Artykuł metodologiczny

Nowa prosta metoda pomiaru lipofilowości (logP) przy użyciu spektroskopii 19F NMR

DOI:

10.3791/58567

⸱

30 stycznia 2019

 ,  ,  ,  ,  , 
1Chemistry, University of Southampton, 2Medicinal Chemistry, Oncology, IMED Biotech Unit, AstraZeneca

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nowatorska i prosta odmiana metody wstrząsania kolbą została opracowana do dokładnego pomiaru lipofilowości związków fluorowanych za pomocą spektroskopii 19F NMR.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Fluorowanie stało się skutecznym narzędziem do optymalizacji właściwości fizykochemicznych związków bioaktywnych. Jednym z zastosowań wprowadzenia fluoru jest modulowanie lipofilowości związku. W naszej grupie interesuje nas badanie wpływu fluoracji na lipofilowość alifatycznych fluorohydryn i fluorowanych węglowodanów. Nie są one aktywne w promieniowaniu UV, co powoduje trudne określenie lipofilowości. W tym miejscu przedstawiamy prostą metodę pomiaru lipofilowości związków fluorowanych metodą spektroskopii 19F NMR. Ta metoda nie wymaga aktywności UV. Nie jest również wymagane mierzenie dokładnej masy substancji rozpuszczonej, rozpuszczalnika i podwielokrotnej objętości. Za pomocą tej metody zmierzyliśmy lipofilowość dużej liczby fluorowanych alkanoli i węglowodanów.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Lipofilowość to kluczowy parametr fizykochemiczny cząsteczek leku, który wpływa na właściwości kandydatów na leki w wielu aspektach, w tym rozpuszczalności leku, biodostępności i toksyczności1. Lipofilowość mierzy się jako logarytm (logP) stosunku stężeń związków po rozdzieleniu między n-oktanolem a wodą. Optymalne zakresy lipofilowości zostały zaproponowane na podstawie danych statystycznych leków podawanych doustnie, z których najsłynniejszym przykładem jest "reguła 5" Lipińskiego2,3. Rzeczywiście, kontrolowanie lipofilowości okazało się niezbędne dla poprawy perspektyw kandydatów na leki. Zwiększenie powinowactwa wiązania leków poprzez podwyższoną lipofilowość zostało zidentyfikowane jako jeden z głównych problemów w projektach odkrywania leków w ciągu ostatnich kilku dekad, prowadząc do zwiększonych wskaźników wyczerpania3. W związku z tym zasugerowano, że pomyślne opracowanie leku wiąże się z utrzymaniem lipofilowości molekularnej kandydatów na leki w optymalnych granicach podczas procesu optymalizacji powinowactwa3,4. W związku z tym wprowadzono nowe koncepcje (takie jak wskaźniki efektywności lipofilowej)5,6.

Dlatego bardzo ważne jest dokładne zmierzenie lipofilowości podczas procesu opracowywania leku. Poza tym istnieje zapotrzebowanie na dostępność prostych metod pomiaru lipofilowości, ponieważ badania podstawowe mają na celu zidentyfikowanie rozwiązań dla modulacji logarytmuP. Obecnie dostępnych jest wiele uznanych metod oznaczania lipofilowości1. Standardowa metoda 'shake-flask (SF)'7i jej odmiany są powszechnie stosowane do bezpośredniego pomiaru wartości logarytmuP, które w większości przypadków zależą od spektroskopii UV-Vis w celu określenia ilościowego. Główną wadą tej klasycznej metody SF jest jej pracochłonny charakter. Ponadto może dojść do tworzenia emulsji, szczególnie w przypadku związków silnie lipofilowych8,9. Opracowano kilka metod obejścia takich problemów, takich jak analiza wtrysku przepływowego, rurki do dializy itp. 9,10. Jednak żadna z tych metod nie jest prosta ani łatwa do zastosowania w niewyspecjalizowanych laboratoriach.

Istnieje również wiele metod pośrednich dostępnych do użycia, takich jak miareczkowanie potencjometryczne11, metody elektroforetyczne12,13, metody chromatograficzne oparte na RP-HPLC, metody oparte na spektrometrii mas14, itd. Są to metody pośrednie, ponieważ wartości logarytmuP uzyskuje się za pomocą krzywych kalibracyjnych. Wśród tych metod metoda RP-HPLC jest szeroko stosowana, ponieważ jest przyjazna dla użytkownika i oszczędza czas. Niemniej jednak jego dokładność zależy od zestawu treningowego użytego do wyznaczenia krzywej kalibracyjnej, a szacowana lipofilowość zależy od zastosowanego systemu partycji13,15.

W literaturze opisano wiele metod określania lipofilowości opartych na 1 H NMR. Mo i wsp. opracowali metodę pomiaru logarytmuP przy użyciu 1H NMR bez deuterowanych rozpuszczalników. Woda i oktanol, jako rozpuszczalniki podziału podziału, zostały użyte jako odniesienia do ilościowego określenia stężenia substancji rozpuszczonej w każdej fazie16. Herth i współpracownicy opisali również podejście, w którym eksperyment z podziałem przeprowadzono bezpośrednio w probówce NMR, gdzie dane NMR dolnej warstwy wodnej D2O zostały zebrane przed i po ekstrakcji 1-oktanolem, aby uzyskać współczynnik dystrybucji17. Ponadto Soulsby i in. wykorzystali 1H NMR jako narzędzie analityczne, określając amplitudę sygnałów za pomocą oprogramowania do pełnej redukcji do tabeli amplitudy i częstotliwości. Stosunek amplitud w obu warstwach doprowadził do zmierzonego współczynnika podziału18. Metody te są stosunkowo proste w użyciu, ale często wymagają kalibracji selektywnych impulsów i poziomów mocy lub użycia kształtowych impulsów gradientowych w celu zapewnienia odpowiedniego tłumienia rozpuszczalnika i selektywności sygnału.

Obliczone wartości logarytmuP (zatkaniaP) dla związków mogą być również uzyskane. Dostępnych jest kilka metod obliczeniowych i dostępne na rynku oprogramowanie. Takie zatkane wartościP są powszechnie stosowane w przemyśle farmaceutycznym przy ocenie dużej liczby cząsteczek leków. Jednak duże błędy wynikające z zatkanych wartościP nie są rzadkością19,20.

Wymagania dotyczące aktywności UV do analizy stężenia i ustanowienie krzywych kalibracyjnych do obliczania logarytmuP hamują postęp badań w tej dziedzinie. Dotyczy to w szczególności związków alifatycznych nieaktywnych w promieniowaniu UV. Fluorowane ugrupowania alifatyczne stają się w ostatnich latach coraz bardziej atrakcyjne dla projektowania leków, a ich wpływ na ogólną lipofilowość związku jest tematem badawczym w naszej grupie21. Ponadto 19F jest bardzo czułym jądrem aktywnym NMR, co sprawia, że 19F NMR jest użytecznym narzędziem do analizy związków fluorowanych. Ma również większy zakres przesunięcia chemicznego w porównaniu do 1H. Dlatego warto opracować prostą metodę oznaczania logarytmuP nieaktywnych w promieniowaniu UV związków fluorowanych metodą spektroskopii 19F NMR. W związku z tym ogólnym celem tej metody jest uzyskanie wygodnego oznaczania lipofilowości związków fluorowanych.

Kluczową zasadą naszej metody opartej na 19F NMR jest dodanie fluorowanego związku referencyjnego w eksperymencie partycji (Rysunek 1)21. Związek X i związek odniesienia (ref) są podzielone między wodę i n-oktanol. Po zrównoważeniu podwielokrotność z każdej fazy jest pobierana do probówki NMR i przeprowadza się 19eksperymentów F NMR na obu próbkach NMR. Intensywność pików fluoru jest proporcjonalna do stężenia związku (C) i liczby atomów fluoru (n) w związkach. Pomiędzy związkiem X i ref można uzyskać stosunki całkowe dla obu faz. Stosunek w warstwie n-oktanolu definiuje się jako ρokt, a ρaq dla warstwy wody (równanie 1). Stosunek wartości ρ jest równy stosunkowi współczynników podziału (P) związku X i ref (równanie 2). Prowadzi to do końcowego równania (równanie 4) dla pomiaru logarytmuP związku X. Dlatego, aby określić wartość logarytmuP nieznanego związku X, za pomocą 19F NMR należy zmierzyć tylko współczynniki całkowania (ρoct i ρaq) w obu warstwach.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Partycjonowanie

  1. Dodać 4,4,4-trifluorobutan-1-ol (związek X, ok. 6,0 mg) i 2,2,2-trifluoroetanol (związek odniesienia, ok. 3,0 mg) do kolby w kształcie gruszki o pojemności 10 ml, rozpuścić w n-oktanolu (stopień HPLC, ok. 2 ml) i dodać wodę (stopień HPLC, ok. 2 ml).
    Uwaga: Ten eksperyment jest przeprowadzany w trzech egzemplarzach. Należy sprawdzić rozpuszczalność związków w wodzie i n-oktanolu. Ilość związku użytego do podziału musi być dokładnie rozważona, aby uniknąć przesycenia związku w jakiejkolwiek warstwie. Należy również wziąć pod uwagę stosunek masowy między związkiem X a związkiem odniesienia ref, aby uniknąć sytuacji, w której stosunki całkowania danej próbki NMR wykraczają poza zakres od 10/1 do 1/10. Na przykład, jeśli istnieje różnica <2 jednostek logP między związkiem X a ref, optymalny stosunek masy może zapewnić, że proporcje integracji w próbkach wody i 1-oktanolu NMR mieszczą się w zakresie od 10/1 do 1/10. W przeciwieństwie do tego, jeśli uzyska się współczynnik całkowania 50/1 w jednej warstwie, bardziej prawdopodobne będą stosunkowo większe błędy w całkowaniu dla piku o niższym stężeniu. Poniższe równanie można wykorzystać do przewidzenia optymalnego stosunku masowego związku:
    mX / mref = {(cPX / Pref)-0,5 * (MX/ Mref) * [(1 + cPX) / (1 + Pref)]} / (NX / Nref)
    m, masa; M, masa cząsteczkowa; N, liczba atomów F; P, współczynniki podziału; cP, obliczone współczynniki podziału.
  2. Umieścić kolby w naczyniu o kontrolowanej temperaturze nad mieszadłem i podłączyć do chłodziarki recyrkulacyjnej. Mieszać dwufazową mieszaninę w temperaturze 25 °C przez 2 godziny, z prędkością mieszania ustawioną na 600 obr./min.
  3. Zrównoważyć mieszaninę w temperaturze 25 °C przez noc (ok. 16 godzin), aby umożliwić całkowite oddzielenie faz.
    Uwaga: W niektórych przypadkach można zaobserwować tworzenie się piany między granicą n-oktanolu a wodą. W tym przypadku mieszaninę przeniesiono do szklanej fiolki o pojemności 4 ml i odwirowano aż do zniknięcia piany. Dwufazową mieszaninę pozostawiono następnie do ponownego zrównoważenia w temperaturze 25 °C przez noc.

2. Przygotowanie próbki NMR

  1. Przymocować kolbę do stojaka na retortę za pomocą zacisku.
  2. Pobrać porcję ok. 0,70-0,85 ml zarówno z warstwy wody, jak i n-oktanolu, używając jednorazowych plastikowych strzykawek o pojemności 1 ml z długimi igłami.
    1. W celu pobrania porcji wody należy pobrać ok. 0,02 ml powietrza do strzykawki przed włożeniem igły do mieszanki. Przesuwając igłę przez górną warstwę n-oktanolu do warstwy wody, delikatnie wypchnij powietrze, aby zapobiec przedostawaniu się roztworu n-oktanolu do igły.
    2. Usuń długą igłę z mieszanki. Wyrzucić niewielką ilość próbki wody, pozostawiając w strzykawce ok. 0,6 ml próbki. Ostrożnie przetrzeć igłę suchą chusteczką i wstrzyknąć ok. 0,5 ml próbki wody do czystej probówki NMR. Szybko zamknij probówkę NMR za pomocą nakrętki.
    3. W przypadku próbki n-oktanolu należy usunąć długą igłę z warstwy n-oktanolu. Niewielką ilość próbki n-oktanolu należy wyrzucić, pozostawiając w strzykawce ok. 0,6 ml próbki. Ostrożnie przetrzeć igłę suchą chusteczką i wstrzyknąć ok. 0,5 ml próbki n-oktanolu do czystej probówki NMR. Szybko zamknij probówkę NMR za pomocą nakrętki.
  3. Sprawdź wzrokowo zarówno n-oktanol, jak i próbki wody pod kątem wszelkich zanieczyszczeń (np. małych kropelek n-oktanolu w próbce wody lub małych kropelek wody w próbce n-oktanolu).
    Uwaga: W przypadku jakiegokolwiek zanieczyszczenia podwielokrotną próbkę należy ponownie przygotować z mieszaniny dwufazowej. Ponieważ pomiar jest wykonywany w trzech egzemplarzach, uzyskuje się sześć probówek NMR.
  4. Do każdej probówki NMR dodaj 0,1 ml deuterowanego rozpuszczalnika NMR, który miesza się zarówno z n-oktanolem, jak i wodą (np. acetonem-d6), aby umożliwić blokadę sygnału podczas akwizycji NMR.
  5. W przypadku związków o niskiej temperaturze wrzenia (np. <120 °C) należy uszczelnić probówki NMR za pomocą palnika, a po schłodzeniu odwrócić rurkę, aby sprawdzić, czy nie ma wycieków. Ostrożnie odwróć zapieczętowane lub nieuszczelnione probówki NMR 20 razy, aby uzyskać jednorodny roztwór do eksperymentów 19F NMR.

3. Eksperymenty NMR

  1. Przeprowadzić, korzystając ze standardowych ustawień parametrów NMR (NS 64, D1 1 s, SW 300 ppm, O1P -100 ppm), 19F{1H} NMR w celu zidentyfikowania przesunięć chemicznych 4,4,4-trifluorobutan-1-olu (związek X) i 2,2,2-trifluoroetanolu (związek odniesienia) zarówno w próbkach n-oktanolu, jak i wody NMR.
  2. Zmierz czas relaksacji sieci spinowej (T1) dla diagnostycznych jąder fluoru za pomocą sekwencji inwersji-odzyskiwania22. Zmierz poziom odpowiedniego czasu opóźnienia impulsu (D1, ustawiony jako ≥ 5*T1) na podstawie uzyskanych wartości T1 w celu dokładnej ilościowej integracji NMR.
    Uwaga: Jest to bardzo czasochłonne, ale D1 wynoszące 60 s dla próbki fazy wodnej i 30 s dla próbki fazy oktanolowej to konserwatywne ustawienia, które bezpiecznie spełnią kryterium D1 ≥ 5*T1.
  3. Uruchom ponownie 19eksperymentów F{1H} NMR z dostosowanymi ustawieniami parametrów w następujący sposób: a) użyj D1 ≥ 5*T1; b) wyśrodkować punkt przesunięcia częstotliwości (O1P) między dwoma diagnostycznymi sygnałami fluoru, tak aby oba jądra mogły być jednakowo wzbudzone; c) Ustaw szerokość spektralną (SW) na 300 ppm, ale w razie potrzeby zmniejsz go, jeśli uzyskasz lepszy stosunek SNR; d) Ustaw liczbę stanów nieustalonych (NS) na 64, ale zwiększ, jeśli wymagany jest wyższy SNR.
    Uwaga: Eksperymenty 19F NMR bez odsprzęgnięcia mogą być również wykorzystywane do pozyskiwania danych NMR. Jednak preferowane są tutaj eksperymenty z 19F NMR odsprzężonymi protonami, ponieważ upraszczają one sygnały fluorowe poprzez usunięcie sprzężeń proton-fluor, co również zwiększa stosunek sygnału do szumu. Używamy odwróconego bramkowania, aby uzyskać odsprzęgnięte widmo bez ulepszeń nOe (jądrowy efekt Overhausera)23. W przypadku integracji ilościowej pożądany jest stosunek sygnału do szumu (≥300). 24

4. Przetwarzanie danych

  1. Przetwarzaj uzyskane dane za pomocą procesora ACD/NMR Academic Edition lub innego niestandardowego oprogramowania do przetwarzania NMR.
    1. Otwórz plik danych NMR, następnie otwórz folder pdata, a następnie folder 1. Usuń plik 1r.
    2. Wróć do pliku danych NMR i przeciągnij plik fid do okna Procesor ACD/NMR.
    3. Kliknij przycisk WFunctions, wybierz opcję Wykładniczy, ustaw wartość LB na 2 i kliknij przycisk OK.
    4. Kliknij przycisk Wypełnianie zerem, zwiększ liczbę punktów do 4-krotności oryginalnej liczby punktów, klikając mały przycisk obok liczby, a następnie kliknij przycisk OK.
    5. Kliknij przycisk Tr. Fouriera.
    6. Kliknij przycisk Faza, a następnie kliknij przycisk Ph myszy, kliknij i przytrzymaj lewy przycisk myszy, przesuń mysz do przodu lub do tyłu, aż główny szczyt widma zostanie prawidłowo podzielony na fazy.
      1. Kliknij i przytrzymaj prawy przycisk myszy, przesuń mysz do przodu lub do tyłu, aż pozostałe szczyty widma zostaną prawidłowo zgrupowane. Następnie usuń zaznaczenie przycisku Ph myszy, powiększ obszar widmowy z pikami fluoru, kliknij przycisk Dostrajanie, w razie potrzeby wykonaj korekcję fazy, jak opisano wcześniej, aż wszystkie piki zostaną prawidłowo zgrupowane, a następnie kliknij przycisk Znacznik.
    7. Kliknij przycisk Linia bazowa, a następnie przycisk Opcje. Wybierz opcję Uśrednianie widma dla modeli automatycznych, w razie potrzeby dostosuj liczbę punktów dla połówki szerokości pola (w szczególności dla widma o niskim stosunku sygnału do pionu), kliknij przycisk OK | Auto, a następnie kliknij przycisk Zaznacz przycisk.
    8. Kliknij Integracja, zintegruj diagnostyczne piki fluoru i kliknij przycisk Zaznacz .
      Uwaga: Jeśli krzywa całkowa nie jest równoległa do linii bazowej, kliknij przycisk Korygowanie odchyleń i dostosuj nachylenie i nachylenie, aż krzywa będzie równoległa do linii bazowej.
  2. Uzyskać współczynniki integracji z próbek n-oktanolu i wody NMR i użyć w równaniu obliczeniowym logarytmuP (rysunek 1, równanie 4) w celu uzyskania wartości logarytmuP 4,4,4-trifluorobutan-1-olu (związek X).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dwa zestawy danych jako eksperymenty kontrolne są pokazane w Rysunek 221. Używając 2,2,2-trifluoroetanolu jako związku odniesienia, wartości logarytmuP uzyskano dla 2-fluoroetanolu i 3,3,3,2,2-pentafluoropropanolu odpowiednio jako -0,75 i +1,20 (Rysunek 2A). Następnie ponownie oznaczono lipofilowość 2-fluoroetanolu, ale z 3,3,3,2,2-pentafluoropropanolem jako odniesieniem (przy użyciu jego poprzedniej eksper...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisany w pracy protokół jest prostą metodą pomiaru logarytmuP związków fluorowanych. Metodę tę stosuje się do związków fluorowanych o wartości logarytmuP od -3 do 3. W przypadku bardziej hydrofilowych (logP < -3) lub lipofilowych (logP > 3) metoda ta może być nadal stosowana, ale będzie wymagała znacznie dłuższego czasu eksperymentu NMR, ponieważ do uzyskania dobrego stosunku sygnału do szumu potrzebna jest zwiększona liczba stanów nieustalonych. W związku z tym jest to ograniczenie m...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie jest finansowane w ramach grantów EPSRC EP/K016938/1 i EP/P019943/1 (ZW, HRF) oraz nagrody EPSRC/AstraZeneca CASE (BFJ). Dziękujemy Uniwersytetowi w Southampton za dodatkowe wsparcie. Podziękowania należą się również EPSRC za przyznanie EP/K039466/1 dotacji na zapewnianie podstawowych zdolności.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
NMR (400 MHz) z sondą Bruker 5 mm SEFBrukern/aAVIIIHD400
NMR (400 MHz) z sondą Bruker 5 mm SMARTReaktor Brukern/a
DrySyn RecyrkulacyjnyAsyntADS13-S
Asyntn/amodel:Grant-LTC2
mieszadło magnetyczneAsyntADS-HP-NT
Oprogramowanie procesora ACD/NMRACD/Labsn/aACD/NMR w wersji akademickiej lub procesor ACD/Spectrus 2015
agregat chłodniczy Procesor

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Arnott, J. A., Planey, S. L. The influence of lipophilicity in drug discovery and design. Expert Opinion on Drug Discovery. 7 (10), 863-875 (2012).
  2. Lipinski, C. A., Lombardo, F., Dominy, B. W., Feeney, P. J. Experimental and computational approaches to estimate solubility and permeability in drug discovery and development settings. Advanced Drug Delivery Reviews. 23 (1), 3-25 (1997).
  3. Leeson, P. D., Springthorpe, B. The influence of drug-like concepts on decision-making in medicinal chemistry. Nature Reviews Drug Discovery. 6, 881(2007).
  4. Perola, E. An Analysis of the Binding Efficiencies of Drugs and Their Leads in Successful Drug Discovery Programs. Journal of Medicinal Chemistry. 53 (7), 2986-2997 (2010).
  5. Tarcsay, A., Nyiri, K., Keseru, G. M. Impact of Lipophilic Efficiency on Compound Quality. Journal of Medicinal Chemistry. 55 (3), 1252-1260 (2012).
  6. Tarcsay, Á, Keserű, G. M. Contributions of Molecular Properties to Drug Promiscuity. Journal of Medicinal Chemistry. 56 (5), 1789-1795 (2013).
  7. OECD Guidelines for Testing of Chemicals. , Paris. (1992).
  8. Tsang, S. C., Yu, C. H., Gao, X., Tam, K. Y. Preparation of nanomagnetic absorbent for partition coefficient measurement. International Journal of Pharmaceutics. 327 (1), 139-144 (2006).
  9. Andersson, J. T., Schräder, W. A Method for Measuring 1-Octanol−Water Partition Coefficients. Analytical Chemistry. 71 (16), 3610-3614 (1999).
  10. Danielsson, L. -G., Yu-Hui, Z. Mechanized determination of n-octanol/water partition constants using liquid-liquid segmented flow extraction. Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis. 12 (12), 1475-1481 (1994).
  11. Scherrer, R. A., Donovan, S. F. Automated Potentiometric Titrations in KCl/Water-Saturated Octanol: Method for Quantifying Factors Influencing Ion-Pair Partitioning. Analytical Chemistry. 81 (7), 2768-2778 (2009).
  12. Poole, S. K., Poole, C. F. Separation methods for estimating octanol-water partition coefficients. Journal of Chromatography B. 797 (1), 3-19 (2003).
  13. Ishihama, Y., Oda, Y., Uchikawa, K., Asakawa, N. Evaluation of Solute Hydrophobicity by Microemulsion Electrokinetic Chromatography. Analytical Chemistry. 67 (9), 1588-1595 (1995).
  14. Jorabchi, K., Smith, L. M. Single Droplet Separations and Surface Partition Coefficient Measurements Using Laser Ablation Mass Spectrometry. Analytical Chemistry. 81 (23), 9682-9688 (2009).
  15. Kaliszan, R. Quantitative structure-retention relationships. Analytical Chemistry. 64 (11), 619A-631A (1992).
  16. Mo, H., Balko, K. M., Colby, D. A. A practical deuterium-free NMR method for the rapid determination of 1-octanol/water partition coefficients of pharmaceutical agents. Bioorganic & Medicinal Chemistry Letters. 20 (22), 6712-6715 (2010).
  17. Stéen, E. J. L., et al. Development of a simple proton nuclear magnetic resonance-based procedure to estimate the approximate distribution coefficient at physiological pH (logD7.4): Evaluation and comparison to existing practices. Bioorganic & Medicinal Chemistry Letters. 27 (2), 319-322 (2017).
  18. Soulsby, D., Chica, J. A. M. Determination of partition coefficients using 1H NMR spectroscopy and time domain complete reduction to amplitude-frequency table (CRAFT) analysis. Magnetic Resonance in Chemistry. 55 (8), 724-729 (2017).
  19. Tetko, I. V., Poda, G. I., Ostermann, C., Mannhold, R. Accurate In Silico log Predictions: One Can't Embrace the Unembraceable. QSAR & Combinatorial Science. 28 (8), 845-849 (2009).
  20. Waring, M. J. Lipophilicity in drug discovery. Expert Opinion on Drug Discovery. 5 (3), 235-248 (2010).
  21. Linclau, B., et al. Investigating the Influence of (Deoxy)fluorination on the Lipophilicity of Non-UV-Active Fluorinated Alkanols and Carbohydrates by a New log P Determination Method. Angewandte Chemie International Edition. 55 (2), 674-678 (2016).
  22. Derome, A. E. Modern NMR Techniques for Chemistry Research. , 6th ed, Pergamon: Oxford. (1997).
  23. Claridge, T. High-Resolution NMR Techniques in Organic Chemistry. , Pergamon. (1999).
  24. Zhang, F. -F., et al. Quantitative analysis of sitagliptin using the 19F-NMR method: a universal technique for fluorinated compound detection. Analyst. 140 (1), 280-286 (2015).
  25. Muller, N. When is a trifluoromethyl group more lipophilic than a methyl group? partition coefficients and selected chemical shifts of aliphatic alcohols and trifluoroalcohols. Journal of Pharmaceutical Sciences. 75 (10), 987-991 (1986).
  26. Hansch, C., Leo, A. Substituent constants for correlation analysis in chemistry and biology. , Wiley. (1979).
  27. Dillingham, E. O., Mast, R. W., Bass, G. E., Autian, J. Toxicity of Methyl- and Halogen-Substituted Alcohols in Tissue Culture Relative to Structure-Activity Models and Acute Toxicity in Mice. Journal of Pharmaceutical Sciences. 62 (1), 22-30 (1973).
  28. Leo, A., Hansch, C., Elkins, D. Partition coefficients and their uses. Chemical Reviews. 71 (6), 525-616 (1971).
  29. Fujita, T., Iwasa, J., Hansch, C. A New Substituent Constant, π, Derived from Partition Coefficients. Journal of the American Chemical Society. 86 (23), 5175-5180 (1964).
  30. Zhong-Xing, J., Xin, L., Eun-Kee, J., Bruce, Y. Y. Symmetry-Guided Design and Fluorous Synthesis of a Stable and Rapidly Excreted Imaging Tracer for 19F MRI. Angewandte Chemie International Edition. 48 (26), 4755-4758 (2009).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Pomiar lipofilno cispektroskopia NMR fluoruwyznaczanie LogPwyb r zwi zku referencyjnegouszczelnianie prob wek NMRrozdzielanie fazilo ciowa integracja sygna w NMRfluorowane alkanolefluorowane w glowodanyzwi zki nieaktywne w UV

Powiązane artykuły