Method Article

Nowatorski proces druku 3D matryc bezkomórkowych

DOI:

10.3791/58720

⸱

January 7th, 2019

 ,  ,  ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, University of Cincinnati, 2Division of Orthopaedic Surgery, Cincinnati Children's Hospital Medical Center, 3Department of Orthopaedic Surgery, University of Cincinnati

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół opisuje produkcję filamentu polikaprolaktonu (PCL) z wbudowanymi mikrosferami kwasu polimlekowego (PLA), które zawierają matryce decelularyzowane (DM) do druku 3D strukturalnych konstrukcji inżynierii tkankowej.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bioprinting 3D ma na celu stworzenie niestandardowych rusztowań, które są biologicznie aktywne i dostosują się do pożądanego rozmiaru i geometrii. Termoplastyczny szkielet może zapewnić stabilność mechaniczną podobną do tkanki natywnej, podczas gdy czynniki biologiczne oferują wskazówki dotyczące składu komórek progenitorowych, prowadząc do ich migracji, proliferacji i różnicowania w celu odtworzenia oryginalnych tkanek/narządów1,2. Niestety, wiele kompatybilnych z drukiem 3D, bioresorbowalnych polimerów (takich jak kwas polimlekowy, PLA) jest drukowanych w temperaturach 210 °C lub wyższych - temperaturach, które są szkodliwe dla leków biologicznych. Z drugiej strony, polikaprolakton (PCL), inny rodzaj poliestru, jest bioresorbowalnym materiałem do druku 3D, który ma łagodniejszą temperaturę drukowania 65 °C. W związku z tym postawiono hipotezę, że zdecelularyzowana macierz zewnątrzkomórkowa (DM) zawarta w termicznie ochronnej barierze PLA może zostać wydrukowana w włóknie PCL i pozostać w swojej funkcjonalnej konformacji. W tej pracy naprawa kostno-chrzęstna była zastosowaniem, dla którego hipoteza została przetestowana. W związku z tym chrząstka świni została zdecelularyzowana i zamknięta w mikrosferach kwasu polimlekowego (PLA), które następnie zostały wytłaczane z polikaprolaktonem (PCL) do włókna w celu wytworzenia konstruktów 3D za pomocą modelowania osadzania stopionego. Konstrukty z mikrosferami lub bez nich (odpowiednio PLA-DM/PCL i PCL(-)) oceniano pod kątem różnic w cechach powierzchni.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obecne techniki inżynierii tkankowej do zastosowań klinicznych, takich jak rekonstrukcja kości, chrząstek, ścięgien i więzadeł, wykorzystują auto- i alloprzeszczepy do naprawy uszkodzonej tkanki. Każda z tych technik jest rutynowo wykonywana jako "złoty standard" w praktyce klinicznej, polegająca na pierwszym pobraniu tkanki dawcy od pacjenta lub dopasowania zwłok, a następnie umieszczeniu tkanki dawcy w miejscu ubytku2. Strategie te są jednak ograniczone przez zachorowalność w miejscu dawczym, niedobór miejsc dawczych w przypadku dużych defektów, ryzyko infekcji i trudności ze znalezieniem przeszczepów pasujących do pożądanej geometrii. Ponadto badania wykazały, że przeszczepy allogeniczne stosowane do rekonstrukcji mają zmniejszone właściwości mechaniczne i biologiczne w porównaniu z natywnymi tkankami3. Mając na uwadze te względy, inżynierowie tkankowi zwrócili się ostatnio ku trójwymiarowemu (3D) biodrukowi, aby uzyskać niestandardowe, złożone geometrie, które są biologicznie aktywne i zaprojektowane tak, aby dostosować się do rozmiaru i kształtu defektu, zapewniając jednocześnie wystarczające właściwości mechaniczne do czasu zakończenia przebudowy biologicznej.

Idealnie, rusztowanie wydrukowane w 3D składałoby się z polimerowego szkieletu, który może zachować wymaganą stabilność mechaniczną rodzimej tkanki, podczas gdy włączone leki biologiczne oferują biochemiczne wskazówki dla otaczających komórek, prowadząc do ich migracji, proliferacji, różnicowania i produkcji tkanek2,5. Niestety, większość konstruktów zawierających składniki biologiczne jest wykonana z żeli lub polimerów, które są zbyt słabe, aby wytrzymać siły in vivo, których doświadczają tkanki docelowe do rekonstrukcji auto/alloprzeszczepu. Inne polimery, takie jak kwas polimlekowy (PLA), są bioresorbowalne, nadają się do druku 3D i są strukturalnie zdrowe, ale są drukowane w temperaturach równych lub wyższych niż 210 °C - co uniemożliwia współdrukowanie leków biologicznych podczas produkcji. Polikaprolakton (PCL) to kolejny zatwierdzony przez FDA, bioresorbowalny polimer, który można drukować 3D w niższej temperaturze (65 °C), który staje się coraz bardziej popularny w wytwarzaniu implantów specyficznych dla pacjenta o złożonej morfologii5,6,7,8,9. Jednak większość biodrukarek wykorzystujących technologię pneumatyczną uniemożliwia drukowanie PCL w niższych temperaturach, w których aktywność biologiczna może pozostać nienaruszona. Do tej pory nie udało się jeszcze zintegrować tych polimerów z autoprzeszczepami/alloprzeszczepami w nowy biomateriał nadający się do druku. W przypadku braku takiego materiału, prawdziwe podejście do rekonstrukcji tkanek oparte na inżynierii tkankowej jest mało prawdopodobne. Dlatego staraliśmy się połączyć PLA, PCL i bezkomórkowe matryce alloprzeszczepu (DM), aby wykorzystać zalety każdego materiału w celu wytworzenia żywotnego konstruktu zdolnego do rekonstrukcji złożonych tkanek. Proces ten zapewniłby początkową wytrzymałość mechaniczną niezbędną do oparcia się siłom in vivo oraz stabilność termiczną, aby dostosować się do wytwarzania przyrostowego w konstrukcji, która indukuje tworzenie pożądanej tkanki.

W niedawnej próbie rozwiązania wyżej wymienionych przeszkód wykazaliśmy, że możliwe jest zamknięcie zdecelularizowanej chrząstki zewnątrzkomórkowej w termicznie ochronnej barierze PLA, która może być wytłaczana w włóknach PCL, zachowując zdolność DM do wpływania na otaczające komórki gospodarza2. To zainspirowało nas do poszukiwania klinicznie skutecznych metod rekonstrukcji tkanek. W obecnym badaniu wykorzystujemy technologię platformy do budowy rusztowań typu "wszystko w jednym", które obejmują PLA, DM i PCL (PLA-DM/PCL).

Naszym celem jest poprawa skuteczności i użyteczności przeszczepów allogenicznych przy użyciu proponowanej nowatorskiej techniki biofabrykacji, aby dokładniej odtworzyć rodzime tkanki, aby ostatecznie wykorzystać je w różnych zastosowaniach.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Otrzymywanie i wstępne przetwarzanie mikrosfer

  1. Wytwarzaj mikrosfery z pożądaną matrycą w obudowie (PLA-DM)2.
    UWAGA: Konieczne jest, aby mikrosfery miały jednolitą wielkość. Z tego powodu niezbędne jest przesianie mikrosfer przed użyciem. Chociaż decelularyzacja i enkapsulacja matrycy zostały szczegółowo opisane w poprzednich publikacjach2, poniżej znajduje się krótkie podsumowanie tego procesu.
    1. Najpierw zbierz czopy chrzęstne z tylnych kończyn świń. Decelularyzacja chrząstki w serii płukań 0,05% trypsyny/0,5 mm tetrasodowego kwasu etylenodiaminotetraoctowego (EDTA), zmodyfikowanego podłoża Eagle's (DMEM) firmy Dulbecco oraz 1,5% kwasu nadoctowego i 2,0% Tritona X-100 przez 4 godziny za pomocą płukania wodą destylowaną przed i po każdym kroku2.
    2. Odcedź zdecelularyzowaną matrycę, zamroź ją, liofilizuj, zmiel i rozpuść w roztworze pepsyny. Po rozpuszczeniu zmieszać roztwór pepsyny z PLA, który został rozpuszczony w dichlorometanie.
    3. Dodaj mieszaninę kroplami do 3% alkoholu poliwinylowego w roztworze wodnym. Powstałe mikrosfery odwirować, spłukać, odcedzić i ponownie liofilizować.
      UWAGA: Szczegółowe informacje na temat tego procesu można znaleźć w opublikowanym wcześniej pliku protocol2.
  2. Przesiej mikrosfery.
    1. Upewnij się, że wszystkie płyty sita zostały dokładnie wyczyszczone i są suche przed użyciem. W razie potrzeby wyczyść sita za pomocą myjki ultradźwiękowej, aby upewnić się, że wszystkie kulki zostały usunięte z sita.
    2. Zamontuj wytrząsarkę sitową z tacką sitową 106 μm na górze, tacą 53 μm następnie i tacą sitową na dole.
    3. Umieść suche mikrokulki w górnej tacy sitowej i umieść pokrywkę na górnej tacy. Włącz grube przesiewanie na 8 do 10 minut. Powtarzać na dokładnym poziomie przez 8 do 10 minut
      UWAGA: W zależności od partii może być konieczne wydłużenie lub skrócenie czasu przesiewania.
    4. Ostrożnie zdejmuj płytki sitowe jedna po drugiej i umieść je do góry nogami na dużym papierze wagowym. Delikatnie postukaj w boki, aby upewnić się, że większość kulek wypadła z sita na papier.
    5. Odrzuć zbyt duże kule (>106 μm) i zbyt małe kule (<53 μm). Dodaj kulki o rozmiarach od 53 do 106 μm do oznaczonej probówki wirówkowej z typem i numerem partii, a następnie umieść w zamrażarce o temperaturze -20 °C do dalszego użycia.

2. Oceny kontroli jakości mikrosfery

Uwaga: Zobacz Rysunek 1.

  1. Wykonaj ocenę makroskopową/wizualną, aby sprawdzić, czy mikrosfery są jednolite i kuliste, bez obecnych agregatów.
  2. Oceń mikrosfery za pomocą skaningowego mikroskopu elektronowego (SEM).
    1. W tym celu należy umieścić mikrosfery na uchwycie SEM i napylić warstwę złoto-palladową w atmosferze argonu za pomocą napylarki do grubości 4 nm.
    2. Obserwuj cechy powierzchni, morfologię i średnice mikrosfer za pomocą napięcia przyspieszającego 10 kV i odległości roboczej 10 mm, aby upewnić się, że produkcja i przesiewanie mikrosfer przebiegły pomyślnie.

3. Tworzenie filamentu do druku 3D

  1. Zmierzyć i zapisać masę mikrosfer otrzymaną z etapów 2 i 3; potrzebne jest co najmniej 25 g.
  2. Dodaj proszek polikaprolaktonu (PCL) do mikrosfer, aby uzyskać stosunek wagowy mikrosfer do PCL 1:4.
  3. Wymieszaj mieszaninę proszku na miniaturowym mieszadle walcowym z prędkością 20 obr./min przez 5 minut, a następnie odwróć pojemnik i mieszaj z prędkością 20 obr./min przez dodatkowe 5 minut (patrz Rysunek 2).
  4. Wiele dostępnych na rynku ekstruderów (patrz Tabela Materiałów) ma płaszcze izolacyjne, ponieważ ich zamierzone temperatury pracy są przeznaczone dla tradycyjnych filamentów do modelowania metodą topienia topionego (FDM). Zmodyfikuj ekstruder (jeśli to konieczne), usuwając materiał izolacyjny i używając go w połączeniu z wentylatorami biurkowymi (które wdmuchują powietrze z otoczenia na ekstruder i wytłaczany filament), aby używać ekstrudera w niższych temperaturach.
    UWAGA: Wentylatory biurkowe, które wydmuchują powietrze z otoczenia w celu schłodzenia ekstrudera i filamentu, są przydatne do tej procedury.
  5. Skonfiguruj sprzęt do wytłaczania. Zobacz Rysunek 3.
    1. Ustaw ekstruder tak, aby jego wylot znajdował się ~60 cm od wlotu do szpuli, z bezpośrednią ścieżką od wylotu wytłaczacza do wlotu szpuli.
      UWAGA: Szpulę można opcjonalnie podnieść o 3-4 cale od ławki, jeśli okaże się, że filament opada do punktu, w którym dotyka blatu.
    2. Umieść wentylator biurkowy w odległości ~15 cm od płaszcza grzewczego i skieruj go w stronę płaszcza grzewczego, aby zapewnić chłodzenie powietrzem z otoczenia przez cały czas produkcji filamentu. Umieść drugi wentylator chłodzący mniej więcej w połowie odległości między ekstruderem a szpulą i skieruj go w stronę ekstrudatu, aby pomóc w chłodzeniu filamentu powietrzem z otoczenia.
    3. Dostosuj położenie zgodnie z potrzebami w trakcie całego procesu.
  6. Ustaw zmodyfikowany element grzejny ekstrudera na 52 °C, włącz wentylatory chłodzące na pulpicie i pozwól instrumentowi dojść do równowagi na 20 do 30 minut. Upewnij się, że do ekstrudera jest podłączona odpowiednia dysza.
  7. Tuż przed rozpoczęciem napełnij lej ekstrudera mieszaniną mikrosfery/PCL z kroku 3.3. Włącz szpulę i ślimak ekstrudera, aby rozpocząć wytłaczanie filamentu.
  8. Gdy początkowy filament zostanie wytłaczony, ręcznie wyciągnij ekstrudat z wylotu wytłaczania za pomocą kleszczy i podaj go do szpuli filamentu.
  9. Pożądany filament będzie potrzebował trochę czasu, aby wydostać się ze szpuli. Używając oddzielnych szpul lub taśmy, wyraźnie zaznacz, kiedy skład filamentu wydaje się wizualnie jednolity.
  10. Uważnie monitoruj proces i w razie potrzeby modyfikuj parametry. Dostosuj temperaturę ekstrudera, prędkość ślimaka wytłaczania i prędkość szpuli, aby uzyskać filament o średnicy 1.75 mm mierzony suwmiarką. W razie potrzeby wyreguluj wentylatory, aby odpowiednio schłodzić filament, aby uniknąć nieokrągłych przekrojów żarnika. W razie potrzeby wymieszaj i napełnij zbiornik.
    UWAGA: Podczas tego procesu należy zwrócić szczególną uwagę na uzyskanie odpowiedniego filamentu do późniejszego drukowania 3D. Powyższe parametry będą się zmieniać w zależności od warunków otoczenia, poziomu napełnienia i jednorodności mieszanki w leju zasypowym oraz termodynamiki i dynamiki przepływu poszczególnych partii PCL i mikrosfer.
  11. Kontynuuj wytłaczanie, aż cały proszek zostanie zużyty, a lej będzie prawie pusty. Dodaj proszek PCL (bez mikrosfer) do leja zasypowego, aby wypłukać mieszaninę mikrosfer, która znajduje się obecnie w wytłaczarce. Kontynuuj dodawanie proszku PCL do leja zasypowego, aż w ekstrudacie nie będą już widoczne mikrosfery.
  12. Pamiętaj, aby oznaczyć i oddzielić filament zawierający mikrosfery w pożądanym stężeniu, ponieważ po schłodzeniu filamentu trudniej jest odróżnić jednolity filament od niejednorodnego.
  13. Kontynuuj wytłaczanie, aż w zbiorniku pozostanie minimalna ilość proszku, a następnie wyłącz szpulę, ślimak ekstrudera, element grzejny ekstrudera i wentylatory.

4. Drukowanie za pomocą filamentu

  1. Zaprojektuj geometrię o pożądanym kształcie i formie za pomocą oprogramowania do projektowania wspomaganego komputerowo. Następnie pokrój model i podyktuj ścieżkę narzędzia za pomocą oprogramowania do krojenia, które jest kompatybilne z używaną maszyną do druku 3D.
  2. Załaduj filament z kroku 3 na dowolną standardową drukarkę FDM, wyposażoną w standardowe dysze o żądanej średnicy (zwykle 0,4 mm). Rozpocznij drukowanie (zwykle w temperaturze 65-70 °C i prędkości liniowej 300 mm/min), gdy niestandardowy filament jest nakładany warstwa po warstwie przez maszynę.
  3. Upewnij się, że zwróciłeś szczególną uwagę na pierwszą warstwę i dostosuj ustawienia w razie potrzeby, aby uzyskać dobrą jakość druku.
    UWAGA: Można dokonać regulacji prędkości drukowania, temperatury drukowania, temperatury platformy, mnożnika ekstruzji i innych parametrów. Aby uzyskać dalszą pomoc, zapoznaj się z instrukcją rozwiązywania problemów producenta drukarki i krojenia.

5. Ocena kontroli jakości

  1. Wydrukowane konstrukcje umieścić na uchwytach SEM i napylić złoto-palladem w atmosferze argonu za pomocą napylarki do grubości 4 nm.
  2. Obserwować pod mikroskopem, stosując napięcie przyspieszające 10 kV i odległość roboczą 10 mm, aby sprawdzić cechy powierzchni oraz, w stosownych przypadkach, obecność lub brak mikrosfer.

6. Testowanie funkcjonalne drukowanych konstrukcji

UWAGA: Fosfataza alkaliczna (ALP) może być używana jako substytut matrycy bezkomórkowej w celu określenia, czy kapsułkowane białka są biologicznie aktywne po procesie produkcji filamentu. ALP jest stosowany, ponieważ katalizuje reakcję z substratu, fosforanu p-nitrofenylu, w celu zmiany z bezbarwnych na żółte produkty uboczne, p-nitrofenol i fosforan nieorganiczny, ale tylko wtedy, gdy ALP jest w konformacji funkcjonalnej.

  1. Wydrukuj geometrię (n = 3) o masie końcowej co najmniej 400 mg za pomocą filamentu mikrosferycznego ALP (PLA-ALP/PCL), używając identycznych parametrów druku jak rusztowania PLA-DM/PCL. Drukowanie obejmuje również rusztowania tylko z PCL (PCL(-)) o tej samej geometrii co rusztowania PLA-ALP/PCL. Zanurz je w 1 ml buforu Tris-HCl i inkubuj przez 24 godziny w temperaturze 37 °C i rotacji 110 obr./min, aby umożliwić dyfuzję enzymu.
  2. Dodać 1 ml 1 mg/ml fosforanu p-nitrofenylu, sześciowodnego disodu w Tris-HCl. Inkubować w temperaturze 37 °C, 110 obr./min przez dodatkowe 10 godzin. Odczytać absorbancję supernatantu przy długości fali 415 nm.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Po przesianiu, mikrosfery powinny wyglądać na jednolite i wolne od zagięć. Pod SEM przesiane mikrosfery mogą mieć małe pory na swojej powierzchni, ale poza tym będą kuliste i gładkie, jak pokazano na Rysunek 1. Wszystkie wytłaczane włókna powinny mieć jednakową średnicę i okrągły przekrój. Filament zawierający mikrosfery (PLA-DM/PCL) będzie miał nieco bardziej matowe wykończenie, podczas gdy filament zawierający tylko PCL (PCL(-)) będzie wyglądał na bardziej ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Niezależnie wykazano, że zarówno matryce bezkomórkowe, jak i drukowane w 3D rusztowania PCL umożliwiają adhezję i proliferację komórek, potwierdzając ich zastosowanie do naprawy chrzęstnejkości 10,11,12. Zastosowanie matrycy bezkomórkowej w podejściach inżynieryjnych do naprawy tkanek było przedmiotem dużego zainteresowania i sukcesu w niedalekiej przeszłości 2,3,14,15.<...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten projekt został częściowo sfinansowany z grantu Pediatric Orthopaedic Society of North America (POSNA) oraz grantu National Institutes of Health NIBIB R21EB025378-01 (Exploratory Bioengineering Research Grant).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Maszyna sitowaHaver & Boecker TylerRo-Tap RX 29-E Sito czyste
90 umFisherbrand170328156nr 170
Sito 53 umFisherbrand162513588Nr 270
Sito 106 umFisherbrand162018121nr 140
NapylarkaLeican/a
Skaningowy mikroskop elektronowyHitachi, USAnie dotyczy
Filabot EX2Filabot.comFB00061
Filabot SpoolerFilabot.comFB00073
CAPA 6506Perstorp24980-41-4
Sól fizjologiczna buforowana fosforanami, PBSGibco10010023
6" FanComfort Zone, Amazonn/a
Ultradźwiękowa kąpiel wodnaCole ParmerSK-08895-13
DreamerFlashForgen/a
Mikser bębnowyWykonany na zamówienienie dotyczyPodobny element wyposażenia: https://www.coleparmer.com/i/argos-technologies-flexiroll-digital-tube-roller-shaker-120-vac/0439744?PubID=UX&persist=true&ip=
nie & gclid=CjwKCAjw-
dXaBRAEEiwAbwCi5khGDMz0
dTjsraEsBGfhMEH7ytx
LQWGUPNgUJYQ1p3vj_yxkYoI_
ixoC9GwQAvD_BwE
MikrowagaMettler Toledo, Fisher Scientific01-913-851
Simplify3DSimplify3Dn/a
SolidWorksSolidWorksn/a
Mikrosferyprodukowane we własnym zakresie, patrz równolegle zgłoszone JoVE zgłoszenie
fosforan p-nitrofenylu, sól disodowa, sześciowodnyMillipore4876-5GM
Fosfataza, alkalicznaRoche Diagnostics GmbH10 713 023 001
Czytnik absorbancjiTecanSunrise
Tris-HCl BuforSigma-AldrichT6455-100ML
Podgrzewany shakerNowość Brunswick ScientificExcella E24

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Hutchmaker, D., Teoh, S., Zein, I., Ng, K. W., Schantz, J. -T., Leahy, J. C. Design and Fabrication of a 3D Scaffold for Tissue Engineering Bone. Synthetic Bioabsorbable Polymers and Implants. 15 (2), 845-847 (1988).
  2. Ghosh, P., Gruber, S. M. S., Lin, C. -Y., Whitlock, P. Microspheres containing decellularized cartilage induce chondrogenesis and remain functional after incorporation within a poly(caprolactone) filament useful for fabricating a 3D scaffold. Biofabrication. , (2018).
  3. Partington, L., et al. Biochemical changes caused by decellularization may compromise mechanical integrity of tracheal scaffolds. Acta Biomaterialia. 9 (2), 5251-5261 (2013).
  4. Hutmacher, D. W. Scaffolds in tissue engineering bone and cartilage. Biomaterials. 21 (24), 2529-2543 (2000).
  5. Kang, H., Hollister, S. J., La Marca, F., Park, P., Lin, C. -Y. Porous biodegradable lumbar interbody fusion cage design and fabrication using integrated global-local topology optimization with laser sintering. Journal of biomechanical engineering. 135 (10), 101013-101018 (2013).
  6. Kang, H., Lin, C. Y., Hollister, S. J. Topology optimization of three dimensional tissue engineering scaffold architectures for prescribed bulk modulus and diffusivity. Structural and Multidisciplinary Optimization. 42 (4), 633-644 (2010).
  7. Lin, C. -Y., et al. Functional bone engineering using ex vivo. gene therapy and topology-optimized, biodegradable polymer composite scaffolds. Tissue Engineering. 11 (9-10), 1589-1598 (2005).
  8. Lin, C. -Y., Hsiao, C. -C., Chen, P. -Q., Hollister, S. J. Interbody Fusion Cage Design Using Integrated Global Layout and Local Microstructure Topology Optimization. Spine. 29 (16), 1747-1754 (2004).
  9. Zopf, D., Hollister, S., Nelson, M., Ohye, R., Green, G. Bioresorbable Airway Splint Created with a Three-Dimensional Printer. New England Journal of Medicine. 368 (21), 2043-2045 (2013).
  10. Pati, F., Song, T. H., Rijal, G., Jang, J., Kim, S. W., Cho, D. W. Ornamenting 3D printed scaffolds with cell-laid extracellular matrix for bone tissue regeneration. Biomaterials. 37, 230-241 (2015).
  11. Zhang, W., et al. The effect of interface microstructure on interfacial shear strength for osteochondral scaffolds based on biomimetic design and 3D printing. Materials Science and Engineering C. 46, 10-15 (2015).
  12. Williams, J. M., et al. tissue engineering using polycaprolactone scaffolds fabricated via. selective laser sintering. Biomaterials. 26 (23), 4817-4827 (2005).
  13. Monibi, F. A., Cook, J. L. Tissue-Derived Extracellular Matrix Bioscaffolds: Emerging Applications in Cartilage and Meniscus Repair. Tissue Engineering Part B: Reviews. , (2017).
  14. Wiles, K., Fishman, J., Coppi, P., Birchall, M. The Host Immune Response to Tissue-Engineered Organs: Current Problems and Future Directions. Tissue Engineering Part B: Reviews. 22 (3), (2016).
  15. Sutherland, A. J., Detamore, M. S. Bioactive Microsphere-Based Scaffolds Containing Decellularized Cartilage. Macromolecular Bioscience. , (2015).
  16. Whitlock, P. W., Smith, T. L., Poehling, G. G., Shilt, J. S., Van Dyke, M. A naturally derived, cytocompatible, and architecturally optimized scaffold for tendon and ligament regeneration. Biomaterials. , (2007).
  17. Whitlock, P. W., et al. Effect of cyclic strain on tensile properties of a naturally derived, decellularized tendon scaffold seeded with allogeneic tenocytes and associated messenger RNA expression. Journal of surgical orthopaedic advances. 22 (3), 224-232 (2013).
  18. Whitlock, P. W., et al. A novel process for optimizing musculoskeletal allograft tissue to improve safety, ultrastructural properties, and cell infiltration. Journal of Bone and Joint Surgery - Series A. 94 (16), 1458-1467 (2012).
  19. Schultz, G. S., Davidson, J. M., Kirsner, R. S., Herman, I. M. Dynamic Reciprocity in the Wound Microenvironment. Wound Repair Regeneration. 19 (2), 134-148 (2012).
  20. Benders, K. E. M., van Weeren, P. R., Badylak, S. F., Saris, D. B. F., Dhert, W. J. A., Malda, J. Extracellular matrix scaffolds for cartilage and bone regeneration. Trends in Biotechnology. 31 (3), 169-176 (2013).
  21. Crapo, P., Gilbert, T., Badylak, S. An overview of tissue and whole organ decellularization processes. Biomaterials. 32 (12), 3233-3243 (2011).
  22. Guan, Y., et al. Porcine kidneys as a source of ECM scaffold for kidney regeneration. Materials Science and Engineering C. 56, 451-456 (2015).
  23. Dean, R. L. Kinetic studies with alkaline phosphatase in the presence and absence of inhibitors and divalent cations. Biochemistry and Molecular Biology Education. 30 (6), 401-407 (2002).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

3D BioprintingDecellularized MatrixPolycaprolactone FilamentPolylactic Acid MicrospheresFused Deposition ModelingSieve Shaker PreparationExtruder Temperature ControlFilament Diameter AdjustmentScanning Electron MicroscopyTissue Engineering Scaffolds

Related Articles