Artykuł metodologiczny

Model in vitro systemu perfuzyjnego z równoległymi płytkami do badania przylegania bakterii do tkanek przeszczepu

DOI:

10.3791/58476

⸱

7 stycznia 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Cardiovascular Developmental Biology, Department of Cardiovascular Sciences, KU Leuven, 2Centre for Molecular and Vascular Biology, Department of Cardiovascular Sciences, KU Leuven, 3Department of Biohybrid & Medical Textiles, AME - Helmholtz Institute for Biomedical Engineering, RWTH Aachen University, 4European Homograft Bank, Saint Jean Clinique, 5Division of Clinical Cardiac Surgery, Department of Cardiovascular Sciences, KU Leuven

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisujemy zaprojektowany przez nas model komory przepływowej in vitro, który pozwala na badanie przylegania bakterii do przeszczepionych tkanek.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Różne przewody z zaworami i zastawki montowane na stentach są używane do wymiany zastawki prawej komory drogi odpływu (RVOT) u pacjentów z wrodzonymi wadami serca. Jednak w przypadku stosowania materiałów protetycznych przeszczepy te są podatne na infekcje bakteryjne i różne reakcje gospodarza.

Identyfikacja czynników bakteryjnych i gospodarzy, które odgrywają istotną rolę w wewnątrznaczyniowym przyleganiu mikroorganizmów, jest niezbędna do lepszego zrozumienia patofizjologii początku infekcji, takich jak infekcyjne zapalenie wsierdzia (IE) i opracowania strategii prewencyjnych. W związku z tym konieczne jest opracowanie kompetentnych modeli do badania adhezji bakterii w fizjologicznych warunkach ścinania. W tym miejscu opisujemy zastosowanie nowo zaprojektowanej komory perfuzyjnej in vitro opartej na równoległych płytkach, która umożliwia badanie przylegania bakterii do różnych składników przeszczepionych tkanek, takich jak odsłonięta macierz zewnątrzkomórkowa, komórki śródbłonka i obszary obojętne. Ta metoda w połączeniu ze zliczaniem jednostek tworzących kolonie (CFU) jest wystarczająca do oceny skłonności materiałów do przeszczepów w kierunku adhezji bakteryjnej pod przepływem. W dalszej kolejności system komór przepływowych może być wykorzystany do zbadania roli składników krwi w adhezji bakterii w warunkach ścinania. Wykazaliśmy, że źródło tkanki, morfologia jej powierzchni i specyficzność gatunkowa bakterii nie są głównymi czynnikami decydującymi o przyleganiu bakterii do przeszczepionych tkanek, korzystając z naszego własnego modelu perfuzji in vitro.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Staphylococcus aureus (S. aureus) wykorzystuje różnorodne strategie wirulencji, aby obejść system obrony immunologicznej gospodarza, kolonizując biologiczne lub niebiologiczne powierzchnie wszczepione do ludzkiego krążenia, co prowadzi do poważnych infekcji wewnątrznaczyniowych, takich jak sepsa i IE1,2,3,4,5. IE pozostaje ważnym powikłaniem związanym z leczeniem u pacjentów po implantacji protez zastawek serca, podczas gdy poszczególne czynniki przyczyniające się do wystąpienia IE nie są jeszcze w pełni poznane6,7. W warunkach przepływu bakterie napotykają siły ścinające, które muszą pokonać, aby przylgnąć do ściany naczynia8. Interesujące są modele, które pozwalają badać wzajemne oddziaływanie między bakteriami a protezą tkanki zastawki lub śródbłonka pod przepływem, ponieważ lepiej odzwierciedlają sytuację in vivo.

Kilka specyficznych mechanizmów ułatwia bakteryjne przyleganie do komórek śródbłonka (ECs) i do odsłoniętej macierzy podśródbłonkowej (ECM), prowadząc do kolonizacji tkanek i dojrzewania roślin, co jest niezbędnym wczesnym krokiem w IE9. Różne gronkowcowe białka powierzchniowe lub MSCRAMM (mikrobiologiczne składniki powierzchniowe rozpoznające cząsteczki macierzy adhezyjnej) zostały opisane jako mediatory adhezji do komórek gospodarza i białek ECM poprzez interakcję z cząsteczkami takimi jak fibronektyna, fibrynogen, kolagen i czynnik von Willebranda (VWF)8,10,11. Jednak ze względu na wewnątrzcząsteczkowe fałdowanie niektórych czynników wirulencji, badane głównie w warunkach statycznych, wiele z tych interakcji może mieć różne znaczenie w infekcjach wewnątrznaczyniowych we krwi krążącej.

Dlatego prezentujemy zaprojektowany przez nas model komory przepływu równoległego na płytce in vitro, który pozwala na ocenę przylegania bakterii do różnych składników ECM i EC w kontekście przeszczepów tkanek wszczepionych w pozycji RVOT. Ogólnym celem metody opisanej w niniejszej pracy jest zbadanie mechanizmów interakcji między bakteriami a leżącymi u ich podstaw tkankami wewnątrznaczyniowymi w warunkach przepływu, które są ściśle związane ze środowiskiem in vivo patogenów krwi, takich jak S. aureus. To nowatorskie podejście koncentruje się na podatności powierzchni przeszczepionych tkanek na przyleganie bakterii w celu zidentyfikowania potencjalnych czynników ryzyka rozwoju IE.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Przygotowanie tkanek do badań in vitro

Uwaga: Użyto trzech rodzajów tkanek: plastra osierdzia bydlęcego (BP), kriokonserwowany homograft (CH) i przeszczepy żyły szyjnej bydlęcej (BJV). W przypadku przewodu BJV i CH (tkanka przetworzona przez Europejski Bank Homoprzeszczepów (EHB) i przechowywana przed użyciem w ciekłym azocie) wykorzystano zarówno płatki ścienne, jak i zastawkowe. Łata BP i przewód BJV zostały zakupione od producentów. Przed użyciem rozmrozić CH zgodnie z instrukcjami EHB12.

  1. Przed użyciem spłucz wszystkie chusteczki 0,9% NaCl.
  2. Przygotuj biopsje tkanek za pomocą jednorazowego dziurkacza do biopsji skóry, aby wyciąć okrągłe kawałki tkanki (o średnicy 10 mm).
  3. Przytnij wszystkie plastry tkanek na tę samą wysokość za pomocą jednorazowych sterylnych skalpeli.
  4. W przypadku tkanek utrwalonych aldehydem glutarowym (na przykład przewód BJV) należy inkubować fragmenty przeszczepu przez noc w temperaturze 4 °C z 200 g/l albuminy ludzkiej w celu zneutralizowania utrwalacza.
  5. Wypłukać pozostałości aldehydu glutarowego z 0,9% NaCl na płytce do mikromiareczkowania. Powtórz 3 razy przez 1 minutę.

2. Przygotowanie bakterii do eksperymentów perfuzyjnych

Uwaga: Użyto trzech izolatów bakteryjnych: S. aureus Cowan (ATCC 12598), S. epidermidis ATCC 149900 i S. sanguinis NCTC 7864. S. aureus i S. epidermidis hodowano w temperaturze 37 °C w bulionie sojowym tryptycznym (TSB), a S. sanguinis w temperaturze 37 °C z 5% CO2 w bulionie do infuzji serca (BHI).

  1. Przygotuj nocną hodowlę bakterii na stałej płytce z agarem z krwią.
    1. Za pomocą sterylnej pętli zeskrobać zamrożone bakterie i zaszczepić na płytce z agarem z krwią Muellera-Hintona w celu przeprowadzenia nocnej hodowli w temperaturze 37 °C.
  2. Użyj sterylnej pętli inokulacyjnej, aby pobrać pojedynczą kolonię z nocnej kultury agaru z krwią i zaszczepić w 10 ml TSB lub BHI w probówce o pojemności 14 ml i hodować przez noc w temperaturze 37 °C.
  3. Odwirować nocne kultury (3000 x g, 4 °C, 10 min) i ponownie zawiesić granulki w 10 ml roztworu soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS). Umieść probówki o pojemności 14 ml na lodzie.
  4. Przygotować podwielokrotność 3,7 mg/ml roztworu estru N-hydroksy-sukcynimidylu (CF) karboksy-fluoresceiny (CF) w etanolu i przechowywać w temperaturze -20 °C. Dalej rozcieńczyć zapas CF do 150 μg/ml przy użyciu "ultraczystej" wody.
    Uwaga: Probówki należy chronić przed światłem za pomocą folii aluminiowej i przechowywać w temperaturze -20 °C.
  5. Odwirować bakterie (3000 x g, 4 °C, 10 min) i ponownie zawiesić granulki w 800 μl PBS i dodać 200 μl roztworu CF o stężeniu 150 μg/ml (końcowe stężenie 30 μg/ml używane do eksperymentów perfuzyjnych). Chronić probówki przed światłem folią aluminiową i inkubować przez 30 minut za pomocą wytrząsarki orbitalnej.
  6. Po znakowaniu zablokować 2% roztworem albuminy surowicy bydlęcej (BSA) w PBS i odwirować (3000 x g, 4 °C, 10 min). Następnie należy przeprowadzić etap płukania przy użyciu 10 ml PBS i bakterii granulowanych przez odwirowanie (3000 x g, 4 °C, 10 min).
  7. Rozcieńczyć bakterie PBS, aby uzyskać 107 jednostek tworzących kolonie (CFU)/ml (zweryfikowane przez CFU liczące na płytkach z agarem z krwią Muellera-Hintona), co odpowiada OD600 (gęstość optyczna) 0,65. Trzymaj probówki w ciemności na lodzie przed eksperymentami perfuzyjnymi.
    Nuta. Należy pamiętać, że pomiary OD600 odzwierciedlają przybliżoną liczbę bakterii. W celu obliczenia skutecznej dawki inokulacji, metoda seryjnego rozcieńczania jest dodatkowym niezbędnym krokiem w celu sprawdzenia liczb opartych na OD, jak opisano w sekcji 3.8.

3. Eksperymenty perfuzyjne in vitro z wykorzystaniem komory przepływowej z równoległą płytką

  1. Zamontuj biopsje tkanek o średnicy 10 mm i tej samej grubości (przygotowane w krokach 1.1 - 1.5) w systemie komór przepływowych z wewnętrzną powierzchnią skierowaną do góry, aby uzyskać kontakt z zawiesiną bakteryjną.
    Uwaga: Ta sama grubość tkanki w różnych przeszczepach zapewnia osiągnięcie tej samej wysokości tkanki w kanale, umożliwiając przepływ laminarny w każdych warunkach. Wszystkie elementy komory przepływowej są przedstawione i opisane w Rysunek 1.
    1. Aby rozpocząć protokół, umieść okrągły kawałek tkanki między szkiełkiem mikroskopowym z okrągłą perforacją 8 mm a gumową uszczelką.
      Uwaga: Szkiełko mikroskopowe posiada ultracienką dolną folię, która umożliwia wygenerowanie otworu o średnicy 8 mm. Wraz z arkuszem gumy mocuje tkankę, aby umożliwić bezpośredni kontakt między próbką a przepływającym podłożem, a także zapobiega przemieszczeniu biopsji podczas eksperymentu. Powierzchnia badanej tkanki, która jest wystawiona na działanie przepływu (mniejsza średnica), nie może być manipulowana przez kleszcze.
    2. Włóż uchwyt z chusteczką do arkusza uszczelki, który jest osadzony w dolnej metalowej ramie komory.
    3. Przymocuj górną metalową ramę z odpowiednim arkuszem uszczelki do dolnej części komory za pomocą wcześniej włożonego uchwytu na chusteczki. Następnie zamontuj całą komorę za pomocą ośmiu i nakrętek. Upewnij się, że wysokość komory jest zawsze taka sama we wszystkich przeszczepach.
      Uwaga: Wysokość komory należy ustalać zawsze po dokręceniu. Użyj suwmiarki lub linijki.
  2. Połączyć komorę przepływową z pompą perystaltyczną i zbiornik płynu z rurkami.
  3. Perfuzja tkanek za pomocą zawiesin 10 7 CFU/ml (zweryfikowanych przez zliczanie CFU i odnoszących się do pomiarów OD600) fluorescencyjnie znakowanych bakterii w PBS z naprężeniem ścinającym 3 dyn/cm2 (dyn na centymetr kwadratowy jednostki ciśnienia) za pomocą pompy perystaltycznej (natężenie przepływu 4 ml/min) przez 1 godzinę przy użyciu zbiornika bakteryjnego o pojemności 400 ml (projekt własny, Rysunek 1) kondycjonowane w temperaturze 37 °C za pomocą termostatu płytowego (tabela materiałów).
  4. Zawiesinę bakteryjną o pojemności 100 ml należy prowadzić w sposób ciągły w celu jej recyrkulacji, korzystając z tego samego zbiornika zbiorczego.
  5. Po perfuzji zdemontuj komorę, aby uwolnić przeszczep i umyj kawałek tkanki dwa razy 4 ml PBS na 12-dołkowej płytce za pomocą laboratoryjnej wytrząsarki orbitalnej przez 3 minuty każda. Następnie należy przeciąć wewnętrzną część przeszczepu za pomocą stempla do biopsji skóry o mniejszej średnicy.
  6. Umieść każdą biopsję tkanki w oddzielnej probówce o pojemności 14 ml zawierającej 1 ml sterylnego 0,9% NaCl. Oznacz tubę jako #1.
  7. Odłączyć bakterie od tkanki za pomocą kąpieli sonizacyjnej przez 10 minut (amplituda = 100% i częstotliwość = 45 kHz).
    Uwaga: Całkowite oderwanie bakterii od przeszczepów tkankowych należy ocenić po inkubacji plastrów przez noc w temperaturze 37 °C w płynnym podłożu TSB, a następnie pomiarach OD600 w porównaniu z plastrami kontrolnymi traktowanymi roztworem wolnym od bakterii.
  8. Użyj metody seryjnego rozcieńczania na płytkach agarowych krwi Muellera-Hintona, aby policzyć jtk.
    1. Przygotować pojedynczą probówkę o pojemności 14 ml z 10 ml sterylnego roztworu soli fizjologicznej, aby wykonać seryjne rozcieńczenia zawiesiny bakteryjnej otrzymanej po sonikacji. Oznacz tę tubę jako #2.
      Uwaga: Do każdego eksperymentu tkankowego niezbędna jest jedna probówka z 10 ml 0,9% NaCl.
    2. Przygotować trzy probówki o pojemności 14 ml z 10 ml sterylnego 0,9% NaCl do seryjnych rozcieńczeń początkowej zawiesiny bakteryjnej z kroku 2.7. Oznacz probówki w następujący sposób #3, #4, #5.
      Uwaga: Ten krok jest niezbędny, aby poznać rzeczywistą liczbę CFU w zawiesinie bakteryjnej użytej w eksperymencie perfuzjowym.
    3. Mieszaj każdą probówkę przez 15 sekund. Mieszaj probówki z biopsją tkanki, a także początkową zawiesiną bakteryjną, aby uzyskać seryjne rozcieńczenia.
    4. Przygotować trzy płytki agarowe, dwie do eksperymentu tkankowego (perfuzja bakterii i kontrolna perfuzja PBS), a trzecia do początkowej zawiesiny bakteryjnej używanej do perfuzji.
    5. Oznaczyć trzy sektory na każdą płytkę do eksperymentu tkankowego w następujący sposób: 10-1, 10-3 i 10-4. Aby policzyć liczbę CFU w perfuzatach bakteryjnych, oznacz płytkę w następujący sposób: 10-1, 10-3, 10-5 i 10-7,
      Uwaga: Wszystkie oznaczenia na płytkach agarowych, takie jak 10-1, 10-3 i tak dalej, odnoszą się do ostatecznej liczby jtk/ml obliczonej następnego dnia. Płyta sterownicza nie wymaga żadnych sektorów. Przed użyciem płytki agarowe z krwią należy umieścić pod kapturem laminarnym i otworzyć w celu usunięcia nadmiaru wilgoci.
    6. Aby kontynuować przygotowywanie seryjnych rozcieńczeń, przenieś 100 μl probówki #1 do probówki #2 i energicznie wymieszaj z wirem.
    7. Rozprowadzić 100 μl zawartości probówki #1 i #2 na odpowiednich sektorach 10-1 i 10-3 płytki agarowej. Podobnie, rozprowadź 10 μl probówki #2 na sektorze 10-4, powtórz ten krok 4 razy, aby uzyskać 4 oddzielne narośla z każdej objętości 10 μL.
      Uwaga: Ze względu na małą objętość używaną do powlekania w sektorze 10-4, zaleca się posiadanie wielokrotnej liczby kropel, aby uzyskać średnią liczbę wyhodowanych CFU.
    8. Aby przygotować seryjne rozcieńczenia początkowej hodowli, przenieś 100 μl zawiesiny bakteryjnej z kroku 2.7 do probówki #3 i energicznie wymieszaj z wirem. Dodaj 100 μl probówki #3 do probówki #4 i dobrze wymieszaj, powtórz procedurę dla kolejnej probówki #5.
    9. Rozprowadzić 100 μl zawartości probówek #3, #4, #5 i dostosowanej zawiesiny bakteryjnej (krok 2.7) odpowiednio na sektorach 10-3, 10-5, 10-7 i 10-1 płytki z agarem do krwi.
    10. Pozostaw płytki z agarem do krwi w okapie laminarnym, aby wyschły na powietrzu, rozprzestrzeniając się bakterie, zwykle przez 10 minut. Następnie umieścić płytki w temperaturze 37 °C do inkubacji przez noc.
    11. Po całonocnej inkubacji należy policzyć kolonie bakteryjne, aby uzyskać liczbę CFU wynikającą z adhezji do biopsji tkanek, a także CFU/ml w wyjściowej zawiesinie bakteryjnej używanej do perfuzji. Wyrażać wyniki w jtk/cm2.

4. Mikroskopia fluorescencyjna przylegających bakterii do przeszczepiania tkanek po perfuzji

  1. Po perfuzji umyj kawałki tkanki PBS (patrz krok 3.5) i odetnij wewnętrzną część przeszczepu za pomocą stempla o mniejszej średnicy.
  2. Przygotować płytkę 6-dołkową i umieścić kropelki podłoża montażowego (Tabela materiałów).
  3. Umieść każdy kawałek tkanki perfundowaną powierzchnią w dół na pojedynczej kropli podłoża montażowego.
  4. Odczytaj płytkę za pomocą skanera fluorescencyjnego (tabela materiałów). Ustaw parametry długości fal wzbudzenia i emisji zgodnie z fluoroforem używanym do znakowania bakteryjnego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aby lepiej zrozumieć mechanizmy stojące za rozwojem IE, model ten umożliwia ocenę czynników bakteryjnych i tkankowych obecnych w sytuacji in vivo wystąpienia infekcji.

Szczegółowo, nowatorskie podejście in vitro pozwala na ilościowe określenie adhezji bakteryjnej w warunkach przepływu do różnych tkanek przeszczepu poprzez perfuzję fluorescencyjnie znakowanych bakterii na tkankach wywierających naprężen...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ostatnie obserwacje kliniczne wskazują na to, że IE jest szczególnym powikłaniem u pacjentów, którzy przeszli wymianę zastawki RVOT 6,13. Dysfunkcja wszczepionej zastawki w IE jest wynikiem interakcji bakteryjnej z przeszczepem wewnątrznaczyniowym, prowadzącej do rozległych reakcji zapalnych i prokoagulacyjnych 1,14. Zaprezentowany nowy model in vitro pozwolił na zbadanie, czy różnice w budowie t...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie było sponsorowane przez grant Funduszu Badawczego KU Leuven (OT/14/097) przyznany RH. TRV był adiunktem w Fundacji Badawczej FWO - Flandria (Belgia; Numer grantu - 12K0916N) i RH jest wspierany przez Fundusz Badań Klinicznych UZ Leuven.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Plaster na osierdzie bydlęce (BP), giętkie osierdzie osierdziaSynovis Innowacje chirurgiczne, USAPC-0404SN
Przewody żyły szyjnej bydła (BJV)Przewód Contegra; Medtronic Inc, Stany ZjednoczoneM333105D001
homograft kriokonserwowany CHEuropejski Bank Homograftów (EHB)-
Acu-PunchAcuderm Inc, USAP850 (8 mm); P1050 (10 mm)
Albumina ludzkaFlexbumina; Baxter, BelgiaBE171464
LOT:16G12C
Bulion sojowy tryptyczny (TSB)Fluka, Steinheim, Niemcy22092-500G
Rosół z naparu sercowego (BHI)Fluka53286-500G
Sól fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS).Gibco14190-094
5(6)-Karboksyfluoresceina N-hydroksysukcynimid ester (CF)Sigma-Aldrich, Niemcy21878-100MG-F
Pompa perystaltyczna (MODEL ISM444B)Ismatec BVP-Z Standard; Cole Parmer, Wertheim, Niemcy631942-2
Kąpiel sonikującaMyjka ultradźwiękowa VWR; VWR, Radnor, Pa142-6044230V/50 -60Hz 60VA; HF45kHz, 30W
ProLong GoldAntiblade Mountant Invitrogen firmy ThermoFisherP36930
InCell Analyzer 2000 (skaner fluorescencyjny)GE Healthcare Life Sciences, Pittsburgh, Pa29027886
Arium Pro VF - woda ultraczysta - H2OMilliQ Millipore87206462
Szkiełka mikroskopowe - Komory do hodowli tkankowych (1-dołkowe)Sarstedt94.6140.102
1-studzienkowy na Lumox odłączanySarstedt94.6150.101
Stal nierdzewna - ostrza chirurgiczneSwann-Morton311
Tygon Rurka silikonowa, 1/8 "ID x 1/4" ODCole-ParmerEW-95702-06Zakres temperatur: – od 80 do 200° C
Sterylizacja: Za pomocą tlenku etylenu, promieniowania gamma lub autoklawu przez 30 minut, ciśnienie 15 psi
Rurki PharMed BPTSaint-GobainAY242012Autoklawowalne 30 min w temperaturze 121& C
Tygon LMT-55 RurkiSaint Gobain Performance Plastics&handel;
15312022 TermostatBMG BIOMEDIZINTECHNIK300-0042230V, 90VA, 50Hz

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Que, Y. A., Moreillon, P. Infective endocarditis. Nature Reviews Cardiology. 8 (6), 322-336 (2011).
  2. Werdan, K., et al. Mechanisms of infective endocarditis: pathogen-host interaction and risk states. Nature Reviews Cardiology. 11 (1), 35-50 (2014).
  3. Moreillon, P., Que, Y. A. Infective endocarditis. The Lancet. 363 (9403), 139-149 (2004).
  4. Jalal, Z., et al. Selective propensity of bovine jugular vein material to bacterial adhesions: An in vitro study. International Journal of Cardiology. 198, 201-205 (2015).
  5. Sharma, A., Cote, A. T., Hosking, M. C. K., Harris, K. C. A Systematic Review of Infective Endocarditis in Patients With Bovine Jugular Vein Valves Compared With Other Valve Types. JACC Cardiovascular Interventions. 10 (14), 1449-1458 (2017).
  6. Malekzadeh-Milani, S., et al. Incidence and predictors of Melody(R) valve endocarditis: a prospective study. Archives of Cardiovascular Diseases. 108 (2), 97-106 (2015).
  7. Hill, E. E., et al. Management of prosthetic valve infective endocarditis. American Journal of Cardiology. 101 (8), 1174-1178 (2008).
  8. Claes, J., et al. Clumping factor A, von Willebrand factor-binding protein and von Willebrand factor anchor Staphylococcus aureus to the vessel wall. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 15 (5), 1009-1019 (2017).
  9. Fowler, T., et al. Cellular invasion by Staphylococcus aureus involves a fibronectin bridge between the bacterial fibronectin-binding MSCRAMMs and host cell beta1 integrins. European Journal of Cell Biology. 79 (10), 672-679 (2000).
  10. Patti, J. M., Hook, M. Microbial adhesins recognizing extracellular matrix macromolecules. Current Opinion in Cell Biology. 6 (5), 752-758 (1994).
  11. Massey, R. C., et al. Fibronectin-binding protein A of Staphylococcus aureus has multiple, substituting, binding regions that mediate adherence to fibronectin and invasion of endothelial cells. Cellular Microbiology. 3 (12), 839-851 (2001).
  12. Jashari, R., et al. Belgian and European experience with the European Homograft Bank (EHB) cryopreserved allograft valves--assessment of a 20 year activity. Acta Chirurgica Belgica. 110 (3), 280-290 (2010).
  13. Cheatham, J. P., et al. Clinical and hemodynamic outcomes up to 7 years after transcatheter pulmonary valve replacement in the US melody valve investigational device exemption trial. Circulation. 131 (22), 1960-1970 (2015).
  14. Que, Y. A., et al. Fibrinogen and fibronectin binding cooperate for valve infection and invasion in Staphylococcus aureus experimental endocarditis. The Journal of Experimental Medicine. 201 (10), 1627-1635 (2005).
  15. Veloso, T. R., et al. Bacterial adherence to graft tissues in static and flow conditions. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 155 (1), 325-332 (2018).
  16. Liesenborghs, L., Verhamme, P., Vanassche, T. Staphylococcus aureus, master manipulator of the human hemostatic system. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 16 (3), 441-454 (2018).
  17. Chiu, J. J., et al. Shear stress increases ICAM-1 and decreases VCAM-1 and E-selectin expressions induced by tumor necrosis factor-[alpha] in endothelial cells. Artheriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 24 (1), 73-79 (2004).
  18. Jockenhoevel, S., Zund, G., Hoerstrup, S. P., Schnell, A., Turina, M. Cardiovascular tissue engineering: a new laminar flow chamber for in vitro improvement of mechanical tissue properties. ASAIO Journal. 48 (1), 8-11 (2002).
  19. Veltrop, M. H. A. M., et al. Bacterial Species- and Strain-Dependent Induction of Tissue Factor in Human Vascular Endothelial Cells. Infection and Immunity. 67 (11), 6130-6138 (1999).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Zaka ne zapalenie wsierdziajednostki tworz ce koloniewarunki napr enia cinaj cegoprzygotowanie biopsji tkankowejmetoda seryjnych rozcie czeliczenie kolonii na p ytkach z agaremStaphylococcus aureus

Powiązane artykuły