Artykuł metodologiczny

Połączone frakcjonowanie wielkości i gęstości gleb do badań interakcji organiczno-mineralnych

17.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/58927

⸱

15 lutego 2019

 , 
1Faculty of Geosciences and Environment, University of Lausanne

W tym artykule

Podsumowanie

Frakcjonowanie o połączonej wielkości i gęstości (CSDF) to metoda fizycznego rozdzielania gleby na frakcje różniące się teksturą (wielkością cząstek) i mineralogią (gęstością). Celem jest wyizolowanie frakcji o różnej reaktywności w stosunku do materii organicznej gleby (SOM), aby lepiej zrozumieć interakcje organiczno-mineralne i dynamikę SOM.

Streszczenie

Frakcjonowanie o połączonej wielkości i gęstości (CSDF) to metoda używana do fizycznego rozdzielania gleby na frakcje różniące się wielkością cząstek i mineralogią. CSDF opiera się na sekwencyjnych etapach separacji gęstości i sedymentacji w celu wyizolowania (1) wolnej frakcji lekkiej (nieskompleksowanej materii organicznej), (2) okludowanej frakcji lekkiej (nieskompleksowanej materii organicznej uwięzionej w agregatach glebowych) oraz (3) zmiennej liczby ciężkich frakcji (minerały glebowe i związana z nimi materia organiczna) różniących się składem. Przy odpowiednim doborze parametrów CSDF (energia dyspersji, odcięcia gęstości, czas sedymentacji) metoda pozwala uzyskać ciężkie frakcje o stosunkowo jednorodnym składzie mineralnym. Oczekuje się, że każda z tych frakcji będzie miała inną zdolność kompleksowania w stosunku do materii organicznej, co czyni ją przydatną metodą do izolowania i badania natury interakcji organiczno-mineralnych. Połączenie separacji gęstości i wielkości cząstek zapewnia lepszą rozdzielczość w porównaniu z prostymi metodami frakcjonowania wielkości lub gęstości, umożliwiając separację ciężkich składników zgodnie zarówno z kryteriami mineralogii, jak i wielkości (w odniesieniu do powierzchni). Podobnie jak w przypadku wszystkich metod frakcjonowania fizycznego, można ją uznać za mniej uciążliwą lub agresywną niż metody ekstrakcji oparte na chemikaliach. CSDF jest jednak metodą czasochłonną, a ponadto ilość materiału uzyskanego w niektórych frakcjach może być ograniczona do późniejszej analizy. Po CSDF frakcje mogą być analizowane pod kątem składu mineralogicznego, stężenia węgla organicznego w glebie i składu chemicznego materii organicznej. Metoda dostarcza informacji ilościowych na temat rozmieszczenia węgla organicznego w próbce gleby i rzuca światło na zdolność sorpcyjną różnych, naturalnie występujących faz mineralnych, dostarczając w ten sposób mechanistycznych informacji na temat preferencyjnego charakteru interakcji organiczno-mineralnych w glebie (tj. które minerały, jaki rodzaj materii organicznej).

Wprowadzenie

Gleba to złożony system, który zawiera elementy pochodzenia geologicznego i biologicznego. Badanie ich wzajemnych powiązań jest kamieniem węgielnym naszego zrozumienia funkcji ekosystemu1. W szczególności uważa się, że interakcje organiczno-mineralne odgrywają kluczową rolę w dynamice materii organicznej gleby (SOM)2. Odkrywanie dynamiki SOM jest obecnie bardzo aktywnym obszarem badawczym z kilku powodów. Gleba z dużymi zasobami SOM będzie wykazywać dobrą żyzność wewnętrzną, a także może stanowić cenną dla środowiska możliwość sekwestracji dwutlenku węgla3,4.

Materia organiczna w glebie jest bardzo niejednorodna, niektóre składniki przewracają się w przestrzeni w ciągu kilku godzin, podczas gdy inne mogą przetrwać przez tysiące lat5. Determinanty tej niejednorodności pozostają kontrowersyjnym tematem, ale uważa się, że szczególnie ważne jest powiązanie z matrycą mineralną6,7, szczególnie dla poziomów podłoża8. W rezultacie, fazy mineralne, o których wiadomo, że są ściśle związane ze składnikami organicznymi, cieszą się coraz większym zainteresowaniem9,10,11.

Gleby zawierają szeroki zakres minerałów o jakościowo i ilościowo zróżnicowanym potencjale sorpcyjnym w stosunku do SOM. Wykazano, że minerały o dużych powierzchniach właściwych i/lub wysoce reaktywnych powierzchniach mają wysoką zdolność sorpcyjną dla związków organicznych4,12. Wykazano, że w glebach minerały wtórne, takie jak filokrzemiany o wysokiej aktywności (np. smektyty), tlenowo-wodorotlenki żelaza i słabo krystaliczne glinokrzemiany w znacznym stopniu angażują się w sorpcyjne zachowanie niektórych związków organicznych13,14,15,16,17. Podział gleby na frakcje różniące się mineralogią może zatem pomóc w wyizolowaniu rezerwuarów materii organicznej o względnej jednorodności funkcjonalnej.

Celem tego artykułu jest przedstawienie metodologii izolowania kompleksów organiczno-mineralnych według składu, co następnie ułatwia badanie ich właściwości. Metoda łączy frakcjonowanie wielkości i gęstości w celu fizycznego rozdzielenia gleby luzem na sekwencję frakcji o różnym składzie. Frakcjonowanie o połączonej wielkości i gęstości (CSDF) łączy w sobie dwa skuteczne podejścia do frakcjonowania fizycznego (separacja wielkości cząstek i separacja gęstości). Połączenie tych dwóch podejść pozwala lepiej zrozumieć związki organiczno-mineralne w glebie.

Istnieje wiele różnych podejść (chemicznych, fizycznych i / lub biochemicznych), które mogą być użyte do określenia frakcji w masowej próbce gleby18,19. Proste frakcjonowanie gęstości to fizyczna separacja, która jest szeroko stosowana przez gleboznawców do badania dynamiki SOM (patrz na przykład Grunwald et al., 2017 i odniesienia tam)20. W swojej klasycznej formie frakcjonowanie o prostej gęstości oddziela materiały lżejsze od danego punktu odcięcia (zwykle od 1,6 do 1,85 g·cm-3) - frakcję lekką (LF) od cięższych materiałów - frakcję ciężką (hF). LF jest czasami dalej dzielony na frakcję światła swobodnego (fLF) i frakcję światła okludowanego (oLF)21.

W wielu glebach największa pula SOM znajduje się w hF22. Powszechnie uważa się, że SOM w hF jest bardziej stabilny niż ten w klasie LF23, jednak wykazano, że zachowuje wysoką niejednorodność składową i prawdopodobnie, funkcjonalną18. Wskazuje to na potrzebę dalszego rozdzielania hF na bardziej jednorodne podfrakcje, w celu wyizolowania pul SOM o odrębnych właściwościach biogeochemicznych (takich jak czas przebywania lub funkcjonalność). Sekwencyjne frakcjonowanie gęstości, opisane przez Sollins et al. (2009)24, rzeczywiście okazało się skuteczną metodą; Jednak separacja dokonywana wyłącznie na podstawie gęstości niesie ze sobą ryzyko przeoczenia różnic wynikających ze zmienności wielkości ziarna, a tym samym powierzchni właściwej. Na przykład kaolinit ma w przybliżeniu taką samą gęstość jak kwarc, ale można go rozdzielić na podstawie jego trybu wielkości (tabela 1). CSDF uwzględnia wielkość ziarna i poprawia rozdzielczość frakcjonowania.

Frakcjonowanie SOM na podstawie właściwości fizycznych, chemicznych lub biochemicznych ma długą historię. Metody fizyczne, takie jak CSDF, opierają się na fizycznych atrybutach składników gleby, takich jak wielkość (cząstek lub agregatów) lub gęstość. Metody chemiczne obejmują selektywne ekstrakcje określonych związków lub klas związków, a także utlenianie chemiczne. Metody biochemiczne polegają na utlenianiu mikrobiologicznym w różnych warunkach eksperymentalnych. Metody chemiczne i biochemiczne opierają się na różnych zasadach i mają różne cele w porównaniu z metodami fizycznymi, niemniej jednak zostały pokrótce omówione poniżej.

Ekstrakcja alkaliczna (na przykład wodorotlenkiem sodu) jest jedną z najwcześniejszych metod stosowanych do chemicznej izolacji organicznego składnika gleby6. Przykłady bardziej nowoczesnych, chemicznych metod frakcjonowania SOM obejmują: i) ekstrakcję alkaliczną za pomocą Na-pirofosforanu mającego na celu wyizolowanie SOM związanego z minerałami; ii) hydroliza kwasowa (HCl) mająca na celu ilościowe określenie starego, trwałego SOM; oraz iii) selektywne utlenianie SOM środkami chemicznymi mającymi na celu zwalczanie wolnych lub labilnych SOM2. Chociaż metody te mogą być przydatne do uzyskania wglądu w funkcjonalnie różną pulę materii organicznej, mają one kilka ograniczeń. Po pierwsze, ekstrakcje mogą być niedoskonałe lub niekompletne. Na przykład klasyczna metoda alkaliczna ekstrahuje tylko 50-70% węgla organicznego w glebie (SOC)6. Po drugie, produkty frakcjonowania mogą nie być reprezentatywne dla SOM znalezionego in situ i mogą być trudne do skategoryzowania5. Po trzecie, te metody chemiczne oferują jedynie ograniczony wgląd w interakcję organo-mineralną, ponieważ wiele z nich nie zachowuje pierwotnego związku między substancjami organicznymi a minerałami.

Eksperymenty z ekstrakcją biochemiczną, w tym inkubacje, są głównie używane do badania labilnego i reaktywnego SOM (zobacz Strosser32 dla przeglądu metod biochemicznych). Eksperymenty inkubacyjne mogą być traktowane jako miara biochemicznego zapotrzebowania na tlen i intuicyjnie dobrze nadają się do oznaczania biodostępnych substratów organicznych. Jednak konieczność długiego czasu inkubacji w warunkach, które różnią się od warunków polowych (temperatura, wilgotność, zakłócenia fizyczne, brak nowych danych wejściowych) sprawia, że ekstrapolacja do dynamiki SOM in situ jest delikatna.

W porównaniu do metod chemicznych lub biochemicznych, które są uważane za transformacyjne lub destrukcyjne, techniki frakcjonowania fizycznego mogą być uważane za bardziej konserwujące22 (z ważnym wyjątkiem rozpuszczalnych związków organicznych, które są tracone podczas procedury). W najlepszym przypadku fizyczne frakcje gleby można traktować jako "migawkę" składników gleby w fazie stałej obecnych w terenie, a zatem mogą one odnosić się bardziej bezpośrednio do dynamiki SOM in situ33. Co więcej, nieniszczący charakter tej techniki oznacza, że frakcje mogą być następnie charakteryzowane za pomocą różnych analiz lub dalej frakcjonowane zgodnie z metodami chemicznymi lub biochemicznymi.

Fizyczne frakcjonowanie gleb nie jest nowym pomysłem. Literatura naukowa na temat technik separacji fizycznej pochodzi z połowy XX wieku. Zastosowania frakcjonowania gęstości zostały zgłoszone już w 1965 roku34, 35. W tym samym okresie i w następnych dekadach publikacje na temat dynamiki SOM i jego interakcji z minerałami stawały się już powszechne wśród gleboznawców36,37,38,39.

Separacja na podstawie gęstości, wielkości kruszywa lub wielkości cząstek to obecnie najczęściej stosowane metody separacji fizycznej. Jednym z głównych wyzwań związanych z fizyczną separacją jest izolacja jednorodnych funkcjonalnych basenów SOM, zdefiniowanych na podstawie szybkości rotacji, wielkości lub innego wskaźnika funkcji. Połączenie metod lub kryteriów separacji, jak w przypadku CSDF, może pomóc w osiągnięciu funkcjonalnej rozdzielczości frakcji gleby; Rzeczywiście, wydaje się, że te metody są coraz częściej używane w połączeniu18,40,41,42,43. Łącząc sekwencyjną separację gęstości, zdolną do uzyskania frakcji o różnej zawartości materii organicznej i składzie mineralogicznym, z separacją wielkości, która uwzględnia różnice związane z określoną powierzchnią, CSDF daje nadzieję na uzyskanie wglądu w różnorodność i funkcję związków organiczno-mineralnych w glebie.

CSDF ma na celu fizyczne frakcjonowanie dużych próbek gleby na frakcje o względnej jednorodności mineralogicznej i teksturalnej. Wartości graniczne gęstości i wielkości cząstek, a także zastosowana tutaj energia dyspersji zostały dobrane w oparciu o nasz typ gleby, ale parametry te mogą być dostosowane w zależności od próbek, które mają być frakcjonowane, i celu badania. W tym przykładzie zdecydowaliśmy się użyć jednego etapu dyspersji, dwóch odcięć gęstości i jednego rozmiaru, co spowodowało rozdzielenie gleby luzem na 6 frakcji (tabela 2). Rysunek 1 przedstawia koncepcyjny przegląd metody. Frakcjonowane tu materiały to gleby tropikalne, ale metodę można zastosować do każdego rodzaju gleby, a także osadów. CSDF jest zwykle stosowany jako etap przygotowawczy przed dalszymi analizami, mimo że rozkład materiałów między frakcjami może być sam w sobie bardzo pouczający. Po zastosowaniu do gleb CSDF daje frakcje różniące się (1) składem mineralnym (mineralogia i tekstura) oraz (2) stężeniem i składem SOM.

Protokół

1. Przygotowanie próbki

  1. Wysuszyć na powietrzu i przesiać 20 g lub więcej ziemi luzem do 2 mm.
  2. Określ wilgotność resztkową gleby objętościowej (masa wody nadal obecnej w glebie wysuszonej powietrzem) w celu skorygowania początkowej masy frakcjonowania44.

2. Przygotowanie gęstego roztworu

  1. Dodawać partyftarynat sodu (SPT) porcjami do wody dejonizowanej (DI) podgrzanej na gorącej płytce mieszającej (~60 °C) w celu uzyskania gęstych roztworów o pożądanej gęstości (tj. 1,62 i 2,78 g·cm-3). Skorzystaj z tabeli 3, aby określić przybliżone proporcje wody i SPT do użycia. Ustaw energiczne mieszanie, aby pomóc rozpuścić SPT.
    UWAGA: SPT jest i jest szkodliwy w przypadku połknięcia. Powoduje poważne uszkodzenie oczu. Nosić rękawice/okulary ochronne. Działa szkodliwie na organizmy wodne i ma długotrwałe skutki. Unikać uwolnienia do środowiska.
  2. Sprawdzić końcową gęstość za pomocą areometru, gdy roztwór powróci do temperatury pokojowej (między 20-25 °C). Dostosuj gęstość, dodając SPT lub wodę.
    UWAGA: Najłatwiej jest przygotować SPT w nieco większym stężeniu (+ 0,02 – 0,05 g·cm-3) niż jest to potrzebne, a następnie rozcieńczyć go do wymaganej gęstości.
  3. Przechowuj SPT w temperaturze pokojowej w plastikowych pojemnikach. Wiadomo, że SPT ratuje wapń ze szkła i wytrąca nierozpuszczalny metawolframian Ca. SPT może również reagować z niskiej jakości stalą nierdzewną i ceramiką. Unikaj przechowywania SPT przez kilka miesięcy, ponieważ kryształy zaczną zarodkować w lokalnych punktach przesycenia.

3. Separacja frakcji lekkiej (LF)

UWAGA: LF są izolowane przez flotację na roztworze o gęstości 1,62 g·cm-3 przed dyspersją ultradźwiękową (fLF) i po dyspersji przy 280 J·mL-1 (oLF).

  1. Separacja fLF
    1. Odważyć 5-8 g wysuszonej, przesianej na powietrzu gleby w stożkowej probówce wirówkowej o pojemności 50 ml. Zapisz masę gleby za pomocą czterech cyfr znaczących.
      UWAGA: Ilość gleby, którą można dodać do każdej tuby, zależy od tekstury gleby. Ogólnie rzecz biorąc, mniejsze ilości należy stosować na glebach gliniastych, a większe można stosować na glebach piaszczystych. W celu uzyskania wystarczającej ilości materiału w każdej frakcji możliwe jest użycie kilku probówek do tej samej gleby (zazwyczaj używamy dwóch) lub większych (250 ml) butelek stożkowych. Pilotażowy przebieg frakcjonowania może pomóc zorientować się w rozkładzie gleby między frakcjami i dostosować początkowe masy gleby.
    2. Za pomocą cylindra z podziałką dodać 35-40 ml SPT (1,62 g·cm-3). Dąż do stosunku gleba/roztwór 1:5 lub mniej.
      UWAGA: Aby zapobiec gaszeniu agregatu, możliwe jest nasycenie gleby poprzez kapilarne podnoszenie się przed dodaniem roztworu42,45.
    3. Zrównoważyć całkowitą masę probówek z pokrywkami w celu odwirowania. Wyrównaj masę rurki za pomocą roztworu SPT. Zamontuj rurki na stole do wytrząsania na 10 minut przy 200 obr./min.
      UWAGA: W glebach o słabej stabilności agregatu ten krok może być zastąpiony delikatnym odwróceniem ręcznie6 lub całkowicie pominięty42.
    4. Ustaw probówki pionowo i pozwól zawartości osiąść przez co najmniej 30 minut. Wirować przez 90 minut przy 2 500 x g w wirówce z odchylanym wiadrem, aby zapewnić wyraźne oddzielenie fLF od peletu ("tonącego" materiału).
      UWAGA: Czas wirowania można skrócić w przypadku próbek piaszczystych lub dobrze flokulowanych. Nie zaleca się wirowania z prędkościami zbliżonymi do maksymalnych możliwości maszyny; Wiąże się to z ryzykiem uszkodzenia osi wirnika. Należy pamiętać, że większość wirówek nie jest przystosowana do obsługi roztworów o gęstości znacznie przekraczającej gęstość wody.
    5. Wyjmij probówki z wirówki bardzo ostrożnie, unikając wstrząsów. Ustaw w pozycji pionowej.
      UWAGA: W tym momencie możliwe jest sprawdzenie gęstości SPT poprzez odpipetowanie 5 ml klarownego supernatantu między materiałem pływającym a osadem i zważenie go. Jest to szczególnie ważne, jeśli gleba nie była sucha.
    6. Wlej wszystkie materiały pływające i zawieszone (fLF) do butelki wirówki z poliwęglanu o pojemności 250 ml. Upewnij się, że granulka pozostaje mocno osadzona na dnie tuby.
    7. Wypłucz materiał przylegający do ścianki rurki do tej samej butelki z poliwęglanu. Użyj butelki ze spryskiwaczem wypełnionej wodą DI, trzymając rurkę prawie do góry nogami nad butelką z poliwęglanu. Uważaj, aby nie zakłócić działania pelletu.
      UWAGA: W przypadku niektórych próbek granulki mogą nie przylegać mocno do dna probówki, co utrudnia całkowite odzyskanie fLF. W takich przypadkach pomocne może być zasysanie za pomocą pompy lub pipety o dużej objętości.
  2. Mycie fL za pomocą ultrafiltracji
    UWAGA: LF są płukane przez ultrafiltrację, ponieważ gęstość niektórych substancji organicznych może być niższa niż gęstość wody, co wyklucza mycie przez odwirowanie. Ograniczeniem ultrafiltracji jest to, że submikrometryczne, zdyspergowane koloidy mogą nie zostać zatrzymane. Powszechnie stosowane rozmiary porów filtra mieszczą się w zakresie od 0,2 do 1,2 μm. Filtry z większymi porami mogą nie zatrzymywać koloidów tak skutecznie, ale są mniej podatne na zatykanie. Tutaj zastosowaliśmy filtry 0,45 μm.
    1. Skonfiguruj próżniową linię ultrafiltracji z filtrami 0,45 μm. Lekko zwilż filtry i zastosuj podciśnienie przed dokręceniem lejków, aby uniknąć rozdarć.
    2. Powoli wlej zawartość butelki z poliwęglanu do lejka jednostki filtracji próżniowej. Nie dopuścić do tego, aby roztwór gromadził się na głębokości większej niż ~ 1 cm nad filtrem. Wypłucz wszelkie pozostałości pozostawione w butelce z poliwęglanu do jednostki filtrującej.
    3. Gdy cały roztwór przejdzie przez filtr, odzyskaj go w plastikowym słoiku oznaczonym jako "zużyty SPT" do recyklingu. Kolejne płukania można wyrzucić do zlewu.
    4. Dodaj więcej niż 10 ml wody DI do jednostki filtrującej co najmniej 3 razy, aby upewnić się, że wszystkie ślady SPT zostały usunięte. Upewnij się, że bok lejka filtracyjnego został przepłukany. Śledź prania, dodając znak na lejku podczas dodawania wody.
      UWAGA: Całkowite usunięcie SPT można sprawdzić, mierząc przewodność elektryczną ostatniego płukania. Przewodność powinna wynosić ≤ 5 μS·cm-1 46.
  3. Odzyskiwanie i przechowywanie fLF
    1. Zwolnij podciśnienie na przewodzie filtracyjnym.
    2. Wyjmij lejek z jednostki filtrującej i odzyskaj materiał przylegający do boków do oznakowanej aluminiowej łodzi za pomocą butelki ze spryskiwaczem wypełnionej wodą DI. Ostrożnie podnieś filtr pęsetą i spłucz znajdujący się na nim materiał do tej samej aluminiowej łodzi za pomocą butelki ze spryskiwaczem wypełnionej wodą DI.
    3. Wysuszyć zawartość łodzi w temperaturze maksymalnie 65 °C do stałej masy (co najmniej 48 godzin po całkowitym odparowaniu). Schłodzić w eksykatorze zawierającym świeży środek osuszający przez co najmniej 30 min.
      UWAGA: Inną możliwością jest użycie liofilizatora.
    4. Delikatnie zeskrob materiał z aluminiowej łodzi plastikową szpatułką. Jeśli próbka mocno przylega do aluminiowej łodzi, można użyć metalowej szpatułki. Uważaj, aby nie zarysować aluminiowej łodzi.
    5. Zapisać masę fLF za pomocą czterech cyfr znaczących, a następnie umieścić próbkę w fiolce do przechowywania. Unikaj plastikowych fiolek ze względu na elektryczność statyczną, która powoduje, że małe cząsteczki organiczne przylegają do boków.
  4. Uwalnianie oLF przez Sonication
    UWAGA: Celem jest zniszczenie stabilnych makroagregatów i dużych mikroagregatów poprzez sonikację w celu uwolnienia okludowanej materii organicznej w postaci cząstek stałych, przy jednoczesnym zminimalizowaniu ekstrakcji lub redystrybucji polimerów sorbowanych przez minerały. Wybrano tutaj energię sonikacji 280 J·mL-1. Zapoznaj się z sekcją dotyczącą strategii zagregowanych zakłóceń w dyskusji, aby pomóc w wyborze energii sonikacji.
    1. Obliczyć czas niezbędny do osiągnięcia docelowej energii sonikacji wynoszącej 280 J·mL-1 przy niskiej amplitudzie (np. 30 %) i częstotliwości 20 kHz.
      UWAGA: Każdy sonifier powinien być regularnie kalibrowany, aby powiązać czas sonikacji z wyjściową energią; Zobacz North (1976)47, aby pomóc w kalibracji.
    2. Dodać 35-40 ml SPT (1,62 g·cm-3) do probówki wirówkowej zawierającej osad z ekstrakcji fLF. Ponownie zawieś pellet, stukając rurką do góry nogami i wirując.
    3. Włóż sondę ultradźwiękową na głębokość 2 cm pod powierzchnią roztworu i umieść rurkę w lodowatej wodzie, aby zapobiec nagrzewaniu się roztworu.
    4. Sonikować próbkę, wykorzystując niezbędny czas do osiągnięcia docelowej energii 280 J·mL-1. Zawsze preferuj niską amplitudę i dłuższy czas sonikacji. Wysokie amplitudy powodują, że lekkie materiały, takie jak cząstki organiczne, przesuwają się po sondzie i rozpryskują się z rurki, powodując utratę próbki.
  5. Separacja oLF
    1. Zrównoważyć całkowitą masę probówek z pokrywkami w celu odwirowania. Wyrównać masę probówki za pomocą roztworu SPT o stężeniu 1,62 g·cm-3.
    2. Ustaw probówki pionowo i pozwól zawartości osiąść przez co najmniej 30 minut. Wirować przez 90 minut przy 2 500 x g w wirówce z odchylanym wiadrem.
    3. Wlej wszystkie materiały pływające i zawieszone (oLF) do 250 ml poliwęglanowej butelki wirówkowej. Upewnij się, że granulka pozostaje mocno osadzona na dnie tuby.
    4. Wypłucz okludowany lekki materiał organiczny przylegający do ścianki rurki do tej samej butelki z poliwęglanu. Użyj butelki ze spryskiwaczem wypełnionej wodą DI, trzymając rurkę prawie do góry nogami nad butelką z poliwęglanu. Uważaj, aby nie zakłócić pelety przylegającej do dna.
  6. Mycie oLF za pomocą ultrafiltracji
    1. Skonfiguruj próżniową linię ultrafiltracji z filtrami 0,45 μm. Lekko zwilż filtry i zastosuj podciśnienie przed dokręceniem lejków, aby uniknąć rozdarć.
    2. Wlej niewielką ilość zawiesiny z butelki z poliwęglanu do lejka jednostki filtracji próżniowej. Jeśli roztwór nie przechodzi łatwo, dodaj wodę demineralizowaną, aby rozcieńczyć zawartość butelki z poliwęglanu.
      UWAGA: Próbki o wysokiej zawartości substancji organicznych (kolorowe) będą trudne do filtrowania. Jeśli filtr wykazuje oznaki zatkania, skonfiguruj drugą jednostkę filtrującą lub wypróbuj system filtracji ciśnieniowej. Inną możliwością jest odwirowanie rozcieńczonej zawartości butelek z poliwęglanu; Supernatant powinien łatwiej przejść przez filtr, ponieważ zawiera mniej koloidów i zawieszonych cząstek niż oryginalna zawiesina. Osadzony materiał można następnie ponownie zawiesić w wodzie i przepłukać przez odwirowanie. Ostatecznie cały materiał należy spłukać co najmniej 3 razy i odzyskać.
    3. Odzyskaj pierwszy filtrat SPT w plastikowym słoiku oznaczonym jako "zużyty SPT" w celu recyklingu. Kolejne płukania można wyrzucić do zlewu.
    4. Przepłukać materiał na jednostce filtrującej trzykrotnie >10 ml wody demineralizowanej.
    5. Zebrać oLF w aluminiowej łódce i wysuszyć w maksymalnej temperaturze 65 °C do stałej masy. Przechowywać w taki sam sposób jak fLF (patrz krok 3.3).

4. Podział hFs według wielkości cząstek

UWAGA: Następnym krokiem jest frakcjonowanie pozostałości z kroku 3 (hF) zgodnie z wielkością cząstek. Granica wielkości jest tutaj ustawiona na 8 μm i daje frakcję glina + drobny (< 8 μm) oraz frakcję gruboziarnistego mułu + piasku (> 8 μm). Grupowanie gliny i drobnego mułu w drobniejszej frakcji odzwierciedla udokumentowane powinowactwo zarówno gliny, jak i drobnego mułu do sorpcji materii organicznej w glebie33,48. Separacja wielkości cząstek odbywa się tutaj przez sedymentację (w oparciu o prawo Stokesa49). W przypadku odcięć przy 50 μm lub większych, separację można łatwo przeprowadzić przez przesiewanie na mokro bez ryzyka zbytniego ścierania lub rozerwania kompleksów organiczno-mineralnych.

  1. Usuwanie resztkowego SPT z hF
    1. Dodaj 35-40 ml wody demineralizowanej do probówki zawierającej pozostałość z kroku 4. Ponownie zawiesić pozostałość, stukając rurką do góry nogami i wirując. Wirować przez 20 minut przy 2 500 x g.
    2. Wylać supernatant. Jeśli wygląda na mętny lub mleczny, zbierz go i ponownie odwiruj, aby osadzić koloidy. Połączyć nowy granulat z tym, który powstał w wyniku pierwszego wirowania.
      UWAGA: Konieczne może być więcej niż jedno płukanie, jeżeli w pozostałości z etapu 3 pozostała znaczna ilość SPT (np. niepełna dekantacja supernatantu). Gęstość zawiesiny powinna wynosić <1,1 g·cm-3 przed sedymentacją.
  2. Dyspersja hF i sedymentacji
    UWAGA: Przed sedymentacją ważne jest, aby mieć dobrze rozproszone hF. Używamy sonikacji, a nie chemicznych środków dyspergujących, które byłyby trudne do wypłukania. Prawo Stokesa wymaga stałej temperatury (np. 20 °C). Rozpoczęcie od zimnej zawiesiny przed sonikacją jest skutecznym sposobem zapobiegania przegrzaniu.
    1. Dodać schłodzoną wodę demineralizowaną do probówki zawierającej osad (do oznaczenia 40 ml). Wstaw do lodówki na 30 min.
    2. Sonikować w stężeniu 75 J·mL-1. Obliczyć wymagany czas sonikacji, jak w ppkt 3.4.1.
    3. Przepłucz sondę ultradźwiękową wodą DI, aby odzyskać wszystkie materiały. Używając wody DI, dostosuj objętość do oznaczenia 50 ml w probówkach. Sprawdź temperaturę zawiesiny (powinna być zgodna z temperaturą pokojową używaną do obliczania czasu sedymentacji).
    4. Homogenizuj zawartość probówki, odwracając ją ręcznie. Pozostawić zawartość do osadu na czas niezbędny do osiadania materiału (< 8 μm). W oparciu o prawo Stokesa dla średniej odległości przemieszczania się cząstek wynoszącej 7 cm w temperaturze 20 °C, czas sedymentacji wynosi 20 minut.
    5. Odpipetować supernatant (do oznaczenia 10 ml) do probówki wirówkowej o pojemności 50 ml.
    6. Powtórzyć etap sedymentacji 3 razy (kroki 4.2.1 – 4.2.5). Zebrać każdy supernatant do nowej probówki wirówkowej.
  3. Zbiór dwóch frakcji wielkości
    1. Ustawić probówki zawierające sklarowany składnik osadu do odparowania w suszarce w temperaturze 45 °C. Nie pozwól im wyschnąć. Gdy objętość zostanie wystarczająco zmniejszona, skonsolidować trzy supernatanty w jednej probówce wirówkowej o pojemności 50 ml, która zawiera teraz < frakcję 8 μm.
    2. Probówki zawierające frakcję < 8 μm oraz probówki zawierające frakcję > 8 μm (osad z kroku 5.2) umieścić z powrotem w piecu w temperaturze 45 °C, aby odparować pozostały nadmiar cieczy. Nie dopuścić do całkowitego wyschnięcia zawartości.
      UWAGA: Często sprawdzaj piekarnik i usuwaj próbki, gdy tylko w rurkach nie ma już kałużowej wody. Wysuszenie może powodować silną agregację, zwłaszcza w drobnych frakcjach.

5. Rozdzielenie dwóch frakcji wielkości według gęstości

UWAGA: Frakcjonowanie gęstości jest tutaj stosowane do obu frakcji wielkości cząstek. Celem było oddzielenie krzemianów od tlenków. W związku z tym zdecydowaliśmy się na granicę gęstości wynoszącą 2,78 g·cm-3. Opcjonalnie można wykonać dodatkowe separacje. Na przykład roztwór o stężeniu 2,4 g·cm-3 pozwoliłby na oddzielenie glin o wysokiej aktywności od kaolinitu i krzemianów pierwotnych. Należy pamiętać, że duże obciążenie materią organiczną zmniejszy teoretyczną gęstość cząstek mineralnych43.

  1. Frakcjonowanie gęstości
    1. Do każdej frakcji wielkości dodać 35 – 40 ml SPT o gęstości 2,78 g·cm-3. Zrównoważyć masę probówek w celu odwirowania za pomocą roztworu SPT.
    2. Ponownie zawieś materiał, stukając rurką do góry nogami i wirując. Mieszać przez minimum 4 godziny na stole wytrząsającym przy 200 obr./min.
      UWAGA: Frakcja < 8 μm jest trudna do prawidłowego ponownego zawieszenia. Jeśli grudki utrzymają się po 4 godzinach, połóż na noc na stole do wytrząsania. Sonikacja w bardzo gęstym roztworze SPT nie jest zalecana. Ze względu na dużą gęstość i lepkość, energia sonikacji nie rozchodzi się dobrze.
    3. Ustaw probówki pionowo i pozwól zawartości osiąść przez co najmniej 30 minut. Wirować przez 90 minut przy 2 500 x g.
    4. Wlej wszystkie materiały pływające i zawieszone (frakcje <2,78 g·cm-3) do 250 ml poliwęglanowej butelki wirówkowej. Upewnij się, że osad (> frakcji 2,78 g·cm-3) pozostaje mocno osadzony na dnie probówki.
  2. Mycie czterech hF przez odwirowanie
    UWAGA: Po rozdzieleniu gęstości otrzymaliśmy cztery hF (hF1 do hF4; Tabela 2). Każdy z nich należy przepłukać przez odwirowanie w celu usunięcia SPT. Ultrafiltracja nie jest zalecana w przypadku hFs (i nie jest możliwa w przypadku drobnych frakcji, hF3 i hF4).
    1. Przenieś > granulki o gramaturze 2,78 g·cm-3 do butelek z poliwęglanu o pojemności 250 ml za pomocą butelki ze spryskiwaczem wypełnionej wodą demineralizowaną.
    2. Dodaj wodę DI do butelek z poliwęglanu, aby obniżyć gęstość, nie przekraczając oznaczenia 200 ml. Zrób to dla wszystkich frakcji.
    3. Zważyć butelki i pokrywki i wyrównać masy za pomocą wody demineralizowanej w celu odwirowania. Sprawdź, czy maksymalne obciążenie wirnika nie zostało przekroczone.
    4. Umieść na wirze, aby ponownie zawiesić materiał. Wirować przez 20 minut przy 5 000 x g.
    5. Zdekantować supernatant do słoika "zużyty SPT" w celu recyklingu. Następujące płukanie można wyrzucić do zlewu.
      UWAGA: Uważaj, aby nie stracić drobnych cząstek podczas dekantacji. Dekantację należy przerwać, gdy tylko w supernatance pojawią się ślady zawieszonych cząstek (zawirowania, płatki lub zmętnienie).
    6. Ponownie zawiesić osad w wodzie DI (przemycie 1), nie przekraczając oznaczenia 200 ml.
      UWAGA: Ważne jest, aby zapewnić prawidłowe ponowne zawieszenie, aby SPT nie utknął między cząstkami. Drobne cząsteczki przylegające do boku butelki najłatwiej zawiesić za pomocą strumienia wody z butelki ze spryskiwaczem. Granulkę można ponownie zawiesić, stukając butelką do góry nogami i wirując. Jeżeli próbka pozostaje w postaci granulatu, należy użyć stołu do wytrząsania. Możliwy jest również etap sonikacji o niskiej energii (np. 75 J·mL-1).
    7. Powtórz procedurę prania (kroki 5.2.3 – 5.2.6) jeszcze dwa razy (umycie 2 i pranie 3).
    8. Sprawdzić gęstość ostatniego supernatantu przez zważenie objętości 10 ml; jego gęstość powinna wynosić < 1,01 g·cm-3. Jeśli supernatant jest gęstszy niż ten, wykonaj 4płukanie.
    9. Wykonaj końcowe płukanie przy użyciu 0,01 M NaCl jako roztworu do płukania, aby zapobiec dyspersji koloidów. Całkowicie zdekantować ostatni roztwór do płukania.
    10. Zebrać hFs (granulki + drobne cząstki przylegające do boku butelek) w aluminiowej łodzi i wysuszyć w maksymalnej temperaturze 105 °C do stałej masy. Przechowywać w taki sam sposób jak LF.

6. Recykling SPT

UWAGA: Roztwór SPT może być poddany recyklingowi w celu ponownego użycia, przepuszczając go przez kolumnę zawierającą węgiel aktywny i żywicę kationowymienną50. Węgiel aktywny zachowuje substancje organiczne, podczas gdy nasycona sodem żywica kationowymienna usuwa wapń i inne kationy z roztworu i zastępuje je sodem. Trawimy SPT w nadtlenku wodoru przed przepuszczeniem go przez kolumnę, aby zapewnić ilościowe usunięcie rozpuszczonych substancji organicznych.

  1. Ustawianie i zmienianie kolumny Recykling
    1. Wywierć 5-8 otworów o średnicy około 4-5 mm u podstawy cylindra z poliwęglanu o pojemności 1,000 ml.
    2. Przytnij 2 okrągłe filtry o wielkości porów 11 μm na wymiar i umieść je na dnie cylindra. Na filtry nałożyć 3-5 cm waty szklanej. Dodaj 8-10 cm węgla aktywnego.
      UWAGA: Ponieważ większość substancji organicznych jest usuwana przez mineralizacjęH2O2, ilość węgla aktywnego w kolumnie może być zmniejszona w porównaniu z zaleceniem Six50.
    3. Przykryj 3-5 cm wełny szklanej. Dodaj 8-10 cm nowej lub zregenerowanej żywicy kationitowej. Wykończ 3-5 cm wełny szklanej.
    4. Clamp kolumnę do metalowego stojaka. Umieść duże plastikowe lejki wyposażone w filtry o wielkości porów 2,5 μm na górze i na dole kolumny. Dolny lejek zostanie podłączony do rurki prowadzącej do plastikowej butelki.
    5. Przed pierwszym użyciem przepłukać kolumnę, przepuszczając przez nią 2 litry wody DI
      6. .
    6. Wymień węgiel aktywny i zregeneruj żywicę kationowymienną po przejściu około 10 do 15 l SPT.
  2. Czyszczenie SPT
    1. Umieść zużyty roztwór SPT na płycie grzejnej z mieszaniem magnetycznym. Dodać 15 ml 35% H2O2 na każdy litr użytego roztworu SPT i trawić przez 24 godziny w temperaturze około 60 °C.
    2. Wyjmij SPT z płyty grzejnej i pozostaw roztwór w temperaturze pokojowej w plastikowych naczyniach przez co najmniej 7 dni.
    3. Przesiąknąć przez kolumnę recyklingu. Codziennie zmieniaj filtry w lejkach.
    4. Przepłukać kolumnę około 2 x 200 ml wody DI, aby odzyskać całe SPT.
  3. parowanie
    1. Umieść SPT z recyklingu na gorącej płycie z mieszaniem magnetycznym. Dodaj 15 ml 70% etanolu na każdy litr roztworu SPT, aby zneutralizować pozostałą zdolność utleniania. Nadmiar etanolu łatwo ulatnia się z roztworu podczas parowania.
    2. Odparować roztwór na małym ogniu do pożądanej gęstości.
    3. Ostudzić roztwór i sprawdzić gęstość. Przechowywać w plastikowych butelkach.

Wyniki

Próbkami są gleby tropikalne pochodzące z doliny ryftu Albertine w Ugandzie. Składają się one z profili z 3 obszarów uprawnych, które nie otrzymywały zewnętrznych nakładów, takich jak nawozy czy produkty fitosanitarne. Próbki te wybrano tak, aby reprezentowały szerokie spektrum mineralogiczne. Analizy wstępne wykazały, że stanowisko 1 było najmniej zwietrzałe i najbogatsze w krzemiany pierwotne (skalenie). Stanowisko 2 wykazywało oznaki bardziej zaawansowanego wietrzenia z wysoką zawartością iłów wtórnych, takich jak kaolinit, oraz względnym wzbogaceniem w kwarc. Stanowisko 3 było silnie zwietrzałe z oznakami desilikacji oraz resztkowej akumulacji tlenków i oksyhydroksydów żelaza. Stanowisko 3 zawierało ekstremalnie wysoką całkowitą koncentrację żelaza (34%, wyrażoną jako tlenek Fe2O3 ), co wynikało z obecności materiału plintycznego (induracja bogata w żelazo51,52). Dla każdego profilu pobrano próbki z dwóch horyzontów: glebowego (A) i podglebowego (B). Metodę CSDF przeprowadzono na tych 6 próbkach w czterech powtórzeniach.

Pierwszym krokiem w ocenie skuteczności procedury frakcjonowania jest analiza stopni odzysku (t.j. czy materiał początkowy został odzyskany ilościowo na koniec eksperymentu). Stopnie odzysku oceniono na podstawie całkowitej zawartości gleby oraz zawartości SOC.

Ogólnie stopnie odzysku całej gleby uznano za bardzo dobre; w 16 z 20 powtórzeń stopnie odzysku przekroczyły 90%, a w 4 powtórzeniach wyniosły od 85-90% (Tabela 4). Przyczyną niepełnego odzysku była najprawdopodobniej utrata substancji rozpuszczonych i koloidalnych podczas płukania. W dwóch powtórzeniach odnotowano niewielki przyrost masy (rzędu 1%), co mogło być spowodowane pozostałościami SPT lub niedokładnością ważenia. Należy zauważyć, że umiarkowane niezbilansowanie masy (<10-15%) jest powszechne i zazwyczaj nie wpływa na poprawność frakcjonowania.

Odzysk SOC mieścił się zazwyczaj w zakresie raportowanym w innych badaniach53,54 i był niezwykle stały, biorąc pod uwagę dużą zmienność początkowej zawartości SOC (Tabela 5). Większość próbek wykazała stopień odzysku SOC na poziomie 80-85%. Straty przypisuje się wypłukiwaniu rozpuszczalnego C, co jest nieuniknioną cechą tej metody; jednak rozpuszczalny organiczny C można łatwo określić ilościowo, stosując oddzielną ekstrakcję w wodzie, soli lub dyspergentach chemicznych55. Prawdopodobna jest również niewielka utrata rozproszonych koloidów organicznych podczas frakcjonowania. W jednej lokalizacji odnotowano niewielki przyrost węgla, co prawdopodobnie można przypisać błędowi analitycznemu, ponieważ wartość bezwzględna różnicy była mała (3 mg).

Powtarzalność metody można zweryfikować poprzez analizę rozrzutu między powtórzeniami. Oceniliśmy błąd standardowy średniej (SEM) oraz współczynnik zmienności (CV) masy frakcji pomiędzy powtórzeniami.

Błędy standardowe średniej były niewielkie (Tabela 6) i zazwyczaj o 1 do 2 rzędów wielkości mniejsze niż wartości średnie. Wskazuje to, że praca na 4 powtórzeniach pozwoliła nam wiarygodnie oszacować tendencję centralną dla rozkładu materiałów pomiędzy frakcjami.

Współczynniki zmienności mieściły się w zakresie od 2 do 70% (Tabela 7). Wszystkie wartości CV przekraczające 35% wystąpiły w przypadku frakcji zawierających niewielkie ilości materiału (<0.25 g). Te wysokie wartości wynikają po prostu z faktu, że dzielenie przez małą średnią daje wysokie wartości CV. Kilka frakcji hF1 i hF3 (krzemiany grube i drobne) wykazało stosunkowo wysokie wartości CV, pomiędzy 20-35%, mimo że zawierały duże ilości materiałów (1 - 4 g). Może to odzwierciedlać wysoki potencjał wystąpienia błędów ludzkich podczas kilku wrażliwych etapów (tj. (1) oddzielania materiałów pływających i zawieszonych od osadu w roztworach gęstych, (2) sedymentacji w celu wyizolowania frakcji wielkości cząstek, (3) płukania i odzyskiwania próbek). Wynik ten potwierdza konieczność pracy na kilku powtórzeniach w celu uzyskania wiarygodnych rezultatów. Zaleca się również, aby cały proces był prowadzony przez tę samą osobę, która stanie się ekspertem w wykonywaniu manipulacji w sposób powtarzalny i będzie w stanie szybko zauważyć wszelkie szczegóły, które mogą różnić się od poprzednich serii.

Rozkład masy materiału pomiędzy frakcjami wykazał wyraźne różnice pomiędzy stanowiskami, co było przewidywalne biorąc pod uwagę początkowe różnice w mineralogii (Rysunek 2). Na stanowisku 1, zdominowanym przez krzemiany pierwotne, takie jak kwarc i skalenie, większość materiału odzyskano w hF1 (przeznaczonej do koncentracji grubych krzemianów). Stanowisko 2 wykazało w analizie mineralogicznej większy odsetek fyllokrzemianów (głównie kaolinitu); w związku z tym w hF3 (przeznaczonej do koncentracji drobnych krzemianów) znajdowało się więcej materiału niż na stanowisku 1. Z kolei stanowisko 3 było najbogatsze w tlenki i wykazało również największą ilość materiału w hF2, przeznaczonej do koncentracji grubych tlenków. Wskazuje to, że metoda ta skutecznie doprowadziła do fizycznego frakcjonowania próbek zbiorczych na ich główne składniki mineralogiczne.

Ilość materiałów odzyskanych w frakcjach grubych (hF1 + hF2) w porównaniu do frakcji drobnych (hF3 + hF4) zestawiono z wartościami oczekiwanymi na podstawie rozkładu wielkości cząstek określonego metodą granulometrii laserowej (Tabela 8). Dla trzech próbek zgodność była dobra (< 10%). W trzech pozostałych próbkach odnotowano nadmiar materiału w frakcjach grubych rzędu 20%. Za tę różnicę może być częściowo odpowiedzialna duża ilość tlenków w glebach (szczególnie w punkcie 3). Ziarna tlenków mają większą gęstość w porównaniu do krzemianów i sedymentują szybciej. Inne czynniki mogą obejmować niepełną dyspersję lub częściową flokulację próbek podczas sedymentacji, ponieważ nie stosowano dyspersji chemicznej, a także usunięcie części drobnych materiałów we frakcjach lekkich (fLF i oLF). Wreszcie, granulometria laserowa opiera się na szacunkach objętości przy założeniu sferyczności cząstek, podczas gdy sedymentacja daje szacunki oparte na masie. Te przeciwstawne zasady pomiaru prawdopodobnie prowadzą do nieco rozbieżnych wyników.

Metoda CSDF pozwala na wyizolowanie frakcji o względnej jednorodności mineralogicznej oraz powiązanej z nimi materii organicznej (kompleksów organomineralnych). Jest ona najbardziej użyteczna jako etap przygotowawczy przed późniejszymi analizami geochemicznymi, biochemicznymi i mineralogicznymi. Bez wątpienia najbardziej wartościowe eksperymenty będą miały na celu charakterystykę zarówno materii organicznej, jak i minerałów w każdej frakcji. Dostarczy to bezpośrednich dowodów na naturę powiązań organomineralnych w glebach.

Analizy próbek mogą obejmować oznaczenie ilości SOM (np. analiza pierwiastkowa organicznego C i całkowitego azotu) oraz jakości (np. różnicowa spektroskopia w podczerwieni z transformacją Fouriera, pirolityczna chromatografia gazowa sprzężona z spektrometrią mas lub analiza termiczna, taka jak piroliza Rock-Eval56,57,58). W przypadku badania frakcji mineralnej przydatne analizy mogą obejmować analizę wielkości cząstek, ilościowe oznaczenie reaktywnych faz glinu i żelaza59, dyfrakcję rentgenowską (XRD) próbek sproszkowanych w celu określenia mineralogii całkowitej lub preparatów zorientowanych w celu analizy mineralogii iłowej60.

Szczególnie interesujące mogą być techniki pozwalające na jednoczesne uzyskanie informacji o komponentach organicznych i nieorganicznych. Mapowanie pierwiastkowe za pomocą wtórnej spektrometrii mas jonów (SIMS) lub mikroskopii elektronowej sprzężonej z mikroanalizą rentgenowską (WDS lub EDS, spektroskopia rentgenowska dyspersyjna długością fali lub energią) umożliwia ko-lokalizację C, N oraz pierwiastków związanych z reaktywnymi fazami mineralnymi, takich jak Fe, Al, Mn lub Ca. Spektroskopia fotoelektronów w promieniowaniu rentgenowskim (XPS) może ujawnić skład chemiczny SOM oraz powierzchniowy skład pierwiastkowy każdej frakcji61.

Schemat frakcjonowania gleby; gęstość, dyspersja ultradźwiękowa, sedymentacja; badanie materii organicznej.
Rysunek 1: Schemat blokowy. Przedstawiono tutaj etapy frakcjonowania oraz wartości progowe zastosowane w tej metodzie. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Rozkład materiałów: wykresy słupkowe i kołowe; analiza krzemianów/tlenków; porównanie stanowisk; skład gleby.
Rysunek 2: Rozkład materiałów pomiędzy frakcjami w funkcji mineralogii gleby dla dwóch poziomów (A i B) na trzech stanowiskach. (A) Wykres słupkowy przedstawiający rozkład materiałów pomiędzy frakcjami. Słupki reprezentują średnią, a słupki błędu reprezentują błąd standardowy średniej z czterech powtórzeń. Dla każdej próbki suma pięciu słupków wynosi 100%. (B) Mineralogia próbki zbiorczej oceniana za pomocą proszkowej dyfrakcji rentgenowskiej. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Składnik glebyKlasaGęstość [g cm⁻³]-3]Rozkład wielkościProszę podać tekst źródłowy do przetłumaczenia.
OrganicznyMateria organiczna1.00-1.50ZmiennaWiele źródeł. Patrz: Rühlmann i wsp. (2006)25 do recenzji
ImogolitFaza słabo krystaliczna1.70-2.33GlinaWada i Wada (1977)26
AlofanFaza słabo krystaliczna1.84-2.35GlinaWada i Wada (1977)26 ; Wilson (2013)27
OpalFaza słabo krystaliczna1.90-2.30ZmiennaHudson Institute of Mineralogy (2017)28
MontmorillonitMinerał ilasty2.30-2.35GlinaWada i Wada (1977)26; Wilson (2013)27
WermikulitMinerał ilasty2.30-2.50GlinaWilson (2013)27
GibbsytTlenek glinu2.34-2.42ZmiennaHudson Institute of Mineralogy (2017)28
K-skaleniePierwotne krzemiany bogate w Si2.54-2.57Muł i piasekKlein i Philpotts (2017)29; Hudson Institute of Mineralogy (2017)28
AlbitytPierwotne krzemiany bogate w Si2.60-2.62Muł i piasekKlein i Philpotts (2017)29; Hudson Institute of Mineralogy (2017)28
KaolinitMinerał ilasty2.60-2.68Glina i mułKlein i Philpotts (2017)29; Wilson (2013)27
KwarcPierwotne krzemiany bogate w Si2.63-2.66Muł i piasekKlein i Philpotts (2017)29; Hudson Institute of Mineralogy (2017)28
KalcytWęglan2.71ZmiennaKlein i Philpotts (2017)29; Hudson Institute of Mineralogy (2017)28
AnortytPierwotne krzemiany bogate w Si2.74-2.76Muł i piasekKlein i Philpotts (2017)29; Hudson Institute of Mineralogy (2017)28
IllitDrobnoziarnista mika2.75-2.80GlinaWilson (2013)27; Hudson Institute of Mineralogy (2017)28
MuskowitMika2.77-2.88ZmiennaKlein i Philpotts (2017)29; Hudson Institute of Mineralogy (2017)28
BiotytMika2.78-3.20ZmiennaKlein i Philpotts (2017)29; Skopp (2000)30
DolomitWęglan2.84-2.86ZmiennaKlein i Philpotts (2017)29; Hudson Institute of Mineralogy (2017)28
AmfibolePierwotne krzemiany ferromagnezowe3.00-3.40Muł i piasekKlein i Philpotts (2017)29; Hudson Institute of Mineralogy (2017)28
PiroksenyPierwotne krzemiany ferromagnezowe3.20-3.60Muł i piasekKlein i Philpotts (2017)29; Hudson Institute of Mineralogy (2017)28
GoetytTlenek żelaza3.30-4.37ZmiennaHiemstra i van Riemskijk (2009)31; Klein i Philpotts (2017)29
FerrihydrytTlenek żelaza3.50-3.90GlinaHiemstra i van Riemskijk (2009)31
LepidokrocytTlenek żelaza4.00-4.13ZmiennaHiemstra i van Riemskijk (2009)31; Hudson Institute of Mineralogy (2017)28
HematytTlenek żelaza4.80-5.30ZmiennaKlein i Philpotts (2017)29; Skopp (2000)30

Tabela 1: Główne składniki gleby w kolejności rosnącej gęstości. Wskazano również ich występowanie w głównych klasach teksturalnych (frakcja ilasta, 0-2 µm; frakcja pyłowa, 2-50 µm; frakcja piaszczysta, 50-2000 µm) dla gleb umiarkowanie zwietrzałych.

Nazwa frakcjiSkrótWartości odcięcia
Wolne związki organicznefLF< 1,62 g cm-3 (przed sonikacją)
Związki organiczne inkludowaneoLF< 1,62 g/cm³-3 (po sonikacji)
Gruboziarniste krzemianyhF1> 8 µm, 1,62 g cm-3< hF1 < 2,78 g cm-3
Tlenki gruboziarnistehF2> 8 µm, > 2,78 g cm-3
Drobne krzemianyhF3< 8 µm, 1,62 g cm-3< hF3 < 2,78 g cm⁻³-3
Tlenki drobnoziarnistehF4< 8 µm, > 2,78 g cm-3

Tabela 2: Lista frakcji uzyskanych w wyniku procesu CSDF z wykorzystaniem jednej sonikacji, dwóch etapów rozdziału gęstościowego i jednego etapu rozdziału wielkościowego.

Objętość roztworu [mL]Pożądana gęstość [g cm-3]Masa SPT [g]Objętość H2O [mL]
10001.6741856
10001.8990810
100021250750
10002.21490715
10002.41803595
10002.62052545
10002.82297504
100032552450

Tabela 3: Przewodnik po przygotowaniu powszechnie stosowanych roztworów SPT.

MiejsceHoryzontReplikacjaMasa początkowa
[g]		Masa końcowa
[g]		Różnica
[g]		Różnica
[%]
1A110.1109.5310.5795.73
210.0579.3540.7036.99
310.0108.5891.42114.19
410.04310.197-0.154-1.53
B110.0549.8910.1631.62
210.0699.7460.3233.21
310.0589.6990.3593.57
410.0599.7820.2772.76
2A110.1309.2520.8788.67
210.1829.2460.9369.20
310.0539.3720.6816.77
410.0319.5770.4544.53
B110.1238.8241.29912.83
210.0528.9381.11411.08
310.0299.0061.02310.20
410.0869.1180.9689.60
3A110.0209.1870.8338.32
210.0609.1390.9219.15
310.0699.3860.6836.79
410.0499.6380.4114.09
B110.0719.2070.8648.58
210.0659.3140.7517.46
310.15510.241-0.086-0.85
410.0469.5490.4974.95

Tabela 4: Stopień odzysku całej gleby, przedstawiający masę początkową na początku procedury frakcjonowania oraz masę końcową obliczoną jako suma wszystkich frakcji. Różnice wyrażono jako % masy początkowej.

MiejsceHoryzontpoczątkowa masa SOCKońcowa masa SOCRóżnicaRóżnica
[g][g][g][%]
1A0.500.410.0918.07
B0.0260.029-0.003-10.63
2A0.340.270.0720.19
B0.070.060.0112.33
3A1.080.940.1412.56
B0.310.270.0514.51

Tabela 5: Stopień odzysku organicznego węgla glebowego. Początkową zawartość SOC obliczono jako iloczyn stężenia organicznego C zmierzonego za pomocą analizy elementarnej i początkowej masy próbki. Końcową zawartość SOC obliczono jako iloczyn stężenia organicznego C i masy każdej frakcji, a następnie zsumowano wartości dla wszystkich frakcji. Różnice wyrażono jako % masy początkowej.

MiejsceHoryzontfLF
1,62 g cm⁻³-3		oLF
1,62 g/cm³-3		hF1
> 8 µm
< 2,78 g cm⁻³-3		hF2
> 8 µm
> 2,78 g cm-3		hF3
< 8 µm
< 2,78 g cm⁻³-3		hF4
< 8 µm
> 2,78 g cm-3
1A0.0794 ± 0.00520.1093 ± 0.00765.2188 ± 0.30790.3925 ± 0.04163.3699 ± 0.15040.2478 ± 0.0689
B0.0044 ± 0.00050.0074 ± 0.00118.4351 ± 0.160.2569 ± 0.03010.9528 ± 0.10130.1226 ± 0.0124
2A0.066 ± 0.0110.1353 ± 0.01525.722 ± 0.10330.2575 ± 0.0083.0761 ± 0.14640.1047 ± 0.0364
B0.0024 ± 0.00020.0165 ± 0.00224.5416 ± 0.03870.3082 ± 0.00724.0005 ± 0.05470.1025 ± 0.0268
3A0.2107 ± 0.00990.1489 ± 0.02233.8507 ± 0.68011.762 ± 0.09233.2862 ± 0.48920.0792 ± 0.0165
B0.0305 ± 0.00350.0433 ± 0.00652.5929 ± 0.3764.1277 ± 0.10252.6909 ± 0.130.0927 ± 0.0087

Tabela 6: Wartość średnia i SEM dla masy frakcji (g). Każda komórka przedstawia średnią z 4 powtórzeń.

MiejsceHoryzontfLF
< 1,62 g cm⁻³-3		oLF
< 1,62 g cm⁻³-3		hF1
> 8 µm
< 2,78 g cm-3		hF2
> 8 µm
> 2,78 g cm⁻³-3		hF3
< 8 µm
< 2,78 g cm-3		hF4
< 8 µm
> 2,78 g/cm³-3
1A0.130.140.120.210.090.56
B0.220.290.040.230.210.20
2A0.330.220.040.060.100.70
B0.170.260.020.050.030.52
3A0.090.300.350.100.300.42
B0.230.300.290.050.100.19

Tabela 7: Współczynniki zmienności masy frakcji dla 4 powtórzeń.

MiejsceHoryzontTekstura
< 8 µm
%		Tekstura
> 8 µm
%		Materiały w frakcjach drobnych
(hF3 + hF4)
%		Materiały w frakcjach grubych
(hF1 + hF2)
%		Frakcja gruba
nadmiar
%
1A485239619
B3169118920
2A435735658
B465446541
3A5842376321
B5248297123

Tabela 8: Porównanie tekstury gleby określonej metodą granulometrii laserowej z rozkładem cząstek w frakcjach wielkościowych. Ostatnia kolumna przedstawia nadmiar materiałów w frakcjach grubych w porównaniu z wartościami oczekiwanymi na podstawie analizy teksturalnej.

Dyskusja

Powodzenie eksperymentów CSDF zależy od doboru odpowiednich parametrów dla metody, tak aby można było wyizolować frakcje o względnie jednorodnym składzie. Poniżej omówiono kluczowe kwestie związane z doborem parametrów frakcjonowania.

fLF reprezentuje materię organiczną, w przypadku której interakcja z minerałami jest minimalna. Ekstrakcja tej frakcji jest delikatna, ponieważ zmieszanie gleby z gęstym roztworem może już spowodować rozpad niektórych makroagregatów. Istnieją jednak przesłanki, że materia organiczna obecna w makroagregatach może być bardziej podobna do fLF sensu stricto niż do oLF uwalnianego w wyniku wysokoenergetycznej sonikacji18. Niektórzy autorzy zaproponowali nawet etap sonikacji o niskiej energii w celu wyizolowania puli wolnej i słabo oddziałującej z minerałami materii organicznej, określanej jako "wewnątrz-zagregowana cząstkowa materia organiczna", iPOM54.

W celu uwolnienia okludowanej materii organicznej istnieją różne techniki rozbijania agregatów glebowych. Najbardziej rozpowszechnione są sonikacja, mieszanie kulkami szklanymi oraz stosowanie chemicznych środków dyspergujących 33,62,63. Sonikacja została tutaj wybrana, ponieważ energia wyjściowa może być precyzyjnie kontrolowana i uważa się, że rozkłada się mniej więcej równomiernie w próbce. Wykluczając konieczność stosowania chemicznych środków dyspergujących, sonikacja może być uważana za względnie konserwującą w stosunku do kompleksów organiczno-mineralnych22, 33. Etap dyspersji pozostaje jednak jedną z najdelikatniejszych operacji. Z jednej strony słaba dyspersja pozostawi agregaty nienaruszone i może prowadzić do przeszacowania hF SOC; z drugiej strony, bardzo energiczny etap dyspersji może spowodować redystrybucję SOC we frakcjach poprzez częściowe zniszczenie kompleksów organiczno-mineralnych. Słabe asocjacje z piaskiem organicznym mogą być szczególnie podatne na ten proces. Ponieważ okluzja w agregatach i sorpcja powierzchniowa są procesami zachodzącymi wzdłuż kontinuum2, nie istnieje idealne rozwiązanie. Dlatego poziom energii sonikacji musi być starannie dostosowany do właściwości gleby. Kaiser i Berhe64 opublikowali bardzo pomocny przegląd, w którym zaproponowano strategię minimalizacji artefaktów spowodowanych przez ultradźwięki podczas rozpraszania gleby.

Zgłaszane energie sonikacji wahają się od 60 do 5 000 J·mL-1. Kilka grup badawczych poinformowało, że 100 J·mL-1 może wystarczyć do zniszczenia makroagregatów i skutecznego rozproszenia gleb piaszczystych, podczas gdy 500 J·mL-1 zniszczyłoby duże mikroagregaty i zapewniłoby rozsądną dyspersję gleb reaktywnych 63,65,66,67,68. W schematach frakcjonowania fizycznego całkowite rozproszenie mułu i kruszyw wielkości gliny może nie być konieczne, ponieważ mechanizm ochronny prawdopodobnie stanie się nie do odróżnienia od stabilizacji sorpcyjnej w tych zakresach wielkości. Rozsądnym celem dyspersji przed frakcjonowaniem według wielkości lub gęstości może być rozbicie makro- (> 250 μm) i dużych mikro- (> 53 μm) agregatów. Energie od 100 J·mL-1 (gleby piaszczyste) do 200 J·mL-1 (gleby gliniaste) mogą być odpowiednim wyborem. Energia 200 J·mL-1 może już wyekstrahować część metabolitów mikrobiologicznych (rzekomo związanych z minerałami)69, dlatego stosowanie wyższych energii sonikacji powinno być ostrożne. Jednak mineraloglicznie reaktywne gleby z kruszywami cementowymi mogą wymagać do dyspersji do 500 J·mL-1. Istotne jest, aby energia dyspersji była dostosowana do każdego rodzaju gleby, a także do celów badania. Na koniec należy pamiętać, że nawet po rzekomo całkowitej dyspersji ultradźwiękowej, mikroagregaty wielkości gliny prawdopodobnie utrzymają się70.

Trudność w zharmonizowaniu technik frakcjonowania fizycznego polega na niejednorodności występującej w glebach, w szczególności w ich składzie mineralnym. Wybór gęstych roztworów powinien być dokonywany na podstawie znanej lub wywnioskowanej mineralogii gleby, a ostatecznym celem jest wyizolowanie frakcji, które są jak najbardziej jednorodne.

W artykule użytym gęstym roztworem był SPT - pH 3,71, 72. Niskie pH minimalizuje straty rozpuszczalnych związków organicznych. Jednak frakcjonowanie gęstości można przeprowadzić przy użyciu różnych gęstych roztworów. Historycznie rzecz biorąc, stosowano ciecze organiczne (tetrabromoetan, tetrachlorometan), ale stopniowo zrezygnowano z nich z zyskiem soli nieorganicznych (jodek sodu, SPT) ze względu na toksyczność chlorowcowanych węglowodorów i nieodłączne zanieczyszczenie substancji organicznych w glebie. Obecnie SPT jest preferowanym rozwiązaniem, ponieważ jego gęstość można regulować w zakresie od 1,0 do 3,1 g·cm-3, może być poddany recyklingowi i ma niską toksyczność (chyba że zostanie spożyty)22, 50. Główni producenci oferują szereg gatunków SPT różniących się poziomem zanieczyszczenia węglem i azotem. Do frakcjonowania gęstości gleb zaleca się najczystszą klasę, szczególnie jeśli frakcje mają być analizowane pod kątem składu izotopowego.

Roztwór o gęstości 1,6 g·cm-3 został klasycznie użyty do oddzielenia lekkich frakcji organicznych od mineralnych - patrz na przykład Golchin i wsp.21. Podczas gdy niektórzy autorzy sugerowali, że gęstość 1 g·cm-3 (woda) może być wystarczająca do ekstrakcji większości frakcji świetlnej73, 74, inni proponowali wyższe wartości graniczne gęstości, takie jak 1,62 lub 1,65 g·cm-3 w oparciu o ideę, że niektóre składniki organiczne mogą wykazywać gęstość do 1,60 g·cm-3 33. Rozdział 75,76. Zastosowano nawet gęstości sięgające 1,85 g·cm-3 50. Wybierając gęstość do oddzielenia lekkich frakcji od ciężkich, należy zauważyć, że nie ma idealnego rozwiązania. Rzeczywiście, niższe gęstości grożą przypisaniem niektórych "lekkich" substancji organicznych do frakcji ciężkich, podczas gdy wyższe gęstości wiążą się z ryzykiem włączenia niektórych minerałów do frakcji lekkich. Ten ostatni efekt można wykryć, obserwując zawartość węgla we frakcjach lekkich, przy czym % SOC niższy niż 40-45% wskazuje na pewien stopień zanieczyszczenia minerałami.

W przypadku ciężkich frakcji wstępna analiza, taka jak XRD, może dostarczyć informacji na temat mineralogii próbkimasowej 60 i pomóc w określeniu granic gęstości zdolnych do rozróżnienia głównych składników mineralnych gleby, mając na uwadze, że wysokie ładunki organiczne obniżą gęstość minerału w porównaniu z jego wartością teoretyczną. Podobnie, w przypadku separacji wielkości cząstek, analiza teksturalna77,78 może pomóc w ustaleniu odpowiednich limitów. Separacja wielkości cząstek jest szczególnie atrakcyjnym dodatkiem do prostego frakcjonowania gęstości, gdy sekwencyjne frakcjonowanie gęstości jest trudne. Dzieje się tak na przykład w przypadku gleb zawierających duże ilości tlenowodorotlenków i iłów o niskiej aktywności, które powodują dyspersję próbki i uniemożliwiają wyraźne oddzielenie w ciężkich cieczach. Wskazany jest również etap rozdzielania wielkości cząstek w celu oddzielenia minerałów o podobnej gęstości, ale różnych rozmiarach (np. kwarc i illit).

Wolne jony wapnia będą reagować z SPT, tworząc nierozpuszczalny metawolframian Ca. Procedura ta jest zatem nieodpowiednia dla gleb alkalicznych zawierających duże ilości słabo krystalicznych, pedogennych węglanów. Niewielkie ilości węglanów o niskiej reaktywności nie zakłócają frakcjonowania, o ile próbki nie pozostają zbyt długo w kontakcie z SPT. Osady metawolframianu Ca doprowadzą do przeszacowania mas frakcji. Jeśli LF zostaną uruchomione na analizatorze elementarnym stężenia C, problem zostanie wykryty, ale frakcjonowanie zostanie naruszone.

Oprócz tych trudności technicznych, podstawowe ograniczenie CSDF (lub jakiegokolwiek schematu frakcjonowania fizycznego) wynika z faktu, że reaktywne minerały w glebie rzadko występują jako dyskretne separatory, ale zamiast tego jako powłoki i cementy. Występowanie wysoce sorpcyjnych, ale bardzo cienkich powłok na minerałach niereaktywnych w inny sposób (takich jak kwarc) może prowadzić do tendencyjnego spojrzenia na związki organiczno-mineralne. W związku z tym należy zachować ostrożność przy interpretacji wyników, szczególnie w przypadku gleb, w których reaktywność jest zdominowana przez fazy słabo krystaliczne i tlenkowe. Dalsza charakterystyka ułamków może pomóc w złagodzeniu takich niejasności. Niemniej jednak szczegółowe metody frakcjonowania fizycznego, takie jak CSDF, mają niezrównaną zdolność do uzyskiwania wglądu w skład naturalnie występujących kompleksów organiczno-mineralnych. Oczekuje się, że takie spostrzeżenia pozwolą na nowe zrozumienie biogeochemii największej puli materii organicznej w glebie, tej związanej z minerałami.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Rozwój tej metody był wspierany przez Fond d'Investissement (FINV) z Wydziału Nauk o Ziemi Uniwersytetu w Lozannie. Dziękujemy Ugandyjskiej Narodowej Radzie ds. Nauki i Technologii oraz Urzędowi ds. Dzikiej Przyrody Ugandy za udzielenie nam pozwolenia na pobieranie próbek badawczych. Autorzy pragną również podziękować prof. Thierry'emu Adatte za analizy CHN i XRD. Jesteśmy wdzięczni prof. Eriki Marin-Spiotta za przeprowadzenie wstępnego szkolenia w zakresie klasycznego frakcjonowania gęstościowego. Dziękujemy również kierowniczce laboratorium Laetitii Monbaron za pomoc w zabezpieczeniu zapasów i sprzętu.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Zaleca się frakcjonowanie
Poliwolframian soduSometuSPT 0 (niskie C i N). Wolframian niższej jakości może zanieczyszczać próbki.
Areometry (1-1,5, 1,5-2, 2-2,5, 2,5-3 g.cm-3)AllafranceKalibrowane na 20 ° C, np. 3050FG250/20-qp
Mieszalnik wirowyFisherStandardowy mieszalnik wirowy o stałej prędkości, np. 02-215-410
SonifierVWRQsonica LLC - system Q500 ze standardową sondą 4220
Statyw sonifierVWRDuży stojak zaciskowy
Obudowa sonifieraVWRSzafka dźwiękoszczelna (opcjonalnie)
Wirówka z wiadrem wahadłowymBeckmanZdolny do osiągania prędkości 4000 g lub większej, wyposażony w rotor mieszczący 50 ml probówek Falcon Wirówka
szybkoobrotowa z wirnikiem o stałym kącieBeckmanZdolna do osiągania prędkości 7500 g lub większej, wyposażona w rotor mieszczący butelki 250 ml
Wirówka 50 ml Probówki FalconCorningnp. 352070
Butelki wirówkowe 250 mlBeckmanButelki z poliwęglanu (np. 352070) są zalecane, ponieważ są bardziej przezroczyste niż inne tworzywa sztuczne.
Jednostki filtracji próżniowejSemadeniJednostki wielokrotnego użytku Polusulfon, np. 3029
Wąż polipropylenowySemadeniDo podłączenia jednostki filtrującej do źródła podciśnienia
Dyski ultrafiltracyjne, 0,45 i mikro; m wielkość porówMilliporenp. HAWP04700
Szafa eksykatoraFisher scientific3 półki, np. 305317-0120
Absorbent sucherytowy wskazującyMilliporeBlue drierite, np.
10276750 Fiolki scyntylacyjneFisher scientificHDPE - oddzielna nakrętka 20mL, np. 12341599
150 mL łódki aluminiowe (gładkie boki)Fisher naukowyDowolny model.
Piec laboratoryjnyFisher scientificDowolny model.
Kolumna SPT do recyklingu
Żywica kationowymiennaSigma-AldrichDowex® Maraton i handel; C forma sodowa, silnie kwaśna, siatka 20-50
Węgiel aktywnySigma-AldrichDarco S-51, siatka 4-12
Wełna szklanaFisher scientificPyrex
Bibuła filtracyjna, 2,5 i mikro; m wielkość porówSigma-AldrichWhatman klasa 42, np.
WHA1442150 Nadtlenek wodoruKlasa odczynnikaSigma-Aldrich
Klasa odczynnikado etanoluSigma-Aldrich
Poliwęglan 1000mL cylinder z podziałkąSemadeniDowolny model.
Stojak i zaciskSigma-AldrichRozmiar L - 2-bolcowy
wąż polipropylenowySemadeniDowolny model.
Opaska zaciskowa z polipropylenuSemadeniDowolny model.
Lejki polipropylenoweSemadeniDowolny model.
Butelka polipropylenowa (1L, 2L)SemadeniDowolny model.
Płyta grzewczaFisher scientificDowolny model.
..

Bibliografia

  1. Adhikari, K., Hartemink, A. E. Linking soils to ecosystem services — A global review. Geoderma. 262 (Supplement C), 101-111 (2016).
  2. Kögel-Knabner, I., et al. Organo-mineral associations in temperate soils: Integrating biology, mineralogy, and organic matter chemistry. Journal of Plant Nutrition and Soil Science. 171 (1), 61-82 (2008).
  3. Hansen, J., et al. Young people’s burden: requirement of negative CO2 emissions. Earth System Dynamics. 8 (3), 577-616 (2017).
  4. Lützow, M. v, et al. Stabilization of organic matter in temperate soils: mechanisms and their relevance under different soil conditions - a review. European Journal of Soil Science. 57 (4), 426-445 (2006).
  5. Schmidt, M. W. I., et al. Persistence of soil organic matter as an ecosystem property. Nature. 478 (7367), (2011).
  6. Lehmann, J., Kleber, M. The contentious nature of soil organic matter. Nature. 528 (7580), 60(2015).
  7. Rowley, M. C., Grand, S., Verrecchia, ÉP. Calcium-mediated stabilisation of soil organic carbon. Biogeochemistry. 137 (1-2), 27-49 (2018).
  8. Matteodo, M., et al. Decoupling of topsoil and subsoil controls on organic matter dynamics in the Swiss Alps. Geoderma. 330, 41-51 (2018).
  9. Coward, E. K., Thompson, A. T., Plante, A. F. Iron-mediated mineralogical control of organic matter accumulation in tropical soils. Geoderma. 306 (Supplement C), 206-216 (2017).
  10. Torres-Sallan, G., et al. Clay illuviation provides a long-term sink for C sequestration in subsoils. Scientific Reports. 7, 45635(2017).
  11. Rasmussen, C., et al. Beyond clay: towards an improved set of variables for predicting soil organic matter content. Biogeochemistry. 137 (3), 297-306 (2018).
  12. Khomo, L., Trumbore, S., Bern, C. R., Chadwick, O. A. Timescales of carbon turnover in soils with mixed crystalline mineralogies. SOIL. 3 (1), 17-30 (2017).
  13. Basile-Doelsch, I., et al. Mineralogical control of organic carbon dynamics in a volcanic ash soil on La Réunion. European Journal of Soil Science. 56 (6), 689-703 (2005).
  14. Basile-Doelsch, I., Brun, T., Borschneck, D., Masion, A., Marol, C., Balesdent, J. Effect of landuse on organic matter stabilized in organomineral complexes: A study combining density fractionation, mineralogy and δ13C. Geoderma. 151 (3), 77-86 (2009).
  15. Kleber, M., Mikutta, R., Torn, M. S., Jahn, R. Poorly crystalline mineral phases protect organic matter in acid subsoil horizons. European Journal of Soil Science. 56 (6), 717-725 (2005).
  16. Krull, E. S., Baldock, J. A., Skjemstad, J. O. Importance of mechanisms and processes of the stabilisation of soil organic matter for modelling carbon turnover. Functional Plant Biology. 30 (2), 207-222 (2003).
  17. Sposito, G., Skipper, N. T., Sutton, R., Park, S., Soper, A. K., Greathouse, J. A. Surface geochemistry of the clay minerals. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 96 (7), 3358-3364 (1999).
  18. Poeplau, C., et al. Isolating organic carbon fractions with varying turnover rates in temperate agricultural soils - A comprehensive method comparison. Soil Biology and Biochemistry. 125, 10-26 (2018).
  19. Poeplau, C., et al. Reproducibility of a soil organic carbon fractionation method to derive RothC carbon pools. European Journal of Soil Science. 64 (6), 735-746 (2013).
  20. Grunwald, D., et al. Influence of elevated soil temperature and biochar application on organic matter associated with aggregate-size and density fractions in an arable soil. Agriculture, Ecosystems & Environment. 241 (Supplement C), 79-87 (2017).
  21. Golchin, A., Oades, J., Skjemstad, J., Clarke, P. Study of free and occluded particulate organic matter in soils by solid state 13C Cp/MAS NMR spectroscopy and scanning electron microscopy). Australian Journal of Soil Research. 32 (2), 285(1994).
  22. Lützow, M. v, et al. SOM fractionation methods: Relevance to functional pools and to stabilization mechanisms. Soil Biology and Biochemistry. 39 (9), 2183-2207 (2007).
  23. Christensen, B. T. Physical fractionation of soil and structural and functional complexity in organic matter turnover. European Journal of Soil Science. 52 (3), 345-353 (2001).
  24. Sollins, P., et al. Sequential density fractionation across soils of contrasting mineralogy: evidence for both microbial- and mineral-controlled soil organic matter stabilization. Biogeochemistry. 96 (1-3), 209-231 (2009).
  25. Rühlmann, J., Körschens, M., Graefe, J. A new approach to calculate the particle density of soils considering properties of the soil organic matter and the mineral matrix. Geoderma. 130 (3-4), 272-283 (2006).
  26. Wada, S. I., Wada, K. Density and structure of allophane. Clay Minerals. 12, 289-298 (1977).
  27. Wilson, M. J. Sheet Silicates: Clay Minerals, 2nd edition. Rock-Forming Minerals. Deer, W. A., Howie, R. A., Zussman, J. 3C, The Geological Society of London. (2013).
  28. mindat.org. , Hudson Institute of Mineralogy. Available from: https://www.mindat.org/ (2017).
  29. Klein, C., Philpotts, A. Earth Materials: Introduction to Mineralogy and Petrology. , 2nd edition, Cambridge University Press. Cambridge, UK. (2017).
  30. Skopp, J. M. Physical properties of primary particles. Handbook of soil science: properties and processes. Huang, P. M., Li, Y., Sumner, M. E. , 2nd edition, CRC Press. Boca Raton. 1.1-1.10 (2012).
  31. Hiemstra, T., Van Riemsdijk, W. H. A surface structural model for ferrihydrite I: Sites related to primary charge, molar mass, and mass density. Geochimica et Cosmochimica Acta. 73 (15), 4423-4436 (2009).
  32. Strosser, E. Methods for determination of labile soil organic matter: An overview. Journal of Agrobiology. 27 (2), (2010).
  33. Christensen, B. T. Physical fractionation of soil and organic matter in primary particle size and density separates. Advances in Soil Science. , 1-90 (1992).
  34. Greenland, D. J. Interaction between clays and organic compounds in soils. Part I. Mechanisms of interaction between clays and defined organic compounds. Soils Fertility. 28, 415-425 (1965).
  35. Greenland, D. J. Interaction between clays and organic compounds in soils. Part II. Adsorption of soil organic compounds and its effect on soil properties. Soils Fertility. 28, 521-532 (1965).
  36. Allison, F. E., Sherman, M. S., Pinck, L. A. Maintenance of soil organic matter: I. Inorganic soil colloid as a factor in retention of carbon during formation of humus. Soil Science. 68 (6), 463(1949).
  37. Anderson, D. W. The effect of parent material and soil development on nutrient cycling in temperate ecosystems. Biogeochemistry. 5 (1), 71-97 (1988).
  38. Oades, J. M. The retention of organic matter in soils. Biogeochemistry. 5 (1), 35-70 (1988).
  39. Tiessen, H., Stewart, J. W. B., Hunt, H. W. Concepts of soil organic matter transformations in relation to organo-mineral particle size fractions. Plant and Soil. 76 (1-3), 287-295 (1984).
  40. Trumbore, S. E., Zheng, S. Comparison of fractionation methods for soil organic matter 14C analysis. Radiocarbon. 38 (2), 219-229 (1996).
  41. Moni, C., Derrien, D., Hatton, P. -J., Zeller, B., Kleber, M. Density fractions versus size separates: does physical fractionation isolate functional soil compartments? Biogeosciences. 9 (12), 5181-5197 (2012).
  42. Mueller, C. W., et al. Initial differentiation of vertical soil organic matter distribution and composition under juvenile beech (Fagus sylvatica L.) trees. Plant and soil. 323 (1-2), 111-123 (2009).
  43. Schweizer, S. A., Hoeschen, C., Schlüter, S., Kögel-Knabner, I., Mueller, C. W. Rapid soil formation after glacial retreat shaped by spatial patterns of organic matter accrual in microaggregates. Global Change Biology. 24 (4), 1637-1650 (2018).
  44. Kalra, Y. P., Maynard, D. G. Methods manual for forest soil and plant analysis. , Information report NOR-X-319, Forestry Canada, Northwest region, Northern Forestry Centre, Edmonton, AB, Canada (1991).
  45. Mueller, C. W., Rethemeyer, J., Kao-Kniffin, J., Löppmann, S., Hinkel, K. M., Bockheim, J. G. Large amounts of labile organic carbon in permafrost soils of northern Alaska. Global Change Biology. 21, 2804-2817 (2015).
  46. Höfle, S., Rethemeyer, J., Mueller, C., John, S. Organic matter composition and stabilization in a polygonal tundra soil of the Lena Delta. Biogeosciences. 10, (2013).
  47. North, P. F. Towards an absolute measurement of soil structural stability using ultrasound. Journal of Soil Science. 27 (4), 451-459 (1976).
  48. Grand, S., Lavkulich, L. M. Depth distribution and predictors of soil organic carbon in Podzols of a forested watershed in Southwestern Canada. Soil Science. 176, 164-174 (2011).
  49. Laird, D. A., Dowdy, R. H. Preconcentration techniques in soil mineralogical analyses. Quantitative Methods in Soil Mineralogy. Amonette, J. E., Zelazny, L. W. , SSSA miscellaneous publications. Madison, WI, USA. (1994).
  50. Six, J. Recycling of sodium polytungstate used in soil organic matter studies. Soil Biology and Biochemistry. 31 (8), 1193-1196 (1999).
  51. dos Anjos, L. H. C., Franzmeier, D. P., Schulze, D. G. Formation of soils with plinthite on a toposequence in Maranhaño State, Brazil. Geoderma. 64 (3), 257-279 (1995).
  52. Soil Survey Staff. Keys to Soil Taxonomy | NRCS Soils. , USDA-Natural Resources Conservation Service. Washington, DC. Available from: https://www.nrcs.usda.gov/wps/portal/nrcs/detail/soils/survey/class/taxonomy/?cid=nrcs142p2_053580 (2014).
  53. Baldock, J. A., et al. Aspects of the chemical structure of soil organic materials as revealed by solid-state 13C NMR spectroscopy. Biogeochemistry. 16, 1-42 (1992).
  54. Vos, C., Jaconi, A., Jacobs, A., Don, A. Hot regions of labile and stable soil organic carbon in Germany - Spatial variability and driving factors. SOIL. 4, 153-167 (2018).
  55. Magid, J., Gorissen, A., Giller, K. E. In search of the elusive "active" fraction of soil organic matter: three size-density fractionation methods for tracing the fate of homogeneously 14C-labelled plant materials. Soil Biology and Biochemistry. 28 (1), 89-99 (1996).
  56. Albrecht, R., Sebag, D., Verrecchia, E. Organic matter decomposition: bridging the gap between Rock-Eval pyrolysis and chemical characterization (CPMAS 13C NMR). Biogeochemistry. 122 (1), 101-111 (2015).
  57. Disnar, J. R., Guillet, B., Keravis, D., Di-Giovanni, C., Sebag, D. Soil organic matter (SOM) characterization by Rock-Eval pyrolysis: scope and limitations. Organic Geochemistry. 34 (3), 327-343 (2003).
  58. Sebag, D., Disnar, J. R., Guillet, B., Di Giovanni, C., Verrecchia, E. P., Durand, A. Monitoring organic matter dynamics in soil profiles by ‘Rock-Eval pyrolysis’: bulk characterization and quantification of degradation. European Journal of Soil Science. 57 (3), 344-355 (2006).
  59. Shang, C., Zelazny, L. W., Ulery, A. L., Richard Drees, L. Selective dissolution techniques for mineral analysis of soils and sediments. Methods of Soil Analysis, part 5. Mineralogical Methods. Ulery, A. L., Drees, L. R. , SSSA Book Series no 5. Madison, WI, USA. (2008).
  60. Harris, W., Norman White, G., Ulery, A. L., Richard Drees, L. X-ray diffraction techniques for soil mineral identification. Methods of Soil Analysis, part 5. Mineralogical Methods. Ulery, A. L., Drees, L. R. , SSSA Book Series no 5. Madison, WI, USA. (2008).
  61. Jones, E., Singh, B. Organo-mineral interactions in contrasting soils under natural vegetation. Frontiers in Environmental Science. 2, 2(2014).
  62. Amelung, W., Zech, W. Minimisation of organic matter disruption during particle-size fractionation of grassland epipedons. Geoderma. 92 (1), 73-85 (1999).
  63. Schmidt, M. W. I., Rumpel, C., Kögel-Knabner, I. Particle size fractionation of soil containing coal and combusted particles. European Journal of Soil Science. 50 (3), 515-522 (1999).
  64. Kaiser, M., Berhe, A. A. How does sonication affect the mineral and organic constituents of soil aggregates?—A review. Journal of Plant Nutrition and Soil Science. 177 (4), 479-495 (2014).
  65. Asano, M., Wagai, R. Evidence of aggregate hierarchy at micro- to submicron scales in an allophanic Andisol. Geoderma. 216, 62-74 (2014).
  66. Heckman, K., et al. Sorptive fractionation of organic matter and formation of organo-hydroxy-aluminum complexes during litter biodegradation in the presence of gibbsite. Geochimica et Cosmochimica Acta. , 667-683 (2013).
  67. Schrumpf, M., Kaiser, K., Guggenberger, G., Persson, T., Kögel-Knabner, I., Schulze, E. -D. Storage and stability of organic carbon in soils as related to depth, occlusion within aggregates, and attachment to minerals. Biogeosciences. 10, 1675-1691 (2013).
  68. Rumpel, C., Eusterhues, K., Kögel-Knabner, I. Location and chemical composition of stabilized organic carbon in topsoil and subsoil horizons of two acid forest soils. Soil Biology and Biochemistry. 36, 177-190 (2004).
  69. Höfle, S., Rethemeyer, J., Mueller, C., John, S. Organic matter composition and stabilization in a polygonal tundra soil of the Lena Delta. Biogeosciences. 10, (2013).
  70. Chenu, C., Plante, A. F. Clay-sized organo-mineral complexes in a cultivation chronosequence: revisiting the concept of the ‘primary organo-mineral complex. European Journal of Soil Science. 57 (4), 596-607 (2006).
  71. Gregory, M. R., Johnston, K. A. A nontoxic substitute for hazardous heavy liquids—aqueous sodium polytungstate (3Na2WO4.9WO3.H2O) solution (Note). New Zealand Journal of Geology and Geophysics. 30 (3), 317-320 (1987).
  72. Munsterman, D., Kerstholt, S. Sodium polytungstate, a new non-toxic alternative to bromoform in heavy liquid separation. Review of Palaeobotany and Palynology. 91 (1), 417-422 (1996).
  73. Spielvogel, S., Prietzel, J., Kögel-Knabner, I. Changes of lignin phenols and neutral sugars in different soil types of a high-elevation forest ecosystem 25 years after forest dieback. Soil Biology and Biochemistry. 39 (2), 655-668 (2007).
  74. Kaiser, M., Wirth, S., Ellerbrock, R. H., Sommer, M. Microbial respiration activities related to sequentially separated, particulate and water-soluble organic matter fractions from arable and forest topsoils. Soil biology and Biochemistry. 42 (3), 418-428 (2010).
  75. Sollins, P., et al. Organic C and N stabilization in a forest soil: Evidence from sequential density fractionation. Soil Biology and Biochemistry. 38 (11), 3313-3324 (2006).
  76. Wander, M. Soil organic matter fractions and their relevance to soil function. Soil Organic Matter in Sustainable Agriculture. Magdoff, F., Weil, R. , CRC Press. Boca Raton. (2004).
  77. Gee, G. W., Or, D. 2.4 Particle-size analysis. Methods of Soil Analysis: Part 4 Physical Methods. Dane, J. H., Topp, C. G. , SSSA Book Series no 5. Madison, WI, USA. (2002).
  78. Sheldrick, B. H., Wang, C. Particle size distribution. Soil Sampling and Methods of Analysis. Carter, M. R., Gregorich, E. G. , second edition, CRC press. Boca Raton, FL, USA. (1993).

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Połączone frakcjonowanie gęstościowe i wielkościoweseparacja cząstek glebyseparacja gęstościowaetapy sedymentacjiwolna frakcja lekkazamknięta frakcja lekkaizolacja frakcji ciężkiejskład mineralogicznyorganiczny węgiel glebowy
Połączone frakcjonowanie wielkości i gęstości gleb do badań interakcji organiczno-mineralnych
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.