Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

System hodowli komórkowych 3D do badania inwazji i oceny terapii w raku pęcherza moczowego

8.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/58345

⸱

13 września 2018

 ,  ,  , 
1Departments of Internal Medicine, Hematology/Oncology Division, Rogel Cancer Center, University of Michigan Medical Center, 2Department of Urology, Division of GU Oncology, Rogel Cancer Center, University of Michigan Medical Center, 3Departments of Surgery and Pathology, Perlmutter Cancer Center, NYU Langone Health

W tym artykule

Podsumowanie

Procesy rządzące inwazją raka pęcherza moczowego stanowią okazję do rozwoju biomarkerów i terapii. Poniżej przedstawiamy model inwazji raka pęcherza moczowego, który obejmuje hodowlę 3D sferoid guza, obrazowanie poklatkowe i mikroskopię konfokalną. Technika ta jest przydatna do definiowania cech procesu inwazyjnego oraz do badań przesiewowych środków terapeutycznych.

Streszczenie

Rak pęcherza moczowego to poważny problem zdrowotny. Szacuje się, że w tym roku ponad 16 000 osób umrze w Stanach Zjednoczonych z powodu raka pęcherza moczowego. Podczas gdy 75% nowotworów pęcherza moczowego jest nieinwazyjnych i jest mało prawdopodobne, aby dawały przerzuty, około 25% rozwija się do inwazyjnego wzorca wzrostu. U nawet połowy pacjentów z nowotworami inwazyjnymi rozwinie się śmiertelny nawrót przerzutowy. Dlatego zrozumienie mechanizmu inwazyjnej progresji raka pęcherza moczowego ma kluczowe znaczenie dla przewidywania wyników leczenia pacjentów i zapobiegania śmiertelnym przerzutom. W artykule przedstawiono trójwymiarowy model inwazji nowotworu, który umożliwia włączenie komórek nowotworowych i składników zrębu w celu naśladowania warunków in vivo występujących w mikrośrodowisku guza pęcherza moczowego. Model ten daje możliwość obserwacji procesu inwazyjnego w czasie rzeczywistym za pomocą obrazowania poklatkowego, badania zaangażowanych szlaków molekularnych za pomocą konfokalnego obrazowania immunofluorescencyjnego i badań przesiewowych związków o potencjale blokowania inwazji. Chociaż protokół ten koncentruje się na raku pęcherza moczowego, jest prawdopodobne, że podobne metody mogą być stosowane do badania inwazji i ruchliwości również w innych typach nowotworów.

Wprowadzenie

Inwazja jest krytycznym krokiem w rozwoju raka, który jest niezbędny do uzyskania przerzutów i wiąże się z niższą przeżywalnością i złym rokowaniem u pacjentów. W ludzkim raku pęcherza moczowego, najczęstszym nowotworze złośliwym dróg moczowych, który powoduje około 165 000 zgonów rocznie na całym świecie, stadium raka, leczenie i rokowanie są bezpośrednio związane z obecnością lub brakiem inwazji1. Około 75% przypadków raka pęcherza moczowego nie jest inwazyjnych i jest leczonych za pomocą miejscowej resekcji. Natomiast inwazyjne raki pęcherza moczowego (około 25% wszystkich przypadków) są agresywnymi nowotworami z wysokim wskaźnikiem przerzutów i są leczone agresywną terapią multimodalną2,3. Dlatego zrozumienie szlaków molekularnych, które wywołują inwazję, jest niezbędne do lepszego scharakteryzowania ryzyka progresji inwazyjnej i opracowania interwencji terapeutycznych, które mogą zapobiec progresji inwazyjnej.

Inwazyjna progresja nowotworu występuje w złożonym trójwymiarowym (3-D) środowisku i obejmuje interakcję komórek nowotworowych z innymi komórkami nowotworowymi, zrębem, błoną podstawną i innymi typami komórek, w tym komórkami odpornościowymi, fibroblastami, komórkami mięśniowymi i komórkami śródbłonka naczyniowego. Systemy testowe z przepuszczalnym nośnikiem (np. Transwell) są powszechnie stosowane do ilościowego oznaczania inwazji komórek rakowych4, ale systemy te są ograniczone, ponieważ nie pozwalają na mikroskopowe monitorowanie procesu inwazji w czasie rzeczywistym, a pobieranie próbek do dalszego barwienia i analizy molekularnej jest wyzwaniem. Opracowanie trójwymiarowego systemu sferoidalnego guza pęcherza moczowego do badania inwazji jest pożądane, ponieważ umożliwia włączenie zdefiniowanych składników mikrośrodowiskowych z wygodą systemów in vitro.

W tym protokole opisujemy system do badania procesów inwazyjnych ludzkich komórek raka pęcherza moczowego za pomocą trójwymiarowego testu inwazji sferoidów, obejmującego matryce żelowe na bazie kolagenu i mikroskopię konfokalną, aby umożliwić badaczom monitorowanie ruchliwości i inwazji komórek w czasie rzeczywistym (Rysunek 1A). Ten system jest wszechstronny i może być modyfikowany w celu zbadania różnych ustawień zrębu / guza. Może zawierać większość linii komórkowych raka pęcherza moczowego lub pierwotne guzy pęcherza moczowego oraz dodatkowe komórki zrębu, takie jak fibroblasty związane z rakiem i komórki odpornościowe5,6,7. Protokół ten opisuje matrycę złożoną z kolagenu typu 1, ale może być zmodyfikowana w celu włączenia innych cząsteczek, takich jak fibronektyna, laminina lub inne białka kolagenowe. Procesy inwazyjne można obserwować przez 72 godziny lub dłużej, w zależności od możliwości zastosowanego mikroskopu i systemu. Utrwalenie i barwienie immunofluorescencyjne guza osadzonego w matrycy 3D przed, w trakcie i po inwazji umożliwia badanie białek regulowanych w górę w komórkach inwazyjnych, dostarczając w ten sposób kluczowych informacji, które zwykle są nieobecne lub trudne do zebrania przy użyciu innych modeli hodowli 3D. System ten może być również wykorzystany do badań przesiewowych związków, które blokują inwazję, oraz do wytyczania szlaków sygnałowych, na które wpływają takie związki.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Rosnące sferoidy raka

  1. Uprawa z linii komórkowych
    1. Hodować ludzkie komórki raka pęcherza moczowego w konwencjonalnych warunkach przylegającej hodowli komórkowej i utrzymywać w inkubatorze o temperaturze 37 °C zasilanym 5%CO2. Utrzymuj komórki na poziomie <90% konfluencji.
      UWAGA: Stosowane podłoża hodowlane to zmodyfikowane minimalnie niezbędne pożywki (DMEM) firmy Dulbecco zawierające 4,5 g/l D-glukozy, L-glutaminy, 110 mg/l pirogronianu sodu i dostarczane z 10% płodową surowicą bydlęcą (FBS) w całym tym protokole.
    2. Na dzień przed rozpoczęciem eksperymentu trypsynizować (przy użyciu 0,25% trypsyny-EDTA) komórek, określić ilościowo stężenie komórek i rozprowadzić 1 x 106 komórek w 3 ml pożywki hodowlanej w każdym dołku 6-dołkowej płytki o bardzo niskim przyłączeniu.
    3. Inkubować komórki w warunkach niskiego przyłączenia w temperaturze 37 °C przez ≥16 godzin. Powinno to zapewnić odpowiednią ilość czasu na agregację komórek w sferoidy dla większości linii komórkowych raka pęcherza moczowego.
      UWAGA: Powstawanie sferoid można obserwować za pomocą mikroskopu odwróconego jasnego pola. Optymalny rozmiar i liczba sferoid może zależeć od indywidualnych eksperymentów, ale okazuje się, że sferoidy o średnicach od 50 μm do 150 μm są generalnie odpowiednie do obrazowania poklatkowego przy użyciu soczewki obiektywowej 20X.
    4. Aby włączyć do sferoid dodatkowe typy komórek, takie jak fibroblasty lub komórki odpornościowe, wymieszaj pożądane komórki z komórkami rakowymi w pożądanym stosunku (1:1, 1:10 itd.) na bardzo niskiej płytce mocującej i inkubuj w temperaturze 37 °C przez ≥16 godzin, aby umożliwić utworzenie sferoid o mieszanym typie komórkowym.
  2. Rośnie z guzów pierwotnych
    UWAGA: Sferoidy guza mogą również pochodzić z pierwotnych źródeł guza pęcherza moczowego, takich jak guzy powstałe w wyniku rakotwórczych modeli guzów pęcherza moczowego8. Na przykład guzy pęcherza moczowego generowane przez myszy karmione N-butylo-N-(4-hydroksybutylo)nitrozoaminą (BBN) można zebrać i zmielić na małe kawałki (około 0,5 mm3) przy użyciu sterylnych narzędzi chirurgicznych. W tym systemie można również badać strawione pierwotne próbki ludzkich nowotworów pęcherza moczowego.
    1. Zbierz i umyj 0,5 mm3 kawałki guza w 5 ml lodowatej soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS). Odwirowywanie przy 200 x g przez 5 minut w temperaturze 4 °C. Powtórzyć ten etap mycia jeden raz.
    2. Zebrać kawałki guza przez odwirowanie w temperaturze 200 x g przez 10 minut w temperaturze 4 °C. Usunąć supernatant i dodać 5 ml DMEM zawierającego 10% FBS. Przenieś mieszaninę sferoidy guza / pożywki do 6-dołkowej płytki o bardzo niskim przyłączeniu. Inkubować w temperaturze 37 °C przez ≥16 godzin przed zatopieniem w matrycy kolagenowej (patrz krok 2.3).

2. Przygotowanie komory hodowlanej 3D

  1. Rozcieńczyć kolagen typu 1 (pochodzący z ogona szczura) w DMEM zawierającym 10% FBS, aby uzyskać mieszaninę 2 mg / ml zgodnie z instrukcjami producenta.
    1. Krótko mówiąc, wymieszaj kolagen z odpowiednią ilością 1 N roztworu NaOH i DMEM poprzez delikatne pipetowanie zgodnie z instrukcjami producenta, aby uzyskać fizjologiczne pH.
    2. Po wymieszaniu kolagenu i DMEM, przed zestaleniem (200 μl/studzienkę) szybko pokryj dołki szkiełka komorowego (w większości zastosowań optymalne są szkiełka komorowe ze szkłem nakrywkowym o liczbie 1,5) mieszaniną kolagenu i DMEM przed zestaleniem (200 μL/studzienkę). Pozwól, aby powlekane szkiełko komory było nieruchome w temperaturze pokojowej przez 15 min.
      UWAGA: Skład matrycy na bazie kolagenu można modyfikować poprzez dodanie innych składników macierzy zewnątrzkomórkowej, takich jak fibronektyna lub laminina, zgodnie z celami eksperymentu.
  2. Delikatnie odpipetować 500 μl pożywki zawierającej sferoidy (lub kawałki guza, jeśli używana jest pierwotna próbka guza) z 6-dołkowej płytki o bardzo niskim przyłączeniu do pustej probówki mikrowirówkowej o pojemności 1,5 ml. Odczekaj 2 minuty, aby sferoidy osiadły na dnie rurki.
  3. Ostrożnie usunąć supernatant z probówki. Przygotuj kolejną tubkę kolagenu typu 1 (2 mg/ml) zmieszaną z DMEM zawierającym 10% FBS i szybko dodaj 500 μl tej mieszaniny do sferoid. Delikatnie wymieszaj sferoidy i kolagen powolnemu pipetowaniu.
  4. Dodaj 250 μl mieszaniny sferoidów i kolagenu do studzienki z szkiełkiem komorowym pokrytym kolagenem. Pozostawić matrycę kolagenową zawierającą sferoidy do całkowitego zestalenia się (około 30 minut w temperaturze 37 °C).
  5. Po zestaleniu się matrycy kolagenowej dodaj 1 ml DMEM zawierającego 10% FBS do każdej studzienki (Rysunek 1B). Inkubować szkiełko komorowe w inkubatorze o temperaturze 37 °C zawierającym 5% CO2 , aż będzie gotowe do obrazowania.

3. Obrazowanie poklatkowe na żywo komórek

  1. Włącz mikroskop konfokalny zgodnie z instrukcjami producenta i upewnij się, że komora klimatyczna osiąga temperaturę 37 °C i jest zasilana w 5% CO2,
    UWAGA: Nasz mikroskop i komora zwykle wymagają 1 godziny, aby osiągnąć równowagę systemu.
  2. Ostrożnie przenieś szkiełko komory do adaptera szkiełka dołączonego do mikroskopu.
  3. Zlokalizuj interesujące Cię sferoidy za pomocą obiektywu o małej mocy (np. 5X) i rozpocznij obrazowanie od obiektywu o większej mocy (w obecnym protokole do większości obrazowania żywych komórek używany jest obiektyw 20X, aby uzyskać lepszą jakość obrazu).
    UWAGA: W przypadku pierwotnych próbek guza pęcherza moczowego mogą być potrzebne obiektywy 5X i 10X, aby pokryć większy obszar obrazowania. W przypadku naszego obrazowania poklatkowego interwał obrazowania jest ustawiony na 30 minut, a stos Z jest używany do obrazowania całej sferoidy. Zazwyczaj odległość między warstwami Z jest ustawiona na 4 μm dla obiektywu 20X, a całkowita odległość osi Z wynosi około 200 μm. Obrazy można uzyskać za pomocą DIC i fluorescencji, jeśli komórki/tkanki zawierają fluorescencyjne markery białkowe.
  4. Wykonywanie obrazowania poklatkowego przez 24–72 godz.
    UWAGA: Czas trwania zależy od typu komórki i potrzeb eksperymentu.

4. Przygotowanie bloku próbki zawierającego sferoidy nowotworowe do cięcia zamrożonych tkanek

  1. Ostrożnie podnieś blok żelu kolagenowego i sferoidy ze szkiełek komory za pomocą małych kleszczyków. Umieść blok żelu kolagenowego w plastikowej formie histologicznej.
  2. Krótko spłucz żel kolagenowy 1x PBS, a następnie utrwal go 4% paraformaldehydem (PFA) w PBS przez 30 minut w temperaturze pokojowej.
    UWAGA: PFA jest potencjalnym czynnikiem rakotwórczym i należy obchodzić się z nim ostrożnie.
  3. Myj żel kolagenowy 1,5 ml 1x PBS na shakerze przez 15 min. Wymień PBS i powtórz poprzedni krok mycia 3x.
  4. Nałóż cienką warstwę (około 3 mm) mieszanki o optymalnej temperaturze cięcia (OCT), aby pokryć spód nowej plastikowej formy histologicznej. Umieść utrwalony i umyty żel kolagenowy na wierzchu związku OCT, a następnie ostrożnie zanurz cały żel, wypełniając formę związkiem OCT, unikając tworzenia się pęcherzyków powietrza w OCT.
  5. Pozostaw formę w temperaturze 4 °C na 1 godzinę.
  6. Umieścić formę zawierającą próbkę i związek OCT na 100-milimetrowej szalce Petriego unoszącej się na ciekłym azocie. Pozostawić próbkę do całkowitego zamrożenia.
  7. Zamrożony blok próbki należy przechowywać w temperaturze -80 °C do wykorzystania w przyszłości.

5. Obrazowanie immunofluorescencyjne dla zamrożonych sferoidów rakowych

  1. Przenieść zamrożony blok próbki z zamrażarki o temperaturze -80 °C do komory kriostatu o temperaturze -20 °C.
  2. Konwencjonalne cięcie mrożone należy wykonać, ustawiając odstęp między sekcjami na 7 μm. Pozwól, aby pokrojone próbki przymocowały się do szkiełka bez zmarszczek i uwięzionego powietrza.
    1. Przechowywać szkiełka w temperaturze -80 °C przed przystąpieniem do dalszego barwienia.
      UWAGA: Można stosować różne interwały w celu dopasowania do potrzeb eksperymentalnych.
  3. Suszyć szkiełka na powietrzu przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej.
  4. Próbki należy przepuszczać PBS zawierającym 0,5% Triton X-100 przez 15 minut.
  5. Umyj próbki 3x PBS przez 10 minut na pranie.
  6. Owiń próbki na szkiełku barierami hydrofobowymi za pomocą hydrofobowego pisaka barierowego.
  7. Próbki należy traktować roztworem blokującym (1x PBS zawierający 5% albuminy surowicy bydlęcej (BSA)) przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej.
  8. Nałożyć 40 μl roztworu zawierającego przeciwciało pierwszorzędowe (1x PBS zawierający 5% BSA z rozcieńczeniem przeciwciała pierwszorzędowego w stosunku 1:100) do każdej próbki na szkiełku.
  9. Inkubować szkiełka w przeciwciałie pierwszorzędowym w temperaturze 37 °C przez 1 godzinę lub w temperaturze pokojowej przez noc (czas i warunki inkubacji różnią się w zależności od przeciwciała pierwszorzędowego).
  10. Myj próbki 3x PBS przez 15 minut (na pranie).
  11. Nałożyć 40 μl roztworu zawierającego przeciwciała drugorzędowe (1x PBS zawierający 5% BSA w rozcieńczeniu przeciwciał drugorzędowych w stosunku 1:300) do każdej próbki na szkiełku.
  12. Myj próbki 3x PBS przez 15 minut (na pranie).
  13. Próbki należy barwić roztworem Hoechst 33342 (1 μg/ml, rozcieńczony w PBS) w temperaturze pokojowej przez 10 minut. Następnie myj próbki PBS przez 5 minut.
  14. Połączyć próbki z podłożem montażowym i przykryć je szkiełkami nakrywkowymi o odpowiedniej wielkości. Pozostaw szkiełka w ciemności w temperaturze pokojowej na 24 godziny, a następnie wykonaj mikroskopię konfokalną.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Pomyślne stworzenie sferoidu nowotworowego inwazyjnego raka pęcherza moczowego wymaga uformowania odpowiednio wielkich sferoidów nowotworowych z linii komórkowych lub guzów pierwotnych. Rysunek 2A przedstawia sferoidy o odpowiedniej wielkości opracowane z czterech linii komórkowych ludzkiego raka pęcherza moczowego (UM-UC9, UM-UC13, UM-UC14, 253J oraz UM-UC18). Rysunek 2B przedstawia sferoid nowo...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Tutaj opisujemy 3-wymiarowy model sferoidalny guza, który umożliwia obserwację w czasie rzeczywistym inwazji raka pęcherza moczowego, co ma kluczowe znaczenie dla progresji raka i przerzutów. System ten jest podatny na włączenie różnych komponentów zrębowych i komórkowych, aby umożliwić badaczom lepsze odtworzenie mikrośrodowiska tkankowego, w którym zachodzi inwazja raka pęcherza moczowego. Sferoidy raka pęcherza moczowego mogą być generowane z różnych źródeł, takich jak linie komórkowe (w tym genetycznie zmodyfikowane ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak sprzecznych interesów finansowych.

Podziękowania

Autorzy chcieliby podziękować laboratorium dr Howarda Crawforda (University of Michigan) za wsparcie techniczne oraz dostarczenie materiałów i sprzętu do tego badania, oraz Alanowi Kelleherowi za wsparcie techniczne.

Ta praca została sfinansowana z grantów University of Michigan Rogel Cancer Center Core Grant CA046592-26S3, NIH K08 CA201335-01A1 (PLP), BCAN YIA (PLP), NIH R01 CA17483601A1 (DMS).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Linie komórkowe ludzkiego raka pęcherza moczowego UM-UC9, UM-UC13, UM-UC14, UM-UC18, 253J
Pożywka do hodowli komórkowych DMEMThermo Fisher Scientific11995065
Surowica bydlęca Thermo Fisher Scientific26140079
Antybiotyk-Antybiotyk (100x)Thermo Fisher Scientific15240062
Trypsyna-EDTA (0,25%), czerwień fenolowaThermo Fisher Scientific25200056
Albumina surowicy bydlęcej (BSA)Sigma-AldrichA3803
Sól fizjologiczna buforowana fosforanem (PBS), pH 7,4 Thermo Fisher Scientific10010023
Costar Aparat słuchowy 6-dołkowy z ultraniską nasadką Corning3471
Konwencjonalny mikroskop odwrócony Carl Zeiss491206-0001-000Ogólne zastosowanie do hodowli komórkowych i sprawdzania sferoid
Kolagen typu 1 z ogona szczura, wysokie stężenie Corning354249
Lab-Tek II KomorowyThermo Fisher Scientific155382
 Carl ZeissLSM800Miskoskop konfokalny z komorą klimatyczną, obrazowaniem w wielu lokalizacjach i funkcją skanowania Z-stack 
Mikrotomik kriostatuLeica BiosystemsCM3050 S
Zen 2 Oprogramowanie do przetwarzania obrazu Carl Zeiss
Roztwór paraformaldehyduMikroskopia elektronowa Nauki15710
ImmEdge Hydrofobowa bariera PAPPen Vector Laboratories Związek H4000
O.C.T Thermo Fisher Scientific23730571
Hoechst 33342 rozwiązanie Thermo Fisher Scientific62249
Przeciwciało anty-ATDC (Trim29)Sigma-AldrichHPA020053
Przeciwciało anty-cytokeratyny 14Abcamab7800
Przeciwciało anty-wimentynoweAbcamab24525
ProLong Diamond Medium montażowe
mikroskop konfokalny

Bibliografia

  1. American Cancer Society. The Society. , Atlanta, GA. (2018).
  2. Knowles, M. A., Hurst, C. D. Molecular biology of bladder cancer: new insights into pathogenesis and clinical diversity. Nature Reviews Cancer. 15 (1), 25-41 (2015).
  3. DeGeorge, K. C., Holt, H. R., Hodges, S. C. Bladder Cancer: Diagnosis and Treatment. American Family Physician. American Family Physician. 96 (8), 507-514 (2017).
  4. Repesh, L. A. A new in vitro. assay for quantitating tumor cell invasion. Invasion Metastasis. 9 (3), 192-208 (1989).
  5. Doillon, C. J., Gagnon, E., Paradis, R., Koutsilieris, M. Three-dimensional culture system as a model for studying cancer cell invasion capacity and anticancer drug sensitivity. Anticancer Research. 24 (4), 2169-2177 (2004).
  6. Duong, H. S., Le, A. D., Zhang, Q., Messadi, D. V. A novel 3-dimensional culture system as an in vitro. model for studying oral cancer cell invasion. International Journal of Expermintal Pathology. 86 (6), 365-374 (2005).
  7. Rebelo, S. P., et al. 3D-3-culture: A tool to unveil macrophage plasticity in the tumour microenvironment. Biomaterials. , 185-197 (2018).
  8. Vasconcelos-Nobrega, C., Colaco, A., Lopes, C., Oliveira, P. A. Review: BBN as an urothelial carcinogen. In Vivo. 26 (4), 727-739 (2012).
  9. Palmbos, P. L., et al. ATDC/TRIM29 Drives Invasive Bladder Cancer Formation through miRNA-Mediated and Epigenetic Mechanisms. Cancer Research. 75 (23), 5155-5166 (2015).
  10. Wang, L., et al. ATDC induces an invasive switch in KRAS-induced pancreatic tumorigenesis. Genes & Development. 29 (2), 171-183 (2015).
  11. Fife, C. M., McCarroll, J. A., Kavallaris, M. Movers and shakers: cell cytoskeleton in cancer metastasis. British Journal of Pharmacology. 171 (24), 5507-5523 (2014).
  12. Akhmanova, A., Steinmetz, M. O. Control of microtubule organization and dynamics: two ends in the limelight. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 16 (12), 711-726 (2015).
  13. Cheung, K. J., Gabrielson, E., Werb, Z., Ewald, A. J. Collective invasion in breast cancer requires a conserved basal epithelial program. Cell. 155 (7), 1639-1651 (2013).
  14. Kidd, M. E., Shumaker, D. K., Ridge, K. M. The role of vimentin intermediate filaments in the progression of lung cancer. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 50 (1), 1-6 (2014).
  15. Lowery, J., Kuczmarski, E. R., Herrmann, H., Goldman, R. D. Intermediate Filaments Play a Pivotal Role in Regulating Cell Architecture and Function. Journal of Biological Chemistry. 290 (28), 17145-17153 (2015).
  16. Papafotiou, G., et al. KRT14 marks a subpopulation of bladder basal cells with pivotal role in regeneration and tumorigenesis. Nature Communications. 7, 11914(2016).
  17. Sun, W., Lim, C. T., Kurniawan, N. A. Mechanistic adaptability of cancer cells strongly affects anti-migratory drug efficacy. Journal of the Royal Society Interface. 11 (99), (2014).
  18. Goddette, D. W., Frieden, C. Actin polymerization. The mechanism of action of cytochalasin D. Journal of Biological Chemistry. 261 (34), 15974-15980 (1986).
  19. Berrier, A. L., Yamada, K. M. Cell-matrix adhesion. Journal of Cellular Physiology. 213 (3), 565-573 (2007).
  20. Lee, J. H., et al. Collagen gel three-dimensional matrices combined with adhesive proteins stimulate neuronal differentiation of mesenchymal stem cells. Journal of the Royal Society Interface. 8 (60), 998-1010 (2011).
  21. LeBleu, V. S., Macdonald, B., Kalluri, R. Structure and function of basement membranes. Experimental Biology and Medicine. 232 (9), 1121-1129 (2007).
  22. Rakha, E. A., et al. Invasion in breast lesions: the role of the epithelial-stroma barrier. Histopathology. , (2017).
  23. Erler, J. T., Weaver, V. M. Three-dimensional context regulation of metastasis. Clinical & Experimental Metastasis. 26 (1), 35-49 (2009).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Inwazja raka p cherza moczowegotworzenie sferoid w nowotworowychosadzanie w matrycy kolagenowejobrazowanie time lapsekonfokalna immunofluorescencjako kultura ze stromprzesiew inhibitor w farmakologicznychprzej cie epitelialno mezenchymalnemonitorowanie inwazji w czasie rzeczywistym
System hodowli komórkowych 3D do badania inwazji i oceny terapii w raku pęcherza moczowego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.