Artykuł metodologiczny

Tunel aerodynamiczny do testów behawioralnych owadów na podstawie zapachu

11.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/58385

⸱

30 listopada 2018

 ,  ,  , 
1Division of Biotechnology and Plant Health, Norwegian Institute of Bioeconomy Research (Nibio), 2Integrated Plant Protection Unit, Department of Plant Protection Biology, Swedish University of Agricultural Science, 3Department of Pest Control, Norwegian Institute of Public Health

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj opisujemy budowę i wykorzystanie tunelu aerodynamicznego do testów behawioralnych z owadami za pośrednictwem zapachu. Konstrukcja tunelu aerodynamicznego ułatwia uwalnianie źródeł zapachów na kilka sposobów, z bodźcami wizualnymi lub bez. Eksperymenty w tunelu aerodynamicznym są ważnymi metodami identyfikacji behawioralnie aktywnych lotnych substancji chemicznych.

Streszczenie

Węch jest najważniejszym mechanizmem sensorycznym, za pomocą którego wiele owadów wchodzi w interakcje ze swoim środowiskiem, a tunel aerodynamiczny jest doskonałym narzędziem do badania chemicznej ekologii owadów. Owady mogą lokalizować źródła punktowe w trójwymiarowym środowisku poprzez interakcję sensoryczną i wyrafinowane zachowanie. Kwantyfikacja tego zachowania jest kluczowym elementem w opracowywaniu nowych narzędzi do zwalczania szkodników i wspomagania decyzji. Tunel aerodynamiczny z odpowiednią sekcją lotu z laminarnym przepływem powietrza, wizualnymi wskazówkami do informacji zwrotnej podczas lotu i różnymi opcjami stosowania zapachów może być wykorzystany do pomiaru złożonych zachowań, które następnie mogą pozwolić na identyfikację atrakcyjnych lub odstraszających zapachów, charakterystyki lotu owadów, interakcji wzrokowo-zapachowych oraz interakcji między atraktantami a zapachami utrzymującymi się jako zapachy tła w środowisku. Tunel aerodynamiczny ma tę zaletę, że pozwala badać repertuar behawioralny owadów za pośrednictwem zapachu w warunkach laboratoryjnych. Pomiary behawioralne w kontrolowanych warunkach zapewniają powiązanie między fizjologią owadów a zastosowaniem w terenie. Tunel aerodynamiczny musi być elastycznym narzędziem i powinien z łatwością wspierać zmiany w konfiguracji i sprzęcie, aby dopasować się do różnych pytań badawczych. Główną wadą opisanej tutaj konfiguracji tunelu aerodynamicznego jest czyste tło zapachowe, które wymaga szczególnej uwagi podczas opracowywania syntetycznej mieszanki lotnej do zastosowań w terenie.

Wprowadzenie

Tunel aerodynamiczny jest ważnym narzędziem w badaniach ekologii chemicznej owadów, które pozwala na laboratoryjne testowanie reakcji owadów na semiochemikalia. Uwalniając zapachy do kontrolowanego strumienia wiatru, reakcja behawioralna owadów na te bodźce może być bezpośrednio monitorowana, badając ich lot pod wiatr w kierunku źródła. Węch jest najważniejszym mechanizmem sensorycznym, za pomocą którego wiele owadów wchodzi w interakcję ze swoim środowiskiem biotycznym1. Owady wykorzystują sygnały zapachowe, aby znaleźć odpowiednich partnerów do krycia. Podobnie używają bukietów zapachowych z zasobów gospodarza, aby znaleźć pożywienie dla siebie lub potomstwa. Rośliny wydzielają kwiatowe zapachy w połączeniu z nektarem i pyłkiem, aby zapewnić skuteczność zapylania przez owady. Wszystkie te lotne sygnały dyfundują pasywnie do środowiska, a owady muszą zidentyfikować i zinterpretować ich indywidualne znaczenie. Gdy substancje lotne są uwalniane do środowiska, cząsteczki przemieszczają się z wiatrem jako włókna, zachowując początkowe stężenie na długich dystansach z wiatrem, zanim ostatecznie zostaną rozbite i rozcieńczone przez turbulencje i dyfuzję2. Owady mogą wykrywać drobne zmiany w sygnale lotnym i kierować swój ruch pod wiatr, w kierunku źródła. Owady zachowują się w locie z szybkimi falami pod wiatr w kontakcie z atrakcyjnym zapachem i rzucają na boki po stracie, aby przenieść pióropusz zapachu3,4. Współzlokalizowane ułożenie neuronów węchowych w czubku czułków owadów może ułatwić reakcje behawioralne na pojawienie się i utratę kontaktu pióropusza z niezwykłą wysoką rozdzielczością5 i umożliwić owadom rozróżnienie podobnych cząsteczek zapachowych pochodzących z różnych źródeł6. Wizualne sprzężenie zwrotne podczas lotu, określane jako anemotaksja optomotoryczna, ma fundamentalne znaczenie dla identyfikacji kierunku wiatru, obiektów i przemieszczenia względnego2,7. Wykorzystując interakcję sensoryczną i wyrafinowane zachowanie, owady mogą lokalizować źródła punktowe w trójwymiarowym środowisku.

Identyfikacja atraktantów i odstraszaczy owadów może mieć kilka ważnych aspektów zastosowania. Feromony płciowe (sygnały wewnątrzgatunkowe) wielu owadów szkodników mogą być syntetyzowane i uwalniane do powietrza, aby zakłócić zachowania godowe8. Zarówno feromony, jak i kairomony (sygnały międzygatunkowe) mogą być wykorzystywane do masowego odłowu, wabienia i zabijania w pułapkach monitorujących, aby dostarczyć bezpośrednich informacji o stanie szkodników. Środki odstraszające owady, takie jak na komary9, mogą być również badane w testach biologicznych w tunelu aerodynamicznym. Metody te odgrywają ważną rolę w zintegrowanej ochronie roślin i systemach wspomagania decyzji dla rolników.

Testy biologiczne w tunelu aerodynamicznym, gdzie można monitorować repertuar zachowań gatunku zależny od zapachu, to skuteczna metoda identyfikacji potencjalnych nowych narzędzi do zwalczania szkodników, które zastąpią lub zmniejszą wpływ stosowania pestycydów.

Teoretyczne uzasadnienie projektu tunelu aerodynamicznego jest dokładnie opisane10. W tym miejscu opisujemy konstrukcję tunelu aerodynamicznego, zastosowanie zapachu i zachowanie podczas lotu, które zostało wykorzystane w kilku eksperymentach w celu określenia protokołu testu biologicznego w tunelu aerodynamicznym. Tunel aerodynamiczny (rysunek 1) w Nibio (Ås, Norwegia) jest zbudowany z odpornego na zarysowania przezroczystego poliwęglanu. Arena lotów ma 67 cm wysokości, 88 cm szerokości i 200 cm długości. Przed areną lotów znajduje się dodatkowa sekcja z poliwęglanu o długości 30 cm. Ta część tunelu aerodynamicznego służy jako część użytkowa do aplikacji zapachów. Jeśli substancje lotne wejdą w kontakt z obudową z poliwęglanu na arenie lotniczej, mogą później zostać ponownie uwolnione i zanieczyszczone między sesjami. Na każdym końcu sekcji użytkowej znajduje się zatem perforowana metalowa kratka. Obie kratki ograniczają przepływ powietrza i wytwarzają lekkie nadciśnienie po stronie nawietrznej. Powoduje to zwiększony przepływ laminarny po stronie nawietrznej. Siatka nawietrzna wykonana jest z perforowanej metalowej płyty z otworami o średnicy 8 mm równomiernie rozmieszczonymi w przekroju poprzecznym tunelu, aby zapewnić 54% otwartej przestrzeni. Kratka z wiatrem ma otwory o średnicy 3 mm i 51% otwartej przestrzeni. Zmniejsza to turbulencje i zapewnia, że pióropusz zapachu przemieszcza się centralnie w dół areny lotów. Pióropusz zapachu będzie miał kształt wąskiego stożka i może być uwidoczniony za pomocą dymu. Na podłodze areny lotów rozłożone są plastikowe lub papierowe kółka o różnych rozmiarach (od 5 do 15 cm średnicy), aby zapewnić owadom wizualną informację zwrotną podczas lotu. Na nawietrznym końcu areny lotów oraz w części użytkowej znajdują się drzwi wejściowe o wymiarach 25 na 50 cm. Pomiędzy nawietrznym końcem areny lotów a sekcją filtra wylotowego znajduje się 60 cm otwarta przestrzeń do obsługi owadów. Ten obszar dostępu jest pokryty po bokach tkaniną o oczkach o grubości 0,8 mm, aby zapobiec przedostawaniu się owadów do pomieszczenia.

Powietrze jest zasysane do pierwszej obudowy filtra przez wentylator. Powietrze przechodzi przez filtr przeciwpyłowy, a następnie jest oczyszczane przez 24 filtry z węglem aktywnym o dużej pojemności i uwalniane w tunelu. Powietrze wychodzące z tunelu jest przepuszczane przez podobną obudowę filtra, zanim zostanie uwolnione z powrotem do pomieszczenia. Korzystne może być odprowadzanie powietrza na zewnątrz budynku przez wyciąg. Wentylatory na obu obudowach filtrów pracują z równym przepływem. Oba wentylatory mają ciągły ściemniacz i są skalibrowane do różnych prędkości wiatru za pomocą przepływomierza. Prędkość powietrza zależy od badanego gatunku. 30 cm S-1 to często dobry punkt wyjścia. W przypadku małych owadów idealna prędkość powietrza może zostać zmniejszona, a w przypadku silnych lotników prędkość lotu może być wyższa, aby zwiększyć względną odległość lotu.

Pomieszczenie w tunelu aerodynamicznym ułatwia kontrolę temperatury, wilgotności i natężenia światła. Taśmy LED są umieszczone za nieprzezroczystą szybą z poli(metakrylanu metylu) o grubości 3 mm, aby stworzyć rozproszone źródło światła nad i za areną lotów. Oba źródła światła mogą być sterowane niezależnie.

Aplikację zapachu można osiągnąć na kilka sposobów. Ogólnie rzecz biorąc, zapachy są uwalniane do strumienia powietrza w środku nawietrznego końca areny lotów. W zależności od zadawanych pytań badawczych punkt uwalniania może być odsłonięty lub zakryty. Szklany cylinder (średnica 10 cm, długość 12,5 cm) z metalową siatką (rozmiar oczek 2 × 2 mm) po stronie nawietrznej może wizualnie blokować źródło zapachu i jednocześnie służyć jako platforma do lądowania dla owadów. W wielu eksperymentach pozioma szklana platforma może być używana do prezentacji źródeł zapachu lub sygnałów wizualnych w pobliżu punktu uwolnienia. Istnieje również możliwość uwolnienia dwóch zapachów w tym samym czasie, obok siebie, aby ułatwić testy wyboru. Punkty uwalniania są następnie umieszczane w odległości 20 cm od siebie, a pióropusze zapachu nakładają się na siebie od połowy tunelu. Wybór można następnie zidentyfikować po tym, za którym pióropuszem owad podąża pod wiatr.

Konstrukcja tunelu aerodynamicznego ułatwia wiele metod uwalniania substancji niestabilnych. Na przykład, określony zapach może zostać uwolniony przed zapachem tła, takim jak emitowany przez roślinę uprawną11,12. Można również testować różne bodźce wzrokowe13,14. Układ doświadczalny musi być dostosowany do każdego gatunku i pytania badawczego.

Naturalne źródła zapachów, takie jak części roślin i syntetyczne zapachy z dozowników, mogą być wprowadzane bezpośrednio na arenę lotów. Aby odizolować zachowania związane z zapachem od obrazu, źródło zapachu może zostać zakryte lub substancje lotne mogą być przenoszone na arenę lotów przez filtrowany węglem drzewnym dopływ powietrza laboratoryjnego z zewnątrz. Źródło zapachu jest następnie zamykane w szklanym słoiku, a powietrze jest przepychane przez słoik do tunelu aerodynamicznego przez rurki teflonowe i szklane rurki. Prędkość lotu w punkcie wypuszczenia powinna odpowiadać prędkości wiatru na arenie.

Aby uwolnić zapachy w określonych proporcjach, można użyć rozpylacza. Opryskiwacz jest dyszą ultradźwiękową ze stożkową końcówką i włożonym mikrootworem ułatwiającym przepływ cieczy o wielkości 10 μl min-1. Dysza jest podłączona do szerokopasmowego generatora ultradźwiękowego i działa z częstotliwością 120 kHz. Pompa strzykawkowa wpycha próbkę zapachu do dyszy opryskiwacza. Rurka fluorowanego etylenu i propylenu (FEP) o średnicy wewnętrznej 0,12 mm łączy gazoszczelną strzykawkę o pojemności 1 ml z dyszą. Adaptery rurek, które pęcznieją w etanolu i kurczą się w powietrzu, ułatwiają szczelne dopasowanie bez objętości wewnętrznej. Wielkość kropelki aerozolu powstającej w wyniku wibracji dyszy jest zależna od częstotliwości i zależy od konkretnego użytego rozpuszczalnika. Małe kropelki odparowują i są przenoszone do tunelu aerodynamicznego w postaci substancji lotnych. Istnieją również inne projekty opryskiwaczy, a tańsza wersja wykorzystująca szklaną kapilarnę napędzaną piezoelektrycznie zapewnia podobne rozwiązanie15.

Syntetyczne mieszanki lub kolekcje przestrzeni nad głową mogą być używane z opryskiwaczem. Próbki rozcieńcza się czystym etanolem do pożądanych stężeń. W przypadku zbierania lotnego próbkę można rozcieńczyć tak, aby odpowiadała czasowi zbierania. Oznacza to, że lotny zbiór próbek pobrany w ciągu 3 godzin należy rozcieńczyć do 1800 μl, co przy szybkości uwalniania z opryskiwacza przy 10 μl min-1 odpowiada 3 godzinom.

Identyfikacja zachowania podczas lotu może być dokonana bezpośrednio przez ręczną obserwację lub analizę wideo post hoc. Lot zorientowany należy odróżnić od lotu losowego. Zachowanie zależne od zapachu można rozpoznać po następujących cechach: zygzakowaty lot w poprzek pióropusza zapachu, prosty lot pod wiatr, gdy znajduje się wewnątrz pióropusza i zapętlenie z powrotem, jeśli kontakt z pióropuszem zostanie utracony. Po utracie atrakcyjnego pióropusza owady mogą również zacząć zygzakowato z rosnącymi łukami, aby ponownie połączyć się z utraconym pióropuszem3,4. Takie zachowanie ma fundamentalne znaczenie w warunkach polowych, gdzie owady podążające za atrakcyjnym zapachem muszą radzić sobie z turbulencjami i zmieniającymi się kierunkami wiatru. Wzorzec lotu nie jest jednolity i różni się w zależności od rzędów owadów. Na przykład silne muchy, takie jak muchy, mają szybszą orientację pod wiatr z szerszym wzorem rzucania niż, a prędkość wiatru powinna zostać zwiększona, aby ułatwić dłuższy względny tor lotu.

Lot owada można również sfilmować. Za pomocą jednej kamery można opisać proste charakterystyki lotu, wykreślając współrzędne x16. Korzystając z dwóch kamer ze zsynchronizowanym przechwytywaniem klatek, lot 3D można zrekonstruować za pomocą zewnętrznego oprogramowania17. Tor lotu może być następnie analizowany w celu uzyskania informacji o prędkości i odległości lotu, kątach lotu w odniesieniu do kierunku wiatru oraz szczegółów dotyczących charakterystyki lotu w odniesieniu do pióropusza zapachu. Dostępne są zarówno niestandardowe, jak i komercyjne urządzenia i oprogramowanie, które umożliwiają automatyczne śledzenie klatka po klatce. Ramki kalibracyjne powinny być używane do odwoływania się do przestrzeni świata rzeczywistego, a prostoliniowe obiektywy szerokokątne powinny być używane w celu zminimalizowania zniekształceń obiektywu. Należy zadbać o to, aby zredukować wizualny hałas tła, taki jak krawędzie i narożniki na arenie tunelu aerodynamicznego, oraz zmaksymalizować dyskryminację owadów i tła. Dzięki zastosowaniu źródła światła podczerwonego, odbicie (np. od nocnych komarów) można sfilmować za pomocą monochromatycznych kamer CCD17.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Przygotowanie szklanych probówek

  1. Przygotuj szklane rurki (np. o średnicy 2,8 cm, długości 13 cm) i zamknij jeden koniec plastikową zatrzaską.
  2. Oddziel 10 owadów do zakrytych szklanych probówek i przykryj pozostały koniec gazą za pomocą gumki. Pozwól owadom zaaklimatyzować się do temperatury, warunków oświetleniowych i wilgotności w pomieszczeniu tunelu aerodynamicznego przez co najmniej 2 godziny
    UWAGA: Liczba owadów w każdej tubie zależy od gatunku i pytania badawczego.

2. Przygotowanie źródeł zapachów

  1. Protokół opryskiwacza.
    1. Napełnić strzykawkę gazoszczelną o pojemności 1 ml rozcieńczonym środkiem do zbierania przestrzeni nad głową lub syntetyczną mieszanką zapachów.
      UWAGA: Zawartość rozcieńczonej przestrzeni nad głową lub syntetycznej mieszanki zapachowej zależy od gatunku owadów i pytania badawczego. Ogólnie rzecz biorąc, stosowane stężenia powinny odpowiadać naturalnym szybkościom uwalniania autentycznego źródła zapachu.
    2. Podłączyć końcówkę strzykawki do rurki FEP za pomocą adapterów rurki i włożyć strzykawkę do pompy strzykawkowej.
    3. Uruchomić pompę strzykawkową.
    4. Uruchom szerokopasmowy generator ultradźwiękowy.
      UWAGA: Uwolnienie aerozolu z rozpylacza można potwierdzić, kierując latarkę poniżej punktu wypuszczenia.
    5. Uruchom opryskiwacz z 96% etanolem na co najmniej 10 minut między zabiegami, aby wyczyścić wnętrze rurek i dyszy. Do wszystkich czynności związanych z czyszczeniem należy używać osobnej strzykawki przeznaczonej do czystego etanolu.
    6. Po użyciu wyczyść strzykawki i końcówkę dyszy 96% etanolem.
  2. Autentyczny protokół źródła zapachu.
    1. Włóż autentyczne źródła zapachów do tunelu aerodynamicznego lub do słoika do zbierania 2 litrów przestrzeni nad głową.
    2. Podłącz słoik do zbierania przestrzeni nad powierzchnią do laboratoryjnego przepływu powietrza i uwolnij do tunelu aerodynamicznego.
      UWAGA: Zbierz materiał roślinny jak najbliżej rozpoczęcia eksperymentów i zapobiegaj więdnięciu, wkładając odcięty koniec do małej fiolki z wodą. Ilość i rodzaj materiału roślinnego lub innego autentycznego źródła zapachu zależy od gatunku owadów i pytania badawczego.
  3. Umieść szklaną rurkę z owadem (owadami) na uchwycie 180 cm z wiatrem od źródła zapachu/światła i 30 cm od ziemi. Zakończony koniec powinien być skierowany pod wiatr.

3. Uruchamianie protokołu

  1. Użyj dwóch aparatów, aby uchwycić dwa różne widoki. Zamontuj kamery nad areną lotów i ustaw je pod kątem, aby uchwycić dwa różne widoki.
  2. Otwórz zaślepkę.
  3. Uruchom timer.
    UWAGA: Różne gatunki wymagają różnych ram czasowych na odpowiedź, np. owocowa jabłoni (Argyresthia conjugella) odpowie w ciągu 4 do 5 minut11, ale winogronowa (Lobesia botrana) potrzebuje do 20 minut na odpowiedź18.
  4. Obserwuj schemat lotu i zwróć szczególną uwagę na charakterystykę lotu i orientację pod wiatr. Oceń osiągi lotu zgodnie z predefiniowanymi kategoriami behawioralnymi, np. start, zorientowany lot na krótkim dystansie (minimum 20 cm), zorientowany lot na dłuższym dystansie (< 5 cm od źródła) i lądowanie.
    UWAGA: Filmowanie i śledzenie 3D za pomocą dwóch kamer może być wykorzystane do uzyskania bardziej szczegółowych informacji na temat charakterystyki lotu. Ogólnie rzecz biorąc, kamery są zamontowane nad areną lotów i ustawione pod kątem, aby uchwycić dwa różne widoki.
  5. Zbierz owady lądujące na ścianach tunelu aerodynamicznego, poza pióropuszem zapachu, i umieść je z powrotem na uchwycie.
    UWAGA: Owady mogą mieć jedną szansę na reagowanie na zapachy lotem pod wiatr i nie mogą być wymieniane.
  6. Zmień na czysty sprzęt szklany między zabiegami.
    UWAGA: Należy przeprowadzać częste zabiegi kontrolne w celu zidentyfikowania możliwych źródeł zanieczyszczeń.
  7. Eutanazja owadów za pomocą CO2 lub przez zamrożenie po eksperymentach.
    UWAGA: W zależności od pytania badawczego, samice mogą być oceniane pod kątem rozwoju jaj lub poddawane oględzinom w celu sprawdzenia stanu skrzydeł lub czułków.

4. Czyszczenie

  1. Umyj wszystkie metalowe i szklane okucia etanolem i wodą i pozostaw do wyschnięcia.
  2. Podgrzej wszystkie metalowe i szklane okucia do 300 °C przez 6 godzin, aby usunąć zanieczyszczenia.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Muchówki z rodziny plazmowatych silnie reagują na zapachy pochodzące z martwych zwierząt, które stanowią efemeryczne podłoże do wzrostu larw19,20. Wykorzystując martwe myszy jako naturalne źródło zapachu, zbadaliśmy szczegóły zachowania podczas lotu 15-dniowych, kopulowanych samic C. vicina, z dodatkiem lub bez dodatku bodźców wizualnych obok punktu uwalniania zapachu13. Aby wyeliminować naturalne ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Tunel aerodynamiczny jest pomocnym narzędziem do identyfikacji zarówno atrakcyjnych, jak i odstraszających zapachów dla wielu owadów 4,9. Dzięki solidnej wiedzy na temat ekologii, biologii i zachowania badanych owadów, można łatwo zidentyfikować ich charakterystykę lotu, a warunki środowiskowe, prędkość wiatru, bodźce wizualne i zastosowanie zapachu można dostosować do potrzeb. Zaleca się, aby na początku pracy z nowym gatunkiem dostroić parametry tunelu aerodyna...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Podziękowania

M. Tasin był wspierany przez Szwedzką Radę ds. Badań Naukowych na rzecz Zrównoważonego Rozwoju (Formas, Grant 2013-934).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Arena lotówdowolnaNAKonstrukcja pasująca do obudowy filtra
Obudowa filtra x 2Camfill FarrZawiera filtry przeciwpyłowe i węglowe
Wentylator x 2FischbachModel D640/E35Cichy wentylator z ciągłym przełącznikiem ściemniacza
Siatki perforowanedowolneNAPotrzebne są dwie różne otwarte przestrzenie, np. 54 i 51%
PrzepływomierzSwema airSwema air 300Identyfikacja prędkości wiatru
Opryskiwacz ultradźwiękowySonoTekDysza opryskiwacza ze stożkową końcówką i włożonym mikrootworem
Szerokopasmowy generator ultradźwiękowySonoTekGenerator funkcyjny
Pompa strzykawkowaCMA mikrodializaCMA 102Dostarczanie cieczy
Rurka FEPMikrodializa0,12 mm wewnętrzna średnica
Adaptery do wężyMikrodializaZłącza do zerowej objętości wewnętrznej
Strzykawka gazoszczelnadowolnaNA1000 i mikro; Strzykawka L do kolekcji headspace i mieszanek syntetycznych
Strzykawka gazoszczelnadowolna NA1000 &mikro; L strzykawka do czyszczenia opryskiwacza
LatarkadowolnaNAMałe źródło światła do sprawdzania zwolnienia opryskiwacza
TimerdowolnyNATimer z funkcją alarmu 
Uchwyt do uwalniania owadówdowolnyNAKonstrukcja metalowa
Oświetleniedowolnejdiody LED NAjest preferowane ze względu na niską produkcję ciepła
NawilżaczdowolnyNARozmiar zależy od objętości pomieszczenia tunelu aerodynamicznego
Regulacja temperaturydowolnaNAZakres temperatur zależy od gatunku
Rurki szklanedowolneNARurki (średnica 2,8 cm, długość 13 cm) do  owady
ZatrzaskdowolnyNAZatrzask pasujący do szklanej rurki
GazadowolnaBRAK BRAK Tkaninado zamykania szklanej rurki
Gumowa opaskadowolnaNADo przytrzymywania gazy na miejscu
Szklany cylinderdowolnyNACylinder do zatrzymywania zapachów i platforma do lądowania (10 cm średnicy, 12,5 cm długości)
Szklane słoikidowolnaNASzklane słoiki do dynamicznego zbierania przestrzeni nad głową
Łączniki i rurkidowolneNARurki i łączniki w zależności od rodzaju szklanych słoików Dopływ
powietrzadowolnyNAZ powietrza laboratoryjnego lub butelek
Filtry węglowedowolneBRAK NIE Doczyszczenia powietrza zewnętrznego sypply
FiolkadowolnaBRAK NAMała fiolka z wodą, aby utrzymać świeżość materiału roślinnego
PiekarnikdowolnyNAPodgrzej metalowe i szklane naczynia do 300 stopni w celu odkażenia
CMA CMA

Bibliografia

  1. Hansson, B. S., et al. Insect olfaction. , Springer. Berlin Heidelberg. (1999).
  2. Murlis, J., Elkinton, J. S., Cardé, R. T. Odor Plumes and How Insects Use Them. Annual Review of Entomology. 37, 505-532 (1992).
  3. Todd, J. L., Baker, T. Ch. 3. Insect olfaction. Hansson, B. , Springer. 67-96 (1999).
  4. Carde, R. T., Willis, M. A. Navigational strategies used by insects to find distant, wind-borne sources of odor. Journal of Chemical Ecology. 34 (7), 854-866 (2008).
  5. Baker, T. C., Fadamiro, H. Y., Cosse, A. A. Moth uses fine tuning for odour resolution. Nature. 393 (6685), 530(1998).
  6. Bruce, T. J. A., Wadhams, L. J., Woodcock, C. M. Insect host location: a volatile situation. Trends in Plant Science. 10 (6), 269-274 (2005).
  7. Srinivasan, M. V., Zhang, S. W. Visual motor computations in insects. Annual Review of Neuroscience. 27, 679-696 (2004).
  8. Rhainds, M., Kettela, E. G., Silk, P. J. Thirty-five years of pheromone-based mating disruption studies with Choristoneura fumiferana (Clemens) (Lepidoptera: Tortricidae). Canadian Entomologist. 144 (3), 379-395 (2012).
  9. Sharpington, P. J., Healy, T. P., Copland, M. J. W. A wind tunnel bioassay system for screening mosquito repellents. Journal of the American Mosquito Control Association. 16 (3), 234-240 (2000).
  10. Baker, T. C., Linn, C. E. Techniques in pheromone research. Hummel, H. E., Miller, T. A. , Springer. 75-110 (1984).
  11. Knudsen, G. K., Tasin, M. Spotting the invaders: A monitoring system based on plant volatiles to forecast apple fruit moth attacks in apple orchards. Basic and Applied Ecology. 16 (4), 354-364 (2015).
  12. Knudsen, G. K., Norli, H. R., Tasin, M. The ratio between field attractive and background volatiles encodes host-plant recognition in a specialist moth. Frontiers in Plant Science. 8, (2017).
  13. Aak, A., Knudsen, G. K. Sex differences in olfaction-mediated visual acuity in blowflies and its consequences for gender-specific trapping. Entomologia Experimentalis et Applicata. 139, 25-34 (2011).
  14. Thöming, G., Norli, H. R., Saucke, H., Knudsen, G. K. Pea plant volatiles guide host location behaviour in the pea moth. Arthropod-Plant Interactions. 8 (2), 109-122 (2014).
  15. El-Sayed, A., Godde, J., Arn, H. Sprayer for quantitative application of odor stimuli. Environmental Entomology. 28 (6), 947-953 (1999).
  16. Haynes, K. F., Baker, T. C. An analysis of anemotactic flight in female moths stimulated by host odour and comparison with the males' response to sex pheromone. Physiological Entomology. 14 (3), 279-289 (1989).
  17. Spitzen, J., Takken, W. Keeping track of mosquitoes: A review of tools to track, record and analyse mosquito flight. Parasites and Vectors. 11 (1), (2018).
  18. Masante-Roca, I., Anton, S., Delbac, L., Dufour, M. -C., Gadenne, C. Attraction of the grapevine moth to host and non-host plant parts in the wind tunnel: effects of plant phenology, sex, and mating status. Entomologia Experimentalis et Applicata. 122 (3), 239-245 (2007).
  19. Johansen, H., et al. Blow fly responses to semiochemicals produced by decaying carcasses. Medical and Veterinary Entomology. 28, 9(2014).
  20. Paczkowski, S., Maibaum, F., Paczkowska, M., Schutz, S. Decaying Mouse Volatiles Perceived by Calliphora vicina Rob.-Desv. Journal of Forensic Sciences. 57 (6), 1497-1506 (2012).
  21. Aluja, M., Prokopy, R. J. Host odor and visual stimulus interaction during intratree host finding behavior of Rhagoletis pomonella flies. Journal of Chemical Ecology. 19 (11), 2671-2696 (1993).
  22. Reeves, J. Vision should not be overlooked as an important sensory modality for finding host plants. Environmental Entomology. 40 (4), 855-861 (2011).
  23. Knudsen, G. K., et al. Discrepancy in laboratory and field attraction of apple fruit moth Argyresthia conjugella to host plant volatiles. Physiological Entomology. 33 (1), 1-6 (2008).
  24. Aak, A., Knudsen, G. K., Soleng, A. Wind tunnel behavioural response and field trapping of the blowfly Calliphora vicina. Medical and Veterinary Entomology. 24, 250-257 (2010).
  25. Montgomery, M. E., Wargo, P. M. Ethanol and other host-derived volatiles as attractants to beetles that bore into hardwoods. Journal of Chemical Ecology. 9 (2), 181-190 (1983).
  26. Skals, N., Anderson, P., Kanneworff, M., Löfstedt, C., Surlykke, A. Her odours make him deaf: Crossmodal modulation of olfaction and hearing in a male moth. Journal of Experimental Biology. 208 (4), 595-601 (2005).
  27. Willis, M. A., Avondet, J. L., Zheng, E. The role of vision in odor-plume tracking by walking and flying insects. Journal of Experimental Biology. 214 (24), 4121-4132 (2011).
  28. Martel, J. W., Alford, A. R., Dickens, J. C. Laboratory and greenhouse evaluation of a synthetic host volatile attractant for Colorado potato beetle, Leptinotarsa decemlineata (Say). Agricultural and Forest Entomology. 7 (1), 71-78 (2005).
  29. Salvagnin, U., et al. Adjusting the scent ratio: using genetically modified Vitis vinifera plants to manipulate European grapevine moth behaviour. Plant Biotechnology Journal. 16 (1), 264-271 (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Zachowanie owad wuwalnianie zapachuanaliza wzorc w lotuinterakcja wzrokowo zapachowasyntetyczna mieszanina zapachowaczyszczenie etanolemprzyci ganie pod wiatrnarz dzia do zwalczania szkodnik wekologia chemiczna

Powiązane artykuły