Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Normothermiczna perfuzja serca ex situ w trybie pracy: ocena czynności serca i metabolizmu

13K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/58430

⸱

12 stycznia 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Faculty of Medicine, University of Alberta, 2Department of Pediatrics, Faculty of Medicine, University of Alberta, 3Department of Biomedical Engineering, Faculty of Medicine, University of Alberta, 4Department of Mechanical Engineering, Faculty of Engineering, University of Alberta, 5Department of Chemical and Materials Engineering, Faculty of Engineering, University of Alberta, 6Canadian National Transplant Research Program, 7Department of Physiology, Faculty of Medicine, University of Alberta

W tym artykule

Podsumowanie

Normothermic ex situ heart perfusion (ESHP), utrzymuje serce w bijącym, półfizjologicznym stanie. W przypadku wykonywania w trybie roboczym ESHP daje możliwość przeprowadzenia zaawansowanych ocen funkcji serca dawcy i żywotności narządów. W tym miejscu opisujemy naszą metodę oceny wydolności mięśnia sercowego podczas ESHP.

Streszczenie

Obecna standardowa metoda konserwacji narządów (chłodnia, CS), naraża serce na okres zimnego niedokrwienia, który ogranicza bezpieczny czas przechowywania i zwiększa ryzyko niekorzystnych skutków po przeszczepie. Co więcej, statyczny charakter CS nie pozwala na ocenę narządów ani interwencję w okresie przechowywania. Normothermiczna perfuzja serca ex situ (ESHP) to nowatorska metoda konserwacji serca dawcy, która minimalizuje zimne niedokrwienie poprzez dostarczanie do serca natlenionego, bogatego w składniki odżywcze perfuzatu. Wykazano, że ESHP nie jest gorszy od CS w zachowaniu serc dawców według standardowych kryteriów, a także ułatwił kliniczne przeszczepianie serc oddanych po stwierdzeniu zgonu w krążeniu. Obecnie jedyne dostępne klinicznie urządzenie ESHP ukrwia serce w stanie nieobciążonym, niedziałającym, co ogranicza ocenę sprawności mięśnia sercowego. Z kolei ESHP w trybie pracy daje możliwość kompleksowej oceny wydolności serca poprzez ocenę parametrów funkcjonalnych i metabolicznych w warunkach fizjologicznych. Co więcej, wcześniejsze badania eksperymentalne sugerowały, że ESHP w trybie pracy może skutkować poprawą zachowania funkcjonalnego. W tym miejscu opisujemy protokół perfuzji ex situ serca w modelu dużego ssaka (świni), który jest odtwarzalny dla różnych modeli zwierzęcych i rozmiarów serca. Oprogramowanie w tym aparacie ESHP pozwala na zautomatyzowane sterowanie prędkością pompy w czasie rzeczywistym w celu utrzymania pożądanego ciśnienia w aorcie i lewym przedsionku oraz ocenia różnorodne parametry funkcjonalne i elektrofizjologiczne przy minimalnej potrzebie nadzoru/manipulacji.

Wprowadzenie

Znaczenie kliniczne

Chociaż większość aspektów transplantacji serca znacznie się rozwinęła od czasu pierwszego przeszczepu serca w 1967 roku, przechowywanie w chłodni (CS) pozostaje standardem w konserwacji serca dawcy1. CS naraża narząd na okres zimnego niedokrwienia, który ogranicza bezpieczny okres przechowywania (4-6 godzin) i zwiększa ryzyko pierwotnej dysfunkcji przeszczepu2,3,4. Ze względu na statyczny charakter CS ocena funkcji lub interwencje terapeutyczne nie są możliwe w okresie między pobraniem narządu a przeszczepieniem. Jest to szczególne ograniczenie w przypadku dawców o rozszerzonych kryteriach, w tym serc oddawanych po śmierci krążeniowej (DCD), co stanowi przeszkodę w pokonaniu znacznej luki między popytem a obecną pulą dawców5,6. Aby rozwiązać to ograniczenie, zaproponowano perfuzję serca ex situ jako nowatorską, półfizjologiczną metodę konserwacji serc dawców, minimalizując narażenie na zimne niedokrwienie poprzez dostarczanie natlenionego, bogatego w składniki odżywcze perfuzatu do serca w czasie konserwacji1,7,8.

Perfuzja serca ex situ

Jedną z najczęściej używanych metod badania ex situ izolowanego serca jest perfuzja Langendorffa. W tej metodzie, wprowadzonej przez Oskara Langendorffa w 1895 roku, krew przepływa do tętnic wieńcowych i wypływa z zatoki wieńcowej izolowanego serca, przy czym serce jest w stanie pustym i bijącym9,10. Wykazano, że kliniczne ESHP w trybie Langendorffa z aparatem Transmedics Organ Care System (OCS) nie jest gorsze od CS w zachowaniu standardowych kryteriów dawców serc1 i ułatwiło kliniczne przeszczepianie serc z DCD11. Istnieją jednak obawy co do zdolności urządzenia do oceny żywotności narządów, ponieważ pewna liczba serc dawców, o których początkowo sądzono, że nadają się do przeszczepu, została odrzucona po perfuzji w OCS3. OCS wspomaga pracę serca w trybie Langendorffa (niedziałającego), a zatem ma ograniczoną zdolność do oceny funkcji pompowania serca3,12. Coraz więcej dowodów sugeruje, że parametry funkcjonalne oferują lepszy sposób oceny żywotności narządów, co sugeruje, że ocena funkcji serca może stać się wiarygodnym narzędziem do oceny i selekcji serc do przeszczepu podczas ESHP3,12,13,14, Ponadto nasze badania ex situ perfundowane serca świń sugerują, że ESHP w trybie pracy zapewnia zwiększoną funkcjonalną ochronę serca podczas interwału perfuzji15,16.

Aparatura ESHP zdolna do zachowania serca w trybie pracy musi posiadać poziom automatyzacji, aby bezpiecznie i precyzyjnie utrzymywać napięcie wstępne, obciążenie następcze i natężenia przepływu. Ponadto taki system powinien charakteryzować się elastycznością, która ułatwi kompleksową ocenę czynności serca, która ma zostać przeprowadzona. Zastosowana tutaj aparatura ESHP jest wyposażona w niestandardowe oprogramowanie, które 1) zapewnia i utrzymuje pożądane ciśnienie/przepływ w aorcie (Ao) i lewym przedsionku (LA) oraz 2) zapewnia analizę parametrów funkcjonalnych w czasie rzeczywistym i wizualną ocenę przebiegów ciśnienia przy minimalnej potrzebie nadzoru. Dane dotyczące ciśnienia są pozyskiwane za pomocą standardowych przetworników ciśnienia wypełnionych płynem, a dane dotyczące przepływu są pozyskiwane za pomocą sond dopplerowskich w czasie tranzytu. Sygnały te są digitalizowane odpowiednio za pomocą mostka i wejścia analogowego. Serce jest ustawione poziomo z lekkim wzniesieniem do wielkich naczyń na miękkiej silikonowej membranie. Mocowania kaniulacji przechodzą przez membranę, zawierając komorę podatności do tłumienia wyrzutu komorowego. Celem niniejszej pracy jest dostarczenie naukowcom zajmującym się transplantacją serca protokołu perfuzji ex situ i oceny serca, w warunkach normotermicznych, półfizjologicznych w trybie pracy, w modelu dużego ssaka (świnia Yorkshire).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury opisane w tym manuskrypcie zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi Kanadyjskiej Rady ds. Opieki nad Zwierzętami oraz przewodnikiem dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych. Protokoły zostały zatwierdzone przez instytucjonalny komitet ds. opieki nad zwierzętami Uniwersytetu Alberty. Protokół ten zastosowano u młodych samic świń Yorkshire o wadze od 35 do 50 kg. Wszystkie osoby biorące udział w procedurach ESHP przeszły odpowiednie szkolenie w zakresie bezpieczeństwa biologicznego.

1. Przygotowania przedoperacyjne

  1. Umieść komorę organową prawidłowo na wózku aparatury i zainstaluj silikonową membranę nośną wewnątrz komory organowej. Punkty połączenia Ao, tętnicy płucnej (PA) i LA można zobaczyć w Rysunek 1.
  2. Zainstaluj sieć przewodów ESHP (reprezentowaną przez Rysunek 2A,B) natleniacz i filtr. Podłącz przewody wodne wymiennika ciepła i rurkę gazową do natleniacza.
  3. Umieść sondy przepływu do pomiaru przepływu w zatokach wieńcowych/PA i LA na odpowiednich rurkach.
  4. Podłącz przetworniki ciśnienia Ao i LA do linii reprezentatywnych w obwodzie.
  5. Upewnij się, że wszystkie połączenia przewodów są mocno przymocowane, a wszystkie kurki i zamki typu luer są prawidłowo zamknięte w miejscach niepodłączonych.
  6. Zalać obwód 750 ml zmodyfikowanego buforu Krebs-Henseleit (NaCl, 85; KCl, 4,6; NaHCO3, 25; KH2PO, 1.2; MgSO4, 1,2; glukoza, 11; i CaCl2, 1,25 mmol/L) zawierające 8% albuminy. Odwietrz pompy Ao i LA, umieszczając wylot pompy nad wlotem tak, aby powietrze opuszczało komorę pompy (Rysunek 3). Roztwór zazwyczaj nie musi być natleniany przed rozpoczęciem perfuzji.
  7. Uruchom oprogramowanie po odpowietrzeniu pomp Ao i LA i zalaniu obwodu.

2. Inicjalizacja i korekty oprogramowania ESHP

UWAGA: Używany tutaj aparat ESHP jest wyposażony w niestandardowy program do sterowania prędkością pompy w celu osiągnięcia i utrzymania pożądanych ciśnień LA i Ao. Oprogramowanie analizuje również parametry funkcjonalne i zapewnia wizualną ocenę przebiegów ciśnienia (Rysunek 4).

  1. Aby uruchomić program ESHP, kliknij skrót programu na monitorze.
  2. Na stronie "ustawienia" kliknij "zainicjuj". Na tablicy pojawi się komunikat inicjujący (Rysunek 5).
  3. Na tej samej stronie wyzeruj czujniki przepływu, klikając "zerowy przepływ LA" i "zerowy przepływ PA". Wiadomość pojawi się na tablicy.
  4. Dostosuj wysokość przetworników ciśnienia do wysokości wspornika silikonowego. Aby wyzerować przetworniki ciśnienia, otwórz przetworniki ciśnienia Ao i LA (oraz wszelkie inne przetworniki ustawione do sprawdzania ciśnienia) do atmosfery, a następnie kliknij przycisk "wyzeruj wszystkie ciśnienia". Wiadomość pojawi się na tablicy.
  5. Na stronie "głównej" stopniowo zwiększaj prędkość pompy Ao aż do momentu, w którym w komorze organowej pojawi się przepływ z kaniuli Ao. W obecnym systemie osiąga się to przy 900–1000 obrotach na minutę (RPM).
  6. Dodaj 750 ml krwi do roztworu perfuzatu, aby zwiększyć całkowitą objętość perfuzatu do 1,5 l (zgodnie z opisem w sekcji "Chirurgia, pobieranie krwi i pobieranie serca"), a następnie zwiększ pompę LA PRM (800-900 obr./min), aby powietrze nie pozostało w kaniuli LA ani w rurki LA pod silikonową membraną nośną.
  7. Po zainicjowaniu oprogramowania sterującego i odpowietrzeniu aparatu ESHP można przystąpić do pobierania serca dawcy
    8. .

3. Preparaty i znieczulenie

  1. Podawać domięśniowo 20 mg/kg ketaminy i 0,05 mg/kg atropiny w celu premedykacji.
  2. Przenieś świnię na salę operacyjną i umieść świnię na stole operacyjnym z ogrzewaniem stołu, aby utrzymać normotermię.
  3. Miareczkować natężenie przepływu tlenu do indukcji maski w zależności od masy zwierzęcia i systemu znieczulającego. W przypadku obwodów anestezjologicznych z zamkniętym obiegiem przepływ tlenu powinien wynosić 20 - 40 ml/kg.
  4. Włączyć izofluran do 4–5%; po jednej lub dwóch minutach może się to zmniejszyć do 3%.
  5. Oceń głębokość znieczulenia. Świnia znajduje się na płaszczyźnie operacyjnej, jeśli nie ma odruchu wycofania w odpowiedzi na szkodliwy bodziec.
  6. Po potwierdzeniu odpowiedniej głębokości znieczulenia należy przystąpić do intubacji.
  7. Umieść sondę pulsoksymetru na języku (preferowane) lub uchu. Nasycenie tlenem mierzone za pomocą pulsoksymetrii powinno utrzymywać się powyżej 90%.
  8. Ogol kępki włosów w lewej i prawej okolicy łokcia oraz lewe kolano. Zmyj oleje ze skóry wodą z mydłem, spłucz alkoholem i całkowicie wysusz. Umieść styki EKG. Unikaj ingerencji przewodu ołowianego w pole operacyjne. Podłącz przewody do właściwych lokalizacji.
  9. Aby utrzymać znieczulenie, dostosuj przepływ tlenu (20–40 ml/kg) i szybkość wdychania gazu (1–3%). Tętno powinno wynosić 80–130 uderzeń/min. Częstość oddechów powinna wynosić 12–30 oddechów/min.
  10. Ogolić, umyć i aseptycznie przygotować miejsce nacięcia.

4. Pobieranie krwi i pobieranie serca

  1. Oceniaj poziom znieczulenia co najmniej co 5 minut, aby potwierdzić płaszczyznę operacyjną (brak odruchu pedałowania i odruchu mrugania, brak reakcji na bolesne bodźce).
  2. Wykonaj sternotomię pośrodkową.
    1. Zidentyfikuj jugulum i mieczykowaty jako punkty orientacyjne.
    2. Za pomocą elektrokoagulacji rozwiń linię środkową między punktami orientacyjnymi, dzieląc tkankę podskórną i powięź między włóknami mięśnia piersiowego większego.
    3. Zaznacz linię środkową wzdłuż kości mostka za pomocą kauteryzacji. Wykonaj osteotomię mostka za pomocą piły elektrycznej lub pneumatycznej. Aby zapobiec powstawaniu urazów leżących poniżej struktur (np. osierdzia i żyły ramienno-głowowej oraz tętnicy nienazwanej), postępuj stopniowo z piłą.
    4. Stopniowo cofaj mostek za pomocą zwijacza mostka. Aby uniknąć nadmiernego napięcia i urazów naczyniowych, nie należy umieszczać zwijacza zbyt daleko od czaszki.
    5. Uwolnij więzadła mostkowo-osierdziowe z tylnej powierzchni mostka za pomocą kauteryzacji.
    6. Otwórz osierdzie nożyczkami Metzenbauma i przymocuj krawędzie osierdzia do mostka za pomocą jedwabnego szwu 1-0.
  3. Przedłuż nacięcie w linii środkowej czaszki o 2–3 cm i odsłoń prawą tętnicę szyjną wspólną i żyłę szyjną wewnętrzną.
  4. Uzyskaj proksymalną i dystalną kontrolę nad naczyniami, otaczając naczynia jedwabnymi opaskami (2-0).
  5. Zawiąż opaski otaczające czaszkę na każdym naczyniu.
  6. Otwórz przednią 1/3 każdego naczynia za pomocą 11 ostrzy, a następnie włóż osłonę 5-6 F do każdego naczynia. Zawiąż ogonową opaskę otaczającą wokół każdego naczynia, aby zabezpieczyć odpowiednie osłony.
  7. Monitoruj ciśnienie tętnicze i w żyłach centralnych, podłączając każdą osłonkę do przetwornika ciśnienia.
  8. Dostarczyć dożylnie 1 000 j./kg heparyny.
  9. Umieść polipropylenowy szew sznurkowy 3-0 wokół prawego wyrostka przedsionka i zabezpiecz go za pomocą sidła.
  10. Wewnątrz szwu ze sznurka torebki wykonaj 1 cm nacięcie na wyrostku za pomocą ostrza 11. Wprowadzić dwustopniową kaniulę żylną (28/36 FR) do nacięcia i umieścić dystalną końcówkę w IVC. Zabezpiecz kaniulę, przywiązując werbel do kaniuli żylnej. Kontroluj wylot kaniuli za pomocą zacisku rurki.
  11. Z dwustopniowej kaniuli żylnej umieszczonej w prawym przedsionku należy stopniowo przez okres 15 minut pobrać 750 ml krwi pełnej od świni do autoklawowanego szklanego pojemnika i jednocześnie zastąpić objętość 1 litrem izotonicznego roztworu krystaloidu, takiego jak Plasmalyte A.
  12. Dodać krew do obwodu perfuzyjnego (który został wcześniej zagruntowany 750 ml buforu Krebs-Henseleit zawierającego 8% albuminy), aby osiągnąć końcową objętość 1,5 l perfuzatu. Perfuzat jest kombinacją 1:1 Krebsa-Henseleita zawierającą 8% roztwór albuminy i pełną krew od zwierzęcia dawcy 17.
  13. Umieść igłę do kardioplegii (14–16 F) w wznoszącym się Ao i zabezpiecz ją werblem.
  14. Podłącz kaniulę kardioplegii do worka kardioplegii i dodaj 100 ml krwi do 400 ml kardioplegii (roztwór szpitala św. Tomasza), aby osiągnąć końcową objętość 500 ml kardioplegii krwi.
  15. Poddaj świnię eutanazji przez wykrwawienie. W przypadku zamiaru dodania większej ilości krwi do perfuzatu po rozpoczęciu perfuzji (zgodnie z celami badania), należy pobrać krew i dodać do niej 10–30 j./ml heparyny i przechowywać ją w szklanym pojemniku lub plastikowej torbie w temperaturze 4 °C przez krótki czas (godziny
    16. )
  16. Zaciśnij krzyżowo wznoszące się Ao za pomocą zacisku Ao i dostarcz roztwór kardioplegiczny do korzenia Ao.
  17. Po zakończeniu podawania roztworu kardioplegicznego należy zdjąć zacisk krzyżowy i wykonać kardiektomię.
    1. Aby ułatwić przymocowanie Ao i PA do ich reprezentatywnej kaniuli, częściowo wypreparuj wznoszące się Ao z PA za pomocą nożyczek Metzenbauma.
    2. Przeciąć żyłę główną górną i dolną, pozostawiając około 1 cm długości na każdej z nich.
    3. Oddziel serce od tylnego śródpiersia, przecinając żyły płucne.
    4. Wytnij serce, upewniając się, że wszystkie naczynia łukowe Ao są pozyskiwane wraz z segmentem opadającego Ao. Zachowaj do bifurkacji PA.
  18. Zważ puste serce. Wielkość przyrostu masy ciała w okresie zachowania ex situ może być wykorzystana jako miara obrzęku narządów.

5. Umieszczenie serca w aparacie ESHP i inicjacja perfuzji

  1. Przytnij nadmiar tkanki wokół LA nożyczkami Metzenbauma i przetnij między żyłami płucnymi, aby utworzyć wspólny otwór.
  2. Umieść szew ze sznurkiem torebki wokół otworu LA za pomocą szwu polipropylenowego 3-0.
  3. Zszyj i zamknij żyłę główną dolną szwem polipropylenowym 3-0. Pozostaw żyłę główną górną otwartą na początku perfuzji, aby upewnić się, że prawa komora (RV) pozostaje zdekompresowana, dopóki perfuzat nie zostanie ogrzany i nie zostanie osiągnięty zorganizowany rytm.
  4. Umieść kaniulę LA w otworze LA i zabezpiecz ją werblem (Rysunek 6).
  5. Delikatnie ściśnij komory, aby odpowietrzyć serce" z 5.5. i dodaj do 5.7. jako Zwiększ prędkość pompy Ao do 1600 obr./min, delikatnie ściskając serce. Pozostałe powietrze w korzeniu Ao zostanie wyrzucone przez gałęzie bezimienne i podobojczykowe.
  6. Przymocuj Ao do kaniuli Ao osadzonej w membranie silikonowej. Zabezpiecz Ao wokół kaniuli za pomocą jedwabnej opaski. Przytnij Ao, aby uzyskać prawidłowe kłamstwo bez napięć i załamań.
  7. Zwiększ prędkość pompy Ao do 1600 obr./min. Pozostałe powietrze w korzeniu Ao zostanie wyrzucone przez gałęzie bezimienne i podobojczykowe.
  8. Podłącz linię przedmuchiwania Ao do tętnicy bezimiennej. Zabezpiecz połączenie jedwabnym krawatem.
  9. Zaczep lewy otwór tętnicy podobojczykowej jedwabnym krawatem. Zabezpiecz zamknięcie werblem i zatrzaskiem. Przez otwór tętnicy podobojczykowej umieść osłonkę wprowadzającą (5f). Upewnij się, że długość cewnika i jego orientacja są odpowiednio wyregulowane, aby nie zakłócały działania zaworu Ao.
  10. Podłącz przetwornik ciśnienia Ao do bocznego portu osłony wprowadzającego.
  11. Odczytaj ciśnienie Ao na monitorze. Dostosuj prędkość pompy Ao, aby osiągnąć średnie ciśnienie 30 mm Hg. W tym momencie (czas 0) perfuzja rozpocznie się w trybie nieroboczym (tryb Langendorffa), a pojawienie się ciemnego odtlenionego perfuzatu w linii PA jest reflektorem przywrócenia przepływu wieńcowego. W razie potrzeby ustaw timer, aby śledzić czas trwania perfuzji.
  12. Włącz wymiennik ciepła i ustaw temperaturę na 38 °C. Perfuzat nagrzewa się do 37–38 °C w ciągu około 10 minut. W przypadku perfuzji normotermicznej serca świni należy utrzymywać temperaturę 38 °C przez cały czas trwania perfuzji.
  13. Utrzymuj perfuzję w trybie nieroboczym przez pierwszą godzinę perfuzji. Dostosuj prędkość pompy LA, aby utrzymać ciśnienie LA na poziomie 0 mmHg.
  14. Gdy temperatura perfuzatu osiągnie >34 °C, oceń rytm i tempo pracy serca i w razie potrzeby dokonaj defibrylacji (5–20 dżuli). Upewnij się, że serce jest całkowicie zdekompresowane przed próbą kardiowersji.
  15. Sprawdź stan rozpuszczonego gazu za pomocą analizatora parametrów krytycznych krwi. Dostosuj mieszaninę gazów, aby utrzymać pH: 7,35–7,45, tętnicze ciśnienie parcjalne dwutlenku węgla (PaCO2): 35–45 mmHg, tętnicze ciśnienie parcjalne tlenu (PaO2): 100–150 mmHg i nasycenie tlenem (sO2) ≥95%.
  16. Gdy serce jest normotermiczne i w stabilnym rytmie, podwiązaj żyłę główną górną.
  17. Podłącz tymczasowe przewody rozrusznika serca do prawej ściany przedsionka i wyczyśćcie serca w trybie AAI z prędkością 100 uderzeń/min.
  18. Przymocuj elektrody elektrokardiograficzne nasierdzia do powierzchni serca.
  19. Przełącz w tryb pracy po 1 godzinie perfuzji w trybie Langendorffa. W tym celu wprowadź żądane ciśnienie LA (zwykle 6–8 mmHg) po lewej stronie strony głównej, w sekcji "żądane LAP" oprogramowania i kliknij przycisk, aby zainicjować pętlę sprzężenia zwrotnego. Aktywowany tryb pracy pojawi się jako zielony przycisk, a prędkość pompy LA będzie automatycznie zwiększać i zmniejszać, aby osiągnąć i utrzymać żądane ciśnienie LA.
  20. Gdy serce zaczyna pracować, opór naczyń wieńcowych spada, co skutkuje niskim ciśnieniem rozkurczowym. Dostosuj prędkość pompy Ao, aby utrzymać ciśnienie rozkurczowe Ao na poziomie 40 mmHg jako obciążenie następcze podczas perfuzji w trybie pracy.

6. Wsparcie metaboliczne podczas ESHP

UWAGA: Roztwory perfuzyjne narządów, w tym roztwór buforowy Krebsa-Henseleita, zazwyczaj zawierają glukozę jako podstawowy substrat energetyczny.

  1. Sprawdzaj poziom glukozy (np. za pomocą gazometrii) w regularnych odstępach czasu podczas perfuzji. W zależności od wskaźników zużycia, za pomocą standardowej pompy infuzyjnej należy zastąpić glukozę ciągłym wlewem tętniczym i/lub dawkami bolusowymi, aby utrzymać stężenie glukozy w tętnicach na poziomie 6–8 mmol/l przez cały czas perfuzji.
  2. Za pomocą oddzielnej pompy infuzyjnej należy dostarczyć 2 U/h insuliny do perfuzatu przez cały czas trwania perfuzji, zmieniając szybkość infuzji insuliny zgodnie z celami badania.
  3. W celu stymulacji serca β-adrenergicznym należy dostarczyć 0,08 μg/min epinefryny do perfuzatu za pomocą standardowej pompy infuzyjnej i kontynuować przez cały czas perfuzji. Alternatywnie można zastosować wlew dobutaminy w ilości 4 μg/min.

7. Środki przeciwbakteryjne i przeciwzapalne

  1. Dodać antybiotyk o szerokim spektrum działania (np. 3,375 grama piperacyliny-tazobaktamu) do perfuzatu na początku perfuzji.
  2. W razie potrzeby dodać do perfuzatu środki przeciwzapalne (np. 500 mg metyloprednizolonu) zgodnie z celami badania.

8. Ocena funkcji

UWAGA: Oprogramowanie sterujące ESHP automatycznie oblicza i rejestruje wskaźniki hemodynamiczne i funkcjonalne w stanie ustalonym co dziesięć sekund.

  1. Ocena funkcji skurczowej i rozkurczowej w stanie ustalonym
    1. W celu oceny i rejestracji danych w stanie stacjonarnym, przez osłonkę wprowadzającą umieszczoną wcześniej w tętnicy podobojczykowej, należy umieścić cewnik warkoczowy wypełniony płynem w lewej komorze (LV) w trybie pracy.
      1. Przepłucz cewnik warkoczowy solą fizjologiczną i umieść w nim przewód doprowadzający.
      2. Delikatnie wprowadzić cewnik do kaniuli osłonki umieszczonej wcześniej w tętnicy podobojczykowej. Gdy tylko przejdzie przez zawór Ao, powoli wyjmij prowadnik i podłącz cewnik warkoczowy do przewodu ciśnieniowego niskiego napięcia.
      3. Postępuj zgodnie z falą ciśnienia LV na monitorze. Rozkurczowa część fali ciśnienia osiągnie zero, gdy cewnik zostanie prawidłowo umieszczony wewnątrz LV. Należy zauważyć, że ten krok jest możliwy tylko w trybie roboczym, ponieważ zawór Ao musi otwierać się normalnie, aby cewnik warkoczowy mógł dostać się do komory. Po umieszczeniu cewnika warkocza w LV i podłączeniu do przetwornika ciśnienia LV, maksymalna i minimalna szybkość zmiany ciśnienia LV (dP/dT min i dP/dT max) zostanie zarejestrowana automatycznie.
    2. Określ wydolność mięśnia sercowego, indeksując zmierzony przepływ na linii LA dla masy serca (ml·min–1·g–1), przy danym stałym ciśnieniu LA (6–8 mmHg) i ciśnieniu rozkurczowym Ao wynoszącym 40 mm Hg i częstości akcji serca wynoszącym 100 uderzeń·min–1. Ciśnienie LA jest równe pojemności minutowej serca, przy założeniu, że nie ma niewydolności Ao. Sprawdź przebieg ciśnienia Ao, aby upewnić się, że nie ma niedoboru Ao.
  2. Ocena pracy z obciążeniem wstępnym przy skoku (PRSW)
    UWAGA: PRSW jest liniową zależnością między objętością końcoworozkurczową a pracą udaru lewej komory (LVSW) i reprezentuje wskaźnik oceny funkcji komór, niezależnie od obciążenia wstępnego, obciążenia następczego i wielkości komory18,19. PRSW można mierzyć za pomocą tego systemu w sposób nieinwazyjny, jak opisano poniżej13.
    1. Usunąć cewnik warkoczowy z lewej powierzchni, ponieważ cewnik może wywołać zaburzenia rytmu serca podczas analizy PRSW, co negatywnie wpłynie na dokładność wyników.
    2. Na stronie głównej, w sekcji "Capture PVL" dostosuj żądaną szybkość spadku prędkości obrotowej pompy LA podczas analizy (zwykle 100–200 obr./min) oraz żądany czas, w którym będzie przeprowadzana analiza (zwykle 10–12 s) (Rysunek 4).
    3. Po wykonaniu powyższych regulacji kliknij "Nagraj PVL". Oprogramowanie automatycznie wyjdzie z trybu pracy i stopniowo zmniejszy prędkość obrotową pompy LA, jednocześnie rejestrując ciśnienie LVSW i LA. Po zakończeniu zbierania danych oprogramowanie wykona regresję liniową na nowo pozyskanym zbiorze danych, aby uzyskać PRSW. Po zakończeniu analizy przez oprogramowanie ESHP, na stronie głównej pojawi się komunikat pokazujący współczynnik korelacji analizy. Naciśnij "OK", jeśli współczynnik (wartość R) jest pożądany (zwykle >0,95). Wyniki analizy PRSW zostaną zarejestrowane.
    4. Po wykonaniu analizy, aby powrócić do perfuzji w trybie pracy, kliknij "Naciśnij, aby rozpocząć tryb pracy; " w przeciwnym razie oprogramowanie będzie kontynuowane w trybie Langendorff (niedziałającym). Szary przycisk zmieni kolor na zielony, wskazując powrót do trybu pracy. Jeśli konieczna jest ponowna analiza PRSW, przed każdą nową próbą należy upewnić się, że wartości ciśnienia/przepływu LA powracają do poprzednich wartości w stanie ustalonym.

9. Ocena metaboliczna perfundowanego serca ex situ

  1. Oceń stan metaboliczny serca i perfuzatu podczas ESHP, korzystając z informacji uzyskanych z analizy gazometrii próbek perfuzatu pobranych zarówno z linii Ao (tętniczych), jak i PA (żylnych) co 1-2 godziny.
  2. Wykonaj analizę gazometrii krwi (co 1-2 godziny) w celu monitorowania stanu gazowego i jonowego perfuzatu. Dostosuj skład gazu (O2 iCO2) i prędkość przemiatania, aby utrzymać pH 7,35–7,45, paO2 100–150 mmHg ipaCO2 35–45 mmHg. Dostosuj i utrzymuj stężenie jonów perfuzatu potasu i wapnia w zakresie fizjologicznym podczas perfuzji (np. w razie potrzeby przez dodanie chlorku wapnia).
  3. Wykorzystaj informacje uzyskane z gazometrii krwi i przepływu krwi wieńcowej, aby obliczyć parametry metaboliczne. Na przykład oblicz zużycie tlenu w mięśniu sercowym (MVO2) i sprawność mechaniczną niskiego napięcia (ME) w następujący sposób:
    1. Oznaczyć MVO2 (ml O2 · min-1 · 100 g-1) mnożąc przepływ krwi wieńcowej (CBF) przez różnicę tętniczo-żylną zawartości tlenu (CaO2 – CvO2).
      MVO2 = [CaO2 - CvO2 (mL O2 · 100 mL-1)] × CBF (mL . min-1 . 100 g masy serca), gdzie;
      Zawartość tlenu we krwi tętniczej (CaO2) = [1,34 (ml O2 . g Hb-1) × stężenie Hb (g · 100 mL-1) × nasycenie tlenem (%)] + [0,00289 (ml O2 · mm Hg-1 · 100 mL-1) × PaO2 (mm Hg)]
      Zawartość tlenu żylnego (CvO2) = [1,34 (ml O2 · g Hb-1) × stężenie Hb (g · 100 mL-1) × nasycenie tlenem (%)] + [0,00289 (ml O2 · mm Hg-1 · 100 mL-1) × PvO2 (mm Hg)]
    2. Obliczyć sprawność mechaniczną nn (ME) w następujący sposób:
      ME = LVSW (J . uderzenie-1) / MVO2 (J . uderzenie-1) gdzie
      Praca udarowa = {średnie ciśnienie tętnicze (mmHg) - ciśnienie LA (mmHg)} × {przepływ LA (mL . min-1)/ tętno (uderzenia . min-1)} × 0,0001334 (J . mL-1 . mmHg-1), i
      MVO2 (J . uderzenie-1) = {MVO2 (ml . min-1)/tętno (uderzenia . min-1)} × 20 (dżuli . mL-1)

10. Usunięcie serca z aparatu ESHP po zakończeniu perfuzji

  1. Wyjdź z trybu pracy. Zmniejsz prędkość obrotową pompy LA do zera.
  2. Zmniejsz obroty pompy Ao do zera.
  3. Usuń warkocz i osłony.
  4. Szybko usuń wszystkie nasadki do serca.
  5. Zważ puste serce, aby określić stopień powstania obrzęku mięśnia sercowego.
  6. Szybko pobierz próbki tkanek o odpowiedniej wielkości z lewej i prawej komory i umieść je w żelu o optymalnej temperaturze cięcia (OCT), formalinie i/lub zamroź je w ciekłym azocie. Próbki należy przechowywać do przyszłych badań (próbki OCT i zamrożone błyskawicznie w zamrażarce o temperaturze -80 °C, próbki przechowywane w formalinie w odpowiednio zamkniętym pojemniku w temperaturze pokojowej).
  7. Zamknij program; wszystkie zarejestrowane dane zostaną zapisane.
  8. Pozostałe tkanki, krew, materiały bioaktywne i zużyte elementy aparatury ESHP należy wyrzucić zgodnie z protokołami instytucjonalnymi.
  9. Dokładnie wyczyść wózek ESHP za pomocą odkażającego środka do czyszczenia twardych powierzchni (np. 70% etanolu).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Na początku perfuzji (w trybie niepracującym), serce zazwyczaj powraca do rytmu zatokowego, gdy temperatura systemu i perfuzatu zbliża się do normotermii. Podczas przechodzenia w tryb pracujący, w miarę zbliżania się ciśnień w LA do wartości docelowych, na zapisie ciśnienia w Ao powinien być obserwowany wyrzut, a przepływ w LA (odzwierciedlający rzut serca) powinien stopniowo wzrastać. W modelu świni rasy Yorkshire (35–50 kg) przy początkowej masie serca 180–220 g, początkowy przepływ w L...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Skuteczna perfuzja jest definiowana zgodnie z celami badania; Powinno to jednak obejmować nieprzerwane ESHP przez pożądany okres czasu i pełne zebranie danych dotyczących czynności serca podczas perfuzji. W tym celu należy postępować zgodnie z kilkoma krytycznymi krokami w protokole.

Serce jest narządem o dużym zapotrzebowaniu na tlen i energię, a zminimalizowanie czasu niedokrwienia przed kaniulacją i perfuzją jest ważną zasadą, której należy przestrzegać. Proces pobrania, zamontowania serca ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

DHF posiada patenty na technologię i metody perfuzji narządów ex situ . DHF i JN są założycielami i głównymi udziałowcami Tevosol, Inc.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez granty z Kanadyjskiego Narodowego Programu Badań Transplantacyjnych. SH jest stypendystą Wydziału Lekarsko-Dentystycznego Motyl Graduate Scholarship w dziedzinie nauk kardiologicznych. DHF jest laureatem grantu Collaborative Research Projects (CHRP) w ramach pomocy od National Sciences and Engineering Research Council oraz Canadian Institutes of Health Research.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Nożyczki preparacyjne Debakey-MetzenbaumPilling342202
Nożyczki preparacyjne MAYOPilling460420
Kleszcze dokciuków Pilling465165
Debakey proste kleszczyki do tkanek naczyniowych Pilling351808
CUSHING Kleszcze opatrunkowePilling466200
Uchwyt na igły JOHNSONUchwyt
DERFPilling443120
Piła mostkowaStryker6207
Retraktor mostkaPilling341162
Zacisk do rurki VorsePilling351377
MORRIS zacisk aorty wstępującejPilling353617
Zestaw werbli chirurgicznych (opasek uciskowych)MedtronicCVR79013
2-0 SILK 12" x 18" niciETHICONA185H
3-0 PROLENE niebieski 18" PS-2 tnącyETHICON8687H
Napęd pompy Biomedicus (zmodyfikowany)Medtronic540Zmodyfikowany, aby umożliwić zdalne elektroniczne sterowanie prędkością pompy
Pompa BiomedicusMaquetBPX-80
Oksygenator membranowy D 905SORIN GROUP50513
Moduł przepływu rur   Zaciskowy czujnik przepływu TransonicTs410
PXLPrzetwornikME9PXL-BL37SF
Rurka Edwards VSYPX272 Intercepting 3/8" x 3/32" xX 6'Medtronic3506
Rurka przechwytująca 1/4" x 1/16" x 8'Medtronic3108
Cyrkulator kąpielowy GrantTX-150
ABL 800 FLEX Analizator parametrów krytycznychRadiometr989-963
DLP kaniula kardioplegii (kaniula korzenia aorty)Medtronics20613994495406
5F Prosty cewnik warkoczowy VentriculrCORDIS534550S
5F AVANTI+ Wprowadzenie osłonyCORDIS504605A
AmplatzCORDIS502571A
Medtronic5388
DefibryltorCodeMasterM1722B
Pompa infuzyjnaBaxterAS50
Chirurgiczne urządzenie do elektrokoagulacjiKls MartinME411
Mieszalnik gazówSECHRIST3500 CP-G
Medyczny zbiornik tlenupraxair2014408
Zbiornik na dwutlenek węglapraxair5823115
Albumina surowicy bydlęcejMP biomedicals218057791
na igły do pillingu 510312 ciśnienia TruWave Transonic podgrzewana/chłodzona Szmaragdowa prowadnica Rozrusznik serca dwukomorowy

Bibliografia

  1. Ardehali, A., et al. Ex-vivo perfusion of donor hearts for human heart transplantation (PROCEED II): a prospective, open-label, multicentre, randomised non-inferiority trial. Lancet. 385 (9987), 2577-2584 (2015).
  2. Collins, M. J., Moainie, S. L., Griffith, B. P., Poston, R. S. Preserving and evaluating hearts with ex vivo machine perfusion: An avenue to improve early graft performance and expand the donor pool. European Journal of Cardiothoracic Surgery. 34 (2), 318-325 (2008).
  3. Freed, D. H., White, C. W. Donor heart preservation: Straight up, or on the rocks? Lancet. 385 (9987), 2552-2554 (2015).
  4. Guibert, E. E., et al. Organ preservation: Current concepts and new strategies for the next decade. Transfusion Medicine and Hemotherapy. 38 (2), 125-142 (2011).
  5. Collins, M. J., et al. Use of diffusion tensor imaging to predict myocardial viability after warm global ischemia: Possible avenue for use of non-beating donor hearts. Journal of Heart and Lung Transplantation. 26 (4), 376-383 (2007).
  6. White, C. W., et al. A cardioprotective preservation strategy employing ex vivo heart perfusion facilitates successful transplant of donor hearts after cardiocirculatory death. Journal of Heart and Lung Transplantation. 32 (7), 734-743 (2013).
  7. Iyer, A., et al. Normothermic ex vivo perfusion provides superior organ preservation and enables viability assessment of hearts from DCD donors. American Journal of Transplantation. 15 (2), 371-380 (2015).
  8. Peltz, M., et al. Perfusion preservation maintains myocardial ATP levels and reduces apoptosis in an ex vivo rat heart transplantation model. Surgery. 138 (4), 795-805 (2005).
  9. Liao, R., Podesser, B. K., Lim, C. C. The continuing evolution of the Langendorff and ejecting murine heart: New advances in cardiac phenotyping. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 303 (2), H156-H167 (2012).
  10. Rivard, L., Gallegos, R., Ogden, I., Bianco, R. Perfusion Preservation of the Donor Heart: Basic Science to Pre-Clinical. Journal of Extra Corporeal Technology. 41 (3), 140-148 (2009).
  11. Dhital, K. K., et al. Adult heart transplantation with distant procurement and ex vivo preservation of donor hearts after circulatory death: A case series. Lancet. 385 (9987), 2585-2591 (2015).
  12. Messer, S., Ardehali, A., Tsui, S. Normothermic donor heart perfusion: Current clinical experience and the future. Transplant International. 28 (6), 634-642 (2015).
  13. White, C. W., et al. Assessment of donor heart viability during ex vivo heart perfusion. Canadian Journal of Physiology and Pharmacology. 93 (10), 893-901 (2015).
  14. Messer, S. J., et al. Functional assessment and transplantation of the donor heart after circulatory death. Journal of Heart and Lung Transplantation. 35 (12), 1443-1452 (2016).
  15. Hatami, S., et al. Endoplasmic reticulum stress in ex vivo heart prfusion: A comparison between working vs non-working modes. Canadian Journal of cardiology. 33 (10), (2017).
  16. White, C. W., et al. Ex vivo perfusion in a loaded state improves the preservation of donor heart function. Canadian Journal of cardiology. 31 (10), s202(2015).
  17. White, C. W., et al. A wholeblood-based perfusate provides superior preservation of myocardial function during ex vivo heart perfusion. Journal of Heart and Lung Transplantation. (14), (2014).
  18. Lips, D. J., et al. Left ventricular pressure-volume measurements in mice: comparison of closed-chest versus open-chest approach. Basic Research in Cardiology. 99 (5), 351-359 (2004).
  19. Morita, S. Is there a crystal ball for predicting the outcome of cardiomyopathy surgery? Preload recruitable stroke work, may be a possible candidate. Journal of Cardiology. 71 (4), 325-326 (2018).
  20. Hatami, S., et al. Canadian Society for Transplantation. , Halifax. (2017).
  21. Anthony, C., et al. Ex vivo coronary angiographic evaluation of a beating donor heart. Circulation. 130 (25), e341-e343 (2014).
  22. Sandha, J. K., et al. Steroids Limit Myocardial Edema During Ex vivo Perfusion Of Hearts Donated After Circulatory Death. Annals of Thoracic Surgery. , (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Tryb pracy perfuzjiOcena funkcji sercaOcena metabolicznawi ski model sercaKontrola ci nienia aortyCi nienie w lewym przedsionkuPRSW Preload Recruitable Stroke WorkAnaliza gazometryczna krwiOcena echokardiograficzna
Normothermiczna perfuzja serca ex situ w trybie pracy: ocena czynności serca i metabolizmu
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.