Ten protokół przedstawia szczurzy model zapalenia torebki stawowej in vivo. Model obejmuje wewnętrzną stabilizację stawu ramiennego z mocowaniem szwem pozastawowym przez dłuższy czas, co skutkuje zmniejszeniem zakresu ruchu obrotowego (ROM) i zwiększoną sztywnością stawu.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Szczurzy model adhezyjnego zapalenia torebki barkowej
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Ta propozycja ma na celu stworzenie in vivo szczurzego modelu adhezyjnego zapalenia torebki stawowej do badania potencjalnych opcji leczenia tego schorzenia i innych etiologii porównywalnego zwłóknienia stawów. Model obejmuje pozastawowe unieruchomienie barku u szczurów poprzez szwy łopatki do kości ramiennej, co skutkuje wtórnym przykurczem bez naruszania przestrzeni śródstawowej i skutkuje zmniejszeniem rotacyjnej ROM i zwiększoną sztywnością stawów.
Na potrzeby tego badania użyliśmy 10 szczurów rasy Sprague-Dawley. Wyjściowe pomiary ROM wykonano przed unieruchomieniem kości ramiennej. Szczury poddano 8-tygodniowemu unieruchomieniu przed usunięciem szwów mocujących i oceniono zmiany w ROM i sztywności stawów. Aby ocenić, czy unieruchomienie spowodowało znaczące zmniejszenie ROM, obliczono zmiany w kinematyce. ROM mierzono w każdym punkcie czasowym w okresie obserwacji i porównywano z wyjściowymi wewnętrznymi i zewnętrznymi pomiarami ROM. W celu oceny sztywności obliczono kinetykę stawu, określając różnice w momencie obrotowym (text i tint ) potrzebnym do osiągnięcia początkowego obrotu zewnętrznego 60° i początkowego obrotu wewnętrznego 80°.
Po usunięciu mocowania szwu pozastawowego w kolejnym dniu 0, stwierdziliśmy 63% spadek całkowitej ilości ROM w porównaniu z wartością wyjściową. Zaobserwowaliśmy ciągłą poprawę aż do 5 tygodnia obserwacji, przy czym postęp spowolnił około 19% ograniczenia. W 8 tygodniu obserwacji nadal występowało 18% ograniczenie ROM. Ponadto w 0. dniu obserwacji stwierdziliśmy, że moment obrotowy wzrósł o 13,3 Nmm w porównaniu z wartością wyjściową. W 8. tygodniu zmierzono całkowity moment obrotowy o 1,4 ± 0,2 Nmm wyższy niż początkowe pomiary. W niniejszej pracy przedstawiono szczurzy model adhezyjnego zapalenia torebki stawu ramiennego z trwałym zmniejszonym ROM i zwiększoną sztywnością.
Wprowadzenie
Adhezyjne zapalenie torebki stawowej barku jest często określane jako zamrożony bark lub przykurcz barku. Charakteryzuje się ograniczonym ruchomością ramiennika ramiennego i bólem, prawdopodobnie w wyniku zaawansowanego zwłóknienia i przykurczu stawów1,2,3. Stan ten obejmuje rekrutację komórek fibroblastów i miofibroblastów z wynikową gęstą matrycą kolagenową (typy I i III) w torebce stawowej2,3. Istnieje wiele możliwych czynników ryzyka rozwoju przykurczu stawu, w tym płeć, cukrzyca, nadczynność tarczycy, uraz i przedłużone unieruchomienie4,5,6.
Brakuje skutecznych opcji leczenia i obejmują głównie fizjoterapię, z interwencją w postaci chirurgicznego uwolnienia w skrajnych przypadkach, które nie uległy poprawie przy zachowaniu opieki zachowawczej. Najlepsza metoda leczenia pozostaje nieokreślona i od lat jest przedmiotem dużego zainteresowania w medycynie7,8. Opracowanie nowych opcji terapeutycznych będzie wymagało powtarzalnego modelu zwierzęcego dla schorzenia, które nie opiera się na urazie wewnątrzstawowym. Optymalny adhezyjny model zapalenia torebki stawowej powinien uwzględniać dwie główne cechy choroby: przykurcz torebki barkowej i przedłużone zmniejszenie zakresu ruchu (ROM). Schollmeier i wsp.9 opisał jeden z pierwszych modeli przykurczu stawów za pomocą gipsu do rozwoju przykurczu barku u kłów. Poinformowali również, że zmiany w ROM i ciśnieniu śródstawowym powróciły do normalnego poziomu po ustaniu unieruchomienia9. Jednak ważnym ograniczeniem wspomnianym w badaniu jest różnica w ułożeniu kończyn między zwierzętami spowodowana zastosowaniem techniki odlewania. Aby uzyskać bardziej powtarzalny model, Kanno i wsp.10 później zaprezentował model szczura z adhezyjnym zapaleniem torebki nerwu przy użyciu sztywnego wewnętrznego mocowania ramienia. Jednak, chociaż udało im się osiągnąć znaczne zmniejszenie pamięci ROM dzięki swojemu modelowi, nie określili, czy zmiany te były tymczasowe, czy długotrwałe. Celem naszego badania było stworzenie odpowiedniego szczurzego modelu przykurczu barku in vivo poprzez zbadanie wpływu przedłużonego unieruchomienia stawu ramiennego pozastawowego na ROM i sztywność stawu.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Badanie zostało zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt w Beth Israel Deaconess Medical Center. Zadbano o to, aby uniknąć niepotrzebnego przedłużonego znieczulenia, a także uniknąć hipotermii. Zwierzęta były ważone podczas każdej sesji pomiaru ROM i monitorowane pod kątem utraty wagi.
1. Przedmioty studiów
- Użyj 10 szczurów Sprague-Dawley, które w momencie operacji mają 13 tygodni i mają masę ciała od 250 do 300 g.
2. Zabieg chirurgiczny
- W znieczuleniu i przed chirurgicznym unieruchomieniem zmierz wyjściowy moment obrotowy w funkcji kąta obrotu między 60° rotacji zewnętrznej a 80° rotacji wewnętrznej (patrz krok 5).
- Wywołać znieczulenie 5% izofluranem poprzez inhalację w komorze indukcyjnej, a następnie podtrzymać 2% izofluranem przez stożek nosowy przez cały czas trwania operacji.
- Użyj elementu grzejnego na bazie wody pod zwierzęciem, aby utrzymać temperaturę ciała podczas znieczulenia.
- W celu kontroli bólu buprenorfinę o przedłużonym uwalnianiu należy podawać podskórnie w dawce 1,2 mg/kg mc., w zależności od masy ciała szczura.
- Unieruchomić lewe stawy ramienno-ramienne pod kątem 60° odwodzenia (kąt między trzonem kości ramiennej a kręgosłupem łopatkowym)10,11.
- Zabieg chirurgiczny należy rozpocząć od tylnego nacięcia podłużnego, równoległego do trzonu kości ramiennej. Wykonaj nacięcie skóry tuż poniżej stawu ramienno-ramiennego i rozciągnij na około 3 cm.
- Użyj 2 szwów (pleciony poliester), aby unieruchomić staw ramienno-ramienny, przebijając boczną krawędź łopatki i wokół dystalnych dwóch trzecich trzonu kości ramiennej, a następnie zaciśnij, jak pokazano na ilustracji Rysunek 1A. Podejmij dodatkowy wysiłek, aby uniknąć zwężenia krytycznych struktur, takich jak tętnica ramienna.
Uwaga: Technika chirurgiczna ma tę zaletę, że jest w stanie ograniczyć staw ramienny pod kątem 60° odwodzenia (Z) bez wpływu na inne plany (X i Y). Poprzez umieszczenie szwów wokół kości ramiennej i przez boczną granicę łopatki, uzyskuje się przybliżenie obu struktur i utrzymuje się je w płaszczyźnie ostrza łopatki. Po zaciśnięciu szwów, ramię jest ustalane w pozycji spoczynkowej w przypadku płaszczyzn X i Y oraz w pozycji 60° odwodzenia, gdy rozważana jest płaszczyzna Z. Uważa się, że ogranicza to zmienność między zwierzętami, która może być spowodowana brakiem precyzyjnego dostrojenia wspólnej pozycji w trzech planach.
3. Zamykanie nacięcia
- Po prawidłowej hemostazie zamknij nacięcie skóry za pomocą klipsów do skóry.
- Przerwij znieczulenie i pozwól zwierzęciu dojść do siebie pod nadzorem w ciepłym otoczeniu. Po tym, jak zwierzę odzyska wystarczającą przytomność, aby utrzymać pozycję leżącą na mostku, należy je z powrotem umieścić w klatce.
- Bezpośrednio po zabiegu należy pozwolić zwierzętom powrócić do normalnej aktywności. Pozwól zwierzętom poruszać się bez ograniczeń, opierając się głównie na szwach wewnętrznych w celu zamocowania stawu ramienno-ramiennego.
- Aby monitorować możliwe zakażenie, należy codziennie sprawdzać miejsca nacięć w pierwszym tygodniu po operacji.
- Zdjąć klipsy do ran w 10dniu po zabiegu.
UWAGA: Podczas zabiegu nie dochodziło do manipulacji mięśniami, a technika nie wiązała się z żadnym urazem wewnątrzstawowym, dzięki czemu zachowano ciągłość torebki i stawu oraz integralność anatomiczną. W naszym protokole nie przestrzegano ani zewnętrznego ograniczenia, ani ograniczenia aktywności. - Znieczulenie należy stosować za pomocą buprenorfiny o przedłużonym uwalnianiu, wstrzykiwanej podskórnie w dawce 1,2 mg/kg, począwszy od indukcji znieczulenia i w razie potrzeby powtarzanej co 72 godziny.
4. Usunięcie szwów 8 tygodni po unieruchomieniu
- Wywołać znieczulenie 5% izofluranem poprzez inhalację w komorze indukcyjnej, a następnie podtrzymać 2% izofluranem przez stożek nosowy przez cały czas trwania operacji. W celu kontroli bólu buprenorfinę o przedłużonym uwalnianiu należy podawać podskórnie w dawce 1,2 mg/kg mc., w zależności od masy ciała szczura.
- Wykonaj nacięcie na bliźnie z poprzedniego zabiegu.
- Przeciąć szwy i usunąć je z kości ramiennej i łopatki.
- Zamknij nacięcie klipsami do ran.
- Badaj miejsce nacięcia codziennie przez pierwszy tydzień, aby wykryć wszelkie oznaki infekcji. Monitoruj również ból i niepokój.
- Zdjąć klipsy do ran w 10dobie po zabiegu.
5. Pomiary zakresu ruchu i sztywności stawów
- Zmierz ROM i mechanikę pasywnego barku przed i po unieruchomieniu za pomocą niestandardowego urządzenia składającego się z zacisku ramienia, zespołu czujnika i osi wahliwej11. Wykonuje się to przed operacją (linia wyjściowa) i w sposób ciągły po zdjęciu szwów.
- Mierz ROM natychmiast po zdjęciu szwów (dzień obserwacji 0), a następnie dwa razy w tygodniu.
- Zmniejsz liczbę pomiarów do jednego raz w tygodniu, po zarejestrowaniu mniej niż 10% zmiany w stosunku do poprzedniego punktu czasowego.
Uwaga: Po testowaniu ROM przez tygodnie, ROM każdego zwierzęcia nie zmienił się drastycznie między punktami czasowymi testów (mniej niż 10% zmiana). W tym momencie ROM wydawał się stabilizować, dlatego uznaliśmy, że zmniejszenie częstotliwości testów z dwóch razy w tygodniu do raz w tygodniu jest wystarczające.
- Pomiary należy wykonywać w znieczuleniu przy użyciu izofluranu za pomocą parownika precyzyjnego w dawce 5% do indukcji i 2% do konserwacji przez cały czas trwania zabiegu (około 5 minut), aby ułatwić efektywne pomiary. Użyj elementu grzejnego na bazie wody pod zwierzęciem, aby utrzymać temperaturę ciała podczas znieczulenia.
- Ustaw zwierzę odpowiednio do pomiaru ROM za pomocą prowadnicy laserowej. Ustaw kończynę przednią na zacisku ramienia w zgięciu do przodu pod kątem 90°, tak aby oś czucia była wyrównana z długą osią kości ramiennej. Zabezpiecz kończynę przednią za nadgarstek i łokieć, jak pokazano na rysunku Rysunek 1B.
- Kontroluj pasywną rotację kończyn przednich za pomocą silnika krokowego, aby w spójny sposób oceniać ROM i moment obrotowy. Steruj silnikiem krokowym za pomocą mikrokontrolera. Użyj danych wejściowych z inklinometru w połączeniu z danymi z czujnika momentu obrotowego, aby wskazać początek i koniec pomiarów.
- Podłącz mikrokontroler do komputera i steruj za pomocą opracowanego przez nas kodu MATLAB.
- Tylko w przypadku pomiarów podstawowych należy obrócić zespół czujnika 3 razy w zakresie od 60° obrotu zewnętrznego do 80° obrotu wewnętrznego, aby uzyskać wstępne pomiary momentu obrotowego (zewnętrzne: text i wewnętrzne: tint) do późniejszego porównania.
- W przypadku pomiarów ROM należy użyć wartości momentu obrotowego każdego zwierzęcia w jego własnych pomiarach podstawowych (text i tint) jako wstępnie ustawionych zmiennych wejściowych w programie do wykrywania zmian w ROM rotacji. Użyj pomiarów linii bazowej jako porównawczego punktu zatrzymania dla kolejnych pomiarów ROM. Zmiany zostały wykryte z rozdzielczością 0,2°.
- Do pomiarów sztywności należy użyć oryginalnych kątów obrotu 60° obrotu zewnętrznego i obrotu wewnętrznego 80° jako wstępnie ustawionych danych wejściowych w programie, aby wykryć zmiany momentu obrotowego. Zmiany zostały wykryte z rozdzielczością 0,01 Nmm.
- Ważenie zwierząt w tym samym dniu, w którym odbywa się każda ocena ROM. Umieść zwierzęta na wadze i zapisz ich masę. Dane te wykorzystano jako jedno z narzędzi do oceny stanu zdrowia zwierząt podczas badania.
- Po wyzdrowieniu należy przywrócić szczury do klatek i monitorować oznaki bólu lub niepokoju. Podczas tego badania żadne zwierzę nie jest pozostawiane bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą mostka.
UWAGA: Pomiary ROM i momentu obrotowego zostały osiągnięte za pomocą niestandardowego urządzenia, wcześniej zgłoszonego przez naszą grupę {Villa-Camacho 2015}. Urządzenie jest wykonanym na zamówienie przyrządem, który składa się z wału obracanego silnikiem krokowym i sterowanego za pomocą niestandardowego skryptu MATLAB. Czujnik momentu obrotowego i bezwładnościowa jednostka pomiarowa służą do rejestrowania danych dotyczących momentu obrotowego i położenia podczas artykulacji próbki.
6. Pośmiertna analiza immunohistologiczna
- Pod koniec 8-tygodniowego okresu pomiaru ROM należy poddać eutanazji szczury z narażeniem na CO2 .
- Wypreparuj zarówno lewe (unieruchomione), jak i prawe (zdrowe) ramię, oddzielając kość ramienną od kości łokciowej oraz przecinając łopatkę od obojczyka i klatki piersiowej.
- Utrwalić wycięte łopatki w roztworze 10% obojętnej buforowanej formaliny przez 3 dni, a następnie odwapnić w roztworze kwasu etylenodiaminotetraoctowego (EDTA) 10% o pH 7,4 przez kolejne 2 miesiące.
- Podczas tego procesu próbki należy umieszczać na wytrząsarce w cyklu delikatnego mieszania i przechowywać w temperaturze 4 °C. Monitorować odwapnienie stawu ramienno-ramiennego za pomocą cotygodniowych badań tomografii mikrokomputerowej (uCT).
UWAGA: EDTA jest czynnikiem chelatującym, który wiąże jony wapnia z zewnętrznej powierzchni kryształu apatytu, stopniowo zmniejszając rozmiar kryształu12,13,14. Proces ten jest bardzo powolny i delikatny i służy do wykrywania określonych elementów tkanki, które muszą być zachowane dla technik takich jak immunohistochemia (IHC). Szybkość, z jaką EDTA odwapnia próbkę, zależy od pH i stężenia roztworu. Jeśli chodzi o pH, może wynosić od 7 do 7,4, przy czym bardziej alkaliczne roztwory przyspieszają odwapnienie. Jednak roztwory o wyższym poziomie pH mogą uszkodzić kluczowe elementy tkanki. Ponadto zwykle stężenie EDTA w takich eksperymentach wynosi od 10% do 14%, ale bardzo ważne jest, aby pamiętać, że substancja czynna wyczerpuje się, gdy wiąże się z wapniem, więc wymaga to wymiany płynu odwapniającego co najmniej 3 do 4 razy w tygodniu15. - Po zakończeniu procesu odwapniania zamontuj stawy ramienno-ramienne w stosach parafinowych w celu przeprowadzenia sekcji histologicznej. Ustawić próbki tak, aby umożliwić wycinki koronalne. Warstwy uzyskane na 50% głębokości głowy kości ramiennej (w środku, w środku korony) są pokazane na Rysunek 1. Wykonaj barwienie immunohistochemiczne metodą peroksydazy-antyperoksydazy, aby zaznaczyć obecność tkanki zwłóknieniowej w stawie. 4,9,10,16
- Pobrać antygen za pomocą promieniowania mikrofalowego, zanurzając szkiełka w plastikowym słoiku Coplin w roztworze buforowym cytrynianu sodu (10 mM cytrynian sodu, 0,05% Tween 20, pH 6,0, podgrzewany przez 5 minut w temperaturze 95–100 °C) i umieszczony w zwykłej kuchence mikrofalowej na 10 minut ze średnią mocą. Pozostaw szkiełka do ostygnięcia przez 30 minut w temperaturze pokojowej.
- Wykonać blokowanie surowicą kozią przez 30 minut i inkubować próbki z pierwotnym mysim przeciwciałem monoklonalnym (rozcieńczenie 1:400) z fibronektyną przez noc w temperaturze 4 °C.
- Po inkubacji z przeciwciałem pierwszorzędowym, przemyć próbki dwukrotnie PBS (0,5 ug/ml) przez 10 minut; i inkubować z przeciwciałem drugorzędowym, koniugatem koziej antymysiej peroksydazy IgG (rozcieńczenie 1:400) przez 30 minut.
- Przemyć próbki dwukrotnie PBS (2,5 μg/ml) na wytrząsarce przez 10 minut i wystawić na działanie tetrachlorowodoru 3,30-diaminobenzydyny i 30% nadtlenku wodoru w ciemności przez 10 minut.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Zakres ruchu
W dniu 0 kontrolnym stwierdzono spadek całkowitego ROM o 63% w porównaniu do wartości wyjściowej (P < .001). Obserwowano stopniową poprawę ROM aż do 5. tygodnia obserwacji, kiedy postęp zatrzymał się na poziomie 19% ograniczenia (P <0.001). Pozostałe ograniczenie, wynoszące 18% całkowitego ROM, było nadal widoczne w 8. tygodniu obserwacji (P <0.001).
Sz...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
W pracy przedstawiono szczurzy model adhezyjnego zapalenia torebki stawu ramiennego poprzez wewnętrzne unieruchomienie stawu ramiennego. Ponadto wykazuje przedłużoną redukcję całkowitej pamięci ROM przez co najmniej 8 tygodni po usunięciu utrwalenia. Aby obliczyć zmiany w ROM w różnych punktach czasowych, pomiary porównano z liniami wyjściowymi specyficznymi dla zwierząt. I odwrotnie, Kanno i wsp.10 wykorzystało znormalizowany moment obrotowy dla wszystkich zwierząt w celu określenia zmia...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Podziękowania
Autorzy pragną podziękować Państwu Tomowi i Phyllis Froeschle za wsparcie finansowe dla tego projektu.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Szczury Sprague-Dawley | Charles River Laboratories, Wilmington, MA, USA | 250-300 g | |
| Narzędzie chirurgiczne: | |||
| Igła | iniekcyjna BD 1' 30 guage | ||
| Uchwyt | |||
| 5% izofluranu | |||
| 2% izofluranu | |||
| Stożek | |||
| Skalpel i uchwyt | Skalpel nr 11 | ||
| Zakrzywione kleszcze | |||
| Kleszcze | |||
| Retraktor | |||
| Kleszczyki | |||
| Kleszcze | do tkanek zwykłych | ||
| Nożyczki preparacyjne Nożyczki | |||
| szwów | |||
| Aplikator | Wszelkie standardowe zszywki do zamykania ran | ||
| Materiał unieruchamiający | unieruchomienia użyto plecionego nici poliestrowo-ethibond | Ethicon | |
| < mocny> Inne materiały: < / mocny> | |||
| Kostiumowe urządzenie do pamięci ROM: 1) Zespół czujnika, 2) oś wahliwa, 3) zacisk | Zespół, który jest opisany w papierze relaksynowym i samoprzylepnym papierze do zapalenia kapsułki | ||
| Czujnik orientacji (część zespołu czujnika) | MicroStrain Inc., Williston, VT, USA | 3DM-GX3-15 | |
| Czujnik momentu reakcji (część zespołu czujnika) | Futek Inc., Irvine, CA, USA | ||
| krokowy TFF400SparkFun Electronics, Niwot, CO 80503 | https://www.sparkfun.com/products/13656 | ||
| mikrokontroler | Torino, Włochy). | Arduino UNO, R3 | |
| MATLAB kod | MATLAB 7.13.0.564, Natick, Ma, USA | ||
| Waga Ohaus |
Bibliografia
- Bunker, T. D. Time for a new name for 'frozen shoulder'. British medical journal. 290 (6477), 1233-1234 (1985).
- Bunker, T. D., Anthony, P. P. The pathology of frozen shoulder. A Dupuytren-like disease. The Journal of bone and joint surgery. British volume. 77 (5), 677-683 (1995).
- Kilian, O., et al. The frozen shoulder. Arthroscopy, histological findings and transmission electron microscopy imaging. Chirurg. 72 (11), 1303-1308 (2001).
- Wang, K., et al. Risk factors in idiopathic adhesive capsulitis: a case control study. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 22 (7), e24-e29 (2013).
- Milgrom, C., et al. Risk factors for idiopathic frozen shoulder. The Israel Medical Association Journal. 10 (5), 361-364 (2008).
- Huang, S. W., et al. Hyperthyroidism is a risk factor for developing adhesive capsulitis of the shoulder: a nationwide longitudinal population-based study. Scientific Reports. 4, 4183(2014).
- Struyf, F., Meeus, M. Current evidence on physical therapy in patients with adhesive capsulitis: what are we missing. Clinical Rheumatology. 33 (5), 593-600 (2014).
- Song, A., Higgins, L. D., Newman, J., Jain, N. B. Glenohumeral corticosteroid injections in adhesive capsulitis: a systematic search and review. Journal Of Physical Medicine And Rehabilitation. 6 (12), 1143-1156 (2014).
- Schollmeier, G., Sarkar, K., Fukuhara, K., Uhthoff, H. K. Structural and functional changes in the canine shoulder after cessation of immobilization. Clinical Orthopaedics and Related Research. 323 (323), 310-315 (1996).
- Kanno, A., Sano, H., Itoi, E. Development of a shoulder contracture model in rats. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 19 (5), 700-708 (2010).
- Villa-Camacho, J. C., et al. In vivo kinetic evaluation of an adhesive capsulitis model in rats. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 24 (11), 1809-1816 (2015).
- Liu, H., et al. Evaluation of Decalcification Techniques for Rat Femurs Using HE and Immunohistochemical Staining. BioMed Research International. 2017, 9050754(2017).
- Gonzalez-Chavez, S. A., Pacheco-Tena, C., Macias-Vazquez, C. E., Luevano-Flores, E. Assessment of different decalcifying protocols on Osteopontin and Osteocalcin immunostaining in whole bone specimens of arthritis rat model by confocal immunofluorescence. International Journal of Clinical and Experimental Pathology. 6 (10), 1972-1983 (2013).
- Sanjai, K., et al. Evaluation and comparison of decalcification agents on the human teeth. Journal of Oral and Maxillofacial Pathology. 16 (2), 222-227 (2012).
- Rolls, G. An Introduction to Decalcification. , (2013).
- Burry, R. W. Controls for immunocytochemistry: an update. Journal of Histochemistry & Cytochemistry. 59 (1), 6-12 (2011).
- Sarver, J. J., et al. After rotator cuff repair, stiffness--but not the loss in range of motion--increased transiently for immobilized shoulders in a rat model. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 17 (1 Suppl), 108S-113S (2008).
- Macbride, M. Variations within Outbred Strains: Know Your Strains and Stocks | Taconic Biosciences. , Available from: https://www.taconic.com/taconic-insights/quality/variations-within-outbred-strains-know-your-strains-and-stocks.html (2016).
- Liu, Y. L., Ao, Y. F., Cui, G. Q., Zhu, J. X. Changes of histology and capsular collagen in a rat shoulder immobilization model. Chinese Medical Journal. 124 (23), 3939-3944 (2011).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
