Artykuł metodologiczny

Nakłucie żyły podobojczykowej jako alternatywna metoda pobierania próbki krwi u szczurów

14.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/58499

⸱

18 listopada 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cardiology, The Second Xiangya Hospital, Central South University, 2Department of General Surgery, The Second Xiangya Hospital, Central South University

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy protokół pobierania próbek krwi z żyły podobojczykowej szczura.

Streszczenie

Pobieranie krwi o wystarczającej objętości krwi jest niezbędne w eksperymentach na zwierzętach. Pobieranie krwi z żyły ogonowej szczurów jest popularne i mniej stresujące w porównaniu z innymi, bardziej agresywnymi metodami, takimi jak pobieranie próbek ze splotu zaoczodołowego. Jednak ta metoda pobierania krwi jest czasami ograniczona przez niezadowalający wskaźnik sukcesu. W tym miejscu przedstawiamy metodę pobierania krwi przez nakłucie żyły podobojczykowej. Żyła podobojczykowa znajduje się tuż pod obojczykiem i jest wystarczająco duża, aby spełnić wymagania dotyczące objętości pobierania krwi. Nasze wyniki pokazują, że metoda ta jest bezpieczna i ma zastosowanie do pobierania próbek krwi o wymaganej objętości krwi. Pobieranie krwi przez nakłucie żyły podobojczykowej może służyć jako alternatywna metoda pobierania krwi w przypadku nieudanego pobrania krwi z żyły ogonowej u szczurów.

Wprowadzenie

Pobieranie krwi jest niezbędne w badaniach na zwierzętach. Żyły docelowe do pobierania krwi obejmują splot zaoczodołowy, żyłę szyjną, żyłę odpiszczelową, naczynia krwionośne ogona i tętnicę szyjną1,2,3,4. Czasami można było pobrać krew z aorty brzusznej, żyły głównej, a nawet serca5,6,7. W takich przypadkach zwierzęta muszą zostać uśmiercone i nie mogą być wykorzystane do późniejszej obserwacji; W związku z tym metody te są rzadziej stosowane w codziennych pracach eksperymentalnych. Pobieranie krwi z żyły ogonowej szczurów jest popularne i mniej stresujące w porównaniu z wyżej wymienionymi metodami8.

Jednak pobieranie krwi z żyły ogonowej jest czasami ograniczane przez niezadowalający wskaźnik sukcesu. Czasami trudno jest również uzyskać wystarczającą objętość krwi tą metodą. Ponieważ żyła podobojczykowa jest wystarczająco duża i znajduje się tuż pod kością obojczyka, nakłucie żyły podobojczykowej może być alternatywną metodą pobierania krwi, jeśli rutynowe metody pobierania krwi nie są skuteczne. Tutaj wprowadzamy metodę pobierania krwi za pomocą nakłucia żyły podobojczykowej u szczurów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

To badanie zostało zatwierdzone przez Komitet Etyki Uniwersytetu Centralnego Południowego ds. Badań nad Zwierzętami z Drugiego Szpitala Xiangya (Changsha, Chiny). Manuskrypt został przygotowany zgodnie z wytycznymi ARRIVE (Animal Research: Reporting of In Vivo Experiments)9.

1. Przygotowanie materiałów i zwierząt

  1. Przygotuj wymagane materiały: taśmę klejącą, środek do depilacji, 75% etanol, probówkę do pobierania krwi, strzykawkę 2,5 ml połączoną z igłą (24 G, 0,6 mm x 25 mm), maszynkę do golenia włosów, wagę elektroniczną i miernik (patrz tabela materiałów).
  2. Należy użyć 20 szczurów Sprague-Dawley (SD) w wieku 8-10 tygodni i o wadze 153-200 g (patrz tabela materiałów). Utrzymuj szczury zgodnie z Przewodnikiem opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych10.
  3. Szczury domowe w standardowych warunkach ze swobodnym dostępem do pożywienia i wody pitnej. Trzymaj je w530 cm 2 klatkach z ściółką do golenia drewna (2 szczury w klatce). Zwierzęta należy utrzymywać w temperaturze pokojowej o kontrolowanej temperaturze około 25 °C.
  4. Wywołać znieczulenie ogólne (pentobarbital sodu 40 mg/kg) u wszystkich zwierząt poprzez wstrzyknięcie dootrzewnowe przed nakłuciem żyły podobojczykowej.
  5. Ułóż szczura w pozycji leżącej. Ustaw tylne kończyny w wygodnej pozycji i zamocuj kończynę górną równolegle do osi ciała tuż obok tułowia.
    UWAGA: Do tej procedury nie jest potrzebna wentylacja mechaniczna (Rysunek 1).
  6. Oczyść obie strony przestrzeni podobojczykowej, aby usunąć sierść (za pomocą golarki do włosów i środka do depilacji, patrz Tabela materiałów) i wszelkie widoczne zabrudzenia. Przetrzyj skórę szyi i klatki piersiowej 75% etanolem. Utrzymuj miejsce nakłucia czyste i suche gazą.

2. Procedura pobierania krwi

UWAGA: Obie strony żyły podobojczykowej nadają się do nakłucia, a tutaj wybieramy prawą stronę do nakłucia. Położenie i kierunek prawego obojczyka są identyfikowane przez lewy kciuk operatora (Rysunek 2). Doły nadmostkowe są delikatnie dotykane palcem wskazującym, ponieważ doły nadmostkowe znajdują się w kierunku igły (Rysunek 2).

  1. Przepłukać sterylną strzykawkę o pojemności 2,5 ml roztworem heparyny (10 j.m./ml).
  2. Zlokalizuj miejsce nakłucia 0,5 mm ogonowo do zewnętrznej 1/3 obszaru prawego obojczyka (Rysunek 3). Delikatnie wsunąć strzykawkę w skórę w miejscu wkłucia. Gdy igła wejdzie w skórę podobojczykową, zastosuj podciśnienie prawą ręką operatora (Rysunek 4).
    UWAGA: Średnia i maksymalna objętość krwi wynosi odpowiednio 1,0 ml i 1,4 ml. Kierunek igły jest skierowany w stronę dołu nadmostkowego i powinien być prawie równoległy do obojczyka tuż za nim. Zwykle do żyły podobojczykowej można dotrzeć, wbijając igłę około 2 mm w tym kierunku. Gdy igła dostanie się do żyły, krew dostanie się do strzykawki pod podciśnieniem.
    1. Utrzymuj podciśnienie, aż zostanie pobrana wystarczająca ilość krwi (Rysunek 5).
  3. Jeśli pobranie krwi z żyły podobojczykowej nie powiedzie się, wycofaj igłę do obszaru podskórnego i dostosuj kierunek igły lekko do środka do mostka.
    1. Jeśli trzy próby się nie powiodą, omijaj żyłę podobojczykową z tej samej strony i użyj strony przeciwległej do pobierania krwi.
  4. Po pobraniu krwi wyjmij igłę do nakłucia i uciskaj miejsce nakłucia przez 1-2 minuty, aby zatrzymać krwawienie.
    UWAGA: Nacisk musi być bardzo delikatny, aby zapobiec zadławieniu.

3. Przetwarzanie próbek krwi

  1. Przenieść próbkę krwi do probówki próżniowej pokrytej antykoagulantem (z EDTA) i odwirować przez 10 minut przy 1600 x g w celu zebrania osocza.
  2. Odessać supernatant do czystej probówki i przechowywać w temperaturze -80 °C (Rysunek 6).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W badaniu wykorzystano łącznie 20 szczurów linii SD (samce n=10, samice n=10). Pobieranie krwi przeprowadzali doświadczeni operatorzy, którzy wykonali ponad 20 pobrań krwi z żyły podobojczykowej u szczurów, oraz operatorzy początkujący, którzy nie posiadali doświadczenia w punkcji żyły podobojczykowej u szczurów ani innych zwierząt. Przed przystąpieniem do zabiegów osoby początkujące obserwowały co najmniej 3 procedury wykonane przez doświadczonych operatorów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Tutaj przedstawiamy alternatywną metodę ekstrakcji krwi z żyły podobojczykowej i pokazujemy, że ta metoda jest wykonalna, bezpieczna i ma zastosowanie do pobierania próbek krwi u szczurów. Metoda ta polega na nakłuciu żyły podobojczykowej w implantacji elektrody rozrusznika serca u pacjentów11. Żyła podobojczykowa znajduje się tuż za i ogonowo w stosunku do obojczyka i jest kontynuacją żyły pachowej. Biegnie od zewnętrznej granicy pierwszego żebra do przyśrodkowej granicy mięśnia pochyłego przedni...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Praca ta została wsparta grantem z Narodowej Fundacji Nauk Przyrodniczych Chin nr 81670269, nr 81500355 i nr 81500226.

Podziękowania

Brak zadeklarowany.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
szczuryHunan SJA Laboratory Animal Co., Ltd (Changsha, prowincja Hunan, Chiny) 
oprogramowanie statyczneSPSS Statistics 17
środek do depilacjiFrance Yi Sha Cosmetics Co., Ltd (Guangzhou, prowincja Guangdong, Chiny)
Strzykawka 2,5 mlShandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd (Weihai, prowincja Shandong, Chiny)
golarka do włosówShanghai FLYCO Electric Co., Ltd (Szanghaj, Chiny)
klejąca3M Deutschland GmbH(EdisonstraBe 6,59157 Kamen, Niemcy)
Pentobarbital soduMerck
75% etanoluDział Farmacji, Drugi Szpital Xiangya Rurka
Hubei Jinxing Technology& Development Co., Ltd (prowincja Wuhan Hubei, Chiny) (2 ml)
waga elektronicznaDongguan Shengheng Electronics Co., Ltd (Dongguan, prowincja Guangdng, Chiny)
płócienne rękawicedo znieczulenia
hepainNanjing Xinbai Pharmaceutical  Co., Limited (Nanjing, prowincja Jiangsu, Chiny) (2 mL, 12500 IU)
sólfizjologicznaHunan Kelun Pharmaceutical Co., Ltd (Yueyang, prowincja Hunan, Chiny) (100ml)
taśma do pobierania krwi na Uniwersytecie Środkowo-Południowym

Bibliografia

  1. Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. Blood sample collection in small laboratory animals. Journal of Pharmacology, Pharmacotherapeutics. 1 (2), 87-93 (2010).
  2. Korfmacher, W., et al. Utility of capillary microsampling for rat pharmacokinetic studies: Comparison of tail-vein bleed to jugular vein cannula sampling. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 76, 7-14 (2015).
  3. Feng, J., et al. Catheterization of the carotid artery and jugular vein to perform hemodynamic measures, infusions and blood sampling in a conscious rat model. Journal of Visualized Experiments. (95), (2015).
  4. Wickremsinhe, E. R., Renninger, M., Paulman, A., Pritt, M., Schultze, A. E. Impact of Repeated Tail Clip and Saphenous Vein Phlebotomy on Rats Used in Toxicology Studies. Toxicologic Pathology. 44 (7), 1013-1020 (2016).
  5. Takahashi, M., Makino, S., Kikkawa, T., Osumi, N. Preparation of rat serum suitable for mammalian whole embryo culture. Journal of Visualized Experiments. (90), e51969(2014).
  6. Cochran, B. J., et al. Determining Glucose Metabolism Kinetics Using 18F-FDG Micro-PET/CT. Journal of Visualized Experiments. (123), (2017).
  7. Beeton, C., Garcia, A., Chandy, K. G. Drawing blood from rats through the saphenous vein and by cardiac puncture. Journal of Visualized Experiments. (7), 266(2007).
  8. Zou, W., et al. Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System. Journal of Visualized Experiments. (130), (2017).
  9. Kilkenny, C., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: ARRIVE-ing at a solution. Lab Animal. 44 (4), 377-378 (2010).
  10. National Institute of Health. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , 8th, National Academies Press (US). US (Washington DC). (2011).
  11. Antonelli, D., Feldman, A., Freedberg, N. A., Turgeman, Y. Axillary vein puncture without contrast venography for pacemaker and defibrillator leads implantation. Pacing and Clinical Electrophysiology. 36 (9), 1107-1110 (2013).
  12. Luis, A. L., et al. Microscopic magnetic resonance imaging of the thoracic venous system in rats with congenital diaphragmatic hernia. Pediatric Surgery International. 27 (2), 175-180 (2011).
  13. Tsukamoto, A., Serizawa, K., Sato, R., Yamazaki, J., Inomata, T. Vital signs monitoring during injectable and inhalant anesthesia in mice. Experimental Animals. 64 (1), 57-64 (2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Pobieranie krwi u szczur wpobieranie z y y ogonowejsplot zatokowy oczodo uprzestrze podobojczykowad mostka g rnystrzykawka heparynowanaizolacja osoczaanaliza odsetka sukces walternatywne metody pobierania krwi

Powiązane artykuły