii do mikroskopii obejmują zachowanie natywnej struktury i funkcji tkanki, stabilność pola obrazowania, szybki czas przetwarzania i powtarzalność wyników. Szczególnym wyzwaniem jest ustabilizowanie pola obrazowania przed ruchem wywołanym oddychaniem i biciem serca. Zgłoszono wiele strategii ex vivo i in vivo, aby osiągnąć te cele1,2,3,4,5. Większość metod in vivo polega na zaciskaniu boków kręgosłupa2,4 i często następuje po wszczepieniu sztywnego metalowego aparatu3,4 w celu zapewnienia stabilności podczas operacji i dalszych zastosowań obrazowania. Zaciśnięcie kręgosłupa może potencjalnie zagrozić przepływowi krwi i wywołać przebudowę białka bariery krew-mózg (BBB).
Celem tej metody jest udostępnienie nienaruszonego rdzenia kręgowego do obrazowania optycznego u żywej myszy, przy jednoczesnym zminimalizowaniu inwazyjności protokołu i poprawie wyników. Opisujemy pojedynczą laminektomię i zabieg implantacji szkła nakrywkowego w połączeniu z minimalnie inwazyjną owalną plastikową płytą tylną wydrukowaną w 3D, która nadal osiąga solidną stabilność mechaniczną. Tylna płytka jest bezpośrednio przylegająca do przedniego i tylnego kręgosłupa za pomocą cementu dentystycznego. Płyta tylna jest wyposażona w boczne wysięgniki z otworami na, które sztywno mocuje się do stolika mikroskopu za pomocą metalowego ramienia. To skutecznie zakotwicza nienaruszony przedni i tylny kręg w stoliku mikroskopu, zapewniając mechaniczny opór artefaktowi ruchu, który w przeciwnym razie zostałby wprowadzony przez oddychanie i bicie serca. Metoda została zoptymalizowana pod kątem laminektomii pojedynczego kręgu na poziomie klatki piersiowej 12, z pominięciem klamer stosowanych w alternatywnych strategiach stabilności podczas obrazowania in vivo. Procedura jest szybka, trwa około 30 minut na mysz.
Ten protokół może być używany do badania mechanizmów chorobowych BBB. Bariera krew-mózg to dynamiczny układ mikronaczyniowy składający się z komórek śródbłonka, mięśni gładkich naczyń krwionośnych, perycytów i wyrostków stopy astrocytów, które zapewniają wysoce selektywne środowisko dla ośrodkowego układu nerwowego (OUN). Reprezentatywne dane obrazują zastosowanie tego protokołu u transgenicznych myszy zmodyfikowanych do ekspresji wzmocnionego białka zielonej fluorescencji (eGFP): Claudin-5, białka ścisłego połączenia BBB. Dostarczone pliki do drukowania na płycie tylnej można również dostosować do alternatywnych zastosowań.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie eksperymenty są zgodne z protokołami Komitetu ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Illinois, Chicago. Jest to procedura terminalna.
1. Przygotowanie odczynnika
- Przygotować sztuczny płyn mózgowo-rdzeniowy (aCSF) zawierający 125 mM NaCl, 5 mM KCl, 10 mM glukozy, 10 mM HEPES, 2 mM MgCl2·6H2O, 2 mM CaCl2·2H2O w ddH2O. Sterylny filtr i zamrozić w podwielokrotnościach do indywidualnego użytku. Przed użyciem podgrzać płyn CSF w łaźni wodnej do temperatury 39 °C.
- Ciepła agaroza o niskiej temperaturze topnienia (2%) w płynie CSF aż do całkowitego rozpuszczenia w łaźni wodnej ustawionej na 65 °C. Podczas laminektomii schłodzić podwielokrotność stopionej agarozy do temperatury 39 °C w łaźni wodnej, tak aby była gotowa w temperaturze bliskiej fizjologicznej do etapu 5.2.
Uwaga: Roztwór agarozy może być przechowywany w temperaturze -20 °C w podwielokrotnościach jednorazowego użytku. - Przygotować sterylne 50 mg/ml karprofenu w wodzie bakteriostatycznej. Przechowywać w temperaturze 4 °C.
- Wyczyść okulary nakrywkowe 70% etanolem, trzykrotnie praj ddH2O i przechowuj w suchym miejscu w pojemniku bezpyłowym.
2. Druk 3D na płycie tylnej
- Oprogramowanie CAD 3D służy do tworzenia modelu do wymiarów pokazanych na Rysunek 1. Wnętrze jest elipsą najszerszą na dolnej powierzchni w stosunku do drukarki i przeciętą cięciem wyciągniętym do mniejszej elipsy tworzącej prześwit na przeciwległej powierzchni. Dwa wystające ramiona z otworami do mocowania wysuwają się na boki, do zamocowania do widelca mocującego tylną płytę. Na podstawie tej struktury 3D utwórz triangulowany plik siatki 3D (. Plik STL).
Uwaga: Zobacz Rysunek 1B\u2012D oraz pliki uzupełniające 1 i 2. - Prześlij plik triangulowanej siatki 3D do drukarki 3D.
- Drukuj płyty tylne za pomocą dyszy hot-end 0,4 mm i warstwy o wysokości 0,2 mm. Wybierz temperaturę dyszy 205 °C, temperaturę stołu 45 °C i prędkość drukowania 45 mm/s.
- Oceń wizualnie powstałe drukowane w 3D płyty tylne pod kątem integralności strukturalnej (Rysunek 1E); poważne uszkodzenie strukturalne (brak prześwitu, zapadnięta ściana) wskazuje na wady druku ( Rysunek 1F).
3. Przygotowanie chirurgiczne
- Rozgrzej poduszkę grzewczą.
- Załadować izofluran do strzykawki dostarczającej podczas pracy w dygestorii chemicznej. Podłączyć strzykawkę do jednostki izofluranu.
- Wybierz 8-12-tygodniową mysz. Zważ zwierzę. Wywołać znieczulenie za pomocą 2% izofluranu w komorze indukcyjnej. Karprofen należy wstrzykiwać podskórnie w dawce 5 mg/kg mc.
- Ustawić stożek nosowy i dostarczyć izofluran w dawce 2% z natężeniem przepływu 150 ml / min w celu utrzymania chirurgicznej płaszczyzny znieczulenia (Rysunek 2A\u2012E). Owiń poduszkę grzewczą jednorazową wkładką chłonną, aby ułatwić czyszczenie.
- Umieść zwierzę na poduszce grzewczej przy stanowisku chirurgicznym i zainstaluj stożek nosowy. Nasmaruj termometr wazeliną i włóż go 5 mm do odbytnicy. Przyklej sondę termometru do ogona, aby zapewnić stabilność. Nałóż maść okulistyczną na oczy myszy.
- Aby utrzymać nawilżenie, należy stosować 200 μl roztworu Ringera z mleczanami we wstrzyknięciu podskórnym co 30 minut, aż do zakończenia eksperymentu.
- Spryskaj grzbiet 70% etanolem, usuń sierść maszynką do strzyżenia i oczyść miejsce jodowidonem.
4. Laminektomia
- Umieść zwierzę między nausznikami, które utrzymują pozycję głowy myszy w stosunku do stożka nosowego.
- Upewnij się, że zwierzę jest głęboko znieczulone, co ocenia się na podstawie braku międzypalcowego odruchu szczypania i stałego wzorca oddechowego.
- Wykonaj 1,5 cm nacięcie rostralno-ogonowe na linii środkowej nad dolną częścią klatki piersiowej / górnej części lędźwiowej za pomocą ostrza #11 (Rysunek 2). Oddziel skórę, chwytając ją kleszczami zębatymi i/lub palcami w rękawiczkach. Użyj kleszczy, aby oddzielić i odkleić pozostałą przezroczystą tkankę łączną pod skórą. Mięśnie powierzchowne powinny być teraz odsłonięte; Wymień to za pomocą piankowej włóczni chirurgicznej.
- Użyj piankowych włóczni chirurgicznych (lub kirety), aby usunąć pozostałe, głębsze mięśnie kręgu docelowego (klatka piersiowa 12). Aby stworzyć miejsce dla tylnej płyty, usuń również mięśnie z tylnej części klatki piersiowej 11 i przedniej części klatki piersiowej 13. Zatamuj krwawienie, wywierając delikatny nacisk włócznią chirurgiczną lub użyj minimalnego impulsu za pomocą pistoletu do kauteryzacji. Kontynuuj usuwanie pozostałego mięśnia z dala od ścięgien za pomocą kleszczy
- Po usunięciu mięśni ostrożnie odłącz ścięgna, przecinając je kleszczami. Po zakończeniu tego kroku powinno być dużo miejsca na wizualizację i manipulowanie przewodem. Sprawdź, czy opona twarda przestrzeni międzykręgowej, półprzezroczysta kość laminarna, centralne powierzchowne naczynie krwionośne pod kością i przednia tętnica promieniująca są teraz wyraźnie widoczne.
- Zwilż region ciepłym aCSF. Użyj mikrowiertła, aby powtarzalnie rozrzedzić kość laminarną za pomocą prostych pociągnięć równoległych do długiej osi rdzenia kręgowego (Rysunek 2, Rysunek 3). W razie potrzeby użyj stolika ślizgowego, aby obrócić platformę chirurgiczną w celu zwiększenia ergonomicznego komfortu (na przykład praworęczny operator może obrócić platformę chirurgiczną w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara w celu wykonania etapu wiercenia).
Uwaga: Zastosowany stopień ślizgowy jest zbudowany z górnej płyty aluminiowej, która przesuwa się o ±15 mm w stosunku do stałej płyty podstawy. - Delikatnie chwyć powierzchowny wyrostek kolczysty kleszczami i unieś kręg; kość powinna łatwo się unieść. Jeśli występuje opór, powtórz przerzedzenie kości za pomocą wiertła i, jeśli to konieczne, użyj nożyczek do tęczówki, uważając, aby skierować końcówki nożyczek do góry, aby uniknąć uszkodzenia tkanki.
Uwaga: Aby utrzymać oponę twardą w stanie nienaruszonym, ważne jest, aby nie ciągnąć za kość. - Użyj kleszczy #4, aby usunąć wszelkie odłamki kości. Użyj włóczni chirurgicznej, aby zastosować delikatny, stały nacisk, aby zatamować krwawienie. Opłucz chusteczkę ciepłym płynem CSF. Nie pozwól, aby tkanka wyschła.
5. Implantacja szkła nakrywkowego
- Delikatnie przyłóż borokrzemianową szklankę nakrywkową o grubości 3 mm na odsłonięty przewód.
- Upewnij się, że agaroza jest schłodzona do temperatury 39 °C. Za pomocą małej szpatułki nałóż ciepłe 2% agarozy/aCSF na krawędź szkła nakrywkowego i pozwól, aby działanie kapilarne wciągnęło go pod powierzchnię.
Uwaga: W temperaturach poniżej 39 °C agaroza może zacząć żelować. W takim przypadku podgrzej je w łaźni wodnej lub kuchence mikrofalowej. Niektórzy operatorzy wolą najpierw nałożyć jedną kroplę agarozy i położyć na niej szkło nakrywkowe. - Nałożyć klej tkankowy na odsłonięte kostne wyrostki stawowe nienaruszonego sąsiedniego kręgu na poziomie klatki piersiowej 11 kręgosłupa kręgowego i kręgosłupa piersiowego 13. Nałożyć dodatkowy klej tkankowy w pierścieniu wokół miejsca laminektomii, na sąsiednie ścięgno i wyrostek poprzeczny.
Uwaga: Klej tkankowy jest wymagany do prawidłowego przylegania cementu dentystycznego w kolejnych krokach. Wyrostki stawowe tworzą naturalne gniazdo, na którym płyta tylna może stabilnie spoczywać (Rysunek 3). Przyleganie do wyrostków stawowych będzie stanowić najmocniejsze punkty przywiązania. - Wymieszaj cement dentystyczny z przyspieszaczem w porcelanowej tacy. Użyj małej szpatułki, aby przenieść cement dentystyczny na warstwę kleju tkankowego. Użyj cementu dentystycznego, aby przykleić tylną płytę do pola operacyjnego, wyśrodkowaną nad oknem. Odczekaj 10 minut, aż cement dentystyczny się utwardzi .
Uwaga: Mocne przyleganie tylnej płytki do przednich i tylnych wyrostków stawowych zapewnia podstawową stabilność strukturalną implantu. - Użyj dodatkowego cementu dentystycznego, aby wypełnić wewnętrzną podstawę płyty tylnej i spód płyty tylnej: interfejs tkankowy.
Uwaga: Dodatkowe zastosowanie cementu dentystycznego poprawia przyczepność i zmniejsza ryzyko wycieku płynu zanurzeniowego (soli fizjologicznej) z obiektywu mikroskopu przez spód płyty tylnej. - Przesuń rozwidlony uchwyt płyty tylnej do odpowiedniej pozycji nad oknem. Przymocuj tylną płytę do uchwytu płyty tylnej za pomocą.
Uwaga: W tym protokole wykorzystano specjalnie obrobiony uchwyt płyty tylnej (Rysunek 2G\u2012H). - Nałóż sól fizjologiczną na tylną płytę, aby sprawdzić, czy nie ma wycieków. Jeśli dojdzie do wycieku płynu, osusz obszar i nałóż więcej cementu dentystycznego.
6. Przygotowanie do obrazowania
- Przenieś zwierzę na platformie operacyjnej na stół optyczny.
Uwaga: Nasza platforma chirurgiczna, uchwyt płyty tylnej i uchwyt stożka nosowego izofluranu mogą być transportowane między stacjami obrazowania chirurgicznego i dwufotonowego jako jedna jednostka, podczas ciągłego stosowania znieczulenia izofluranem (Rysunek 2D, H). Podobne jednostki można montować z wideł mocujących, belek i słupków wsporczych, które można uzyskać ze źródeł komercyjnych (np. ThorLabs). W przypadku mikroskopii przyżyciowej powinien być co najmniej 11 cali odstępu między obiektywem mikroskopu a stołem optycznym, aby dostosować się do wysokości platformy operacyjnej. - Przymocuj platformę chirurgiczną do stołu optycznego za pomocą słupka montażowego ze stali nierdzewnej i pogłębionego widelca zaciskowego.
- Nałóż świeżą sól fizjologiczną do studzienki płyty tylnej. Opuść soczewkę zanurzeniową w wodzie do studni.
- Użyj światła przechodzącego lub epifluorescencyjnego, aby zidentyfikować obszar zainteresowania i ostrości. Przełącz się w tryb skanowania laserowego i wykonaj obrazowanie in vivo zgodnie z odpowiednią długością fali wzbudzenia laserem dwufotonowym, dichroikami i filtrami pasmowoprzepustowymi dla fluoroforów obecnych w tissue6.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Zaimplantowane okna szklane oraz intravitalna mikroskopia dwufotonowa stanowią przydatne narzędzie do oceny dynamicznych zmian w białkach OUN. Na funkcjonalną integralność BBB wpływa ekspresja, lokalizacja subkomórkowa oraz tempo obrotu białek połączeń ścisłych7. Wcześniejsze badania wykazały, że białka połączeń ścisłych ulegają szybkiej i dynamicznej przebudowie w stanie stacjonarnym8. Opisana obecnie laminektomia i przygotowanie okna szkla...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Opisana tutaj metoda pozwala na stabilne obrazowanie rdzenia kręgowego u myszy przez szklane okienko. Metoda ta została zastosowana do oceny przebudowy BBB u transgenicznych myszy eGFP:Claudin5 +/, które wyrażają fluorescencyjne białko ścisłego połączenia BBB, ale może być równie dobrze zastosowana do badań dowolnych fluorescencyjnych białek lub komórek w rdzeniu kręgowym.
Opracowano wiele metod laminektomii i stabilizacji rdzenia kręgowego. Wszystkie protokoły dotyczą stabilizacji rdzenia krę...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
S.E. Lutz jest wspierany przez National Center for Advancing Translational Sciences, National Institutes of Health, w ramach Grantu KL2TR002002 oraz University of Illinois Chicago College of Medicine. Simon Alford jest wspierany przez RO1 MH084874. Wyłączną odpowiedzialność za treść ponoszą autorzy i niekoniecznie reprezentują one oficjalne poglądy NIH. Autorzy dziękują Dritan Agalliu z Wydziału Neurologii w Columbia University Medical Center za myszy Tg eGFP: Claudin-5, dyskusje naukowe i wgląd w rozwój protokołu chirurgicznego i aplikacji obrazowania. Autorzy dziękują Sunilowi P. Gandhiemu z Wydziału Neurobiologii i Zachowania Uniwersytetu Kalifornijskiego w Irvine za zaprojektowanie pierwszego prototypu aparatu stereotaktycznego i regulatora temperatury zwierząt, omówienie protokołu chirurgicznego i szkolenie w zakresie mikroskopii dwufotonowej. Autorzy dziękują również Steve'owi Pickensowi (W. Nuhsbaum, Inc.) za pomoc w dostosowaniu stereoskopu chirurgicznego oraz Ronowi Lipinskiemu (Whale Manufacturing) za obróbkę części stereotaktycznych.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Drukarka 3D | Raise3D | Pro2 | Do drukowania płyt tylnych |
| Filament do druku 3D PLA | Inland | PLA+-175-B | plastikowy materiał do druku 3D |
| Oprogramowanie CAD 3D Oprogramowanie | Dassault Systemes | Solidworks | służące do projektowania kształtów 3D |
| Oprogramowanie drukarki 3D | Raise3D | Ideamaker | używane do interfejsu z drukarką 3D |
| Drukowana w 3D owalna płyta tylna | niestandardowa | Stabilizujące pole obrazowania | |
| Chirurgiczny mikroskop preparacyjny | Leica | M205 C | Wyposażony w Leica FusionOptics, obiektyw Planapo 0,63x z serii M i stolik ślizgowy |
| Kamera mikroskopowa | Kolorowa kamera Leica | MC170 | HD do wizualizacji pola operacyjnego |
| Etap ślizgowy | Leica | 10446301 | Stopień ślizgowy zbudowany jest z dwóch metalowych płyt. Płyta podstawy jest zamocowana. Górna płyta przesuwa się po nasmarowanym interfejsie, aby umożliwić ruch obrotowy i liniowy. |
| Stacja chirurgiczna i widelec stabilizacyjny | Produkcja wielorybów | niestandardowa | laminektomia |
| Jednostka dostarczająca izofluran o niskim przepływie SomnoSuite | Kent Scientific | SS-01 | Podawanie znieczulenia chirurgicznego ze zintegrowanym waporyzatorem cyfrowym |
| Słupek montażowy ze stali nierdzewnej 1,5 cala | ThorLabs | P50/M | Do montażu stanowiska chirurgicznego na stole optycznym w celu obrazowania |
| dwufotonowegoWidelec zaciskowy z pogłębieniem do montażu 1,5" Słupek | ThorLabs | PF175 | Do stabilizacji stanowiska chirurgicznego Montaż na stole optycznym do obrazowania dwufotonowego |
| Idealna mikrowiertło do kości | Aparat Harvard | 72-6065 | Cieńsza kość do laminektomii |
| Kąpiel wodna | Fisher Scientific | 15-462-10 | Sól fizjologiczna rozgrzewająca |
| Pistolet do kauteryzacji | FST | 18010-00 | Kauteryzacja drobna spady |
| Poduszka grzewcza | Benchmark | BF11222 | Grzałka silikonowa 1,9" x 4,5" z 20" Przewody teflonowe, 10W, 5V |
| Sonda doodbytnicza z termosprzężeniem typu K | Physitemp | RET3 | Pomiar temperatury ciała myszy |
| wazelina wazelina | Sigma | 8009-03-8 | Smarująca sonda doodbytnicza |
| Regulator termiczny regulowany sprzężeniem zwrotnym | niestandardowy | NA | Dostępne na rynku alternatywy obejmują serię Physitemp TCAT |
| PVA Chirurgiczne włócznie do oczu | Beaver-visitec międzynarodowa | 40400-8 | Wchłanianie krwi |
| Trymer elektryczny | Wahl | 41590-0438 | Przycinanie futra myszy |
| Ostrze, #11 | FST | 14002-14 | Kleszcze do narzędzi chirurgicznych |
| , #5 | FST | 11254-20 | Kleszcze do narzędzi chirurgicznych |
| , #4 | FST | 14002-14 | Narzędzie chirurgiczne |
| Kleszcze zębate Titatnium | WPI | 555047FT | Narzędzie chirurgiczne |
| Tytanowe nożyczki do tęczówki | WPI | 555562S | Narzędzie chirurgiczne |
| Klej tkankowy Vetbond | 3M | 084-1469SB | Przygotowanie powierzchni tkanki pod akryl dentystyczny |
| Ceramiczna taca do mieszania | Jack Richeson | 420716 | Mieszanie dentystycznego środka akrylowego z akceleratorem |
| Akryl dentystyczny Orthojet | Lang Dental | 1520BLK, 1503BLK | Trwałe wiązanie tylnej płytki z tkanką |
| Małe okrągłe szkło nakrywkowe, grubość #1, 3 mm | Aparat Harvard | 64-0720 | Okno optyczne |
| NaCl | Fisher Scientific | 7647-14-5 | Dla aCSF |
| KCl | Fisher Scientific | 7447-40-7 | Dla aCSF |
| Glukoza | Fisher Scientific | 50-99-7 | Dla aCSF |
| HEPES | Sigma | 7365-45-9 | Dla aCSF |
| MgCl2& środkowa kropka; 6H2O | Fisher Scientific | 7791-18-6 | Dla aCSF |
| CaCl2· 2H2O | Fisher Scientific | 10035-04-8 | Dla aCSF |
| Karprofen | Rimadyl | QM01AE91 | Analgezja |
| Woda bakteriostatyczna | Henry | Schein 2587428 | Rozcieńczalnik do karprofenu |
| Izofluran | Henry Schein | 11695-6776-2 | Znieczulenie |
| Mleczanowy roztwór dzwonka | Baxter | 0338-0117-04 | Nawilżenie dla myszy |
| Agaroza High EEO | Sigma A9793 | żel punktowy 34-37 stopni C | |
| Okulistyczna maść nawilżająca | Akwa Tears | 68788-0697 | Zapobiegaj wysuszaniu rogówki |
| Mikroskop dwufotonowy MOM | Sutter |
Bibliografia
- Weinger, J. G., et al. Two-photon imaging of cellular dynamics in the mouse spinal cord. Journal of Visualized Experiments. (96), (2015).
- Davalos, D., Akassoglou, K. In vivo imaging of the mouse spinal cord using two-photon microscopy. Journal of Visualized Experiments. (59), (2012).
- Farrar, M. J., Schaffer, C. B. A procedure for implanting a spinal chamber for longitudinal in vivo imaging of the mouse spinal cord. Journal of Visualized Experiments. (94), (2014).
- Fenrich, K. K., Weber, P., Rougon, G., Debarbieux, F. Implanting glass spinal cord windows in adult mice with experimental autoimmune encephalomyelitis. Journal of Visualized Experiments. (82), e50826(2013).
- Figley, S. A., et al. A spinal cord window chamber model for in vivo longitudinal multimodal optical and acoustic imaging in a murine model. PLOS ONE. 8 (3), e58081(2013).
- Helmchen, F., Denk, W. Deep tissue two-photon microscopy. Nature Methods. 2 (12), 932-940 (2005).
- Liebner, S., et al. Functional morphology of the blood-brain barrier in health and disease. Acta Neuropathologica. 135 (3), 311-336 (2018).
- Shen, L., Weber, C. R., Turner, J. R. The tight junction protein complex undergoes rapid and continuous molecular remodeling at steady state. Journal of Cell Biology. 181 (4), 683-695 (2008).
- Knowland, D., et al. Stepwise recruitment of transcellular and paracellular pathways underlies blood-brain barrier breakdown in stroke. Neuron. 82, 1-15 (2014).
- Lutz, S. E., et al. Caveolin1 Is Required for Th1 Cell Infiltration, but Not Tight Junction Remodeling, at the Blood-Brain Barrier in Autoimmune Neuroinflammation. Cell Reports. 21 (8), 2104-2117 (2017).
- Harrison, M., et al. Vertebral landmarks for the identification of spinal cord segments in the mouse. Neuroimage. 68, 22-29 (2013).
- Cupido, A., Catalin, B., Steffens, H., Kirchhoff, F. Laser Scanning Microscopy and Quantitative Image Analysis of Neuronal Tissue. Bakota, L., Brandt, R. , Springer. New York. 37-50 (2014).
- Sekiguchi, K. J., et al. Imaging large-scale cellular activity in spinal cord of freely behaving mice. Nature Communications. 7, 11450(2016).
- Nadrigny, F., Le Meur, K., Schomburg, E. D., Safavi-Abbasi, S., Dibaj, P. Two-photon laser-scanning microscopy for single and repetitive imaging of dorsal and lateral spinal white matter in vivo. Physiological Research. 66 (3), 531-537 (2017).
- Adelsperger, A. R., Bigiarelli-Nogas, K. J., Toore, I., Goergen, C. J. Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats. Journal of Visualized Experiments. (115), (2016).
- Damen, F. W., Adelsperger, A. R., Wilson, K. E., Goergen, C. J. Comparison of Traditional and Integrated Digital Anesthetic Vaporizers. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 756-762 (2015).
- Miyamoto, K., et al. Selective COX-2 inhibitor celecoxib prevents experimental autoimmune encephalomyelitis through COX-2-independent pathway. Brain. 129 (Pt 8), 1984-1992 (2006).
- Muthian, G., et al. COX-2 inhibitors modulate IL-12 signaling through JAK-STAT pathway leading to Th1 response in experimental allergic encephalomyelitis. Journal of Clinical Immunology. 26 (1), 73-85 (2006).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
