Artykuł metodologiczny

Przewlekła implantacja całej korowej matrycy elektrokortykograficznej u marmozety zwyczajnej

DOI:

10.3791/58980

⸱

1 lutego 2019

 ,  ,  , 
1Laboratory for Molecular Analysis of Higher Brain Function, RIKEN Center for Brain Science, 2Laboratory for Marmoset Neural Architecture, RIKEN Center for Brain Science, 3Department of Physiology, Keio University School of Medicine, 4Department of Ultrastructural Research, National Center of Neurology and Psychiatry

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opracowaliśmy całokorową matrycę elektrokortykograficzną dla marmozety pospolitej, która nieprzerwanie pokrywa prawie całą boczną powierzchnię kory, od bieguna potylicznego do bieguna skroniowego i czołowego. Protokół ten opisuje przewlekłą procedurę implantacji matrycy w przestrzeni zewnątrzoponowej mózgu marmozety.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Elektrokortykografia (ECoG) pozwala na monitorowanie potencjałów pola elektrycznego z kory mózgowej z wysoką rozdzielczością czasoprzestrzenną. Niedawne prace nad cienkimi, elastycznymi elektrodami ECoG umożliwiły prowadzenie stabilnych zapisów aktywności kory mózgowej na dużą skalę. Opracowaliśmy całokorową matrycę ECoG dla marmozety zwyczajnej. Matryca w sposób ciągły obejmuje prawie całą boczną powierzchnię półkuli korowej, od bieguna potylicznego do bieguna skroniowego i czołowego, i rejestruje aktywność neuronalną całej kory mózgowej w jednym ujęciu. Protokół ten opisuje przewlekłą procedurę implantacji matrycy w przestrzeni zewnątrzoponowej mózgu marmozety. Marmozety mają dwie zalety w odniesieniu do zapisów ECoG, jedną z nich jest homologiczna organizacja struktur anatomicznych u ludzi i makaków, w tym kompleksów czołowych, ciemieniowych i skroniowych. Inną zaletą jest to, że mózg marmozety jest lizomózgowy i zawiera dużą liczbę kompleksów, które są trudniej dostępne u makaków z ECoG, które są wystawione na powierzchnię mózgu. Cechy te umożliwiają bezpośredni dostęp do większości obszarów korowych pod powierzchnią mózgu. System ten daje możliwość badania globalnego przetwarzania informacji korowych z wysoką rozdzielczością w porządku submilisekundowym w czasie i milimetrowym w przestrzeni.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Poznanie wymaga koordynacji zespołów neuronalnych w rozległych sieciach mózgowych, szczególnie kory nowej, która jest dobrze rozwinięta u ludzi i uważana za zaangażowaną w wyższe zachowania poznawcze. Jednak sposób, w jaki kora nowa osiąga to zachowanie poznawcze, jest nierozwiązanym problemem w dziedzinie neurobiologii. Niedawny rozwój cienkich, elastycznych elektrod elektrokortykograficznych (ECoG) umożliwia prowadzenie stabilnych zapisów z aktywności korowej na dużą skalę1. Fujii i jego współpracownicy opracowali całokorową macierz ECoG dla makaków2,3. Matryca w sposób ciągły obejmuje prawie całą korę boczną, od bieguna potylicznego do bieguna skroniowego i czołowego, i rejestruje aktywność neuronalną całej kory mózgowej w jednym ujęciu. Dalej rozwijamy ten system do zastosowania w pospolitym marmozecie4,5, małej, nowoświatowej małpie z genetyczną zdolnością manipulacji6,7. To zwierzę ma kilka zalet w porównaniu z innymi gatunkami. Obszary wzrokowe, słuchowe, somatosensoryczne, motoryczne i korowe czołowe tego gatunku zostały wcześniej zmapowane i zgłoszono, że mają podstawową organizację homologiczną do tych samych obszarów u ludzi i makaków8,9,10,11,12,13,14,15,16. Ich mózgi są gładkie, a większość bocznych obszarów kory mózgowej jest wystawiona na powierzchnię kory, która jest trudniej dostępna za pomocą ECoG u makaków. Na podstawie tych cech marmozeta nadaje się do badań elektrokortykograficznych. Co więcej, marmozety wykazują zachowania społeczne i zostały zaproponowane jako kandydat na model ludzkich zachowań społecznych17.

Ten protokół opisuje procedurę implantacji zewnątrzoponowej matrycy ECoG na całej bocznej powierzchni kory u pospolitego marmozety. Daje to możliwość monitorowania aktywności kory mózgowej na dużą skalę w neuronauce kory naczelnych, w tym w domenach czuciowych, motorycznych, poznawczych i społecznych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół został przeprowadzony na 6 pospolitych marmozetach (4 samce, 2 samice; masa ciała = 320-470 g; wiek = 14-53 miesiące). Wszystkie zabiegi zostały przeprowadzone zgodnie z zaleceniami National Institutes of Health Guidelines for the Care and Use of Laboratory Animals. Protokół został zatwierdzony przez Komitet Etyczny RIKEN (nr H28-2-221(3)). Wszystkie zabiegi chirurgiczne wykonywane były w znieczuleniu, dołożono wszelkich starań, aby zminimalizować liczbę wykorzystywanych zwierząt, a także ich dyskomfort.

1. Przygotowanie

  1. Uzyskaj strukturalny obraz rezonansu magnetycznego (MRI) każdego mózgu z osobna. Zostanie to wykorzystane do identyfikacji pozycji elektrod poprzez rejestrację w atlasie mózgu marmozety i tomografii komputerowej (CT).
  2. Przygotowanie tablicy ECoG: przygotuj niestandardową wielokanałową tablicę ECoG (Rysunek 1A). 96-kanałowa matryca ECoG składa się z dwóch arkuszy z 32 i 64 elektrodami. Aby dostosować się do indywidualnych różnic w wielkości mózgu, matryca ECoG ma elastyczne ramię. Ramię może zakrywać biegun skroniowy, w zależności od indywidualnego kształtu mózgu. Umieść elektrody odniesienia skierowane przeciwnie do elektrod ECoG, a elektrody uziemiające skierowane w tym samym kierunku.
    1. Zmontuj matrycę ECoG z obudową złącza (Rysunek 1B) i uszczelnij szczeliny złącza (Rysunek 1C) za pomocą kleju akrylowego, aby zapobiec napływowi płynu podczas operacji. Wysterylizuj matrycę gazowym tlenkiem etylenu.
  3. Przygotuj i wysterylizuj instrumenty.
    nuta: Wszystkie używane instrumenty są wymienione w Tabeli Materiałów.

2. Implantacja macierzy ECoG

UWAGA: Wycofaj spożycie pokarmu i płynów wcześniej niż 4 godziny przed zabiegiem. Wszystkie czynności chirurgiczne należy wykonywać w sposób aseptyczny przy użyciu wysterylizowanych rękawiczek i narzędzi.

  1. Zabiegi przedimplantacyjne
    1. Wywołać znieczulenie w marmozecie przez domięśniowe (i.m.) wstrzyknięcie ketaminy (15 mg/kg) 5 min po wstrzyknięciu domięśniowo atropiny (0,08 mg/kg).
    2. Znieczulenie i znieczulenie należy utrzymywać za pomocą izofluranu (1-3% rozcieńczonego mieszaniną tlenu/podtlenku azotu) w zależności od stanu fizjologicznego zwierzęcia, który powinien być stale monitorowany. Upewnij się, że tętno wynosi 130-180 uderzeń na minutę i stale monitoruj temperaturę ciała i nasycenie krwi tętniczej tlenem (SpO2), aby ocenić stan zwierzęcia.
    3. Ogol czubek głowy zwierzęcia maszynką do strzyżenia i środkiem do usuwania włosów. Całkowicie spłucz krem do depilacji ze skóry mokrą gazą, w przeciwnym razie spowoduje to uszkodzenie skóry.
    4. Podawać antybiotyk (cefowecyna; 16 mg/kg s.c.), przeciwnadciśnieniowy (furosemid; 2,0 mg/kg i.m.) i przeciwkrwotoczny (hydrat sulfonianu sodu karbazochromu; 0,2 mg/kg i.m.).
    5. Umieść zwierzę na stereotaktycznej ramie. W tym czasie nałóż 2% galaretki lidokainowej na nauszniki i maść okulistyczną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu i bólowi pooperacyjnemu.
    6. Zdezynfekuj obszar operacyjny roztworem jodu i przykryj go wysterylizowanymi serwetami. Nałóż 2% galaretki lidokainowej na miejsce nacięcia skóry.
  2. Zabiegi implantacyjne
    1. Naciąć skórę na około 4 cm przez linię środkową skóry głowy za pomocą skalpela. Odłącz mięsień skroniowy od czaszki za pomocą łyżeczki, aż cała powierzchnia operacyjna zostanie odsłonięta. Oczyść tkanki na powierzchni czaszki i całkowicie zatrzymaj krwawienie za pomocą hemostazy uciskowej i, jeśli to konieczne, woskiem kostnym. Owiń brzeg skóry i mięśni zwilżoną gazą. Utrzymuj gazę zwilżoną podczas zabiegu.
    2. Umieść przednią krawędź matrycy na krawędzi przedniego bieguna. Zaznacz zaplanowany obszar kraniotomii, szczeliny i otwory na czaszce sterylnym ołówkiem. Lokalizacja kraniotomii będzie zależała od projektu tablicy (Rysunek 2).
    3. Wywierć kraniotomię wzdłuż znaku 1, jak pokazano na Rysunek 2. Podczas wiercenia kości przedmuchuj powietrze na krawędź tnącą, aby zapewnić chirurgowi dobrą widoczność. Następnie przetnij kość dookoła znaku 2, ponieważ kawałek kości będzie nadal przymocowany do opony twardej pośrodku. Delikatnie podnieś kawałek z jednej krawędzi i oderwij oponę twardą szpatułką. Proces ten musi być przeprowadzany powoli i ostrożnie, w przeciwnym razie łatwo rozerwie oponę twardą.
      1. Usuń końcówki kości z kawałka kości i owiń go zwilżoną gazą, ponieważ ten kawałek zostanie zwrócony po wszczepieniu matrycy.
    4. Wykonaj kraniotomię 3 i 4, jak pokazano na Rysunek 2. Umożliwiają one wprowadzenie elektrod odpowiednio do obszaru oczodołowo-czołowego i potylicznego.
    5. Wywierć szczeliny w znaku 5, jak pokazano na Rysunek 2. Szczeliny te umożliwiają zbadanie matrycy, aby upewnić się, że jest ona prawidłowo włożona.
    6. Opona twarda zostanie teraz odsłonięta. Umyj obszar solą fizjologiczną i zatamuj krwawienie za pomocą hemostazy ciśnieniowej i gąbki żelatynowej, jeśli to konieczne. Krawędź otwartej kraniotomii może wymagać oczyszczenia za pomocą łyżeczki lub rongeura kostnego.
    7. Wykonaj szczeliny (oznaczone 6 w Rysunek 2), w których umieszcza się elektrody odniesienia. Umieść elektrody referencyjne w przestrzeni zewnątrzoponowej w przeciwstawnych obszarach sensomotorycznych i potylicznych. Pozycja powinna być określona zgodnie z konkretnymi potrzebami eksperymentalnymi.
    8. Wywierć otwory na w czterech punktach wokół każdego trzpienia złącza za pomocą 1,0 mm (krzyże w Rysunek 2). Aby zapobiec uszkodzeniu opony twardej, włóż szpatułkę pod czaszkę. Otwory te powinny być prostopadłe do czaszki. Następnie zamontuj PEEK (1,4 x 2,5 mm) jako kotwy, aby przymocować łącznik do czaszki.
    9. Wprowadzić matrycę ECoG do przestrzeni zewnątrzoponowej. Użyj kleszczyków z płaską główką, aby przytrzymać tablicę.
      nuta: Tablicę należy wstawić bez zginania. Jeśli matryca jest wygięta, utwórz odpowiednią przestrzeń, wkładając szpatułkę między czaszkę a oponę twardą. Jeśli zgięcie było spowodowane stosunkowo małym rozmiarem mózgu, odetnij niektóre elektrody.
    10. Zamocuj elektrody odniesienia i uziemienia za pomocą akrylu dentystycznego. Umieść elektrody referencyjne w przestrzeni zewnątrzoponowej, a elektrody uziemiające na powierzchni czaszki. Oba kontakty powinny być skierowane w stronę czaszki.
    11. Odłóż kawałek kości z powrotem i przymocuj łącznik i słupek głowy do czaszki za pomocą akrylu dentystycznego na.
    12. Zszyj skórę nylonem 6-0 na czole i tylnej głowie i przymocuj skórę do boków łącznika za pomocą zapięć skórnych.
  3. Zabiegi poimplantacyjne
    1. Usuń zwierzę z ramki stereotaktycznej. Upewnij się, że zwierzę jest utrzymywane w cieple i zaopatrzone w tlen podczas poniższych kroków.
    2. Bezpośrednio po zabiegu należy wstrzyknąć zwierzęciu meloksykam (0,3 mg/kg domięśniowo) w celu zmniejszenia bólu pooperacyjnego. Podawać przeciwzapalny kortykosteroid (deksametazon; 2,0 mg/kg i.m.) i wlew podskórny (roztwór Ringera z mleczanami; 5,0 ml), w tym famotydynę (0,5 mg/kg) jako środek gastroprotekcyjny.
      UWAGA: Jednoczesne stosowanie NLPZ ze sterydami może powodować skutki uboczne ze strony przewodu pokarmowego.
    3. Po wyzdrowieniu zwierzęcia (potwierdź tętnem i SpO2) usuń monitorowanie parametrów życiowych i przenieś zwierzę na OIOM na 2-3 dni.

3. Leczenie pooperacyjne

UWAGA: Zazwyczaj zwierzęta potrzebują 5 dni, aby całkowicie wyzdrowieć po operacji.

  1. Aby zapobiec obrzękowi mózgu, należy podawać przeciwzapalny kortykosteroid deksametazon (2,0 mg/kg) dwa razy dziennie w pierwszej dobie po zabiegu. Następnie należy zmniejszyć dawkę do 1,5 mg/kg mc. dwa razy na dobę w drugim i trzecim dniu oraz 1 mg/kg mc. dwa razy na dobę w czwartym dniu.
  2. Podawać środki przeciwbólowe (meloksykam; 0,1 mg/kg doustnie; raz dziennie) i przeciwkrwotoczne (hydrat sulfonianu karbazochromu sodu; 0,2 mg/kg domięśniowo; dwa razy dziennie) przez 5 dni po zabiegu.
    nuta: W naszym przypadku 1-2 dni po operacji niektóre marmozety (3 z 6) stały się mniej aktywne i wymiotowały. Mogło to być spowodowane zwiększonym ciśnieniem śródczaszkowym spowodowanym zakrzepem krwi. Kiedy u marmozet wystąpiły te objawy, ponownie otworzyliśmy głowę i usunęliśmy skrzep w znieczuleniu ogólnym (alfaxalone). Jeśli podczas implantacji nie doszło do wygięcia matrycy ECoG, skrzep krwi prawdopodobnie znajdował się w przestrzeni między matrycą a miejscem, w którym zwrócono kawałek kości. W takim przypadku skrzep krwi można zmyć, wpuszczając sól fizjologiczną do przestrzeni za pomocą cewnika. Ta procedura zwykle prowadzi do wyzdrowienia zwierzęcia.
  3. Identyfikacja lokalizacji elektrod
    1. Około 1 tydzień po zabiegu należy wykonać tomografię komputerową (CT) głowy zwierzęcia.
      nuta: Jest to dobra okazja do sprawdzenia, czy sygnały mogą być rejestrowane prawidłowo. Otwórz obudowę złącza i usuń wszelkie skrzepy krwi, jeśli są obecne.
    2. Dopasuj rezonans magnetyczny T2 do współrzędnych stereotaktycznych za pomocą oprogramowania AFNI18 (https://afni.nimh.nih.gov) (Rysunek 3A). Dopasuj obraz tomografii komputerowej do obrazów anatomicznego rezonansu magnetycznego T2 za pomocą AFNI (Rysunek 3B). Zarejestruj atlas mózgu marmozety do rezonansu magnetycznego (Rysunek 3C) z AFNI i ANTS19.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cała korowa matryca ECoG może jednocześnie rejestrować aktywność neuronalną z całej półkuli. Rysunek 4 pokazuje przykłady słuchowych potencjałów wywołanych (AEP) z wielu obszarów słuchowych u obudzonej marmozety. Nagrania ECoG prowadzono w warunkach biernego odsłuchu. Każda marmozeta została wystawiona na działanie bodźców słuchowych, które składały się z losowo wybranych czystych tonów o 20 rodzajach częstotliwości. Następnie obliczyliśmy AEP, uśredniając EC...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aby implantacja przebiegła pomyślnie, zwierzęta powinny mieć zapewnione odpowiednie odżywianie przed i po zabiegu. Krótki czas pracy jest również ważny dla optymalizacji rekonwalescencji zwierzęcia. Przygotowania należy zakończyć co najmniej dzień przed zabiegiem. Aby skrócić czas operacji, zaleca się wcześniejsze szkolenie w zakresie kraniotomii z wprowadzaniem matrycy elektrod u zwierząt zakończonych w innych celach doświadczalnych. Tabela 1 przedstawia przykładowy przebieg czasowy dla tego protokołu.<...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

MK ubiega się o patent na całokorową matrycę ECoG, którą wykorzystała w tym protokole (nr 2018-210975).

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy Yuri Shinomoto za opiekę nad zwierzętami, szkolenie i nagrania czuwania. Macierze ECoG zostały wyprodukowane przez firmę Cir-Tech (www.cir-tech.co.jp). Ponadto chcielibyśmy podziękować firmie Editage (www.editage.jp) za redakcję w języku angielskim. Prace te były wspierane przez Brain Mapping by Integrated Neurotechnologies for Disease Studies (Brain/MINDS), Japońską Agencję Badań i Rozwoju Medycznego (AMED) (JP18dm0207001), Brain Science Project Centrum Nowatorskich Inicjatyw Naukowych (CNSI), Narodowe Instytuty Nauk Przyrodniczych (NINS) (BS291004, M.K.) oraz przez Japońskie Towarzystwo Promocji Nauki (JSPS) KAKENHI (JP17H06034, M.K.).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Zlewka (100 cc)Outocrave
WacikOutocrave
Trójkąty absorpcyjneFine Science Tools Inc.18105-03bawełniany Outocrave
z cienką końcówkąClean Cross Co., Ltd.HUBY340 BB-013Outocrave
GauzeOutocrave
KleszczeOutocrave
RękojeśćOutocrave
na igłyOutocrave
NożyczkiOutocrave
KleszczeOutocrave
Adson, 1x2 zębyOutocrave
Bone CuretteOutocrave
Micro spaturaFine Science Tools Inc.10091-12Outocrave
, 12,5 cm, zakrzywione, gładkie szczękiWorld Precision Instruments14132Outocrave
, 12 cm, końcówka 0,1 mmFine Science Tools Inc.18131-12Outocrave
, 12 cm, końcówka 0,2 mmFine Science Tools Inc.18132-12Outocrave
Rongeur z cienką końcówkąFine Science Tools Inc.16221-14Outocrave
Manipurator ramySterylizacja gazowa
Klucz do manipuratoraSterylizacja gazowa
Ręcznie wykonany uchwyt do złączaSterylizacja gazowa
Kubek silikonowy do akryludentystycznego Sterylizacja gazowa
Kubek silikonowy hlderGaz sterylizacja
PędzelSterylizacja gazowa
OłówekSterylizacja gazowa
Mikrośruba, 1,4 mm x 2,0 mmNippon Chemical Screw Co., Ltd.PEEK/MPH-M1.4-L2Sterylizacja gazowa
Śrubokręt do mikrośrubySterylizacja gazowa
Rękojeść mikromotorowa wiertarkiSterylizacja gazowa
Frez ze stali nierdzewnej, 1,4 mmSterylizacja gazowa
Frez ze stali nierdzewnej, 1,0 mmSterylizacja gazowa
Wiertło, 1,2 mmSterylizacja gazowa
Gumowa dmuchawaSterylizacja gazowa
Wacik do ręczników skalpela Uchwyt do tęczówki do mikrokomarów Uchwyty igieł Rozszerzacz naczyń Rozszerzacz naczyń stereotaktycznej powietrza

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Fukushima, M., Chao, Z. C., Fujii, N. Studying brain functions with mesoscopic measurements: Advances in electrocorticography for non-human primates. Current Opinion in Neurobiology. 32, 124-131 (2015).
  2. Nagasaka, Y., Shimoda, K., Fujii, N. Multidimensional recording (MDR) and data sharing: an ecological open research and educational platform for neuroscience. PLoS One. 6 (7), e22561(2011).
  3. Fukushima, M., et al. An electrocorticographic electrode array for simultaneous recording from medial, lateral, and intrasulcal surface of the cortex in macaque monkeys. Journal of Neuroscience Methods. 233, 155-165 (2014).
  4. Komatsu, M., Sugano, E., Tomita, H., Fujii, N. A Chronically Implantable Bidirectional Neural Interface for Non-human Primates. Frontiers in Neuroscience. 11, 514(2017).
  5. Komatsu, M., Takaura, K., Fujii, N. Mismatch negativity in common marmosets: Whole-cortical recordings with multi-channel electrocorticograms. Scientific Reports. 5, 15006(2015).
  6. Sasaki, E., et al. Generation of transgenic non-human primates with germline transmission. Nature. 459 (7246), 523-527 (2009).
  7. Okano, H., et al. Brain/MINDS: A Japanese National Brain Project for Marmoset Neuroscience. Neuron. 92 (3), 582-590 (2016).
  8. de la Mothe, L. A., Blumell, S., Kajikawa, Y., Hackett, T. A. Cortical connections of auditory cortex in marmoset monkeys: lateral belt and parabelt regions. Anatomical Record. 295 (5), 800-821 (2012).
  9. Kaas, J. H., Hackett, T. A. Subdivisions of auditory cortex and processing streams in primates. Proceedings of National Academy of Sciences of the United States of America. 97 (22), 11793-11799 (2000).
  10. Ghahremani, M., Hutchison, R. M., Menon, R. S., Everling, S. Frontoparietal Functional Connectivity in the Common Marmoset. Cerebral Cortex. , (2016).
  11. Belcher, A. M., et al. Functional Connectivity Hubs and Networks in the Awake Marmoset Brain. Frontiers in Integrative Neuroscience. 10, 9(2016).
  12. Mitchell, J. F., Leopold, D. A. The marmoset monkey as a model for visual neuroscience. Neuroscience Research. 93, 20-46 (2015).
  13. Solomon, S. G., Rosa, M. G. A simpler primate brain: the visual system of the marmoset monkey. Frontiers in Neural Circuits. 8, 96(2014).
  14. Burman, K. J., Palmer, S. M., Gamberini, M., Rosa, M. G. Cytoarchitectonic subdivisions of the dorsolateral frontal cortex of the marmoset monkey (Callithrix jacchus), and their projections to dorsal visual areas. Journals of Comparative Neurology. 495 (2), 149-172 (2006).
  15. Bakola, S., Burman, K. J., Rosa, M. G. The cortical motor system of the marmoset monkey (Callithrix jacchus). Neuroscience Research. 93, 72-81 (2015).
  16. Krubitzer, L. A., Kaas, J. H. The organization and connections of somatosensory cortex in marmosets. Journal of Neuroscience. 10 (3), 952-974 (1990).
  17. Miller, C. T., et al. Marmosets: A Neuroscientific Model of Human Social Behavior. Neuron. 90 (2), 219-233 (2016).
  18. Cox, R. W. AFNI: software for analysis and visualization of functional magnetic resonance neuroimages. Computers and Biomedical Research. 29 (3), 162-173 (1996).
  19. Avants, B. B., et al. A reproducible evaluation of ANTs similarity metric performance in brain image registration. Neuroimage. 54 (3), 2033-2044 (2011).
  20. Hashikawa, T., Nakatomi, R., Iriki, A. Current models of the marmoset brain. Neuroscience Research. 93, 116-127 (2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Matryca ECoGimplantacja korowam zg marmoszetaprzestrze znadtward wkowaprocedura kraniotomiimonitorowanie elektrokortykograficznerejestracja aktywno ci neuronalnejtechnika chirurgicznapowierzchnia kory m zgowejmapowanie m zgu

Powiązane artykuły