Method Article

Jednoczesne zapisy lokalnych potencjałów pola korowego i elektrokortykogramy w odpowiedzi na nocyceptywne bodźce laserowe od swobodnie poruszających się szczurów

DOI:

10.3791/58686

⸱

January 7th, 2019

 ,  ,  ,  , 
1CAS Key Laboratory of Mental Health, Institute of Psychology, 2Department of Psychology, University of Chinese Academy of Sciences, 3Research Center of Brain Cognitive Neuroscience, Liaoning Normal University, 4Neuroscience Research Institute, Peking University, 5Department of Neurobiology, School of Basic Medical Sciences, Peking University, 6Key Laboratory for Neuroscience, Ministry of Education/National Health and Family Planning Commission, Peking University, 7Department of Pain Management, State Key Clinical Specialty in Pain Medicine, Second Affiliated Hospital of Guangzhou Medical University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opracowaliśmy technikę, która jednocześnie rejestruje zarówno elektrokortykografię, jak i lokalne potencjały pola w odpowiedzi na nocyceptywne bodźce laserowe od swobodnie poruszających się szczurów. Technika ta pomaga ustalić bezpośredni związek sygnałów elektrokorowych na poziomie mezoskopowym i makroskopowym, co ułatwia badanie nocyceptywnego przetwarzania informacji w mózgu.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Reakcje elektrokortykalne, wywoływane przez impulsy ciepła lasera, które selektywnie aktywują nocyceptywne wolne zakończenia nerwowe, są szeroko stosowane w wielu badaniach na zwierzętach i ludziach w celu zbadania korowego przetwarzania informacji nocyceptywnej. Te wywołane laserowo potencjały mózgu (LEP) składają się z kilku przejściowych reakcji, które są ograniczone w czasie do wystąpienia bodźców laserowych. Jednak właściwości funkcjonalne odpowiedzi LEP są nadal w dużej mierze nieznane, ze względu na brak techniki próbkowania, która może jednocześnie rejestrować aktywność neuronalną na powierzchni kory mózgowej (tj. elektrokortykogram [ECoG] i elektroencefalogram skóry głowy [EEG skóry głowy]) i wewnątrz mózgu (tj. potencjał pola lokalnego [LFP]). Aby rozwiązać ten problem, przedstawiamy tutaj protokół ze zwierzętami wykorzystujący swobodnie poruszające się szczury. Protokół ten składa się z trzech głównych procedur: (1) przygotowania zwierząt i zabiegów chirurgicznych, (2) jednoczesnego rejestrowania ECoG i LFP w odpowiedzi na nocyceptywne bodźce laserowe oraz (3) analizy danych i ekstrakcji cech. W szczególności, za pomocą wydrukowanej w 3D powłoki ochronnej, zarówno elektrody ECoG, jak i LFP wszczepione w czaszkę szczura były bezpiecznie trzymane razem. Podczas zbierania danych impulsy laserowe były dostarczane na przednie łapy szczura przez szczeliny w dnie komory, gdy zwierzę znajdowało się w spontanicznym bezruchu. Ciągły biały szum był odtwarzany, aby uniknąć aktywacji układu słuchowego przez ultradźwięki generowane laserowo. W konsekwencji wybiórczo rejestrowano tylko odpowiedzi nocyceptywne. Stosując standardowe procedury analityczne (np. filtrowanie pasmowo-przepustowe, ekstrakcja epok i korekta linii bazowej) w celu wyodrębnienia odpowiedzi mózgu związanych z bodźcem, uzyskaliśmy wyniki pokazujące, że LEP o wysokim stosunku sygnału do szumu były jednocześnie rejestrowane z elektrod ECoG i LFP. Metodologia ta umożliwia jednoczesne rejestrowanie aktywności ECoG i LFP, co zapewnia pomost sygnałów elektrokorowych na poziomie mezoskopowym i makroskopowym, ułatwiając w ten sposób badanie nocyceptywnego przetwarzania informacji w mózgu.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

EEG to technika rejestrowania potencjałów elektrycznych i oscylacyjnych aktywności mózgu generowanych przez zsynchronizowane działania tysięcy neuronów w mózgu. Jest powszechnie stosowany w wielu podstawowych badaniach i zastosowaniach klinicznych1,2. Na przykład reakcje EEG na intensywne impulsy ciepła lasera (tj. LEPy) są szeroko stosowane do badania obwodowego i centralnego przetwarzania nocyceptywnych bodźców sensorycznych3,4,5. U ludzi LEP składają się głównie z trzech odrębnych odchyleń: wczesnego komponentu (N1), który jest zorganizowany somatotopowo i prawdopodobnie odzwierciedla aktywność pierwotnej kory somatosensorycznej (S1)6, oraz późnych składników (N2 i P2), które są rozmieszczone centralnie i z większym prawdopodobieństwem odzwierciedlają aktywność wtórnej kory somatosensorycznej, wyspy i przedniej kory obręczy7, 8. W poprzednich badaniach9,10, wykazaliśmy, że szczurze LEP, próbkowane za pomocą ECoG (rodzaj wewnątrzczaszkowego EEG) z elektrod umieszczonych bezpośrednio na odsłoniętej powierzchni mózgu, również składają się z trzech różnych ugięć (tj. somatotopowo zorganizowanego N1 i centralnie rozmieszczonych N2 i P2). Polaryzacja, kolejność i topografia komponentów LEP szczurów są podobne do ludzkich LEPs11. Jednak ze względu na ograniczoną rozdzielczość przestrzenną zapisów EEG skóry głowy i podtwardówkowej ECoG12, a także niedokładny charakter technik analizy źródeł EEG13, szczegółowy wkład działań neuronalnych w komponenty LEP jest szeroko dyskutowany. Na przykład nie jest jasne, czy i w jakim stopniu S1 przyczynia się do wczesnej części odpowiedzi korowej (N1) wywoływanej przez bodźce laserowe6.

W odróżnieniu od techniki zapisu na poziomie makroskopowym, bezpośrednie zapisy wewnątrzczaszkowe za pomocą układów mikroprzewodowych wspomaganych przez aparat stereotaktyczny i mikronapędy14,15 mogą mierzyć aktywność neuronalną (np. LFP) określonych regionów. LFP odzwierciedlają głównie sumę hamujących lub pobudzających potencjałów postsynaptycznych lokalnych populacji neuronów16. Ponieważ aktywność neuronalna próbkowana przez LFP odzwierciedla procesy neuronalne zachodzące w promieniu setek mikrometrów wokół elektrody rejestrującej, ta technika rejestracji jest szeroko stosowana do badania przetwarzania informacji w mózgu na poziomie mezoskopowym. Skupia się jednak tylko na precyzyjnych lokalnych zmianach aktywności mózgu i nie może odpowiedzieć na pytanie, w jaki sposób sygnały z wielu regionów są integrowane (np. jak komponenty LEP są integrowane w wielu regionach mózgu).

Warto zauważyć, że jednoczesny zapis ECoG i korowych LFP od swobodnie poruszających się szczurów mógłby ułatwić badanie przetwarzania informacji korowych zarówno na poziomie makroskopowym, jak i mezoskopowym. Ponadto metodologia ta stanowi doskonałą okazję do zbadania, w jakim stopniu aktywność neuronalna predefiniowanych regionów mózgu przyczynia się do LEP. Rzeczywiście, kilka wcześniejszych badań oceniało spójność między kolcami, korowym LFP i sygnałami ECoG17,18 i wykazało, że LFP19,20 przylegający do elektrody EEG przyczynia się do tworzenia reakcji mózgu związanych z bodźcami. Jednak istniejąca technika jest zwykle używana do rejestrowania reakcji mózgu znieczulonych zwierząt z powodu braku powłoki ochronnej, która zapobiegałaby uszkodzeniu elektrod przez zderzenie. Innymi słowy, wciąż brakuje techniki, która mogłaby zbudować most sygnałów elektrokorowych na poziomie mezoskopowym (korowy LFP) i makroskopowym (EEG i ECoG) u swobodnie poruszających się szczurów.

Aby rozwiązać ten problem, opracowaliśmy technikę, która mogłaby rejestrować ECoG i korowe LFP w wielu obszarach mózgu jednocześnie od swobodnie poruszających się szczurów. Technika ta pomaga ustalić bezpośredni związek sygnałów elektrokorowych na poziomie mezoskopowym i makroskopowym, ułatwiając w ten sposób badanie nocyceptywnego przetwarzania informacji w mózgu.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W eksperymencie wykorzystano dorosłe samce szczurów rasy Sprague-Dawley (o wadze 400 - 450 g). Wszystkie zabiegi chirurgiczne i eksperymentalne były zgodne z Przewodnikiem dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych National Institutes of Health. Procedury zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Etyki Badań w Instytucie Psychologii Chińskiej Akademii Nauk.

1. Implantacja elektrody

  1. Przed zabiegiem należy znieczulić szczura w komorze z 5% izofluranem i natężeniem przepływu powietrza 1 l/min.
  2. Za pomocą aparatu stereotaktycznego przymocuj głowę szczura z nosem umieszczonym w masce znieczulającej. Podawać izofluran przez maskę znieczulającą w stężeniu 2% przy natężeniu przepływu powietrza 0,5 l/min, aby utrzymać głębokość znieczulenia podczas zabiegu. Należy pamiętać, że tolerancję chirurgiczną osiąga się, gdy szczur nie reaguje na szczypanie palca u nogi.
  3. Nałóż maść okulistyczną na oczy, aby uniknąć wysuszenia rogówki.
  4. Ogol górną część skóry głowy szczura za pomocą standardowej golarki.
  5. Wysterylizuj skórę głowy za pomocą medycznego roztworu dezynfekującego jodoforu i 75% alkoholu, aby usunąć jod.
  6. Wstrzyknij lidokainę (2%) w skórę głowy w celu miejscowego znieczulenia. Podawać atropinę (0,2 ml i.p.) w celu zahamowania nadmiernego wydzielania oddechowego.
  7. Wykonaj nacięcie w linii środkowej o długości około 2 - 3 cm na skórze głowy za pomocą skalpela. Wytnij i usuń część skóry głowy wzdłuż linii środkowej i odsłoń czaszkę. W razie potrzeby użyj elektrokoagulatora, aby zatamować krwawienie.
  8. Zaznacz położenie elektrod ECoG na podstawie predefiniowanych współrzędnych stereotaktycznych (umieszczonych zgodnie z położeniem Bregmy) oraz położenia elektrod odniesienia i masy na linii środkowej (umieszczonych odpowiednio 2 i 4 mm doogonowo do Lambda).
  9. Wywierć otwory (średnica: 0,5 mm) na ECoG, używając elektrycznego wiertła czaszkowego na czaszce w zaznaczonych miejscach, nie niszcząc opony twardej.
  10. Wkręć ze stali nierdzewnej (średnica zewnętrzna: 0,6 mm), która łączy się z drutem miedzianym pokrytym izolacją, w otwór na głębokość około 1 mm bez wnikania w oponę twardą znajdującą się pod spodem. te działają podczas eksperymentu jako elektrody ECoG, referencyjne i uziemiające.
  11. Umieść ochronną podstawę skorupy na czaszce. Przymocuj podstawę za pomocą sąsiednich do czaszki za pomocą akrylu dentystycznego. Użyj bawełny medycznej, którą można później usunąć, aby chronić obszar, który ma być używany do implantacji drutu głębokościowego, przed zakryciem.
    UWAGA: Powłoka ochronna to specjalnie zaprojektowany produkt polimlekowy wydrukowany w 3D, który składa się z trzech części: podstawy, ścianki i nasadki. Ściana pokryta jest miedzianymi stożkami, które można zbudować jako klatkę Faradaya.
  12. Zaznacz położenie elektrod z drutu głębokościowego na podstawie predefiniowanych współrzędnych stereotaktycznych.
  13. Wywierć małe otwory (średnica: 0,2 mm) w czaszce wokół zaznaczonych miejsc do implantacji drutu i ostrożnie usuń płat kostny, aby odsłonić oponę twardą. Często myj kraniotomię przy użyciu zwykłej soli fizjologicznej. Rysunek 1 opisuje ustawienie przed wszczepieniem elektrod z drutu głębokościowego.
  14. Za pomocą igły podnieś i przetnij oponę twardą, nie uszkadzając pia mater, naczyń i powierzchni kory nowej.
  15. Opuść elektrody z drutu głębokościowego na powierzchnię kory nowej, a następnie powoli penetruj mózg na docelową głębokość. Często przestawaj przesuwać się w dół elektrod, aby uzyskać sprężystość kory mózgowej. W niniejszym badaniu głębokość końcówki drutu wynosi 0,5 mm pod powierzchnią kory mózgowej.
  16. Uszczelnij kraniotomię mieszaniną wosku i oleju parafinowego, aby upewnić się, że elektrody z drutu głębokościowego mogą być przesuwane w celu późniejszych manipulacji eksperymentalnych.
  17. Zamocuj aparat elektrodowy za pomocą akrylu dentystycznego na czaszce.
  18. Przyspawaj każdy drut miedziany, który łączy się ze śrubą ECoG, do odpowiedniego kanału w module złącza. Zakryj miejsca spawania gliną, aby uniknąć potencjalnego kontaktu między różnymi kanałami.
  19. Zamontuj ściankę powłoki ochronnej do podstawy i przyspawaj elektrody odniesienia i uziemiające do odpowiednich kanałów.
  20. Przymocuj nasadkę do powłoki ochronnej za pomocą taśm, aby uniknąć zanieczyszczenia.
  21. Wstrzyknij szczurowi penicylinę (60 000 U, i.p.) natychmiast po operacji, aby zapobiec infekcjom pooperacyjnym.
  22. Szczura należy trzymać pojedynczo w klatce o kontrolowanej temperaturze i wilgotności i trzymać go w 12-godzinnym cyklu dzień/noc po operacji, z jedzeniem i wodą ad libitum przez co najmniej tydzień przed eksperymentem LEP.
    UWAGA: Aby jednocześnie rejestrować aktywność ECoG i korowego LFP, użyto tutaj aparatury, która została zmontowana z dwoma typami elektrod połączonych z modułem złącza, który zawierał kilka mikronapędów przymocowanych do układów drutów wolframowych. Złote piny zostały użyte do połączenia przewodów wolframowych z płytką interfejsu elektrody (EIB) modułu złącza poprzez wciśnięcie przewodów w małe metalowe otwory w EIB. Dwa metalowe otwory w EIB zostały przylutowane powlekanymi drutami miedzianymi, a otwarty koniec każdego drutu miedzianego został przylutowany odpowiednim drutem miedzianym podłączonym do ECoG. Szczegóły produkcji zostały opisane w innym miejscu21.

2. Gromadzenie danych

  1. Łaskocz szczura co najmniej 1 raz dziennie przez trzy lub więcej kolejnych dni przed eksperymentem, aby upewnić się, że szczur zapoznał się z eksperymentatorem22.
  2. Umieść szczura w komorze behawioralnej na co najmniej 1 godzinę przed eksperymentem, aby upewnić się, że szczur zaaklimatyzuje się do środowiska nagrywania.
    UWAGA: Komora jest plastikową kostką o długości boku 30 cm. Dno studzienki wykonane jest z rusztu żeliwnego ze szczelinami ~8 mm.
  3. Delikatnie podłącz głowicę nagrywającą do modułu elektrody, aby uniknąć przestraszenia szczura i uszkodzenia modułu elektrody.
  4. Skonfiguruj generator laserowy, podłącz światłowód i dostosuj rozmiar plamki lasera zgodnie z instrukcją obsługi urządzenia. Podłącz wyjście cyfrowe z generatora wyzwalacza do portu wejścia cyfrowego karty nagrywającej.
    UWAGA: Uważaj, aby nie zwijać nadmiernie światłowodu, aby uniknąć zerwania włókna. Przed nagrywaniem upewnij się, że sygnały wyzwalające są wyświetlane i rejestrowane przez oprogramowanie do nagrywania. W tym protokole bodźce promieniowania cieplnego są generowane przez laser perowskitowy neodymowo-itrowo-glinowy (Nd: YAP) w podczerwieni o długości fali 1,34 μm. Średnicę plamki lasera ustala się na około 5 mm za pomocą soczewek skupiających. Laser He-Ne skierowany był na stymulowany obszar, który jest definiowany w zależności od celu eksperymentu. Również energia bodźca impulsów laserowych jest określana zgodnie z projektem eksperymentalnym. Czas trwania impulsu laserowego wynosi 4 ms.
  5. Ustaw kamerę wideo pod rogiem komory eksperymentalnej, aby stale rejestrować nocyceptywne zachowania szczura, gdy jego łapa odbiera nocyceptywne bodźce laserowe. Dostosuj pozycję i kierunek kamery, aby upewnić się, że zachowania nocyceptywne są w pełni rejestrowane przez cały czas trwania eksperymentu.
    UWAGA: Zdecydowanie zaleca się stosowanie szybkiej kamery z urządzeniem ze sprzężeniem ładunkowym (CCD), ponieważ może ona dostarczać sygnały operacyjne do płyty głównej systemu nagrywającego, aby precyzyjnie rejestrować czas rozpoczęcia i czas trwania zachowania nocyceptywnego. Zachowania nocyceptywne są oceniane przez eksperymentatora po każdym bodźcu laserowym, zgodnie z wcześniej zdefiniowanymi kryteriami opartymi na ruchu zwierzęcia23,24, w następujący sposób: brak ruchu (wynik = 0), odwracanie głowy (w tym potrząsanie lub podnoszenie głowy; wynik = 1), wzdryganie się (tj. mały gwałtowny ruch szarpiący ciałem; wynik = 2), wycofanie (tj., wycofanie łapy z bodźca laserowego; wynik = 3), lizanie i ruch całego ciała (wynik = 4).
  6. Dostarczaj ciągły biały szum (50 dB SPL) przez głośnik w górnej części komory.
    UWAGA: Jak wykazano w poprzednich badaniach10,25, stymulacja laserowa dostarczana na skórę generuje ultradźwięki, które mogą być wykryte przez układ słuchowy szczura. Z tego powodu przez cały czas trwania eksperymentu odtwarzany jest ciągły biały szum, aby uniknąć aktywacji układu słuchowego w odpowiedzi na ultradźwięki generowane przez laser. Procedura ta pozwala na selektywne rejestrowanie reakcji mózgu związanych z aktywacją układu nocyceptywnego.
  7. Zebrać dane elektrofizjologiczne zarówno z ECoG, jak i z elektrod drutowych głębokościowych, korzystając z systemu rejestracji zgodnie z instrukcją obsługi urządzenia.
    UWAGA: Sygnały operacyjne kamery i sygnały wyzwalające impulsy laserowe są próbkowane jednocześnie z danymi elektrofizjologicznymi z tą samą częstotliwością próbkowania (wszystkie dane są wzmacniane i digitalizowane przy użyciu częstotliwości próbkowania 20 000 Hz), co zapewnia synchronizację wszystkich danych w czasie.
  8. Dostarczaj impulsy laserowe do podeszwy przedniej łapy szczura przez szczeliny w dnie komory.
    UWAGA: Bodziec laserowy jest dostarczany tylko wtedy, gdy szczur jest w spontanicznym bezruchu przez ponad 2 sekundy w oparciu o obserwację eksperymentatora, aby zminimalizować zanieczyszczenie sygnału artefaktów związanych z ruchem. Aby uniknąć zmęczenia lub uczulenia nocyceptora, cel wiązki laserowej jest przemieszczany ręcznie po każdym bodźcu, a odstęp między bodźcami nigdy nie jest krótszy niż 40 s. Sygnały ECoG i LFP mogą być rejestrowane kilkakrotnie od każdego szczura. Szczura należy umieścić w komorze doświadczalnej na 1 godzinę przed każdą sesją nagraniową. Po wszystkich sesjach nagraniowych szczur został głęboko znieczulony i poddany transsercowej perfuzji lodowato zimnej soli fizjologicznej buforowanej fosforanem, a następnie 4% paraformaldehydu. Mózg został usunięty z czaszki i podzielony na sekcje w celu zidentyfikowania pozycji elektrod.

3. Analiza danych

  1. Filtruj dane ciągłe za pomocą filtra pasmowo-przepustowego w zakresie od 1 do 30 Hz.
  2. Epokuj dane za pomocą okna analizy trwającego 3 s, wydłużonego z 1 s przed do 2 s po wystąpieniu bodźców laserowych. Korekcję wyjściową przeprowadza się poprzez odjęcie średniej amplitudy w przedziale prebodźców.
  3. Ręcznie odrzuć epoki, które są skażone przez rażące artefakty.
  4. Oblicz uśrednione przebiegi LEP, które są ograniczone w czasie do wystąpienia bodźców laserowych dla każdego warunku eksperymentalnego.
  5. Oblicz koherencję transformacji falkowej (WTC) przebiegów LEP zarejestrowanych z ECoG i elektrod drutowych głębokości.
    UWAGA: WTC to technika służąca do wykonywania koherencji między parami elektrod w funkcji czasu i częstotliwości. WTC między dwoma sygnałami można obliczyć dla dowolnego punktu czasowo-częstotliwościowego, co ma tę zaletę, że generuje wartości koherencji dla całego spektrum czasowo-częstotliwościowego. Szczegóły metodologii zostały opisane w innym miejscu26.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W reprezentatywnym eksperymencie zarejestrowano dane elektrofizjologiczne od pięciu szczurów. Bodźce laserowe były dostarczane do prawej przedniej łapy każdego szczura 20 razy w odstępach między bodźcami >40 s. Wywołane laserem reakcje mózgu zarejestrowano za pomocą zarówno ECoG, jak i drutów głębokościowych, a druty głębinowe wszczepiono do obustronnej pierwotnej kory somatosensorycznej (S1) i pierwotnej kory ruchowej (M1).

...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W niniejszym badaniu opisaliśmy technikę jednoczesnego rejestrowania ECoG i korowych odpowiedzi LFP wywołanych przez nocyceptywne bodźce laserowe od swobodnie poruszających się szczurów. Wyniki pokazały, że odpowiedzi LEP mogą być wyraźnie wykryte po pojawieniu się bodźców laserowych zarówno w sygnałach ECoG, jak i LFP. Jednoczesna rejestracja sygnałów ECoG i korowych sygnałów LFP umożliwi naukowcom zbadanie ich związku w celu lepszego zrozumienia udziału aktywności neuronalnej w komponentach LEP.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do zadeklarowania.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez CAS Key Laboratory of Mental Health, Institute of Psychology, National Natural Science Foundation of China (31671141 i 31822025),13-ty Pięcioletni Plan Informatyzacji Chińskiej Akademii Nauk (XXH13506), oraz projekt Fundacji Naukowej Instytutu Psychologii Chińskiej Akademii Nauk (Y6CX021008).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Samce szczurów Sprague-DrawleyVital River
IsofluraneRWD Life Science
System znieczulenia izofluranem dla małych zwierzątRWD Life ScienceW tym maska przeciwgazowa anestezjologiczna dla szczurów
Aparat stereotaktycznyRWD Life Science
Aparatura z połączonymi elektrodamiECoG i LFPAparatura jest domowej roboty, która montuje elektrody ECoG i drut wgłębny do modułu złącza
ochronna wydrukowana w 3DTekstura skorupy jest polilakotyczna, a powłoka jest domowa i składa się z trzech części: podstawy, ścianki i nasadki. Ściana pokryta jest miedzianymi stożkami do budowy jako klatka Faradaya
Druty wolframowe (średnica: 50 mm)California Fine Wires CompanyElektrody do korowego zapisu LFP
  ze stali nierdzewnej
(średnica: 0,6 mm)		Elektrody do rejestracji ECoG
Elektryczna wiertarka czaszkowaRWD Life Science
  Wiertło (średnica: 0,5 mm)RWD Life ScienceWiertło służy do wiercenia otworów pod ECoG
  Wiertło (średnica: 0,2 mm)RWD Life ScienceWiertło służy do wiercenia otworów w drutach wgłębnych 
Proszek dentystyczny arylowySNC dentystyczny
Płyn dentystyczny arylowySNC
Fisher ScientificMieszanina służy do uszczelnienia kraniotomii w celu zapewnienia następującego ruchu układów mikroprzewodów
Olej mineralnyFisher Scientific
Electrocoagulator Bovie medical Corporation
RHD2132 Płyty wzmacniacza Intan Technologies32-kanałowa scena czołowa
RHD2000 systermIntan TechnologiesSystem akwizycji danych
Generator laserowy na podczerwień neodymowo-itrowo-itrowo-aluminiowo-perowskitowy (Nd:YAP)Inżynieria
Matlab R2016bMathWorks 
Powłoka dentystyczny Parafina dentystyczna elektroniczna

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Klimesch, W., Doppelmayr, M., Schwaiger, J., Winkler, T., Gruber, W. Theta oscillations and the ERP old/new effect: independent phenomena? Clinical Neurophysiology. 111 (5), 781-793 (2000).
  2. Peng, W., et al. Brain oscillations reflecting pain-related behavior in freely moving rats. Pain. 159 (1), 106-118 (2018).
  3. Treede, R. D. Neurophysiological studies of pain pathways in peripheral and central nervous system disorders. Journal of Neurology. 250 (10), 1152-1161 (2003).
  4. Iannetti, G. D., et al. Evidence of a specific spinal pathway for the sense of warmth in humans. Journal of Neurophysiology. 89 (1), 562-570 (2003).
  5. Bromm, B., Treede, R. D. Nerve fibre discharges, cerebral potentials and sensations induced by CO2 laser stimulation. Human Neurobiology. 3 (1), 33-40 (1984).
  6. Valentini, E., et al. The primary somatosensory cortex largely contributes to the early part of the cortical response elicited by nociceptive stimuli. NeuroImage. 59 (2), 1571-1581 (2012).
  7. Valeriani, M., et al. Parallel spinal pathways generate the middle-latency N1 and the late P2 components of the laser evoked potentials. Clinical Neurophysiology. 118 (5), 1097-1104 (2007).
  8. Kuo, C. C., Yen, C. T. Comparison of anterior cingulate and primary somatosensory neuronal responses to noxious laser-heat stimuli in conscious, behaving rats. Journal of Neurophysiology. 94 (3), 1825-1836 (2005).
  9. Hu, L., et al. The primary somatosensory cortex and the insula contribute differently to the processing of transient and sustained nociceptive and non-nociceptive somatosensory inputs. Human Brain Mapping. 36 (11), 4346-4360 (2015).
  10. Xia, X. L., Peng, W. W., Iannetti, G. D., Hu, L. Laser-evoked cortical responses in freely-moving rats reflect the activation of C-fibre afferent pathways. NeuroImage. 128, 209-217 (2016).
  11. Jin, Q. Q., et al. Somatotopic Representation of Second Pain in the Primary Somatosensory Cortex of Humans and Rodents. The Journal of Neuroscience. 38 (24), 5538-5550 (2018).
  12. Lenkov, D. N., Volnova, A. B., Pope, A. R., Tsytsarev, V. Advantages and limitations of brain imaging methods in the research of absence epilepsy in humans and animal models. Journal of Neuroscience Methods. 212 (2), 195-202 (2013).
  13. Mouraux, A., Iannetti, G. D. Across-trial averaging of event-related EEG responses and beyond. Magnetic Resonance Imaging. 26 (7), 1041-1054 (2008).
  14. Li, X., et al. Extracting Neural Oscillation Signatures of Laser-Induced Nociception in Pain-Related Regions in Rats. Frontiers in Neural Circuits. 11, 71(2017).
  15. Zhao, Z. F., Li, X. Z., Wan, Y. Mapping the Information Trace in Local Field Potentials by a Computational Method of Two-Dimensional Time-Shifting Synchronization Likelihood Based on Graphic Processing Unit Acceleration. Neuroscience Bulletin. 33 (6), 653-663 (2017).
  16. Buzsaki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. The origin of extracellular fields and currents--EEG, ECoG, LFP and spikes. Nature Reviews. Neuroscience. 13 (6), 407-420 (2012).
  17. Bimbi, M., et al. Simultaneous scalp recorded EEG and local field potentials from monkey ventral premotor cortex during action observation and execution reveals the contribution of mirror and motor neurons to the mu-rhythm. NeuroImage. 175, 22-31 (2018).
  18. Musall, S., von Pfostl, V., Rauch, A., Logothetis, N. K., Whittingstall, K. Effects of neural synchrony on surface EEG. Cerebral Cortex. 24 (4), 1045-1053 (2014).
  19. Bruyns-Haylett, M., et al. The neurogenesis of P1 and N1: A concurrent EEG/LFP study. NeuroImage. 146, 575-588 (2017).
  20. Kang, S., Bruyns-Haylett, M., Hayashi, Y., Zheng, Y. Concurrent Recording of Co-localized Electroencephalography and Local Field Potential in Rodent. Journal of Visualized Experiments. (129), e56447(2017).
  21. Shikano, Y., Sasaki, T., Ikegaya, Y. Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat. Journal of Visualized Experiments. (134), e56980(2018).
  22. Cloutier, S., LaFollette, M. R., Gaskill, B. N., Panksepp, J., Newberry, R. C. Tickling, a Technique for Inducing Positive Affect When Handling Rats. Journal of Visualized Experiments. (135), e57190(2018).
  23. Fan, R. J., Kung, J. C., Olausson, B. A., Shyu, B. C. Nocifensive behaviors components evoked by brief laser pulses are mediated by C fibers. Physiology & Behavior. 98 (1-2), 108-117 (2009).
  24. Fan, R. J., Shyu, B. C., Hsiao, S. Analysis of nocifensive behavior induced in rats by CO2 laser pulse stimulation. Physiology & Behavior. 57 (6), 1131-1137 (1995).
  25. Hu, L., et al. Was it a pain or a sound? Across-species variability in sensory sensitivity. Pain. 156 (12), 2449-2457 (2015).
  26. Catarino, A., et al. Task-related functional connectivity in autism spectrum conditions: an EEG study using wavelet transform coherence. Molecular Autism. 4 (1), 1(2013).
  27. Polterovich, A., Jankowski, M. M., Nelken, I. Deviance sensitivity in the auditory cortex of freely moving rats. PLoS One. 13 (6), e0197678(2018).
  28. Li, G., Baker, C. L. Functional organization of envelope-responsive neurons in early visual cortex: organization of carrier tuning properties. The Journal of Neuroscience. 32 (22), 7538-7549 (2012).
  29. Fujita, S., Toyoda, I., Thamattoor, A. K., Buckmaster, P. S. Preictal activity of subicular, CA1, and dentate gyrus principal neurons in the dorsal hippocampus before spontaneous seizures in a rat model of temporal lobe epilepsy. The Journal of Neuroscience. 34 (50), 16671-16687 (2014).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Cortical Local Field PotentialsElectrocorticogram RecordingNociceptive Laser StimuliFreely Moving RatsLaser Evoked PotentialsSimultaneous RecordingECoG LFP AnalysisProtective Shell ImplantationDepth Wire ElectrodesData Feature Extraction

Related Articles