Artykuł metodologiczny

Model różnicowania in vitro ludzkich komórek B normalnej pamięci do długowiecznych komórek plazmatycznych

DOI:

10.3791/58929

⸱

20 stycznia 2019

 ,  ,  ,  , 
1IGH, CNRS, Univ Montpellier, 2Laboratory for Monitoring Innovative Therapies, Department of Biological Hematology, CHU Montpellier, 3UFR de Médecine, Univ Montpellier

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Korzystając z wieloetapowych systemów hodowli, raportujemy in vitro model różnicowania komórek B do komórek plazmatycznych.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Komórki plazmatyczne (PC) wydzielają duże ilości przeciwciał i rozwijają się z komórek B, które zostały aktywowane. PC są rzadkimi komórkami znajdującymi się w szpiku kostnym lub błonie śluzowej i zapewniają odporność humoralną. Ze względu na ich niską częstotliwość i lokalizację, badanie komputerów PC jest trudne u ludzi. Przedstawiliśmy model różnicowania B do PC in vitro przy użyciu wybranych kombinacji cytokin i cząsteczek aktywacyjnych, które pozwalają odtworzyć sekwencyjne różnicowanie komórek zachodzące in vivo. W tym modelu in vitro limfocyty B pamięci (MBC) będą różnicować się w preplazmablasty (prePB), plazmablasty (PB), wczesne PC i wreszcie w długożyciowe PC, z fenotypem zbliżonym do ich odpowiedników u zdrowych osób. Zbudowaliśmy również ogólnodostępne narzędzia bioinformatyczne do analizy najważniejszych informacji z danych GEP związanych z różnicowaniem PC. Zasoby te można wykorzystać do badania różnicowania ludzkiego B do PC, a w obecnym badaniu badaliśmy regulację ekspresji genów czynników epigenetycznych podczas różnicowania człowieka B do PC.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Różnicowanie komórek B do komórek plazmatycznych (PC) jest niezbędne dla odporności humoralnej i ochrony gospodarza przed infekcjami1. Różnicowanie B do PC wiąże się z poważnymi zmianami w zdolności transkrypcyjnej i metabolizmie w celu dostosowania się do wydzielania przeciwciał. Czynniki transkrypcyjne, które kontrolują różnicowanie B do PC, zostały szeroko zbadane i ujawniły ekskluzywne sieci, w tym czynniki transkrypcyjne specyficzne dla B i PC (TF)2. W komórkach B TF PAX5, BCL6 i BACH2 są strażnikami tożsamości komórek B2,3. Indukcja IRF4, PRDM1 kodujących BLIMP1 i XBP1 PC TF wygaśnie geny komórek B i wywoła skoordynowany program transkrypcyjny komórek wydzielających przeciwciała3,4,5. Te skoordynowane zmiany transkrypcyjne są związane z aktywacją transkrypcji genów Ig wraz z przejściem z formy związanej z błoną na wydzielaną formę łańcucha ciężkiego immunoglobuliny2,3,4. Różnicowanie B do PC jest związane z indukcją genów zaangażowanych w retikulum endoplazmatyczne i funkcje aparatu Golgiego wraz z aktywacją odpowiedzi na niesfałdowane białko (UPR), o której wiadomo, że odgrywa kluczową rolę w PC poprzez adaptację syntezy wydzielanych immunoglobulin6,7. TF XBP1 odgrywa główną rolę w tej adaptacji komórkowej8,9,10.

B komórki i komputery są kluczowymi graczami odporności humoralnej. Zrozumienie procesów biologicznych, które kontrolują produkcję i przeżycie normalnych komórek plazmatycznych, ma kluczowe znaczenie w interwencjach terapeutycznych, które muszą zapewnić skuteczną odpowiedź immunologiczną i zapobiec autoimmunizacji lub niedoborowi odporności. PC to rzadkie komórki, których wczesne etapy różnicowania zachodzą w lokalizacjach anatomicznych, które utrudniają pełną charakterystykę biologiczną, szczególnie u człowieka. Korzystając z wieloetapowych systemów hodowli, opisaliśmy model różnicowania in vitro B do PC. Model ten odtwarza sekwencyjne różnicowanie i dojrzewanie komórek zachodzące w różnych narządach in vivo11,12,13. W pierwszym etapie komórki B pamięci są najpierw aktywowane przez cztery dni przez ligand CD40, oligodeoksynukleotydy i kombinację cytokin i różnicują się w preplazmablasty (PrePB). W drugim etapie preplazmablasty są indukowane do różnicowania się w plazmablasty (PB) poprzez usunięcie stymulacji CD40L i oligodeoksynukleotydów oraz zmianę kombinacji cytokin. W trzecim etapie plazmblasty są indukowane do różnicowania się we wczesne PC poprzez zmianę kombinacji cytokin11,12. Wprowadzono czwarty krok, aby uzyskać w pełni dojrzałe PC poprzez hodowlę tych wczesnych PC za pomocą komórek zrębu szpiku kostnego kondycjonowanych pożywką lub wybranymi czynnikami wzrostu13. Te dojrzałe bakterie mogą przetrwać kilka miesięcy in vitro i wydzielać duże ilości immunoglobuliny (Ryc. 1). Co ciekawe, nasz model in vitro podsumowuje skoordynowane zmiany transkrypcyjne i fenotyp różnych etapów od B do PC, które można wykryć in vivo11,12,13,14,15. PC są rzadkimi komórkami, a nasz model różnicowania in vitro pozwala na badanie różnicowania ludzi B i PC.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół jest zgodny z wytycznymi, zgodnie z Deklaracją Helsińską i zgodą Centrum Zasobów Biologicznych Szpitala Uniwersyteckiego w Montpellier.

1. Model normalnego różnicowania komórek plazmatycznych in vitro

UWAGA: Komputery są generowane przez czteroetapową kulturę11,12,13.

  1. Amplifikacja i różnicowanie limfocytów B
    1. Użyj komórek krwi obwodowej od zdrowych ochotników do oczyszczenia komórek B pamięci.
    2. Rozcieńczyć 7,5 ml krwi w 24,5 ml pożywki RPMI 1640.
    3. Dodaj 12,5 ml gradientu gęstości w temperaturze pokojowej (np. Ficoll) do sterylnej stożkowej probówki o pojemności 50 ml. Delikatnie nałożyć gradient gęstości na 32 ml rozcieńczonej krwi. Zminimalizuj mieszanie dwóch faz.
    4. Wirować przez 20 minut przy 500 x g przy wyłączonym hamulcu. Zebrać PBMC z rozcieńczonego interfejsu osocza/gradientu gęstości i umieścić komórki w sterylnej probówce o pojemności 50 ml i uzupełnić do 45 ml zrównoważonym roztworem soli Hanka.
    5. Odwirowywać komórki przez 5 minut przy 500 x g. Ostrożnie usunąć supernatant i zachować osad.
    6. Dodać 45 ml RPMI1640/10% płodowej surowicy cielęcej (FCS) i odwirować 5 minut przy 500 x g. Ostrożnie usunąć supernatant i zachować osad. Dodać 30 ml PBS/2% FCS.
    7. Usuń komórki CD2 + za pomocą kulek magnetycznych anty-CD2. Dodaj 4 koraliki do jednej komórki docelowej. Inkubować przez 30 minut w temperaturze 4 °C.
      1. Oddziel komórki związane koralikami od komórek niezwiązanych za pomocą magnesu do separacji komórek. Zebrać niezwiązane komórki i inkubować osad komórkowy z przeciwciałami anty CD19 APC i anty CD27 PE przez 15 minut w temperaturze 4 °C (2 μl przeciwciała na10-6 komórek).
      2. Umyć dwukrotnie w PBS/10% koziej surowicy.
      3. Usuń zdarzenia zanieczyszczające zarówno na powierzchniach FSC, jak i SSC. Wykreśl pojedyncze elementy na poletkach FSC-A vs FSC-H i SSC-A vs SSC-H, aby usunąć szczątki i wybrać całkowitą populację leukocytów. Wybierz komórki B pamięci na CD19/CD27 i CD19+CD27+.
      4. Oczyść MBC za pomocą sortera komórek o czystości 95%.
    8. Wykonaj wszystkie etapy hodowli przy użyciu IMDM i 10% FCS, uzupełnionych 50 mg/ml ludzkiej transferyny i 5 mg/ml ludzkiej insuliny.
    9. Oczyszczone MBC na płytkach z sześciodołkowymi płytkami hodowlanymi (1,5 x 105 MBCs/ml w 5 ml / dołku) przez 4 dni z IL-2 (20 U/ml), IL-10 (50 ng / ml) i IL-15 (10 ng / ml).
      1. Dodaj fosforonian CpG ODN 2006, rekombinowany rozpuszczalny w człowieku CD40L znakowany histydyną (sCD40L; 50 ng / ml) i mAb anty-polihistydyny (5 mg / ml) w celu aktywacji MBC (Rysunek 1). Aktywacja przez sCD40L lub ODN tylko tym samym koktajlem cytokin daje niższą amplifikację12. Opisana tutaj kombinacja sygnałów aktywacji doprowadziła do maksymalnej liczby aktywowanych limfocytów B i PrePBs11,12 (Rysunek 1).
      2. W celu profilowania ekspresji genów należy oczyścić CD38-/CD20- PrePB w 4. dniu za pomocą sortera komórek (Ryc. 2).
  2. Wytwarzanie komórek plazmablastycznych
    1. W 4 dniu policz komórki.
    2. Komórki płytki w 12-dołkowych płytkach hodowlanych w proporcjach 2,5 x 105/ml w 2 ml/dołku.
    3. Indukuj różnicowanie poprzez usunięcie oligonukleotydów CpG i sCD40L oraz dodanie nowej pożywki hodowlanej z nowym koktajlem cytokin, w tym IL-2 (20 U/mL), IL-6 (50 ng/mL), IL-10 (50 ng/mL) i IL-15 (10 ng/mL) (Rysunek 1). Hodowla komórek przez 3 dni (od dnia 4 do dnia 7) w temperaturze 37 °C.
    4. W celu profilowania ekspresji genów należy oczyścić PB CD38 + / CD20-PB w 7 dniu za pomocą sortera komórek (Rysunek 2).
  3. Wczesne wytwarzanie komórek plazmatycznych
    1. W 7 dniu policz komórki.
    2. Komórki płytki w 12-dołkowych płytkach hodowlanych w formacie 5 x 105/ml w 2 ml/dołku.
    3. Różnicować PB we wczesnych komputerach PC przy użyciu świeżej pożywki hodowlanej z IL-6 (50 ng/ml), IL-15 (10 ng/ml) i IFN-α (500 U/ml) przez 3 dni w temperaturze 37 °C. W celu profilowania ekspresji genów oczyść wczesne PC CD20-/CD38+/CD138+ w dniu 10 za pomocą sortera komórek (Rysunek 2).
  4. Długowieczne wytwarzanie komórek plazmatycznych
    1. Zróżnicuj wczesne BG na długowieczne BG poprzez zmianę warunków hodowli.
    2. Hodować komórki na 12-dołkowych płytkach hodowlanych w temperaturze 5 x 105/ml w 2 ml/baseniku lub na 24-dołkowych płytkach hodowlanych w 1 ml/baseniku w temperaturze 37 °C, używając IL-6 i pożywki kondycjonowanej komórkami zrębu i APRIL (200 ng/ml).
    3. Uzyskać pożywkę kondycjonowaną komórkami zrębu przez hodowlę komórek zrębu przez 5 dni za pomocą pożywki hodowlanej. Przefiltrować supernatant do hodowli komórek zrębu (0,2 μm) i zamrozić.
    4. Dodaj 50% pożywek kondycjonowanych komórkami zrębu do kultur PC z odnawianiem co tydzień. Wygenerowane długotrwałe komputery mogą być utrzymywane przez miesiące13. Długoterminowe przeżycie PC można było uzyskać tylko z IL-6 i APRIL, jak podano13.
    5. Zmierz wydzielanie Ig z komputerów posortowanych metodą cytometrii przepływowej.
    6. Hodowla PC w 10-6 komórkach/ml przez 24 godziny i zbiór supernatantu kultury. Zmierz IgG i IgA za pomocą zestawów do testów immunoenzymatycznych (ELISA) dla ludzi11,12,13. Mediana wydzielania IgG wahała się od 10 pg/komórkę/dzień w 10. dniu do 17 pg/komórkę/dzień w dniu 6013.

2. Atlas molekularny różnicowania B do PC

UWAGA: Zbudowaliśmy wygodne i otwarte narzędzia bioinformatyczne do wyodrębniania i wizualizacji najważniejszych informacji z danych GEP Affymetrix związanych z różnicowaniem komputerów PC (GenomicScape)15. GEP są publicznie dostępne w bazie danych ArrayExpress (http://www.ebi.ac.uk/arrayexpress/), w tym oczyszczonych MBC, PrePBs, PB i EPC: E-MTAB-1771, E-MEXP-2360 i E-MEXP-3034 oraz BMPC E-MEXP-236014,15. Genomicscape jest ogólnodostępnym narzędziem internetowym.

  1. Wybór zestawu danych B do PC
    1. Wybierz zestaw danych B do komputera w menu Przeglądaj dane w otwartym narzędziu bioinformatycznym (http://www.genomicscape.com) GenomicScape o nazwie Ludzkie komórki B do komórek plazmatycznych. Wizualizacja profilu ekspresji genów unikalnego genu lub listy genów jest dostępna za pomocą narzędzia Raport ekspresji-koekspresji w Narzędziach Analitycznych dostępnych na stronie głównej.
  2. Analiza nadzorowana i analiza głównych składowych (PCA)
    1. Wybierz Narzędzia analizy | webSAM, aby załadować narzędzie SAM.
    2. Wybierz zestaw danych Ludzkie komórki B do komórek plazmatycznych i wybierz grupy próbek do porównania.
    3. Użyj różnych dostępnych filtrów, aby zastosować interesujące Cię opcje filtrowania.
    4. Aby porównać profile ekspresji genów za pomocą narzędzia SAM, zmodyfikuj opcje filtrowania, w tym zmianę krotności, liczbę permutacji, współczynnik fałszywych odkryć i typ porównania. GenomicScape przeprowadzi analizę i dostarczy geny o zróżnicowanej ekspresji między wybranymi grupami.
    5. Uruchom analizę składowych głównych, wybierając opcję Analiza składowych głównych w menu Narzędzia analizy.
    6. Wybierz zestaw danych Ludzkie komórki B do komórek plazmatycznych i wybierz grupy zainteresowania.
    7. Wklej listę interesujących Cię genów lub wybierz geny zgodnie z wariancją. Aby wkleić listę genów, wybierz Aby przeanalizować listę genów/ncRNA, kliknij tutaj.... Genomicscape obliczy PCA, które będzie można zwizualizować i pobrać.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ogólna procedura normalnego różnicowania PC in vitro jest przedstawiona w Rysunek 1. Korzystając z przedstawionego tutaj protokołu, mogliśmy wygenerować odpowiednią ilość komórek, której nie można było uzyskać za pomocą próbek ludzkich ex vivo. Chociaż rola złożonej sieci czynników transkrypcyjnych zaangażowanych w różnicowanie PC została zbadana, mechanizmy regulujące kluczowe sieci transkrypcyjne różnicowania PC pozostają słabo poznane. Różnicowanie komórko...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

U człowieka PC są rzadkimi komórkami, których etapy różnicowania zachodzą w miejscach anatomicznych, które utrudniają pełną charakterystykę biologiczną. Opracowaliśmy model różnicowania in vitro B do PC przy użyciu wieloetapowych systemów hodowli, w których następnie stosuje się różne kombinacje cząsteczek aktywacyjnych i cytokin w celu odtworzenia sekwencyjnego różnicowania komórek zachodzącego w różnych narządach/tkankach in vivo 11,12,13.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez granty z francuskiego Instytutu INCA (Institut National du Cancer) (PLBIO15-256), ANR (Tie-Skip) i ITMO Cancer (MM&TT).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Koraliki magnetyczne anty-CD2Invitrogen11159D
Anti-CD138-APCBeckman-Coulter B49219
Anty-CD19-APCBD555415
Anty-CD20-PBBeckman-Coulter B49208
Anty-CD27-PEBD555441
Anty-CD38-PEBeckman-Coulter A07779
Lek przeciwhistydynowyR& D SystemsMAB050
CpG ODN(PT)SigmaT*C*G*T*C*G*T*T*C*
G*T*T*T*T*T*G*T*T*T*T*T
transfer człowiekaSigma-AldrichT3309
IFN-αMerckIntron A
IMDMGibco31980-022
Recombinan Human CD40L-hiR& D Systems2706-CL
Rekombinowany człowiek KWIECIEŃR& D Systems5860-AP-010
Rekombinowany człowiek IL-10R& D Systems217-IL-Rekombinowane
ludzkie białko IL-15Peprotech200-15-10ug
Rekombinowane ludzkie białko IL-2R& D Systems202-IL-Rekombinowany
ludzki IL-6Peprotech200-06

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Shapiro-Shelef, M., Calame, K. Regulation of plasma-cell development. Nature Reviews Immunology. 5 (3), 230-242 (2005).
  2. Nutt, S. L., Hodgkin, P. D., Tarlinton, D. M., Corcoran, L. M. The generation of antibody-secreting plasma cells. Nature Reviews Immunology. 15 (3), 160-171 (2015).
  3. Shaffer, A. L., et al. Blimp-1 orchestrates plasma cell differentiation by extinguishing the mature B cell gene expression program. Immunity. 17 (1), 51-62 (2002).
  4. Minnich, M., et al. Multifunctional role of the transcription factor Blimp-1 in coordinating plasma cell differentiation. Nature Immunology. 17 (3), 331-343 (2016).
  5. Klein, U., et al. Transcription factor IRF4 controls plasma cell differentiation and class-switch recombination. Nature Immunology. 7 (7), 773-782 (2006).
  6. Gass, J. N., Gunn, K. E., Sriburi, R., Brewer, J. W. Stressed-out B cells? Plasma-cell differentiation and the unfolded protein response. Trends in Immunology. 25 (1), 17-24 (2004).
  7. Goldfinger, M., Shmuel, M., Benhamron, S., Tirosh, B. Protein synthesis in plasma cells is regulated by crosstalk between endoplasmic reticulum stress and mTOR signaling. European Journal of Immunology. 41 (2), 491-502 (2011).
  8. Yoshida, H., Matsui, T., Yamamoto, A., Okada, T., Mori, K. XBP1 mRNA is induced by ATF6 and spliced by IRE1 in response to ER stress to produce a highly active transcription factor. Cell. 107 (7), 881-891 (2001).
  9. Shaffer, A. L., et al. XBP1, downstream of Blimp-1, expands the secretory apparatus and other organelles, and increases protein synthesis in plasma cell differentiation. Immunity. 21 (1), 81-93 (2004).
  10. Reimold, A. M., et al. Plasma cell differentiation requires the transcription factor XBP-1. Nature. 412 (6844), 300-307 (2001).
  11. Jourdan, M., et al. Characterization of a transitional preplasmablast population in the process of human B cell to plasma cell differentiation. Journal of Immunology. 187 (8), 3931-3941 (2011).
  12. Jourdan, M., et al. An in vitro model of differentiation of memory B cells into plasmablasts and plasma cells including detailed phenotypic and molecular characterization. Blood. 114 (25), 5173-5181 (2009).
  13. Jourdan, M., et al. IL-6 supports the generation of human long-lived plasma cells in combination with either APRIL or stromal cell-soluble factors. Leukemia. , (2014).
  14. Kassambara, A., et al. Global miRNA expression analysis identifies novel key regulators of plasma cell differentiation and malignant plasma cell. Nucleic Acids Research. 45 (10), 5639-5652 (2017).
  15. Kassambara, A., et al. GenomicScape: an easy-to-use web tool for gene expression data analysis. Application to investigate the molecular events in the differentiation of B cells into plasma cells. PLOS Computational Biology. 11 (1), 1004077(2015).
  16. Miremadi, A., Oestergaard, M. Z., Pharoah, P. D., Caldas, C. Cancer genetics of epigenetic genes. Human Molecular Genetics. 16, Spec No 1 28-49 (2007).
  17. Pei, H., et al. The histone methyltransferase MMSET regulates class switch recombination. Journal of Immunology. 190 (2), 756-763 (2013).
  18. Le Gallou, S., et al. IL-2 requirement for human plasma cell generation: coupling differentiation and proliferation by enhancing MAPK-ERK signaling. Journal of Immunology. 189 (1), 161-173 (2012).
  19. Cocco, M., et al. In vitro generation of long-lived human plasma cells. Journal of Immunology. 189 (12), 5773-5785 (2012).
  20. Leung-Hagesteijn, C., et al. Xbp1s-negative tumor B cells and pre-plasmablasts mediate therapeutic proteasome inhibitor resistance in multiple myeloma. Cancer Cell. 24 (3), 289-304 (2013).
  21. Orlowski, R. Z. Why proteasome inhibitors cannot ERADicate multiple myeloma. Cancer Cell. 24 (3), 275-277 (2013).
  22. Ding, B. B., Bi, E., Chen, H., Yu, J. J., Ye, B. H. IL-21 and CD40L synergistically promote plasma cell differentiation through upregulation of Blimp-1 in human B cells. Journal of Immunology. 190 (4), 1827-1836 (2013).
  23. Tsai, C. M., et al. Galectin-1 promotes immunoglobulin production during plasma cell differentiation. Journal of Immunology. 181 (7), 4570-4579 (2008).
  24. Tsai, C. M., et al. Galectin-1 and galectin-8 have redundant roles in promoting plasma cell formation. Journal of Immunology. 187 (4), 1643-1652 (2011).
  25. Anginot, A., Espeli, M., Chasson, L., Mancini, S. J., Schiff, C. Galectin 1 modulates plasma cell homeostasis and regulates the humoral immune response. Journal of Immunology. 190 (11), 5526-5533 (2013).
  26. Belnoue, E., et al. Homing and adhesion patterns determine the cellular composition of the bone marrow plasma cell niche. Journal of Immunology. 188 (3), 1283-1291 (2012).
  27. Belnoue, E., et al. APRIL is critical for plasmablast survival in the bone marrow and poorly expressed by early-life bone marrow stromal cells. Blood. 111 (5), 2755-2764 (2008).
  28. Huard, B., et al. APRIL secreted by neutrophils binds to heparan sulfate proteoglycans to create plasma cell niches in human mucosa. Journal of Clinical Investigation. 118 (8), 2887-2895 (2008).
  29. Ame-Thomas, P., et al. Human mesenchymal stem cells isolated from bone marrow and lymphoid organs support tumor B-cell growth: role of stromal cells in follicular lymphoma pathogenesis. Blood. 109 (2), 693-702 (2007).
  30. Ramachandrareddy, H., et al. BCL6 promoter interacts with far upstream sequences with greatly enhanced activating histone modifications in germinal center B cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (26), 11930-11935 (2010).
  31. Li, G., Zan, H., Xu, Z., Casali, P. Epigenetics of the antibody response. Trends in Immunology. 34 (9), 460-470 (2013).
  32. Miles, R. R., Crockett, D. K., Lim, M. S., Elenitoba-Johnson, K. S. Analysis of BCL6-interacting proteins by tandem mass spectrometry. Molecular & Cellular Proteomics. 4 (12), 1898-1909 (2005).
  33. McManus, S., et al. The transcription factor Pax5 regulates its target genes by recruiting chromatin-modifying proteins in committed B cells. The EMBO Journal. 30 (12), 2388-2404 (2011).
  34. Ahmadnejad, M., et al. Elevated expression of DNMT1 is associated with increased expansion and proliferation of hematopoietic stem cells co-cultured with human MSCs. Blood Research. 52 (1), 25-30 (2017).
  35. Beguelin, W., et al. EZH2 is required for germinal center formation and somatic EZH2 mutations promote lymphoid transformation. Cancer Cell. 23 (5), 677-692 (2013).
  36. Herviou, L., Cavalli, G., Cartron, G., Klein, B., Moreaux, J. EZH2 in normal hematopoiesis and hematological malignancies. Oncotarget. 7 (3), 2284-2296 (2016).
  37. Beguelin, W., et al. EZH2 enables germinal centre formation through epigenetic silencing of CDKN1A and an Rb-E2F1 feedback loop. Nature Communications. 8 (1), 877(2017).
  38. Herviou, L., et al. PRC2 targeting is a therapeutic strategy for EZ score defined high-risk multiple myeloma patients and overcome resistance to IMiDs. Clinical Epigenetics. 10 (1), 121(2018).
  39. Asangani, I. A., et al. Characterization of the EZH2-MMSET histone methyltransferase regulatory axis in cancer. Molecular Cell. 49 (1), 80-93 (2013).
  40. Pei, H., et al. MMSET regulates histone H4K20 methylation and 53BP1 accumulation at DNA damage sites. Nature. 470 (7332), 124-128 (2011).
  41. Cui, J., et al. EHMT2 inhibitor BIX-01294 induces apoptosis through PMAIP1-USP9X-MCL1 axis in human bladder cancer cells. Cancer Cell International. 15 (1), 4(2015).
  42. Santo, L., et al. Preclinical activity, pharmacodynamic, and pharmacokinetic properties of a selective HDAC6 inhibitor, ACY-1215, in combination with bortezomib in multiple myeloma. Blood. 119 (11), 2579-2589 (2012).
  43. Amengual, J. E., et al. Dual Targeting of Protein Degradation Pathways with the Selective HDAC6 Inhibitor ACY-1215 and Bortezomib Is Synergistic in Lymphoma. Clinical Cancer Research. 21 (20), 4663-4675 (2015).
  44. Schoenhals, M., et al. Forced KLF4 expression increases the generation of mature plasma cells and uncovers a network linked with plasma cell stage. Cell Cycle. 15 (14), 1919-1928 (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

R nicowanie kom rek plazmatycznychoczyszczanie kom rekcytometria przep ywowakoktajl cytokinprofilowanie ekspresji gen wczynniki epigenetycznemedium kondycjonowane kom rkami stromalnymisekrecja immunoglobulin

Powiązane artykuły