Artykuł metodologiczny

Wpływ neurotraumy wywołanej wybuchem na tętnice środkowe mózgowe gryzoni pod ciśnieniem

8.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/58792

⸱

1 kwietnia 2019

 ,  ,  ,  ,  , 
1Charles R. Allen Research Laboratories, Department of Anesthesiology, University of Texas Medical Branch, 2The Moody Project for Translational Traumatic Brain Injury Research, University of Texas Medical Branch

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy protokół opisujący metody określania reaktywności naczyniowej ex vivo po pierwotnym uszkodzeniu mózgu (bTBI) przy użyciu izolowanych, ciśnieniowych, gryzoniowych segmentów środkowej tętnicy mózgowej (MCA). Indukcja bTBI odbywa się za pomocą rurki szokowej, znanej również jako urządzenie Advanced Blast Simulator (ABS).

Streszczenie

Chociaż przeprowadzono badania nad histopatologicznymi i behawioralnymi efektami ekspozycji na wybuch, mniej poświęcono je efektom naczyniowym na mózg. Wiadomo, że uderzeniowe (tj. niewybuchowe) urazowe uszkodzenie mózgu (TBI) zmniejsza autoregulację ciśnienia w naczyniach mózgowych zarówno u ludzi, jak i zwierząt doświadczalnych. Hipotezę, że urazowe uszkodzenie mózgu wywołane wybuchem (bTBI), podobnie jak uderzenie TBI, powoduje upośledzenie reaktywności naczyniowej mózgu, przetestowano poprzez pomiar miogennych odpowiedzi rozszerzających na obniżone ciśnienie wewnątrznaczyniowe w segmentach środkowej tętnicy mózgowej (MCA) gryzoni u szczurów poddanych łagodnemu bTBI przy użyciu rurki szokowej Advanced Blast Simulator (ABS). Dorosłe samce szczurów Sprague-Dawley zostały znieczulone, zaintubowane, wentylowane i przygotowane do Sham bTBI (identyczna manipulacja i znieczulenie, z wyjątkiem urazu postrzałowego) lub łagodnego bTBI. Szczury zostały losowo przydzielone do otrzymania pozorowanego bTBI lub łagodnego bTBI, a następnie ofiarowane 30 lub 60 minut po urazie. Bezpośrednio po bTBI oceniono czas tłumienia odruchu prostego (RR), zakończono eutanazję w punktach czasowych po urazie, pobrano mózg i pobrano poszczególne segmenty MCA, zamontowano je i poddano ciśnieniu. Ponieważ ciśnienie śródświetlne przenikające przez odcinki tętnicze zmniejszało się w krokach co 20 mmHg od 100 do 20 mmHg, mierzono i rejestrowano średnice MCA. Wraz ze spadkiem ciśnienia śródświetlnego, średnice MCA stale rosły znacznie powyżej wartości wyjściowej w grupach Sham bTBI, podczas gdy odpowiedzi rozszerzacza MCA były znacznie zmniejszone (p < 0,05) w obu grupach bTBI, o czym świadczą upośledzone, mniejsze średnice MCA odnotowane dla grup bTBI. Ponadto supresja RR w grupach bTBI była istotnie (p < 0,05) wyższa niż w grupach z pozorowanym bTBI. MCA pobrane z grup Sham bTBI wykazywały typowe właściwości rozszerzające naczynia krwionośne w celu zmniejszenia ciśnienia śródświetlnego, podczas gdy MCA zebrane po bTBI wykazywały znacznie upośledzone miogenne reakcje rozszerzające naczynia krwionośne na obniżone ciśnienie, które utrzymywały się przez co najmniej 60 minut po bTBI.

Wprowadzenie

Podobne do tego powstałego w wyniku uderzenia (tj., urazowego uszkodzenia mózgu (TBI) niepowiązanego z falą uderzeniową), urazowe uszkodzenie mózgu wywołane falą uderzeniową (bTBI) wiązano z uszkodzeniem naczyń mózgowych1 or zaburzone kompensacyjne reakcje naczyniowe mózgu na zdarzenia takie jak zmiany ciśnienia parcjalnego dwutlenku węgla (PaCO2)2,3,4 oraz tlenu (PaO2)5Ponadto ekspozycja na falę uderzeniową wywołała skurcz naczyń tętniczych w mózgu u zwierząt.6 oraz pacjenci po bTBI7,8Podczas klinicznego TBI9 or urazy wywołane uderzeniem cieczą (FPI)10,11,12 wiążą się z upośledzonymi odpowiedziami naczyniowymi mózgowia na zmiany ciśnienia tętniczego krwi (t. j., autoregulacja ciśnienia)9,10,11,12nadal istnieją wątpliwości dotyczące wpływu bTBI na zdolność autoregulacji ciśnienia naczyniowego w mózgu.

Krążenie mózgowe reaguje na zmiany systemowego ciśnienia tętniczego w celu utrzymania ciągłej dostawy tlenu i składników odżywczych do metabolicznie aktywnego mózgu13,14,15,16. Specyficzny rodzaj homeostazy, czyli autoregulacja17,18,19, zachodzi wtedy, gdy „narząd utrzymuje stały przepływ krwi pomimo zmian ciśnienia krwi (perfuzji) lub innych bodźców fizjologicznych bądź patologicznych”20. Tętnice mózgowe kurczą się lub rozszerzają w odpowiedzi na zmiany ciśnienia krwi, stężenia tlenku azotu (NO), lepkości krwi, PaCO2 oraz PaO2 i innych czynników4,11,16,21. Odpowiedź miogenna tętnic odnosi się do takich skurczów lub rozszerzeń. Naczyniowa odpowiedź miogenna, opisana po raz pierwszy przez Baylissa22 i będąca głównym mechanizmem przyczyniającym się do autoregulacji CBF, charakteryzuje się wazokonstrykcją w przypadku wzrostu ciśnienia perfuzyjnego i wazodylatacją w przypadku spadku ciśnienia perfuzyjnego14,17. Ta odpowiedź naczyniowa jest immanentną zdolnością tkanek kurczliwych (takich jak komórki mięśni gładkich naczyń, VSMC) do reagowania na rozciąganie i/lub zmiany w świetle naczynia i/lub napięciu ściany23,24,25,26,27,28,29. Gdy tętnice są rozciągane (np., podczas wzrostu ciśnienia wewnątrznaczyniowego), komórki VSMC kurczą się24,25,26,28.

Badania nad naczyniami oporowymi W badaniach ex vivo powszechnie stosuje się jedną z dwóch metod testowania właściwości farmakologicznych i fizjologicznych wyizolowanych naczyń oporowych: metodę pierścieniową (zawieszenia pierścienia) oraz metodę kaniulacji z nadciśnieniem. Metoda przygotowania naczynia w formie pierścienia polega na przełożeniu dwóch drutów wewnątrz światła segmentu naczynia, które utrzymują go w stałej pozycji. Pomiar siły działającej na druty utrzymywane izometrycznie pozwala ocenić stymulację komórek mięśni gładkich naczyń (VSMC). Technika ta wiąże się jednak z pewnymi zastrzeżeniami, przede wszystkim z nieuchronnym uszkodzeniem warstwy śródbłonka światła naczynia podczas przekładania przez nie drutów.30 or zróżnicowanym stopniem rozciągnięcia poddanego izolowanemu segmentowi, co z kolei prowadzi do rozszerzenia ściany naczynia, wpływając w ostateczności na jego wrażliwość na środki farmakologiczne31Metodyka przygotowania kanulowanego, ciśnieniowego naczynia wykorzystuje arteriograf składający się z dwóch oddzielnych komór, z których każda służy do umieszczenia tętnicy środkowej mózgu (MCA) pobranej od jednego zwierzęcia. Do każdego końca segmentu wprowadza się mikropipetę; koniec proksymalny segmentu zostaje przymocowany do mikropipety szwami, a światło naczynia jest delikatnie przepłukiwane fizjologicznym roztworem soli (PSS) w celu usunięcia krwi i innych substancji. Następnie koniec dystalny zostaje zabezpieczony szwami. Ciśnienie przezścianowe lub światła naczynia ustawia się poprzez podniesienie dwóch zbiorników przyłączonych do każdej pipety na odpowiednią wysokość powyżej każdego segmentu, przy czym zbiorniki te znajdują się na różnych wysokościach względem siebie.32,33,34,35,36Przetworniki ciśnienia rozmieszczone wzdłuż zbiorników i mikropipet służą do pomiaru ciśnienia perfuzyjnego, podczas gdy naczynia są powiększane przy użyciu mikroskopu odwróconego wyposażonego w monitor, kamerę wideo i skaler, co umożliwia pomiar zewnętrznych średnic MCA. Choć obie metody są wartościowe, metodologia przygotowania kaniulowanego, ciśnieniowego naczynia lepiej naśladuje i pozwala badanym naczyniom na bycie bliższym ich in vivo warunki32,37.

Wpływ różnych rodzajów uderzeń (t. j., wpływ TBI (niepowiązanego z wybuchem) na reakcje naczyniowe mózgu był wcześniej badany w segmentach tętnic mózgowych21,35,36,38Stosując podobny protokół ex vivo dla MCA w zakresie pobierania, montowania i perfuzji naczyń, jak opisano w niniejszym badaniu, wcześniejsze prace odniosły sukces w badaniach nad powiązanymi mechanizmami dysfunkcji naczyń mózgowych po TBI. Golding i wsp.34 badano rozszerzenia naczyń zależne od śródbłonka w tętnicach środkowych mózgu (MCA) u dorosłych samców szczurów linii Long-Evans po ciężkim urazie czaszkowo-mózgowym (TBI) wywołanym kontrolowanym uderzeniem korowym (CCI). W drugim badaniu Golding i wsp.36 zbadano reaktywność naczyniową mózgu na hipotensję lub CO2 po pobraniu tętnic środkowych mózgu (MCA) od szczurów, u których wywołano łagodny uraz czaszkowo-mózgowy (CCI). Yu i wsp.38 podczas gdy Mathew et al. analizowali, czy zmiatacze nadtlenku azotku poprawiają reakcje rozkurczowe na obniżone ciśnienie wewnątrznaczyniowe w segmentach tętnicy środkowej mózgu (MCA) dorosłych samców szczurów Sprague-Dawley poddanych FPI21 badano reakcje miogeniczne na hipotensję w tętnicach środkowych mózgu (MCA) pobranych po umiarkowanym, centralnym urazie penetrującym (FPI).

Aby dokładniej zbadać hipotezę, według której bTBI, podobnie jak nieblastowe TBI, prowadzi do upośledzenia reaktywności naczyniowej mózgu, przetestowano mechanizm przyczyniający się do zaburzeń autoregulacji poprzez pomiar odruchów rozszerzalności mięśniowej w odpowiedzi na obniżone ciśnienie wewnątrznaczyniowe ex vivo w izolowanych, ciśnieniowych segmentach MCA gryzoni (Rycina 1) pobranych od szczurów poddanych łagodnemu bTBI z użyciem modelu rury szokowej Advanced Blast Simulator (ABS) (Rycina 2 i Rycina 3) (patrz Rodriguez et al.39 Tabela 1), który wykorzystuje sprężone powietrze dostarczane bezpośrednio do komory napędowej w celu generowania fal nadciśnienia i podciśnienia typu Friedlandera40 (patrz Rodriguez et al.39 Rycina 1A).

Schemat sieci tętniczej mózgu; zaznaczona MCA; badanie krążenia mózgowego.
Rycina 1: Lokalizacja tętnic środkowych mózgu (MCA). Widok brzuszny mózgu szczura z zaznaczonym położeniem MCA w stosunku do tylnych tętnic mózgowych (PCA), wewnętrznych tętnic szyjnych (ICA), zewnętrznych tętnic szyjnych (ECA), tętnicy podstawnej (BA) oraz wspólnych tętnic szyjnych (CCA). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Układ eksperymentalny dynamiki płynów przedstawiający urządzenie do tunelu aerodynamicznego do analizy przepływu powietrza.
Rysunek 2: Urządzenie do zaawansowanej symulacji wybuchu (ABS) w formie rury uderzeniowej. ABS wykorzystany do wywołania pierwotnych obrażeń powybuchowych u wszystkich zwierząt badawczych. 1 = komora napędowa; 2 = komora rozprężna; 3 = komora z próbką; 4 = tłumik fali odbitej; żółta gwiazdka = taca na próbki. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Protokół

Wszystkie protokoły eksperymentalne zostały zatwierdzone przez Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) University of Texas Medical Branch, placówkę akredytowaną przez Association for Assessment and Accreditation of Laboratory Animal Care (AAALAC).

1. Przygotowanie zwierząt do urazu spowodowanego falą uderzeniową ABS

  1. Włącz mechaniczny respirator objętościowy dla gryzoni i ustaw częstotliwość oddechów na 40–45 oddechów na min.
  2. Włącz termostatycznie sterowany koc grzewczy i przyklej na nim niebieską podkładkę.
  3. Podłącz wąż respiratora do respiratora.
  4. Przygotuj prowadnicę do intubacji endotrachealnej, laryngoskop, długą pęsetę, kaniulę (stylet), rurkę endotrachealną oraz patyczek nasączony 0,05 mL 1% Lidocaine HCl. Ułóż sprzęt na niebieskiej podkładce.
  5. Upewnij się, że węże komory indukcyjnej do znieczulenia gryzoni, respiratora, komory powietrznej i komory izofluranu są bezpiecznie podłączone do odpowiednich wtyczek lub gniazd. Zacisk komory indukcyjnej powinien być OTWARTY; zacisk respiratora powinien być ZAMKNIĘTY.
  6. W komorze powietrznej ustaw pokrętło powietrza pokojowego na 2 L/min, a pokrętło tlenu na 1 L/min.
  7. Włącz izofluran i ustaw pokrętło na 4% mieszaniny objętościowej.
  8. Uruchom stoper i umieść młodego dorosłego (≈3 miesiące), samca szczura Sprague-Dawley (350–400 g) w komorze indukcyjnej na 4–6 min.
  9. Zważ szczura w 2. minucie.
  10. Potwierdź pełne znieczulenie szczura, delikatnie uszczykując palce tylnej łapy. Jeśli nie zaobserwowano cofnięcia łapy, zmniejsz dopływ powietrza pokojowego do 1 L/min, tlenu do 0,4 L/min oraz izofluranu do 2% mieszaniny objętościowej.
  11. Włącz monitor temperatury z rektalnym teletermometrem.
  12. OTWÓR zacisk respiratora i ZAMKNIJ zacisk komory indukcyjnej.
  13. Wyjmij szczura z komory indukcyjnej i umieść go na prowadnicy do intubacji endotrachealnej.
  14. Wykonaj intubację szczura. Wprowadź laryngoskop do pyska zwierzęcia, użyj długiej pęsety, aby odsunąć język, przemyj wnętrze gardła patyczkiem nasączonym lidokainą i delikatnie wprowadź kaniulę z rurką endotrachealną do tchawicy szczura.
  15. Po intubacji podłącz koniec węża respiratora do zewnętrznego końca rurki endotrachealnej; obserwuj i potwierdź, że szczur oddycha miarowo i bez trudności.
  16. Przywiąż rurkę endotrachealną, dbając o to, aby język nie znalazł się pod węzłem.
  17. Nałóż wazelinę na sondę teletermometru rektalnego i wprowadź ją bezpośrednio pod ogon.
  18. Wyjmij tackę na preparat z ABS z komory pomiarowej i umieść ją pod lampą grzewczą w celu ogrzania przed umieszczeniem na niej szczura.
  19. Ogól górną część skóry głowy szczura, zaczynając znad oczu aż do obszaru między uszami.
  20. Przetnij nożyczkami standardową piankową zatyczkę do uszu na dwie identyczne połowy. Zacznij od środka podstawy zatyczki i tnij prosto do zaokrąglonego czubka. Wsuń po jednej połówce do każdego ucha, najpierw wzdłuż kanału słuchowego, aż do kontaktu z błoną bębenkową.
  21. Monitoruj temperaturę rektalną. Po osiągnięciu temperatury 37 °C szczur jest gotowy do umieszczenia w tackce na preparat z ABS.
  22. Zabezpiecz szczura w tackce na preparat z ABS. Odłącz wąż respiratora od rurki endotrachealnej i szybko, lecz delikatnie, wsuń szczura do górnej części tacki, ostrożnie prowadząc głowę przez otwór uchwytu na głowę i gumowy kołnierz. Ponownie podłącz wąż respiratora do rurki endotrachealnej, sprawdź, czy gumowy kołnierz przylega bezpiecznie, ale nie zbyt ciasno do szyi i zweryfikuj, czy szczur leży w pozycji bocznej brzusznej (Rycina 3).
  23. Wyłącz izofluran i odłącz wąż respiratora od rurki endotrachealnej.
  24. Zablokuj i zabezpiecz tackę na preparat z ABS zawierającą znieczulonego szczura w komorze pomiarowej ABS.
  25. Delikatnie uszczykuj palce tylnej łapy za pomocą długiej pęsety co 3 s, aż do wywołania odruchu cofnięcia.

2. Przygotowanie urządzenia ABS Blast oraz indukcja TBI za pomocą fali uderzeniowej

UWAGA: Kroki protokołu 2.1–2.10 są zazwyczaj wykonywane równocześnie z krokami 1.1–1.22, tak aby ABS był gotowy do podania urazu wywołanego falą uderzeniową natychmiast po umieszczeniu i zabezpieczeniu szczura w komorze z próbką.

  1. Poluzuj pokrętło hydraulicznej pompy ręcznej (Rysunek 4A), aby umożliwić ucieczkę pozostałego uwięzionego powietrza z komory napędzającej (Rysunek 4B) i poluzować komorę w miejscu uszczelnienia.
  2. Poluzuj nakrętki (Rysunek 4C) na prętach gwintowanych (Rysunek 4D) otaczających komorę napędzającą, a następnie przesuń komorę w lewo, oddalając ją od komory rozprężnej (Rysunek 4E).
  3. Całkowicie wyjmij dwa pręty gwintowane wraz z odpowiadającymi im nakrętkami znajdujące się na górze komory napędzającej, aby umożliwić umieszczenie arkuszy mylaru pomiędzy komorą napędzającą a rozprężną.
  4. Ułóż w stos i sklej wzdłuż górnej krawędzi cztery docięte i wymierzone arkusze mylaru (długość 30 cm, szerokość 20 cm, grubość 0,004 in.), tworząc „membranę” z mylaru, używając kawałka taśmy maskującej o długości 2,54 cm. Używając drugiego kawałka taśmy, mocno przyklej górną krawędź membrany mylarowej do góry komory rozprężnej oraz nad środkiem otworu pomiędzy komorami napędzającą i rozprężną (Rysunek 4F).
  5. Przymocuj komorę napędzającą do membrany mylarowej, ponownie wkładając dwa pręty gwintowane do górnej części komory i ręcznie dokręcając wszystkie nakrętki otaczające komorę.
  6. Dopasuj dodatkowy blok stalowy do bloku hydraulicznej pompy ręcznej i komory napędzającej, aż zostaną stabilnie osadzone.
  7. Dokręć pokrętło hydraulicznej pompy ręcznej i potwierdź, że komora napędzająca pozostaje pod ciśnieniem i nie wykazuje wycieków, obserwując stałą wartość progową ciśnienia na manometrze hydraulicznym.
  8. Otwórz plik akwizycji wyzwalacza, który rejestruje przebiegi ciśnienia urządzenia wybuchowego ABS na komputerze sterującym urządzeniem.
  9. Poluzuj główne pokrętło zbiornika sprężonego powietrza (Rysunek 4G) na tyle, aby lekko otworzyć drogę powietrza.
  10. Obsługuj hydrauliczną pompę ręczną, aż wskaźnik manometru osiągnie czerwoną strzałkę wskazującą pożądany poziom ciśnienia w komorze wynoszący ≈5,000 psi.
  11. Zabeziecz i umieść zanarkotyzowane zwierzę na tacy okazowej ABS (Rysunek 4H) w pozycji bocznej brzusznej (Rysunek 3) i zablokuj tacę w komorze okazowej ABS (Rysunek 4I).
  12. Delikatnie uciśnij tylną łapę za pomocą długiej pęsety co 3 s, aż do wywołania odruchu wycofania.
  13. Kliknij Start na otwartej stronie akwizycji na komputerze urządzenia wybuchowego ABS.
  14. Po pojawieniu się na ekranie okna „Acquisitioning”, naciśnij i przytrzymaj wyzwalacz urządzenia wybuchowego ABS, aż nastąpi wybuch, który rozerwie membranę mylarową i zada szczurowi uraz wybuchowy ABS (20,9 psi ±1,14, 138 kPa ±7,9). Natychmiast po detonacji uruchom drugi stoper, aby monitorować czas (w minutach i sekundach), jaki upłynął po urazie.
  15. Zdejmij szczura z tacy okazowej ABS i przenieś go na niebieską podkładkę i koc grzewczy, kładąc go całkowicie na plecach w celu oceny supresji odruchu prostowania.
  16. Zapisz czas powrotu odruchu prostowania. Obserwując drugi stoper, odnotuj w minutach i sekundach czas po urazie, w którym szczur trzy kolejne razy przetoczy się z pleców na brzuch. Wróć szczura do anestetycznej komory bąbelkowej.
  17. Poluzuj pokrętło hydraulicznej pompy ręcznej, aby umożliwić poluzowanie i przemieszczenie komory napędzającej.
  18. Dokręć główne pokrętło zbiornika sprężonego powietrza, aby zamknąć drogę powietrza.

Schemat systemu ekspozycji gryzoni na powietrze; przepływ powietrza, komora dla preparatu; konfiguracja badawcza, badania na zwierzętach.
Rycina 3: Umieszczenie szczura na tacy do preparatów ABS i wewnątrz ABS. Kierunek i orientacja zwierzęcia badawczego wewnątrz ABS. Po umieszczeniu w ABS zwierzę znajduje się w poprzecznej pozycji prone, przy czym grzbietowa powierzchnia głowy jest prostopadła do kierunku fali uderzeniowej (czerwone strzałki). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Układ rury falowej; butle ze sprężonym powietrzem, komora z próbką, tłumik fali; dynamika ciśnienia.
Rysunek 4: Schemat urządzenia rury falowej Advanced Blast Simulator (ABS). Główne komponenty ABS. A = hydrauliczna pompka ręczna; B = komora napędowa; C = nakrętki dociskowe; D = pręty gwintowane;  E = komora rozprężna; F = miejsce umieszczenia membrany z mylaru; G = butle ze sprężonym powietrzem; H = taca na próbki; I = komora z próbką.  Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

3. Przygotowanie roztworu PSS dla tętnicy środkowej mózgu (MCA) gryzoni

UWAGA: Kroki protokołu 3.1–3.3 są zazwyczaj wykonywane równolegle z krokami 1.1–1.22, aby roztwór PSS był gotowy do użycia.

  1. Przygotować i wymieszać 1 000 mL fizjologicznego roztworu soli (PSS) o następującym składzie i stężeniach: 130 mM NaCl; 4,7 mM KCl; 1,17 mM MgSO4∙7H2O; 5 mM glukozy; 1,5 mM CaCl2; 15 mM NaHCO3.
  2. Równoważyć PSS mieszaniną gazową 21% O2 i 5% CO2 w równowadze z N2. Roztwór jest gotowy, gdy pH wynosi 7,4.
    UWAGA: Wszystkie gazy pozyskano z butli z gazem sprężonym w wyżej wymienionych stężeniach.
  3. Napełnić butelki zbiorniki i przewody przygotowanym roztworem PSS, a pozostałą część roztworu schłodzić.

4. Wyobcywanie odcinków tętnicy środkowej mózgu (MCA) gryzoni

  1. Po udokumentowaniu czasu odruchu wyprostnego, należy umieścić szczura z powrotem w komorze indukcyjnej do znieczulenia. ZAMKNIJ zacisk prowadzący do respiratora i OTWÓRZ zacisk prowadzący do komory. Ustaw stężenie izofluranu na 4% objętości mieszaniny i pozostaw szczura w komorze przez 2–3 min, aż do uzyskania głębokiej narkozy.
  2. Po znieczuleniu szczura OTWÓR clamp prowadzący do respiratora i ZAMKNIJ clamp prowadzący do komory znieczulającej. Zredukuj stężenie izofluranu do 2% mieszaniny objętościowej i wyjmij zwierzę z komory. Połóż go na brzuchu na podgrzewanym kocu i ponownie podłącz koniec węża respiratora do zewnętrznego końca rurki endotrachealnej.
  3. Utrzymuj wentylację mechaniczną przy częstotliwości oddechów między 40 a 45 oddechów na minutę oraz znieczulenie przy stężeniu 2% w mieszaninie objętościowej przez 30 lub 60 minut bezpośrednio po urazie bTBI.
  4. Po upływie 30 lub 60 minut czasu przeżycia zwiększyć stężenie izofluranu do 4% objętości mieszaniny i prowadzić głęboką anestezję przez 5–6 min. Następnie bezzwłocznie przeprowadzić eutanazję poprzez dekapitację przy użyciu gilotyny przeznaczonej dla gryzoni.
    UWAGA: W eksperymentach tych zwierzęta pozostawały pod narkozą i były wentylowane mechanicznie od momentu powrotu odruchu prostowania aż do dekapitacji. Jeśli badanie wymaga dłuższych punktów czasowych przeżycia, zwierzętom należy podać środki przeciwbólowe przed wybudzeniem z narkozy. 
  5. Ostrożnie wyjmij mózg z czaszki. Używając ostrza skalpela nr 10, wykonaj centralne, pionowe nacięcie o długości 1,5 cala, sięgające kości, od góry ogolonej skóry głowy w dół aż do wyrostka kłykciastego potylicznego.
  6. Użyj małych kleszczy kostnych do otwarcia i oddzielenia skóry skalpu od kości czaszki.
  7. Za pomocą dużych kleszczy kostnych wyciąć i usunąć kość potyliczną, kość międzyparietalną oraz dolną połowę kości czołowej otaczających mózg.
  8. Po uwolnieniu mózgu z otaczającej go kości, należy go ostrożnie wydobyć z czaszki za pomocą szpatułki chirurgicznej.
    UWAGA: Należy zachować szczególną ostrożność podczas oddzielania mózgu od czaszki, aby uniknąć niepotrzebnego szarpania, gwałtownego poruszania lub odciągania delikatnych segmentów MCA od ściany czaszki.
  9. Umieść pobrany mózg w schłodzonym roztworze PSS znajdującym się w małej szklanej płytce Petriego, która spoczywa bezpośrednio na stałym bloku lodu.
  10. Ostrożnie usuń obie tętnice mózgu środkowej (MCA), zaczynając od koła Willisa. Kontynuuj usuwanie segmentu w kierunku bocznym i grzbietowym na odległość około 4–5 mm.
  11. Delikatnie oczyścić zebrane segmenty MCA o długości około 4–5 mm z wszelkiej tkanki łącznej przy użyciu mikropincety.
  12. Zamocuj tętnice środkowe mózgu (MCA) w arteriografie. Zakaniuluj proksymalny koniec każdego segmentu za pomocą pierwszej szklanej mikropipety (średnica ≈70 µm) i zabezpieczyć szwem nylonowym 10-0.
  13. Należy delikatnie przepłukać światła naczyń roztworem PSS, aby usunąć z nich pozostałości krwi oraz inne treści.
  14. Wprowadź drugą mikropipetę do kaniulacji dystalnego końca każdego segmentu, nie rozciągając segmentu MCA, a następnie zabezpiecz go szwem nylonowym 10-0.
  15. Po pomyślnym zamontowaniu segmentu tętnicy środkowej mózgu (MCA), należy umieścić komorę na stole mikroskopu odwróconego w celu powiększenia naczyń. Mikroskop jest wyposażony w kamerę wideo, monitor oraz skaler wideo skalibrowany za pomocą mikrometru optycznego do pomiarów średnicy tętnic.
  16. Napełnić każdy segment oraz otaczającą go kąpiel arteriograficzną stale cyrkulującym roztworem PSS, ogrzanym z temperatury pokojowej do 37 °C i wyrównano z mieszaniną gazów zawierającą 21% O22 oraz 5% CO22 na wadze N2.
  17. Równoważyć segmenty MCA pod ciśnieniem 50 mmHg przez 60 min, podnosząc butelki z rezerwuarem podłączone do mikropipet na odpowiednią wysokość nad segmentami. Przetworniki ciśnienia umieszczone między mikropipetami a butelkami z rezerwuarem pozwolą ocenić ciśnienie transmuralne w segmencie MCA, wskazując moment osiągnięcia pożądanego ciśnienia 50 mmHg.
  18. Po zakończeniu okresu equilibracji zwiększyć ciśnienie wewnątrznaczyniowe do 100 mmHg poprzez ustawienie butelek z rezerwuarem na różnych wysokościach.
  19. Podaj 30 mM K+ (do potwierdzenia skurczu naczynia) poprzez perfusat luminalny i zmierz średnice tętnic. Około 10 min później podaj 10-5 Podano ACh (w celu rozszerzenia naczyń) i zmierzono średnice tętnic.
  20. Zbadaj reakcje rozszerzenia naczyń. Obniż butelki zbiorcze, aby zmniejszyć ciśnienie wewnątrznaczyniowe ze 100 mmHg do 80 mmHg. Pozostaw segmenty MCA na 10 min w celu wyrównania ciśnienia. Zmierz średnice tętnic.
  21. Obniż ciśnienie wewnątrz naczyniowe z 80 mmHg do 60 mmHg. Pozostaw segmenty MCA na 10 min w celu wyrównania ciśnienia. Zmierz średnice tętnic.
  22. Obniż ciśnienie wewnątrz naczyniowe z 60 mmHg do 40 mmHg. Pozostaw segmenty MCA na 10 min w celu wyrównania ciśnienia. Zmierz średnice tętnic.
  23. Obniż ciśnienie wewnątrz naczyniowe z 40 mmHg do 20 mmHg. Pozostaw segmenty MCA na 10 min w celu wyrównania ciśnienia. Zmierz średnice tętnic.

Wyniki

Średnie nadciśnienie bTBI dla wszystkich zwierząt w badaniu wynosiło 20.9 psi ±1.14 (138 kPa ±7.9). Średni czas tłumienia odruchu prostowania (RR) u szczurów poddanych ekspozycji na falę uderzeniową ABS bTBI (5.37 min ±2.1) nie był istotnie dłuższy (p = 0.36, bTBI vs. grupa kontrolna) niż w grupie kontrolnej (5.10 min ±1.6).

W obu grupach pozorowanych (sham) 30 i 60 min średnice MCA zwiększyły się powyżej wartości bazowej w miarę zmniejszania ciśnienia w świetle naczynia ze 100 do 20 mmHg. W porównaniu z odpowiadającymi im grupami pozorowanymi, odpowiedzi rozszerzeniowe MCA na ciągłą wymuszoną redukcję ciśnienia wewnątrznaczyniowego w obserwowanych grupach ABS bTBI 30 min (p = 0,01, bTBI vs. sham) i 60 min (p = 0,02, bTBI vs. sham) były znacząco zmniejszone po ekspozycji na wybuch (Rycina 5). Bardziej szczegółową dyskusję tych wyników można znaleźć w pracy Rodriguez et al.39.

Badania te wykazały, że łagodne bTBI znacząco upośledziło mózgowe kompensacyjne odpowiedzi rozszerzające na obniżone ciśnienie wewnątrz naczyniowe w segmentach MCA 30 i 60 min po łagodnym bTBI, podczas gdy zastosowane w tych badaniach łagodne poziomy fali uderzeniowej doprowadziły do czasu supresji RR (<30 s) podobnego do tego u szczurów w grupie kontrolnej (sham-injured).

Analizy statystyczne przeprowadzono za pomocą oprogramowania. Odpowiedź miogeniczną na zmiany ciśnienia wewnątrznaczyniowego oceniano, obliczając procentową zmianę względem wartości bazowej (100 mmHg) dla każdego poziomu ciśnienia w świetle naczynia (80, 60, 40 i 20 mmHg). Do oceny różnic między wartościami bazowymi w grupie bTBI i grupie pozorowanej (sham) zastosowano nieparzyste testy t Studenta. Różnice w odpowiedziach rozszerzających MCA między grupami bTBI i pozorowaną oceniano za pomocą jednoczynnikowej analizy wariancji (ANOVA) z powtórzeniami, testu wielokrotnych porównań Dunnetta oraz testu Bartletta dla równości wariancji.

Ze względu na spadek mocy statystycznej wynikający z wielokrotnego testowania, porównania w każdym konkretnym punkcie ciśnienia w eksperymentach MCA (np., między 100 a 80 mmHg lub między 60 a 40 mmHg itp.) nie przeprowadzono. Istotność przyjęto na poziomie p poziom ≤ 0,05. Wszystkie dane w tekście, w odniesieniowej tabeli oraz na rysunku przedstawiono jako średnie ± błędy standardowe średnich (SEM).

Wykres ciśnienia wewnątrz naczyniowego względem średnicy MCA; porównanie efektów grupy sham i bTBI w czasie.
Rysunek 5: Wpływ bTBI na reakcje tętnicy środkowej mózgu (MCA) na obniżone ciśnienie wewnątrz naczyniowe. Reakcje rozszerzające na progresywne obniżanie ciśnienia wewnątrz naczyniowego wykazały upośledzenie odpowiedzi wazodylatacyjnej i były znacząco zredukowane w grupach bTBI 30 min (p = 0,01, bTBI vs. sham) oraz 60 min (p = 0,02, bTBI vs. sham) (n = 6/grupa) po ekspozycji na blast w porównaniu do obu grup Sham (n = 12). W obu grupach sham (30 i 60 min) średnice MCA zwiększały się powyżej wartości bazowej w miarę obniżania ciśnienia w świetle naczynia ze 100 do 20 mmHg. Wartości przedstawiono jako średnie ± SEM. *p < 0,05 vs. sham. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Dyskusja

Podobnie jak w przypadku wszystkich protokołów i instrukcji, konieczne jest, aby pewne kroki związane z protokołem w tym konkretnym badaniu były przestrzegane tak dokładnie i precyzyjnie, jak to możliwe. Po wstępnej intubacji szczura ważne jest, aby upewnić się, że oddycha on stabilnie i bez trudności. Błędne wprowadzenie rurki dotchawiczej do przełyku zamiast tchawicy spowoduje zgrzytliwy, trudności w oddychaniu, krwawienie, a następnie obudzenie szczura z powodu niedostatecznego dostarczania środka znieczulającego do płuc.

Podczas przyklejania arkuszy membrany mylarowej nad środkiem otworu między sterownikiem a komorą rozprężną, konieczne jest, aby arkusze były wyśrodkowane i zakrywały cały otwór39,41. Niewłaściwe ustawienie arkuszy nad otworem spowoduje wyciek powietrza z komory sterownika, spadek ciśnienia wymaganego dla potencjału rozerwania membrany i odmowę podania obrażeń spowodowanych wybuchem. Niezbędne jest również prawidłowe umiejscowienie i bezpieczne zamocowanie stalowego bloku akcesoriów względem bloku pompy ręcznej układu hydraulicznego i komory sterownika, a także dokręcenie pokrętła pompy ręcznej hydraulicznej i potwierdzenie, że w komorze kierowcy nie ma wycieków. Odpowiednie umieszczenie bloku stalowego pozwala na szczelne przyleganie komory sterującej do komory rozprężnej, tworząc w ten sposób obowiązkowe uszczelnienie wymagane nad otworem komory przez arkusze membrany Mylar oraz między sterownikiem a komorą rozprężną.

Podczas przygotowań przed ekstrakcją w naczyniu MCA, gazowanie PSS wymaganą mieszaniną 21%O2 i 5% CO2 w równowadzeN2 równoważy roztwór i ułatwia uzyskanie niezbędnego neutralnego fizjologicznego pH potrzebnego dla działającego roztworu PSS 21,33,34.

Równoważenie segmentów pod stałym ciśnieniem przez 60 minut 21,32,33,34 jest niezwykle obowiązkowe, ponieważ ten krok pozwala segmentom zwęzić się zgodnie z maksymalnym dylatacją wykazaną podczas ich pierwszego pierwotnego zwiększania ciśnienia. Zdarzenie to demonstruje występowanie tonu spontanicznego, właściwości sugerującej zdrową tętnicę 32,33,34. Chociaż różne poziomy ciśnienia do równoważenia segmentów zostały wykorzystane w innych badaniach 33,34,42, to badanie oraz te Mathew i wsp.21, Golding i wsp.35 oraz Golding i wsp.43 zrównoważyły segmenty przy 50 mmHg. Podczas gdy równoważenie pobranych segmentów w dowolnym miejscu między 40 mmHg a 100 mmHg32 pozwala na pewną elastyczność i modyfikację na tym etapie protokołu, godzinny okres równowagi w tych parametrach ciśnienia ostatecznie potwierdza zdrowe tętnice potrzebne do kontynuacji eksperymentu.

Zachowanie szczególnej ostrożności podczas usuwania mózgu z czaszki oraz lewego i prawego segmentu MCA z Kręgu Willisa, przy jednoczesnym zachowaniu tych naczyń w stanie nienaruszonym, jest prawdopodobnie najbardziej krytycznym krokiem całego protokołu. Nakłucie mózgu rongeurami kostnymi, rozdarcie lub poważne rozciągnięcie segmentów podczas usuwania lub przypadkowe pociągnięcie naczyń szpatułką chirurgiczną podczas wykopywania mózgu z czaszki ostatecznie doprowadzi do zniszczenia pobranych MCA, powodując niezdatne do użytku segmenty i zaprzestanie korzystania z tego zestawu tętnic, ostatecznie unieważniając cały eksperyment dla tego zwierzęcia.

Chociaż pomiar reakcji naczyń mózgowych na bodźce rozszerzające lub zwężające w segmentach MCA ex vivo pobranych po uderzeniu lub wybuchu TBI in vivo przyniósł sukces, metodologia ta nie jest pozbawiona trudności i/lub ograniczeń. Być może jedną z bardziej dostrzegalnych zawiłości związanych z badaniem konsekwencji TBI dla krążenia naczyń mózgowych jest oddzielenie jawnego wpływu TBI na naczynia krwionośne od ukrytych skutków spowodowanych różnymi materiałami i elementami generowanymi przez uszkodzony mózg44. Tej wyobrażalnej zagubienia można potencjalnie uniknąć, analizując ex vivo reakcje zwężające i rozszerzające naczynia krwionośne zebranych, perfundowanych i / lub ciśnieniowych MCA. W celu skrócenia czasu, w którym tętnice mózgowe in vivo są narażone na miejscowo uwalniany materiał wazoaktywny w miąższu przed śmiercią, pobranie tętnic mózgowych bezpośrednio po TBI może zmniejszyć stopień takich skutków przedłużonej ekspozycji. Badania ex vivo nad wyizolowanymi MCA dodatkowo dają perspektywę analizy mechanizmów urazowego uszkodzenia naczyń krwionośnych poprzez zastosowanie określonych agonistów receptorów i antagonistów lub renomowanych nośników uszkodzenia naczyniowego, które nie pozwoliłyby na tak skuteczną lub dyskryminującą analizę in vivo. Następnie ta metoda ex vivo może być połączona z ekspozycją ex vivo na leki w celu zbadania wynikowych reakcji miogennych (zwężenie naczyń krwionośnych lub rozszerzenie segmentu naczynia z powodu wewnątrznaczyniowej lub zewnątrznaczyniowej ekspozycji na lek).

Inne ograniczenia obejmują brutalne lub niecierpliwe usuwanie MCA z pobranego mózgu, co może skutkować przedwczesnym rozerwaniem naczyń, a tym samym unieważnieniem ich użytkowania. Ponadto, pozostawienie, aby upłynęło więcej niż kilka minut między eutanazją zwierzęcia, pobraniem naczyń i umieszczeniem ich w przygotowanym roztworze PSS, może również zanegować ich żywotność. Prawidłowo przeprowadzone i przestrzegane metody opisane w niniejszym protokole do testowania odpowiedzi miogennych MCA po bTBI trwają kilka godzin od początku do końca, a próby skrócenia czasu wymaganego do osiągnięcia sukcesu mogą zakończyć się niepowodzeniem eksperymentalnym. Jednak metoda ta jest wykonywana in vitro i wykorzystuje znacznie bardziej opłacalne oprzyrządowanie i sprzęt niż obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego in vivo w wysokiej rozdzielczości (MR)45,46 lub konwencjonalne techniki ultrasonografii dopplerowskiej/prędkościocytymetrii 47,48,49, które są również stosowane do badań naczyń krwionośnych.

Te odkrycia, że łagodne uszkodzenie bTBI jest związane z upośledzonymi reakcjami rozszerzającymi mózg na zmniejszone ciśnienie wewnątrznaczyniowe, mogą potencjalnie być funkcją skurczu naczyń krwionośnych 6,7 i hiperzwężenia VSMC50 wcześniej zgłaszanego po ekspozycji na blast, co ostatecznie prowadzi do wystąpień takich jak zmniejszona względna perfuzja mózgu. Dodatkowo, uszkodzenia wywołane wybuchem, utrudniające normalne reakcje rozszerzające naczynia krwionośne mózgu, mogą sprzyjać dalszemu zmniejszeniu perfuzji mózgowej w połączeniu z niedociśnieniem tętniczym, co jest częstym zjawiskiem podczas operacji bojowych.

Wyniki te wskazują, że bTBI powoduje zmianę mechanizmów ułatwiających kontrolę naczyń tętniczych. Chociaż zaobserwowano ostre upośledzenie naczyń mózgowych w tętniczej odpowiedzi miogennej na zmniejszenie ciśnienia wewnątrznaczyniowego przez co najmniej godzinę po urazie, nadal istnieją luki w informacjach dotyczących ostrej fazy po bTBI. Znaczenie określenia, jakie fizyczne i biochemiczne braki powodują urazy naczyń krwionośnych mózgu i narażenie mózgu na bTBI, może pomóc w określeniu poziomu sukcesu terapeutycznego i/lub rehabilitacyjnego bezpośrednio po urazie.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Badania zostały zakończone jako część zespołu wspieranego przez The Moody Project for Translational Traumatic Brain Injury Research i otrzymały nagrodę W81XWH-08-2-0132 od U.S. Army Medical Research and Material Command - Department of Defense.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Zaawansowany symulator wybuchu (ABS)Dyn-FX Consulting, Ltd. i ORA, Inc.Nie dotyczyRurka szokowa symulująca wybuch używana do wywoływania urazów spowodowanych wybuchem 
Dorosłe szczury płci męskiej Sprague-Dawley Charles River LaboratoriesN/AZwierzęta doświadczalne
ArteriografLiving Systems Instrumentation, Inc.ArteriografMontaż pobranych tętnic i pomiar średnicy światła 
Rongeurs kostne, dużeFST Fine Science ToolsFriedman RongeurEkstrakcja mózgu z czaszki
Bone rongeurs, małeFST Fine Science ToolsBoynton RongeurEkstrakcja mózgu z czaszki
CaCl2 SigmaChlorek wapniaPrzygotowanie roztworu soli fizjologicznej dla śródmózgowia środkowego mózgu (PSS)
Zatyczki do uszu Zatyczki do uszu3MPiankowe zatyczki do uszu 1100 Klasa AL Zapobiegaj uszkodzeniom błony bębenkowej ucha podczas korzystania z urządzenia do śrutowania 
GlukozaSigmaD-[+]-GlukozaPreparat roztworu soli fizjologicznej środkowej tętnicy tętniczej (PSS) u gryzoni/gryzoni
nbsp;Piramal Enterprises Limited Izofluran, USPŚrodek znieczulający
KClSigmaChlorek potasuPreparat roztworu soli fizjologicznej środkowej tętnicy mózgowej (PSS) gryzoni
MgSO4• 7H2O SigmaSiarczan magnezuPreparat roztworu soli fizjologicznej dla środkowej tętnicy mózgowej gryzoni (PSS)
MikrokleszczeBuxton Biomedical Inc.Micro Wiązanie Fcps, 180 mmEkstrakcja mózgu z
czaszki Arkusze MylarTexas Art SupplyMylarMembrana używana do gromadzenia sprężonego powietrza podczas obróbki strumieniowo-ściernej
NaClSigmaChlorek soduPrzygotowanie roztworu soli fizjologicznej tętnicy środkowej mózgu u gryzoni (PSS)
NaHCO3SigmaWodorowęglansoduPrzygotowanie roztworu soli fizjologicznej dla środkowej tętnicy środkowej mózgu gryzoni (PSS)
Szew nylonowyEthicon10-0 Szew nylonowy Ethilon monofilament 5" (13 cm)Montaż pobranych tętnic i pomiar średnicy światła           
Ostrze skalpela #10Ostrze chirurgiczne ze stali nierdzewnejBard-ParkerEkstrakcja mózgu z czaszki
Szpatułka chirurgicznaSzpatułka do cementu chirurgicznego Delmaks Surgico Ekstrakcja mózgu z czaszki
Termometr Physitemp Instruments, Inc., Termometr monitorujący ThermalertMonitorowanie temperatury wewnętrznej ciała zwierzęcia doświadczalnego 
Wentylator objętościowy Aparatura Harvarda, Inc.Respirator dla małych zwierzątStały i stabilny oddech zaintubowanego zwierzęcia doświadczalnego
Koc wodnyGaymar Industries, Inc. Mul-T-Pad Podkładka do terapii temperaturowejUtrzymanie temperatury ciała zwierzęcia doświadczalnego 
& 10

Bibliografia

  1. DeWitt, D. S., Prough, D. S. Blast-induced brain injury and posttraumatic hypotension and hypoxemia. Journal of Neurotrauma. 26 (6), 877-887 (2009).
  2. Overgaard, J., Tweed, W. A. Cerebral circulation after head injury. Part 1: CBF and its regulation after closed head injury with emphasis on clinical correlations. Journal of Neurosurgery. 41 (5), 531-541 (1974).
  3. Wei, E. P., Dietrich, W. D., Povlishock, J. T., Navari, R. M., Kontos, H. A. Functional, morphological, and metabolic abnormalities of the cerebral microcirculation after concussive brain injury in cats. Circulation Research. 46 (1), 37-47 (1980).
  4. Wei, E. P., Kontos, H. A., Patterson, J. L. Dependence of pial arteriolar response to hypercapnia on vessel size. The American Journal of Physiology. 238 (5), 697-703 (1980).
  5. Lewelt, W., Jenkins, L. W., Miller, J. D. Effects of experimental fluid percussion injury of the brain on cerebrovascular reactivity of hypoxia and to hypercapnia. Journal of Neurosurgery. 56 (3), 332-338 (1982).
  6. Bauman, R. A., et al. An introductory characterization of a combat-casualty-care relevant swine model of closed head injury resulting from exposure to explosive blast. Journal of Neurotrauma. 26 (6), 841-860 (2009).
  7. Armonda, R. A., et al. Wartime traumatic cerebral vasospasm: recent review of combat casualties. Neurosurgery. 59 (6), 1215-1225 (2006).
  8. Ling, G., Bandak, F., Armonda, R., Grant, G., Ecklund, J. Explosive blast neurotrauma. Journal of Neurotrauma. 26 (6), 815-825 (2009).
  9. Bouma, G. J., Muizelaar, J. P. Relationship between cardiac output and cerebral blood flow in patients with intact and with impaired autoregulation. Journal of Neurosurgery. 73 (3), 368-374 (1990).
  10. Lewelt, W., Jenkins, L. W., Miller, J. D. Autoregulation of cerebral blood flow after experimental fluid percussion injury of the brain. Journal of Neurosurgery. 53 (4), 500-511 (1980).
  11. DeWitt, D. S., et al. Effects of fluid-percussion brain injury on regional cerebral blood flow and pial arteriolar diameter. Journal of Neurosurgery. 64 (5), 787-794 (1986).
  12. Engelborghs, K., et al. Impaired autoregulation of cerebral blood flow in an experimental model of traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 17 (8), 667-677 (2000).
  13. Mchedlishvili, G. Physiological mechanisms controlling cerebral blood flow. Stroke. 11 (3), 240-248 (1980).
  14. Kontos, H. A. Regulation of the cerebral circulation. Annual Review of Physiology. 43, 397-407 (1981).
  15. Golding, E. M., Robertson, C. S., Bryan, R. M. Jr The consequences of traumatic brain injury on cerebral blood flow and autoregulation: a review. Clinical and Experimental Hypertension. 21 (4), 299-332 (1999).
  16. DeWitt, D. S., Prough, D. S. Traumatic cerebral vascular injury: the effects of concussive brain injury on the cerebral vasculature. Journal of Neurotrauma. 20 (9), 795-825 (2003).
  17. Paulson, O. B., Strandgaard, S., Edvinsson, L. Cerebral autoregulation. Cerebrovascular and Brain Metabolism Reviews. 2 (2), 161-192 (1990).
  18. Lang, E. W., Diehl, R. R., Mehdorn, M. Cerebral autoregulation testing after aneurysmal subarachnoid hemorrhage: the phase relationship between arterial blood pressure and cerebral blood flow velocity. Critical Care Medicine. 29 (1), 158-163 (2001).
  19. Soehle, M., Czosnyka, M., Pickard, J. D., Kirkpatrick, P. J. Continuous assessment of cerebral autoregulation in subarachnoid hemorrhage. Anesthesia and Analgesia. 98 (4), 1133-1139 (2004).
  20. Roy, C. S., Sherrington, M. B. On the regulation of the blood-supply of the brain. The Journal of Physiology. 11 (1-2), 85-158 (1890).
  21. Mathew, B. P., DeWitt, D. S., Bryan, R. M., Bukoski, R. D., Prough, D. S. Traumatic brain injury reduces myogenic responses in pressurized rodent middle cerebral arteries. Journal of Neurotrauma. 16 (12), 177-186 (1999).
  22. Bayliss, W. M. On the local reactions of the arterial wall to changes of internal pressure. The Journal of Physiology. 28 (3), 220-231 (1902).
  23. Johnson, P. C., Henrich, H. A. Metabolic and myogenic factors in local regulation of the microcirculation. Federation Proceedings. 34 (11), 2020-2024 (1975).
  24. Johnson, P. C. The myogenic response and the microcirculation. Microvascular Research. 13 (1), 1-18 (1977).
  25. Atkinson, C. L., et al. Opposing effects of shear-mediated dilation and myogenic constriction on artery diameter in response to handgrip exercise in humans. Journal of Applied Physiology. 119 (8), 858-864 (1985).
  26. Johnson, P. C. The myogenic response in the microcirculation and its interaction with other control systems. Journal of Hypertension. 7 (4), Supplement 33-39 (1989).
  27. Allen, S. P., Wade, S. S., Prewitt, R. L. Myogenic tone attenuates pressure-induced gene expression in isolated small arteries. Hypertension. 30 (2), Pt 1 203-208 (1997).
  28. Owens, G. K., Kumar, M. S., Wamhoff, B. R. Molecular regulation of vascular smooth muscle cell differentiation in development and disease. Physiological Reviews. 84 (3), 767-801 (2004).
  29. Ahn, D. S., et al. Enhanced stretch-induced myogenic tone in the basilar artery of spontaneously hypertensive rats. Journal of Vascular Research. 44 (3), 182-191 (2007).
  30. Demay, J. G., Gray, S. D. Endothelium-dependent reactivity in resistance vessels. Progress in Applied Microcirculation. 8, 181-187 (1985).
  31. Nilsson, H., Sjöblom, N. Distension-dependent changes in noradrenaline sensitivity in small arteries from the rat. Acta Physiologica Scandinavica. 125, 429-435 (1985).
  32. Halpern, W., Kelley, M. In vitro methodology for resistance arteries. Blood Vessels. 28, 245-251 (1991).
  33. Bryan, R. M., et al. Stimulation of α2 adrenoreceptors dilates the rat middle cerebral artery. Anesthesiology. 85, 82-90 (1996).
  34. Golding, E. M., et al. Endothelial-mediated dilations following severe controlled cortical impact injury in the rat middle cerebral artery. Journal of Neurotrauma. 15 (8), 635-644 (1998).
  35. Golding, E. M., Contant, C. F., Robertson, C. S., Bryan, R. M. Temporal effect of severe controlled cortical impact injury in the rat on the myogenic response of the middle cerebral artery. Journal of Neurotrauma. 15 (11), 973-984 (1998).
  36. Golding, E. M., et al. Cerebrovascular reactivity to CO(2) and hypotension after mild cortical impact injury. The American Journal of Physiology. 277 (4), Pt 2 1457-1466 (1999).
  37. Speden, R. N. The use of excised, pressurized blood vessels to study the physiology of vascular smooth muscle. Experientia. 41, 1026-1028 (1985).
  38. Yu, G. X., et al. Traumatic brain injury in vivo. and in vitro. contributes to cerebral vascular dysfunction through impaired gap junction communication between vascular smooth muscle cells. Journal of Neurotrauma. 31 (8), 739-748 (2014).
  39. Rodriguez, U. A., et al. Effects of mild blast traumatic brain injury on cerebral vascular, histopathological and behavioral outcomes in rats. Journal of Neurotrauma. 35 (2), 375-395 (2018).
  40. Friedlander, F. G. The diffraction of sound pulses; diffraction by a semi-infinite plane. Proceedings of the Royal Society of London. Series A, Mathematical and Physical Sciences. 186 (1006), 322-344 (1946).
  41. Tompkins, P., et al. Brain injury: neuro-inflammation, cognitive deficit and magnetic resonance imaging in a model of blast induced traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 30 (22), 1888-1897 (2013).
  42. Cipolla, M. J., Vitullo, L., McKinnon, J. Cerebral artery reactivity changes during pregnancy and the postpartum period: a role in eclampsia. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 286 (6), 2127-2132 (2004).
  43. Golding, E. M., Robertson, C. S., Bryan, R. M. Jr Comparison of the myogenic response in rat cerebral arteries of different calibers. Brain Research. 785 (2), 293-298 (1998).
  44. DeWitt, D. S., Prough, D. S. Assessment of cerebral vascular dysfunction after traumatic brain injury. Animal Models of Acute Neurological Injuries II: Injury and Mechanistic Assessments. , Humana Press. New York. (2012).
  45. Degnan, A. J., et al. MR angiography and imaging for the evaluation of middle cerebral artery atherosclerotic disease. American Journal of Neuroradiology. 33 (8), 1427-1435 (2012).
  46. Liu, Q., et al. Comparison of high-resolution MRI and CT angiography and digital subtraction angiography for the evaluation of middle cerebral artery atherosclerotic steno-occlusive disease. The International Journal of Cardiovascular Imaging. 29 (7), 1491-1498 (2013).
  47. Newell, D. W., Winn, H. R. Transcranial Doppler in cerebral vasospasm. Neurosurgery Clinics of North America. 1 (2), 319-328 (1990).
  48. Schenone, M. H., Mari, G. The MCA Doppler and its role in the evaluation of fetal anemia and fetal growth restriction. Clinics in Perinatolgy. 38 (1), 83-102 (2011).
  49. Morris, R. K., Say, R., Robson, S. C., Kleijnen, J., Khan, K. S. Systemic review and meta-analysis of middle cerebral artery Doppler to predict perinatal wellbeing. European Journal of Obstetrics, Gynecology and Reproductive Biology. 165 (2), 141-155 (2012).
  50. Alford, P. W., et al. Blast-induced phenotypic switching in cerebral vasospasm. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (31), 12705-12710 (2011).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

T tnica rodkowa m zgumiogenna wazodylatacjaautoregulacja ci nieniowaizolowany preparat t tnicyzaawansowany symulator wybuchuredukcja ci nienia wewn trznaczyniowegoreaktywno naczyniowa m zgusegmenty MCA gryzoninaczyniowa odpowied rozkurczowa
Wpływ neurotraumy wywołanej wybuchem na tętnice środkowe mózgowe gryzoni pod ciśnieniem
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.