Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Szacowanie szybkości denitryfikacji osadów za pomocą rdzeni i mikroczujnikówN2O

7.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/58553

⸱

6 grudnia 2018

 ,  , 
1Campus UAB, CREAF, 2Center for Advanced Studies of Blanes, (CEAB, CSIC), 3CSIC

W tym artykule

Podsumowanie

Ta metoda szacuje tempo denitryfikacji osadów w rdzeniach osadów za pomocą techniki inhibicji acetylenu i pomiarów mikrosensorem nagromadzonegoN2O. W protokole opisano procedury pobierania rdzeni, kalibracji czujników, przeprowadzania inhibicji acetylenu, pomiaru akumulacjiN2Oi obliczania szybkości denitryfikacji.

Streszczenie

Denitryfikacja to podstawowy proces biogeochemiczny usuwający reaktywny azot z biosfery. Ilościowa ocena tego procesu stała się szczególnie istotna dla oceny antropogenicznie zmienionego globalnego obiegu azotu i emisji gazów cieplarnianych (tj. N2O). Dostępnych jest kilka metod pomiaru denitryfikacji, ale żadna z nich nie jest w pełni zadowalająca. Problemy z istniejącymi metodami obejmują ich niewystarczającą czułość oraz konieczność modyfikacji poziomów substratu lub zmiany fizycznej konfiguracji procesu przy użyciu zaburzonych próbek. W pracy opisano metodę szacowania szybkości denitryfikacji osadów, która łączy rdzeniowanie, inhibicję acetylenu i pomiary mikrosensorowe skumulowanegoN2O. Główne zalety tej metody to niewielkie zaburzenie struktury osadu i gromadzenie ciągłego zapisu akumulacjiN2O; umożliwiają one oszacowanie wiarygodnych wskaźników denitryfikacji przy minimalnych wartościach do 0,4-1 μmol N2O m-2 h-1. Możliwość manipulowania kluczowymi czynnikami jest dodatkowym atutem w uzyskiwaniu wglądów eksperymentalnych. W protokole opisano procedury pobierania rdzeni, kalibracji czujników, przeprowadzania inhibicji acetylenu, pomiaru akumulacjiN2Oi obliczania szybkości denitryfikacji. Metoda ta jest odpowiednia do szacowania szybkości denitryfikacji w dowolnym systemie wodnym z możliwymi do odzyskania rdzeniami osadowymi. Jeżeli stężenieN2Ojest wyższe od granicy wykrywalności czujnika, można pominąć etap inhibicji acetylenu w celu oszacowania emisjiN2Ozamiast denitryfikacji. Pokazujemy, jak oszacować zarówno rzeczywiste, jak i potencjalne tempo denitryfikacji poprzez zwiększenie dostępności azotanów, a także zależności procesu od temperatury. Ilustrujemy procedurę na podstawie osadów z jezior górskich oraz omawiamy zalety i słabości tej techniki w porównaniu z innymi metodami. Ta metoda może być modyfikowana do określonych celów; na przykład można go połączyć ze znacznikami 15N w celu oceny nitryfikacji i denitryfikacji lub pomiarów szybkości denitryfikacji w terenie in situ.

Wprowadzenie

Antropogeniczna zmiana cyklu azotowego jest jednym z najtrudniejszych problemów systemu ziemskiego1. Działalność człowieka co najmniej dwukrotnie zwiększyła poziom reaktywnego azotu dostępnego dla biosfery2. Niemniej jednak nadal istnieją duże niepewności dotyczące oceny globalnego cyklu N. Zaledwie kilka szacunków strumieni zostało określonych z błędem mniejszym niż ±20%, a wiele z nich obarczonych jest niepewnością rzędu ±50% i więcej3. Niepewności te wskazują na potrzebę dokładnego szacowania szybkości denitryfikacji w różnych ekosystemach oraz zrozumienia mechanizmów leżących u podstaw tych zmienności. Denitryfikacja jest aktywnością mikrobiologiczną, w wyniku której tlenki azotu, głównie azotany i azotyny, są redukowane do gazowego azotu, N2O i N24. Ścieżka ta ma ogromne znaczenie dla dostępności reaktywnego azotu w biosferze, ponieważ stanowi główny proces jego usuwania5. N2O jest gazem cieplarnianym o potencjale ocieplenia blisko 300 razy większym niż CO2 w okresie 100 lat i ze względu na emitowane duże ilości jest obecnie główną przyczyną niszczenia ozonu stratosferycznego6,7.

W dalszej części przedstawiamy protokół eksperymentalnego szacowania tempa denitryfikacji w osadach przy użyciu rdzeni i mikrosensorów N2O (Rysunek 1). Tempo denitryfikacji szacuje się za pomocą metody inhibicji acetylenem8,9 oraz pomiarów akumulacji N2O w określonym przedziale czasowym (Rysunek 2 i Rysunek 3). Prezentujemy tę metodę, stosując ją do osadów z jezior górskich. To studium przypadku podkreśla skuteczność metody w wykrywaniu stosunkowo niskich temp przy minimalnym zakłóceniu struktury fizycznej osadów.

Denitryfikacja jest procesem szczególnie trudnym do zmierzenia10. Istnieje kilka alternatywnych podejść i metod, z których każda ma swoje zalety i wady. Do mankamentów dostępnych metod należy wykorzystanie kosztownych zasobów, niewystarczająca czułość oraz konieczność modyfikacji poziomu podłoża lub zmiany fizycznej konfiguracji procesu z wykorzystaniem zaburzonych próbek10. Jeszcze bardziej fundamentalnym wyzwaniem w pomiarze N2 są jego wysokie poziomy tła w środowisku10. Redukcja N2O do N2 jest hamowana przez acetylen (C2H2)8,9. Zatem denitryfikację można określić ilościowo poprzez pomiar nagromadzonego N2O w obecności C2H2, co jest możliwe dzięki niskim środowiskowym poziomom N2O.

Wykorzystanie C2H2 do pomiaru szybkości denitryfikacji w osadach zostało opracowane około 40 lat temu11, a wprowadzenie czujników N2O nastąpiło około 10 lat później12. Najszerzej stosowanym podejściem opartym na acetylenie jest metoda „statycznego rdzenia”. Nagromadzony N2O jest mierzony podczas okresu inkubacji trwającego do 24 h po dodaniu C2H2 do przestrzeni nad osadem w zamkniętym rdzeniu10. Metoda opisana w niniejszym opracowaniu opiera się na tej procedurze z pewnymi innowacjami. Dodajemy C2H2 poprzez napowietrzanie fazy wodnej rdzenia gazem przez kilka minut, a następnie wypełniamy całą przestrzeń nad osadem wodą z próbki przed pomiarem akumulacji N2O za pomocą mikrosensora. Wprowadziliśmy również system mieszania, który zapobiega stratyfikacji wody bez powodowania resuspensji osadu. Procedura ta pozwala na ilościowe określenie szybkości denitryfikacji w przeliczeniu na powierzchnię osadu (np. µmol N2O m-2 h-1).

Wysoka zmienność przestrzenna i czasowa denitryfikacji stanowi kolejną trudność w jej dokładnym ilościowym oznaczeniu10. Zazwyczaj akumulację N2O mierzy się sekwencyjnie za pomocą chromatografii gazowej próbek fazy gazowej pobieranych podczas inkubacji. Opisana metoda zapewnia lepsze monitorowanie zmienności czasowej akumulacji N2O, ponieważ mikrosensor generuje sygnał ciągły. Multimetr mikrosensorowy to cyfrowy wzmacniacz mikrosensora (pikoamperomierz), który łączy sensory z komputerem (Rysunek 1a). Multimetr umożliwia jednoczesne użycie kilku mikrosensorów N2O. Przykładowo, w celu uwzględnienia zmienności przestrzennej, można jednocześnie mierzyć do czterech rdzeni osadów z tego samego stanowiska badawczego.

Podejście z wykorzystaniem rdzeni niemal nie zaburza struktury osadów w porównaniu z niektórymi innymi metodami (np. metodami zawiesinowymi). Jeśli integralność osadów zostanie naruszona, prowadzi to do nierealistycznych szybkości denitryfikacji13, które nadają się jedynie do porównań względnych. Wyższe szybkości są zawsze uzyskiwane przy zastosowaniu metod zawiesinowych w porównaniu z metodami rdzeniowymi14, ponieważ te drugie zachowują ograniczenie denitryfikacji wynikające z dyfuzji substratu15. Pomiary z zawiesin nie mogą być uznane za reprezentatywne dla szybkości in situ16; dostarczają one miar względnych dla porównań przeprowadzonych przy użyciu dokładnie tej samej procedury.

Opisana metoda jest odpowiednia do szacowania szybkości denitryfikacji w dowolnym typie osadu, z którego można pobrać rdzeń. Szczególnie zalecamy tę metodę do przeprowadzania manipulacji eksperymentalnych nad niektórymi czynnikami sprawczymi. Przykładami są eksperymenty modyfikujące dostępność azotanów i temperaturę w celu oszacowania energii aktywacji (Ea) denitryfikacji17 (Rysunek 2).

Układ laboratoryjny z bioreaktorami beztlenowymi i sprzętem do pobierania próbek do analizy aktywności mikrobiologicznej.
Rysunek 1: Układ eksperymentalny. (a) Ogólny układ eksperymentalny do szacowania szybkości denitryfikacji w osadach przy użyciu rdzeni i mikrosensorów N2O. Komora inkubacyjna zapewnia ciemność i warunki kontrolowanej temperatury (±0.3 °C). Pięć nienaruszonych rdzeni osadu może być przetwarzanych jednocześnie przy użyciu odpowiednich sensorów N2O. (b) Komora kalibracyjna sensora N2O. Została ona przystosowana za pomocą gumowych korków i strzykawek do mieszania wody z N2O (patrz krok protokołu 3.4.3). Znajduje się tu termometr do kontroli temperatury wody. (c) Zbliżenie próbki rdzenia osadu z sensorem włożonym do centralnego otworu pokrywy z PVC i połączeniami uszczelnionymi taśmą klejącą. Mieszadło zwisa w wodzie, a elektromagnes znajduje się blisko niego i jest przymocowany do zewnętrznej części rury akrylowej. (d) Zbliżenie końcówki mikrosensora N2O chronionej przez element metalowy. (e) Rdzeń osadu, który został właśnie wydobyty. Próbka została pobrana z łodzi w głębokim jeziorze; rura akrylowa z rdzeniem jest wciąż przymocowana do grawitacyjnego próbnika rdzeniowego przystosowanego do posłańca19. Wszystkie elementy niezbędne do wykonania tej metody znajdują się w Tabeli Materiałów. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Przygotowanie

UWAGA: Rozpocznij to dzień przed wykonaniem pomiarów.

  1. Zmontuj zestaw pomiarowy (Rysunek 1a, patrz Tabela Materiałów).
    UWAGA: Aby zapewnić stałe i wysokiej jakości zasilanie, urządzenie pomiarowe jest podłączone do uchwytu za pomocą zasilacza awaryjnego (UPS), który może również działać jako zasilacz awaryjny. W przypadku długotrwałej awarii zasilania akumulator samochodowy służy jako dodatkowe źródło zasilania.
  2. Uruchom oprogramowanie czujnika i przyłóż napięcie -0,8 V, aby spolaryzować mikroczujnikiN2O. Sygnał pokazuje gwałtowne opadanie i późniejszy wzrost, a następnie słabnie, aż osiągnie niski i stabilny poziom.
    UWAGA: Producent mikrosensora zaleca polaryzację co najmniej przez noc (lub dłużej), aby zapewnić stabilność sygnału czujnika. Innym zaleceniem jest utrzymywanie czujnika spolaryzowanego, jeśli pomiary są planowane na wiele lub następujące po sobie dni18.
  3. Włączyć komorę inkubacyjną i dostosować warunki doświadczalne (np. wybrane światło wyłączone i temperaturę ustawioną na zbliżoną do oczekiwanej w terenie). Umieść pojemnik z wodą dejonizowaną wewnątrz komory, aby woda była dostępna później w temperaturze pomiaru w celu kalibracji czujników.
    UWAGA: Ten krok można wykonać tego samego dnia planowanych pomiarów, przed wyjazdem w celu pobrania rdzeni. W przypadku standardowych pomiarów zaleca się stosowanie ciemnych warunków.
  4. Zapakuj materiały do zbierania rdzeni terenowych: urządzenie do pobierania rdzenia, rurki do pobierania próbek, gumowe korki, krany z polichlorku winylu (PVC), śrubokręt, jednostkę globalnego systemu pozycjonowania (GPS), termometr, ręczny sygnalizator akustyczny, wodery i ponton (patrz tabela materiałów). Użyj listy kontrolnej, aby upewnić się, że wszystkie materiały są dołączone.

2. Kolekcja rdzeni osadowych

  1. W zależności od głębokości wody postępuj zgodnie z 2.1.1 lub 2.1.2.
    1. Do zbiorników wodnych głębinowych
      1. Użyj dostosowanego do komunikatora rdzenia grawitacyjnego19 z łodzi lub platformy (Rysunek 1e).
      2. Przymocuj rurkę do pobierania próbek (akryl, ø 6,35 cm, długość ≥ 50 cm) do rdzenia za pomocą śrubokręta.
      3. Należy wybrać punkt pobierania próbek zgodnie z celami badania. Zanotuj pozycję (np. za pomocą współrzędnych GPS) i głębokość pomiaru (np. za pomocą ręcznego sygnalizatora akustycznego). W przypadku pobierania próbek z łodzi należy użyć kotwicy (np. torby z kamieniami), aby uniknąć dryfowania podczas pobierania rdzenia.
      4. Rozłóż system rdzeniowania, aż rurka do pobierania próbek znajdzie się ~1 m od osadu. Użyć liny z regularnymi oznaczeniami (np. w odstępach co 1 m) w celu kontrolowania głębokości położenia sprzętu do pobierania próbek.
      5. Ustabilizować sprzęt do pobierania próbek przez 60 s (np. w celu zminimalizowania ruchów łodzi). Zapewni to prawidłową penetrację osadu i odzyskanie ledwo naruszonego rdzenia osadu.
      6. Zwolnij ~1 m więcej liny, aby rurka do pobierania próbek wbiła się w osad. Należy pamiętać, że jeśli rurka do pobierania próbek wniknie zbyt mocno, może zakłócić granicę faz woda/osad.
      7. Zwolnij posłańca, starając się utrzymać napięcie liny, tak aby rdzeń pozostał nieruchomy i w pozycji pionowej. Kiedy posłaniec uderza w rdzeń, można wyczuć niewielką różnicę w napięciu liny. W tym czasie zamknij rdzeń, aby wytworzyć podciśnienie, które pozwoli na odzyskanie rdzenia osadu.
      8. Odzyskaj rdzeń, ciągnąc linę stale i delikatnie.
      9. Gdy rdzeń znajdzie się blisko powierzchni, ale nadal jest całkowicie zanurzony (łącznie z gumową częścią rdzenia, która zapewnia podciśnienie), umieść gumowy korek na dnie rurki do pobierania próbek. Sprawdź granicę faz woda/osad; powinien być czysty i nie powinien być widocznie zakłócony (Rysunek 1e). Jeśli tak nie jest, wyrzuć rdzeń, wyczyść probówkę i powtórz kroki 2.1.1.4-9.
      10. Podnieś cały system rdzeniowania z wody. Odczepić probówkę do pobierania próbek z rdzenia i umieścić osłonę z PVC na górze. Uszczelnij go taśmą klejącą. Unikaj tworzenia się przestrzeni powietrznej.
    2. Dla siedlisk przybrzeżnych i płytkich zbiorników wodnych
      1. Ubrany w wodery do pobierania próbek w bardzo płytkich wodach (<0,6 m).
      2. Użyj sprzętu do snorkelingu lub nurkowania, aby uzyskać głębsze próbki (do 3 m).
      3. Należy wybrać punkt pobierania próbek zgodnie z celami badania. Zanotuj pozycję (np. współrzędne GPS). Ręcznie włożyć rurkę do pobierania próbek (np. akrylową, ø 6,35 cm) do osadu.
      4. Umieścić gumowy korek w górnej części rurki do pobierania próbek, aby uzyskać podciśnienie.
      5. Usuń rdzeń z osadu i szybko umieść kolejny gumowy korek na dnie rurki.
        UWAGA: Konieczna jest praca z rurką pod wodą przez cały czas; W bardzo płytkich miejscach zalecamy skrócenie rurki do 20 cm. Czasami osad ma dużą zawartość wody i spływa po wyjęciu rurki z pokładu osadu. W takim przypadku konieczne jest wprowadzenie dolnego korka bez podnoszenia rdzenia na zewnątrz osadu. Aby to zrobić, ręcznie zanurz korek w osadzie wokół rurki i umieść go ostrożnie, aby zamknąć dno tuby.
      6. Po wyjęciu z wody zastąp górny gumowy korek osłoną z PVC i uszczelnij połączenie taśmą klejącą.
  2. Chroń rdzeń podczas jego transferu do laboratorium, minimalizując rotacje i wstrząsy.

3. Kalibracja mikroczujników podtlenku azotu (N2O)

  1. Za pomocą komputera (wykres paskowy, oprogramowanie czujnika) sprawdź, czy sygnał czujnika jest stabilny i niski (<20 mV).
  2. Utwórz nowy plik (np. z datą i miejscem pobierania próbek (130903_Redon_Lake)) w celu zapisania wartości kalibracji i sygnałów czujnika.
    UWAGA: Sygnały czujnika są wrażliwe na temperaturę (Rysunek 4). Użyj tej samej temperatury do pomiarów i kalibracji czujnika. Czujnik reaguje liniowo w zakresie 0%-2,5% N2O20. W związku z tym wystarczy kalibracja dwupunktowa18.
  3. Aby uzyskać wartość kalibracji przy zerowym podtlenku azotu, odczytaj sygnał czujnika, utrzymując końcówkę czujnika zanurzoną w wodzie wolnej odN2O-O(dejonizowanej).
  4. Skalibrować z wodąN2Oo żądanym stężeniu.
    UWAGA: Przygotować wodę o określonym stężeniuN2O, które nieznacznie przekroczy maksymalne stężenie oczekiwane podczas inkubacji. Jako wartość kalibracji używamy ~25 μM N2O. Należy pamiętać, aby nie przekraczać maksymalnego stężenia zasięgu czujnika wynoszącego 500 N2O μM.
    1. Uzyskać wodę nasyconąN2O, bulgoczącN2Ow wodzie dejonizowanej przez kilka minut.
      UWAGA: RozpuszczalnośćN2Ow wodzie zależy od temperatury i zasolenia21; Zobacz tabelę w załączniku do instrukcji obsługi czujnika18.
    2. Rozcieńczyć nasyconą wodęN2O, dodając pewną objętość nasyconej wodyN2Odo objętości wody dejonizowanej. Na przykład w temperaturze 20 °C dodać 0,3 ml nasyconej wodyN2O, która ma stężenie 28,7 mMN 2O, do łącznie 375 ml wody, aby uzyskać stężenie 22,9 μM N2O. Należy pamiętać, że 375 ml to całkowita objętość komory kalibracyjnej ( Rysunek 1b).
    3. Po delikatnym wymieszaniu wody nasyconejN2Oz wodą dejonizowaną w naczyniu kalibracyjnym w celu rozcieńczenia jej do pożądanego stężenia, odczytaj sygnał czujnika, gdy jest stały. Ten odczyt jest wartością kalibracyjną dla X μM N2O wody. Podczas mieszania roztworu należy uważać, aby nie wytworzyć pęcherzyków, ponieważ spowodowałoby to wyeliminowanieN2Oz roztworu kalibracyjnego.
      UWAGA: Należy pamiętać, żeN2Ow wodzie będzie powoli uciekać w powietrze; W ten sposób przygotowany roztwór kalibracyjny może być używany tylko przez kilka minut.

4. Przygotowanie rdzenia i hamowanie acetylenu

  1. Zamień osłonę PCV znajdującą się w górnej części każdego rdzenia osadu na inną pokrywę z otworem pośrodku i wiszącym mieszadłem magnetycznym. Ponownie uszczelnij złącze taśmą klejącą.
  2. Zredukować fazę wodną każdej próbki do przybliżonej wysokości 12 cm (objętość ≈ 380 ml). W tym celu najpierw włóż silikonową rurkę do środkowego otworu. Następnie umieść rdzeń osadu w cylindrze i naciśnij dolny korek, aby wytworzyć ciśnienie. Korek i próbka osadu unoszą się do góry, a nadmiar wody przepływa przez rurkę. Zebrać wodę w naczyniu odbiorczym.
    UWAGA: Próbki o gruboziarnistości mogą być problematyczne na tym etapie. Cząstki osadu umieszczone między korkiem a rurką mogą zdeformować korek i otworzyć otwór, przez który mogą przejść pęcherzyki powietrza i zakłócić próbkę. Aby uniknąć tego problemu, umieść cylinder na środku dolnego korka i staraj się pchać ze stałą siłą. Złącze między silikonową rurką służącą do odprowadzania nadmiaru wody a osłoną z PVC składa się z części stałej (np. końcówki pipety o pojemności 5 ml bez jej najwęższego końca) umieszczonej w silikonowej rurce.
  3. Przeprowadzić inhibicję acetylenu poprzez bulgotanie acetylenem w fazie wodnej rdzenia przez około 10 minut. Unikać ponownego zawieszania osadu.
    UWAGA: Jako możliwą modyfikację metody, dodać substrat (azotan) przez stężone ciekłe podłoże przed bulgotaniem acetylenu w celu pomiarów potencjalnej denitryfikacji (np. jak w Rysunek 3b, c).

5. Denitryfikacja (miara akumulacji N2O)

  1. Wypełnić całą przestrzeń powietrzną w próbce poprzednią pozostałą wodą. Umieść czujnik w rdzeniu osadu przez środkowy otwór w górnej pokrywie PCV. Końcówka czujnika powinna znajdować się w fazie wodnej nad mieszadłem (Rysunek 1c).
    UWAGA: Wszystkie połączenia akrylowej rurki do pobierania próbek muszą być uszczelnione, aby uniknąć wycieków gazu i wody podczas pomiaru (Rysunek 1a, c). W dolnej części rurki wystarczy do tego gumowy korek. Uszczelnienie górnej części jest trudniejsze. Osłona PVC musi być dostrojona. Musi być ogrzewany pochodnią; Następnie, gdy materiał staje się elastyczny, ale nie jest przypalony, osłonę umieszcza się w tubie, aby można było uformować jej kształt. Po schłodzeniu pokrywa wymaga dalszych modyfikacji (z wyjątkiem pokrywy służącej do transportu próbek do laboratorium w krokach 2.1.1.10 lub 2.1.2.6). Środkowy otwór, w który wkładany jest czujnik, musi być wywiercony. Mieszadło można trzymać za pomocą żyłki, która z kolei jest przyklejona klejem do wewnętrznej strony pokrywy, tak że mieszadło wisi na żyłce w wodzie (Rysunek 1c). Ponadto wszystkie połączenia (rura osłonowa z PVC i czujnik osłony z PVC) są uszczelnione taśmą klejącą. Umieść elastyczną taśmę klejącą, aby wyregulować średnicę czujnika, aby uszczelnić powierzchnię styku między centralnym otworem osłony PVC a czujnikiem (Rysunek 1c).
  2. Włączyć obwód impulsów elektromagnetycznych, który jest częścią systemu mieszania.
    UWAGA: System mieszania zapobiega rozwarstwieniu się fazy wodnej bez naruszania (ponownego zawieszania) osadu. System mieszania składa się z obwodu, który włącza/wyłącza elektromagnes, który przyciąga/zwalnia mieszadło magnetyczne (szczegółowy opis znajduje się w Tabeli Materiałów).
  3. Przesuwaj elektromagnes wokół zewnętrznej części rurki akrylowej, aż mieszadło będzie się poruszać w sposób ciągły, a następnie zamocuj go na miejscu za pomocą taśmy klejącej ( Rysunek 1c).
  4. Zamknąć komorę inkubacyjną, aby zapewnić stałą temperaturę (np. odchylenie ±0,3 °C).
  5. Naciśnij przycisk nagrywania (oprogramowanie czujnika), aby rozpocząć nagrywanie sygnału czujnika. Odczyty są zwykle rejestrowane co 5 minut.
  6. Naciśnij przycisk stop na końcu okresu pomiaru.

6. Końcowe kroki pomiaru

  1. Odczekaj co najmniej ~10 minut z końcówką czujnika zanurzoną w wodzie o swobodnymN2O (dejonizowanej) przed odczytaniem sygnału miernika kalibracyjnego zeroN2O.
  2. Wykonaj końcową kalibrację czujnika. W tym celu powtórz kalibrację czujnika, postępując zgodnie z sekcją 3, ale zaczynając od kroku 3.3.
  3. Zapisz plik (oprogramowanie czujnika).

7. Obliczenia współczynnika denitryfikacji

  1. Zacznij od tabelarycznego pliku wyjściowego wygenerowanego przez oprogramowanie czujnika, który zawiera zapis sygnału czujnika w mV i μM N2O oraz dane kalibracyjne.
  2. Wykreśl sygnał czujnika w czasie, aby zobrazować trend akumulacji N2O (np. Rysunek 2a).
  3. Należy używać tylko zakresu czasu z akumulacją liniową, z wyłączeniem początkowego okresu aklimatyzacji próbki i możliwego końcowego nasycenia ze względu na ograniczenie substratu (np. Rysunek 2b). Utwórz model liniowy sygnału czujnika (μM) w czasie (h) .
    Uwaga: Nachylenie jest szybkością denitryfikacji (μM N2O rdzeń-1 h-1), która po podzieleniu przez powierzchnię rdzenia (πr2) przekształca się w szybkość w μM N2O m-2 h-1 i po pomnożeniu przez objętość wody (πr2h, gdzie h jest wysokością fazy wodnej, a r to promień wewnętrzny rurki akrylowej, w tym przypadku odpowiednio 0,12 m i 0,03175 m) przekształca się w szybkość w μmol N2O m-2 h-1.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Łącznie 468 wartości tempa denitryfikacji oszacowano przy użyciu powyższego protokołu w osadach z pirenejskich jezior górskich w okresie 2013-2014. Przedstawiamy niektóre z tych wyników, aby zilustrować procedurę (Rysunek 2 i Rysunek 3). Generalnie model liniowy zależności między stężeniem N2O a czasem wykazuje dobrą korelację (R2 ≥ 0,9). Nachylenie tej zależności pozwala na oszacowanie tempa denitryfikacji ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Głównymi zaletami opisanego sposobu są wykorzystanie próbek rdzeni osadów o minimalnym stopniu zaburzenia oraz ciągły pomiar akumulacji N2O. Pozwala to na oszacowanie stosunkowo niskich szybkości denitryfikacji, które są prawdopodobnie zbliżone do tych występujących in situ. Niemniej jednak, omówiono pewne aspekty dotyczące pobierania rdzeni, wydajności czujników oraz potencjalnych ulepszeń.

Pozornie prostym, lecz krytycznym krokiem tej metody jest prawidłowe odzyskanie rdz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Rząd hiszpański przekazał fundusze za pośrednictwem Ministerio de Educación jako stypendium przeddoktoranckie dla C.P-L. (FPU12-00644) oraz granty badawcze Ministerio de Economia y Competitividad: NitroPir (CGL2010-19737), Lacus (CGL2013-45348-P), Transfer (CGL2016-80124-C2-1-P). Projekt REPLIM (INRE - Program INTERREG. EUUN - Unia Europejska. EFA056/15) wspierał ostateczne napisanie protokołu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Rdzeń grawitacyjny przystosowany do posłańca-odniesienie w rękopisie. Wykonane przez Glew, J.
Rurka do pobierania próbek-akryl. Wymiary: 100 cm (h) i czasy; 6,35 cm (d) i razy; 6,50 cm (gł.). Naostrz krawędź rurki do pobierania próbek, która wnika w osad, aby zminimalizować zakłócenia w odzyskanej próbce rdzenia osadu.
Ręczny sygnalizator akustycznyPlastimo38074Echotest II Echotest II.
Korek gumowyVWRDENE1012114Z dwoma otworami, służy do mieszania wody N2O-water w komorze kalibracyjnej. Wymiary: 20 mm (h) i razy; 14 mm (d) i razy; 18 mm (D) (otwór 3 mm (D)).
Korek gumowyVWR217-0125Do uszczelniania dolnej części rurki z metakrylanem i pobierania próbek w płytkich zbiornikach wodnych. Wymiary: 45 mm (h) i czasy; 56 mm (d) i razy; 65 mm (D).
Gumowy korekVWR217-0126Umieść gumowy korek w górnej części rurki do pobierania próbek, aby uzyskać podciśnienie do pobierania próbek w strefach przybrzeżnych i płytkich zbiornikach wodnych. Wymiary: 50 mm (wys.) x 60 mm (gł.) x 70 mm (gł.).
Osłona PVC-do uszczelnienia górnej bocznej części rurki akrylowej. Wymiary: 45 mm (h) i czasy; 56 mm (d) i razy; 65 mm (D). Wymiary: 65 mm (D).
Taśma klejąca-wodoodporna. Aby zapewnić wszystkie połączenia (rurka do pobierania próbek z osłoną z PVC i czujnik pokrywy z PVC) oraz uniknąć wycieków wody.
Termometr-przenośny i wodoodporny, do pomiaru temperatury wody pokrywającej osad tuż po pobraniu próbek rdzeni.
GPS—aby zapisać lokalizację nowego miejsca pobierania próbek lub dotrzeć do poprzedniego miejsca.
Wader-Do pobierania próbek przybrzeżnych lub płytkich.
Łódź-Nadmuchiwana łódź jest najlepszą opcją ze względu na jej lekkość, jeśli miejsce pobierania próbek nie jest dostępne samochodem.
Lina-Lina ze znakami pokazującymi jej długość (np. oznaczona kodem kolorystycznym w celu rozróżnienia każdego metra).
Butla gazowa N2O i reduktor ciśnieniaAbelló Linde32768-100Odniesienie do butli gazowej.
C2H2 butla gazowa i reduktor ciśnieniaAbelló Linde32468-100Odniesienie do butli gazowej.
Rurka służąca do odprowadzania nadmiaru wody-Składa się z części stałej (np. końcówki pipety o pojemności 5 ml bez najwęższego końca) umieszczonej w silikonowej rurce.
Minisensor podtlenku azotu z nasadkąUnisenseN2O-RUżywamy 4 czujników jednocześnie.
Multimetr mikrosensorowy 4 kanały 4 pA MultimetrUnisenseMultimetrPikoamperomierz zarejestrowany na laptopie. Standardowe urządzenie pozwala na podłączenie 2 czujników pikoamperomierza (np. czujnik N2O), jednego pH/mV i termometru. Zamówiliśmy urządzenie z czterema złączami pikoamperomierza, pozwalające na jednoczesne korzystanie z 4 czujników N2O.
Oprogramowanie SensorTrace Basic 3.0 WindowsUnisenseSensor do akwizycji danych.
Komora kalibracyjna z pompąUnisenseCAL300Komora kalibracyjna. Dostosowaliśmy go za pomocą gumowych korków i strzykawek, aby mieszać wodę N2O-water bez tworzenia bąbelków.
Komora inkubacyjnaIbercexE-600-BVNiezbędny sprzęt do pracy w stałej temperaturze (± 0,3 &stopni; C). Umożliwia również kontrolę fotoperiodu.
Mieszadło elektryczne-część systemu mieszania. Wisi w wodzie, przykrywając temat osadu, za pomocą żyłki, która jest zaczepiona do osłony PCV.
Elektromagnes-część układu mieszania. Jest przymocowany na zewnątrz rurki akrylowej, mniej więcej na tym samym poziomie co mieszadło. Jest aktywowany epizodycznie (ok. 1 włączenie-wyłączenie na s) przez obwód, przyciągając mieszadło, gdy jest włączone i uwalniając je, gdy jest wyłączone, generując w ten sposób ruch, który porusza wodą.
Obwód impulsu elektromagnetycznego-część systemu mieszania. Jest on połączony przewodami z elektromagnesem i wysyła impulsy prądu, które włączają i wyłączają elektromagnes.
Zasilacz awaryjny (UPS) -Poprawia jakość energii elektrycznej, która dociera do urządzenia pomiarowego, filtrując wysokie i niskie napięcie, zapewniając w ten sposób bardziej stały i stabilny sygnał czujnika N2O.
Oprogramowanie

Bibliografia

  1. Rockstrom, J., et al. A safe operating space for humanity. Nature. 461 (7263), 472-475 (2009).
  2. Erisman, J. W., Galloway, J., Seitzinger, S., Bleeker, A., Butterbach-Bahl, K. Reactive nitrogen in the environment and its effect on climate change. Current Opinion in Environmental Sustainability. 3 (5), 281-290 (2011).
  3. Gruber, N., Galloway, J. N. An Earth-system perspective of the global nitrogen cycle. Nature. 451 (7176), 293-296 (2008).
  4. Tiedje, J. M. Ch. 4. Ecology of denitrification and dissimilatory nitrate reduction to ammonium. Environmental Microbiology of Anaerobes. Vol. 717. Zehnder, A. J. B. , John Wiley and Sons. 179-244 (1988).
  5. Seitzinger, S., et al. Denitrification across landscapes and waterscapes: A synthesis. Ecological Applications. 16 (6), 2064-2090 (2006).
  6. Contribution of Working Group I to the fifth assessment report of the intergovernmental panel on climate change. IPCC. Climate Change 2013: The Physical Science Basis. , Cambridge University Press. (2013).
  7. Ravishankara, A. R., Daniel, J. S., Portmann, R. W. Nitrous Oxide (N2O): The Dominant Ozone-Depleting Substance Emitted in the 21st Century. Science. 326 (5949), 123-125 (2009).
  8. Balderston, W. L., Sherr, B., Payne, W. Blockage by acetylene of nitrous oxide reduction in Pseudomonas perfectomarinus. Applied and Environmental Microbiology. 31 (4), 504-508 (1976).
  9. Yoshinari, T., Knowles, R. Acetylene inhibition of nitrous-oxide reduction by denitrifying bacteria. Biochemical and Biophysical Research Communications. 69 (3), 705-710 (1976).
  10. Groffman, P. M., et al. Methods for measuring denitrification: Diverse approaches to a difficult problem. Ecological Applications. 16 (6), 2091-2122 (2006).
  11. Sorensen, J. Denitrification rates in a marine sediment as measured by the acetylene inhibition technique. Applied and Environmental Microbiology. 36 (1), 139-143 (1978).
  12. Revsbech, N. P., Nielsen, L. P., Christensen, P. B., Sorensen, J. Combined oxygen and nitrous-oxide microsensor for denitrification studies. Applied and Environmental Microbiology. 54 (9), 2245-2249 (1988).
  13. Jorgensen, K. S. Annual pattern of denitrification and nitrate ammonification in estuarine sediment. Applied and Environmental Microbiology. 55 (7), 1841-1847 (1989).
  14. Laverman, A. M., Van Cappellen, P., van Rotterdam-Los, D., Pallud, C., Abell, J. Potential rates and pathways of microbial nitrate reduction in coastal sediments. FEMS Microbiology Ecology. 58 (2), 179-192 (2006).
  15. Ambus, P. Control of denitrification enzyme-activity in a streamside soil. FEMS Microbiology Ecology. 102 (3-4), 225-234 (1993).
  16. Christensen, P. B., Rysgaard, S., Sloth, N. P., Dalsgaard, T., Schwærter, S. Sediment mineralization, nutrient fluxes, denitrification and dissimilatory nitrate reduction to ammonium in an estuarine fjord with sea cage trout farms. Aquatic Microbial Ecology. 21 (1), 73-84 (2000).
  17. Palacin-Lizarbe, C., Camarero, L., Catalan, J. Denitrification Temperature Dependence in Remote, Cold, and N-Poor Lake Sediments. Water Resources Research. 54 (2), 1161-1173 (2018).
  18. Nitrous Oxide sensor user manual. , UNISENSE A/S. (2011).
  19. Glew, J. Miniature gravity corer for recovering short sediment cores. Journal of Paleolimnology. 5 (3), 285-287 (1991).
  20. Andersen, K., Kjaer, T., Revsbech, N. P. An oxygen insensitive microsensor for nitrous oxide. Sensors and Actuators B-Chemical. 81 (1), 42-48 (2001).
  21. Weiss, R. F., Price, B. A. Nitrous oxide solubility in water and seawater. Marine Chemistry. 8 (4), 347-359 (1980).
  22. Nitrous Oxide Microsensors Specifications. , UNISENSE A/S. (2018).
  23. Koike, I. Ch. 18. Measurement of sediment denitrification using 15-N tracer method. Denitrification in Soil and Sediment 10.1007/978-1-4757-9969-9 F.E.M.S. Symposium Series. Revsbech, N. P., Sørensen, J. , Springer US. 291-300 (1990).
  24. Hvorslev, M. J. Subsurface Exploration and Sampling of Soils for Civil Engineering Purposes. , American Society of Civil Engineers, Waterways Experiment Station, Corps of Engineers, U.S. Army. 521(1949).
  25. Glew, J. R., Smol, J. P., Last, W. M. Ch. 5. Sediment Core Collection and Extrusion. Tracking Environmental Change Using Lake Sediments: Basin Analysis, Coring, and Chronological Techniques. Last, W. M., Smol, J. P. 1, Springer. Netherlands. 73-105 (2001).
  26. Behrendt, A., de Beer, D., Stief, P. Vertical activity distribution of dissimilatory nitrate reduction in coastal marine sediments. Biogeosciences. 10 (11), 7509-7523 (2013).
  27. Laverman, A. M., Meile, C., Van Cappellen, P., Wieringa, E. B. A. Vertical distribution of denitrification in an estuarine sediment: Integrating sediment flowthrough reactor experiments and microprofiling via reactive transport modeling. Applied and Environmental Microbiology. 73 (1), 40-47 (2007).
  28. Melton, E. D., Stief, P., Behrens, S., Kappler, A., Schmidt, C. High spatial resolution of distribution and interconnections between Fe- and N-redox processes in profundal lake sediments. Environmental Microbiology. 16 (10), 3287-3303 (2014).
  29. SensorTrace BASIC 3.0 user manual. , UNISENSE A/S. (2010).
  30. Schwing, P. T., et al. Sediment Core Extrusion Method at Millimeter Resolution Using a Calibrated, Threaded-rod. Journal of visualized experiments. (114), 54363(2016).
  31. Bernhardt, E. S. Ecology. Cleaner lakes are dirtier lakes. Science. 342 (6155), 205-206 (2013).
  32. Finlay, J. C., Small, G. E., Sterner, R. W. Human influences on nitrogen removal in lakes. Science. 342 (6155), 247-250 (2013).
  33. Seitzinger, S. P. Denitrification in fresh-water and coastal marine ecosystems- ecological and geochemical significance. Limnology and Oceanography. 33 (4), 702-724 (1988).
  34. Seitzinger, S. P., Nielsen, L. P., Caffrey, J., Christensen, P. B. Denitrification measurements in aquatic sediments - a comparison of 3 methods. Biogeochemistry. 23 (3), 147-167 (1993).
  35. Christensen, P. B., Nielsen, L. P., Revsbech, N. P., Sorensen, J. Microzonation of denitrification activity in stream sediments as studied with a combined oxygen and nitrous-oxide microsensor. Applied and Environmental Microbiology. 55 (5), 1234-1241 (1989).
  36. Peter, N. L. Denitrification in sediment determined from nitrogen isotope pairing. FEMS Microbiology Ecology. 9 (4), 357-361 (1992).
  37. Risgaard-Petersen, N., Nielsen, L. P., Rysgaard, S., Dalsgaard, T., Meyer, R. L. Application of the isotope pairing technique in sediments where anammox and denitrification coexist. Limnology and Oceanography-Methods. 1, 63-73 (2003).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Hamowanie acetylenemrdzenie osadówakumulacja N2Oszybkość denitryfikacjikalibracja czujnikazależność od temperaturydodatek azotanuemisja N2O
Szacowanie szybkości denitryfikacji osadów za pomocą rdzeni i mikroczujnikówN2O
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.