Artykuł metodologiczny

Obrazowanie ultrasonograficzne aorty piersiowej i brzusznej u myszy w celu określenia wymiarów tętniaka

21.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/59013

⸱

8 marca 2019

 ,  ,  ,  ,  , 
1Saha Cardiovascular Research Center, University of Kentucky, 2Department of Physiology, University of Kentucky

W tym artykule

Podsumowanie

Obrazowanie ultradźwiękowe stało się powszechną metodą określania wymiarów światła tętniaków aorty piersiowej i brzusznej u myszy. Protokół ten opisuje procedurę uzyskiwania wiarygodnych i powtarzalnych dwuwymiarowych obrazów ultrasonograficznych aorty wstępującej i brzusznej u myszy.

Streszczenie

Współczesne instrumenty ultrasonograficzne o wysokiej rozdzielczości mają wystarczającą rozdzielczość, aby ułatwić pomiar aort myszy. Przyrządy te są szeroko stosowane do pomiaru wymiarów aorty w mysich modelach tętniaków aorty. Tętniaki aorty definiuje się jako trwałe poszerzenia aorty, które występują najczęściej w okolicy wstępującej i brzusznej. Sekwencyjne pomiary wymiarów aorty za pomocą ultradźwięków są głównym podejściem do oceny rozwoju i progresji tętniaków aorty in vivo. Chociaż w wielu zgłoszonych badaniach wykorzystano obrazowanie ultrasonograficzne do pomiaru średnicy aorty jako pierwszorzędowego punktu końcowego, istnieją czynniki zakłócające, takie jak pozycja sondy i cykl pracy serca, które mogą wpływać na dokładność pozyskiwania, analizy i interpretacji danych. Celem tego protokołu jest zapewnienie praktycznego przewodnika na temat stosowania ultradźwięków do pomiaru średnicy aorty w sposób wiarygodny i powtarzalny. Protokół ten wprowadza przygotowanie myszy i instrumentów, pozyskiwanie odpowiednich obrazów ultrasonograficznych oraz analizę danych.

Wprowadzenie

Tętniaki aorty są częstymi chorobami naczyniowymi charakteryzującymi się trwałym poszerzeniem światła aorty piersiowej i/lub brzusznej1,2,3,4. Nie opracowano terapii farmakologicznych zapobiegających rozszerzaniu się i pękaniu tętniaków aorty, co podkreśla potrzebę wglądu w mechanizmy patogenne. Aby wyjaśnić mechanizmy tętniaków aorty, szeroko stosowano modele mysie powstałe w wyniku manipulacji genetycznych lub chemicznych4,5,6,7,8,9,10,11,12. Dokładna kwantyfikacja średnicy aorty u myszy jest podstawą badań nad tętniakiem aorty.

Rozwój ultradźwięków o wysokiej częstotliwości zwiększył rozdzielczość przestrzenną i czasową obrazów do wykrywania niewielkich różnic w wymiarach aorty13,14,15. Umożliwiło to sekwencyjny pomiar średnic aorty u myszy, a tym samym stało się preferowaną metodą pomiaru średnic aorty w mysich badaniach tętniaków aorty. Chociaż obrazowanie ultrasonograficzne jest prostą techniką, wiedza z zakresu anatomii i fizjologii aorty jest wymagana do uzyskania odpowiednich obrazów do dokładnych pomiarów, analizy danych i interpretacji. Aorta jest pulsującym cylindrycznym narządem o zmiennych krzywiznach w bliższym odcinku klatki piersiowej16. Przyczynia się to do potencjalnego niedokładnego określania wymiarów aorty w powszechnie uzyskiwanych obrazach dwuwymiarowych (2D). Dokładność pomiarów aorty może być dodatkowo zagrożona przez krętość aorty w stanie tętniakowym17. Aby uzyskać wiarygodne i powtarzalne pomiary poszerzeń aorty, protokół ten stanowi praktyczny przewodnik dotyczący korzystania z systemu ultrasonograficznego o wysokiej rozdzielczości do pomiaru bliższej średnicy aorty piersiowej i brzusznej u myszy.

Protokół

Obrazowanie ultrasonograficzne u myszy jest wykonywane za zgodą University of Kentucky Institutional Animal Care and Use Committee (numer protokołu IACUC: 2018-2967). Podczas obrazowania myszy są znieczulane izofluranem 1%-3% obj./obj. i umieszczane na platformie grzewczej w celu zmniejszenia stresu proceduralnego i zapobieżenia hipotermii. Lubrykant do oczu stosuje się, aby zapobiec uszkodzeniom rogówki spowodowanym utratą odruchu mrugania podczas znieczulenia.

1. Ustawienia sprzętu

  1. Włącz ultrasonograf, platformę grzewczą i podgrzewacz do żelu (Rysunek 1).
  2. Otwórz program ultrasonograficzny. Wprowadź informacje o badaniu, takie jak nazwa badania i informacje o myszy.
  3. Sprawdź parownik izofluranu i zbiornikO2. Jeśli zawartość jest niska, napełnij parownik izofluranem i/lub wymień go na nowy zbiornikO2.
  4. Podłącz filtry znieczulające do komory indukcyjnej i stożka nosowego.
  5. Otwórz odgałęzienie komory indukcyjnej.
  6. Włącz zbiornik O2.
  7. Przekręć pokrętłaO2 i izofluranu na parowniku anestezjologicznym odpowiednio na 1 l/min i 0% obj., aby napełnić komoręO2.

2. Przygotowanie myszy

  1. Umieść mysz w komorze indukcyjnej wypełnionejO2, aby zminimalizować niepożądane zmiany sercowo-naczyniowe spowodowane znieczuleniem.
  2. Włączyć parownik izofluranu (1,5%–2,5% obj./obj.).
  3. Potwierdź brak odruchu wycofania kończyn tylnych.
  4. Wyjmij mysz z komory i umieść jedną kroplę sterylnego lubrykantu okulistycznego w każdym oku.
  5. Przekieruj znieczulenie na stożek nosowy i zamknij przepływ do komory indukcyjnej.
  6. Połóż mysz grzbietowo na platformie grzewczej z nosem w stożku nosowym do znieczulenia.
  7. Nałóż krem do depilacji na klatkę piersiową lub brzuch za pomocą bawełnianego wacika. Zminimalizuj ilość kremu do depilacji, aby uniknąć podrażnień.
  8. Odczekaj 1 minutę, a następnie delikatnie zetrzyj cały krem i włosy.
  9. Przepłukać obszar ciepłą wodą i wytrzeć go do sucha, aby całkowicie usunąć krem.
  10. Nałóż kropki żelowe na każdy z czterech miedzianych przewodów na platformie.
  11. Przyklej każdą opuszkę łapy (dłońmi w dół) do przewodów w celu odczytów elektrokardiogramu (EKG). Zapewni to EKG i fizjologię układu oddechowego myszy podczas znieczulenia.
  12. Sprawdź, czy tętno mieści się w zakresie 450–550 uderzeń/min. Ponieważ znieczulenie wpływa na czynność serca, co może zmienić średnicę aorty, dostosuj szybkość podawania znieczulenia tak, aby częstość akcji serca mieściła się w odpowiednim zakresie.
  13. Nałóż wstępnie podgrzany żel ultradźwiękowy na przygotowane miejsce.
  14. Przymocuj sondę do uchwytu.
  15. Obróć platformę, aby uzyskać optymalne skanowanie i opuść sondę, aż zetknie się z żelem ultradźwiękowym.

3. Obrazowanie aorty piersiowej

  1. Przechyl platformę w dół na lewą stronę myszy.
  2. Umieść sondę na prawej krawędzi mostka myszy (Rysunek 2A). Ustaw znacznik odniesienia na sondzie doogonowo.
    nuta: Znacznik odniesienia na sondzie wskazuje kierunek sondy i jest zgodny z producentem na monitorze systemu ultrasonograficznego (Rysunek 2A-D). Kształt markera różni się w każdym systemie ultrasonograficznym.
  3. Użyj kolorowego Dopplera na aorcie piersiowej, aby potwierdzić przepływ krwi.
  4. Dostosuj stolik i kąt sondy, aby wyraźnie pokazać aortę (Rysunek 3A,B).
    nuta: Zastawka aortalna oraz tętnice innominalne i płucne mogą być używane do anatomicznych punktów orientacyjnych dla prawego widoku długiej osi przymostkowej. W związku z tym obrazy aorty z tego widoku mogą obejmować zastawkę aortalną oraz tętnice nienazwane i płucne w jednym kadrze (Rysunek 3A). Jeśli trudno jest uchwycić całą aortę wstępującą na jednym skanie, ze względu na patologie aorty, takie jak rozszerzenie aorty i krętość, obrazy należy wykonać osobno. Ponieważ rozdzielone obrazy mogą powodować niedoszacowanie wymiarów aorty, wymagane jest dokładne ustawienie stolika i sondy. Widok prawej osi długiej przymostkowej jest optymalny do obrazowania całej aorty wstępującej (Rysunek 3C). Jednak często trudno jest uchwycić zatokę aorty w tym widoku, zwłaszcza w tętniakach aorty. Widok lewej osi długiej przymostkowej umożliwia uchwycenie od korzenia aorty do bliższej aorty wstępującej jako alternatywne podejście, chociaż widok ten nie może uchwycić łuku aorty w jednym kadrze (Rysunek 3C). Aby uzyskać widok z lewej osi długiej przymostkowej, umieść sondę na lewej krawędzi mostka (Rysunek 2B). Stół montażowy jest płaski lub lekko przechylony w prawo od strony myszy. Pozostałe etapy procedury należy wykonać w taki sam sposób, jak w przypadku widoku z prawej osi długiej przymostkowej. Zalety i wady tych pozycji sond opisano w tabeli 2. Obrazy aorty muszą być rejestrowane konsekwentnie w prawej lub lewej osi długiej przymostkowej.
  5. Przytnij obraz ultradźwiękowy, aby zwiększyć liczbę klatek na sekundę, używając pokręteł do pomiaru głębi i szerokości obrazu.
  6. Zmień głębokość ogniskowej po grzbietowej stronie aorty wstępującej za pomocą pokrętła głębokości ogniskowej.
  7. Sprawdź parametry ultrasonograficzne. Ustawienia ultrasonograficzne dla tego protokołu opisano w Tabeli 1.
  8. Delikatnie przesuwaj sondę za pomocą pokrętła stage osi X i Y, aby uchwycić podłużny obraz aorty o największej możliwej średnicy.
  9. Przechowuj jedną pętlę cine.

4. Obrazowanie aorty brzusznej

  1. Umieść sondę poprzecznie, tuż poniżej mostka i wyrostka mieczykowatego (Rysunek 2C). Znacznik odniesienia na sondzie powinien być skierowany w stronę prawej strony myszy. Aorta brzuszna powinna znajdować się obok żyły głównej dolnej i/lub żyły wrotnej (Ryc. 3D).
  2. Wizualizuj aortę brzuszną za pomocą kolorowego Dopplera, aby potwierdzić pulsacyjny przepływ.
    nuta: Jeśli kąt Dopplera jest prostopadły do przepływu krwi, w aorcie nie pojawi się kolorowy sygnał Dopplera. Oprócz kolorowego obrazowania dopplerowskiego, aortę brzuszną można odróżnić od żyły głównej i żyły wrotnej poprzez lekkie naciśnięcie sondy. Żyła główna i żyła wrotna są ściśliwe, natomiast aorta zachowuje swoją drożność.
  3. Przytnij obraz ultradźwiękowy, aby zwiększyć liczbę klatek na sekundę.
  4. Zmień głębokość ogniskowej na tylną ścianę aorty brzusznej.
  5. Przesuń sondę doogonowo, aby uwidocznić punkty rozgałęzień tętnic trzewnych i krezkowych górnych.
  6. Zlokalizuj prawą tętnicę nerkową i użyj jej jako punktu orientacyjnego.
    nuta: Ponieważ tętniaki aorty brzusznej mogą prowadzić do skrętności aorty, dostosuj kąt sondy, aby obrazować aortę brzuszną prostopadle. W celu kontroli wewnętrznej należy wykonać jeden obraz prawego punktu gałęzi nerkowej.
  7. Uchwyć pętlę filmową obszaru zainteresowania, która pokazuje maksymalne rozszerzenie aorty brzusznej (Rysunek 3D,E).
    nuta: Lokalizacja tętniaków aorty różni się w każdym modelu zwierzęcym. Poszerzenie aorty u myszy indukowanych angiotensyną II występuje głównie w aorcie nadnerczowej, podczas gdy CaCl2 lub elastaza indukuje tętniaka aorty w aorcie podnerkowej u myszy.

5. Pielęgnacja i czyszczenie myszy po skanowaniu

  1. Zetrzyj żel ultradźwiękowy, przepłucz klatkę piersiową lub brzuch ciepłą wodą i delikatnie wytrzyj mysz do sucha.
  2. Umieść mysz z powrotem w klatce, która jest umieszczona na poduszce grzewczej.
  3. Wyłącz parownik izofluranu i zbiornikO2. Napełnij waporyzator, jeśli poziom izofluranu jest niski.
  4. Wyczyść ultrasonograf, sondę i platformę miękką szmatką i chusteczkami nasączonymi alkoholem izopropylowym lub aldehydem glutarowym.
  5. Pobierz wszystkie pliki zebrane podczas skanowania.
  6. Wyłącz aparat ultrasonograficzny.
  7. Zwróć myszy do pomieszczeń dla zwierząt po tym, jak wyzdrowieją ze znieczulenia.

6. Analiza

  1. Analiza obrazów aorty piersiowej
    1. Uruchom oprogramowanie analityczne i otwórz dane ultrasonograficzne. Przykładowy obraz oprogramowania analitycznego (Vevo LAB 3.0.0) pokazano na rysunku uzupełniającym 1.
    2. Wybierz jeden obraz ultrasonograficzny aorty do pomiarów z pętli cine (Rysunek 4A,C,E,G i rysunek uzupełniający 1).
      nuta: Ten protokół zazwyczaj wykrywa od sześciu do siedmiu uderzeń serca w jednej pętli cine. Ponieważ średnica aorty jest różna między skurczem a rozkurczem (Rysunek 4A-G), pomiary należy badać w spójnej fazie cyklu pracy serca. Skurcz jest definiowany od fali R do końca fali T. Ogólnie rzecz biorąc, załamki T są trudne do zidentyfikowania w EKG myszy. Dlatego średnica aorty w skurczu powinna być mierzona w skurczu fizjologicznym, określonym przez oględziny (Rysunek 4I). Faza sercowa, w której aorta jest maksymalnie rozszerzona, powinna być skurczem środkowym. Koniec rozkurczu można łatwo określić przy załamku R EKG (Rysunek 4I). Pomiary aorty w końcówce rozkurczu są prostsze niż te w środku skurczu pod względem rozróżnienia cyklu sercowego.
    3. Narysuj linię na środku światła aorty. Ta linia środkowa zostanie użyta, aby upewnić się, że linie pomiarowe są prostopadłe do aorty (Rysunek 4B, D i Rysunek uzupełniający 1).
    4. Narysuj prostopadłe linie przechodzące przez linię środkową od wewnętrznej krawędzi światła do wewnętrznej krawędzi zatoki aortalnej i maksymalnych rosnących poziomów aorty (Rysunek 4B, D i rysunek uzupełniający 1).
    5. Zmierz średnicę aorty w co najmniej trzech oddzielnych uderzeniach serca i oblicz średnią z pomiarów.
      nuta: System Vevo2100 wykorzystuje oprogramowanie analityczne Vevo LAB do pomiarów wymiaru aorty. Krótkie wyjaśnienia dla każdego przycisku są następujące. Tryb pomiaru (rysunek uzupełniający 1A): ten tryb musi być wybrany dla pomiarów aorty. Suwak pętli filmowej (rysunek uzupełniający 1B): ramka ultrasonograficzna jest wybierana za pomocą tego suwaka. Śledzona odległość (rysunek uzupełniający 1C): linia środkowa jest rysowana za pomocą tej funkcji. Odległość liniowa (rysunek uzupełniający 1D): wymiar aorty jest mierzony za pomocą tej funkcji.
  2. Analiza obrazów aorty brzusznej
    1. Uruchom oprogramowanie analityczne i otwórz dane ultrasonograficzne.
    2. Wybierz obraz aorty do analizy z pętli cine (Rysunek 4E,G).
      nuta: Podobnie jak w przypadku pomiarów aorty piersiowej, cykl sercowy może wpływać na średnicę i obszar aorty brzusznej. Pomiary powinny być wykonywane w spójnej fazie cyklu pracy serca.
    3. Narysuj linię w poprzek największej średnicy światła, od wewnętrznej krawędzi do wewnętrznej krawędzi światła naczynia (Rysunek 4F,H).
    4. Prześledź wewnętrzną krawędź światła aorty dla obszaru światła (Rysunek 4F,H).
    5. Uzyskaj pomiary aorty przy co najmniej trzech oddzielnych uderzeniach serca i oblicz średnią danych.

Wyniki

Reprezentatywne obrazy ultrasonograficzne nieaneuryzmatycznej proksymalnej aorty piersiowej i brzusznej przedstawiono odpowiednio na Rysunku 3A oraz Rysunku 3C. Aorta wstępująca znajduje się obok tętnicy płucnej i tworzy zakrzywioną rurkę z trzema odgałęzieniami w obrębie łuku: tętnicą szyjną wspólną prawą (pniem nieparzystym), lewą tętnicą szyjną wspólną i lewą tętnicą podobojczykową (Rysunek 3A). Aortę brzuszną wykrywa się grzbietowo w stosunku do żyły głównej dolnej (Rysunek 3D). Reprezentatywne obrazy tętniaków aorty piersiowej i brzusznej z głębokimi rozszerzeniami, w porównaniu z normalnymi średnicami na Rysunku 3A i Rysunku 3D, przedstawiono odpowiednio na Rysunku 3B i Rysunku 3H. Wszystkie obrazy ultrasonograficzne zostały zarejestrowane w końcowej rozkurczu.

Reprezentatywne obrazy ultrasonograficzne aorty piersiowej i brzusznej zarejestrowano w połowie skurczu oraz w końcowej fazie rozkurczu (Rycina 4A,C,E,G). Reprezentatywne obrazy z naniesionymi pomiarami przedstawiono na Rycini 4B,D,F,H. Zieloną linię w centrum aorty wstępującej wykorzystano do standaryzacji średnicy zatoki aorty i aorty wstępującej (Rycina 4B,D). Linie poprowadzono prostopadle do zielonej linii między dwiema wewnętrznymi krawędziami światła w obrębie zatoki aorty (linia żółta) oraz w miejscu maksymalnej średnicy aorty wstępującej (linia czerwona). Średnice światła aorty piersiowej i brzusznej różniły się między skurczem a rozkurczem (Rycina 4A-H). W przypadku aorty brzusznej zmierzono maksymalną średnicę aorty (kolor czerwony) oraz pole powierzchni światła (kolor zielony) (Rycina 4F,H). Reprezentatywny obraz z monitora z zapisem elektrokardiogramu przedstawiono na Rycini 4I. W celu uzyskania dokładnych pomiarów należy uwzględnić cykl serca. Koniec rozkurczu i skurcz zaznaczono odpowiednio białą linią przerywaną i różową linią.

W celu zweryfikowania dokładności i powtarzalności niniejszego protokołu przeprowadziliśmy badanie pilotażowe. Reprezentatywne obrazy USG aorty piersiowej oraz obrazy ex vivo przedstawiono na Rysunku 5A. Nie stwierdzono istotnych różnic w pomiarach średnic na tych obrazach dla średnicy aorty wstępującej (USG: 1,67 mm vs. ex vivo: 1,65 mm). Ze względu na trudności w obrazowaniu zatoki aorty na zdjęciu ex vivo, jej średnica nie była mierzona ex vivo. Powtarzalność między- i wewnątrzobserwacyjna tego protokołu przedstawiona jest na Rysunku 5B,C. Aby określić potencjalną zmienność, obrazowanie USG zostało wykonane niezależnie przez dwóch obserwatorów – doświadczonego kardiologa oraz studenta studiów licencjackich nieposiadającego doświadczenia w tej technice – w dwa różne dni, przy użyciu tych samych myszy (n = 5). Wszystkie punkty znajdowały się w przedziale średnia ± 1,96 SD na Rysunku 5B,C, co wskazuje na brak istotnej zmienności między- i wewnątrzobserwacyjnej dla tego protokołu.

Schemat systemu podawania środka znieczulającego; konfiguracja obejmuje parownik, sondę, podgrzewacz żelu, komorę indukcyjną.
Rycina 1: Konfiguracja stanowiska pracy. Stanowisko pracy obejmuje komorę indukcyjną do znieczulenia, filtry do odzyskiwania środków znieczulających, podgrzewaną platformę, żel do badań USG oraz podgrzewacz żelu. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

Układ do badania USG aorty gryzonia, z zaznaczeniem widoków klatki piersiowej i jamy brzusznej; wynik badania USG.
Rycina 2: Przykłady rozmieszczenia głowicy do obrazowania proksymalnej części aorty piersiowej i brzusznej. Rozmieszczenie głowicy dla (A) prawego i (B) lewego widoku długiej osi przymostkowej pierścienia aorty, odcinka wstępującego i łuku aorty oraz (C) widoku krótkiej osi aorty brzusznej. (D) Reprezentatywny obraz z monitora systemu USG. Czarne strzałki wskazują marker referencyjny na głowicy. Żółta strzałka wskazuje stronę markera referencyjnego. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

USG aorty klatki piersiowej i brzusznej, widok prawy/lewy, przedstawia różnice między tętniakiem a brakiem tętniaka.
Rysunek 3: Reprezentatywne obrazy USG aorty klatki piersiowej i brzusznej. (A) Aorta wstępująca bez tętniaka oraz (B) aorta wstępująca z tętniakiem, w widoku prawostronnym wzdłuż długiej osi przymostkowej. (C) Aorta wstępująca bez tętniaka, w widoku lewostronnym wzdłuż długiej osi przymostkowej. (D) Aorta brzuszna bez tętniaka oraz (E) aorta brzuszna z tętniakiem. Asc Ao = aorta wstępująca, IA = tętnica bezimienna, LCA = lewa tętnica szyjna wspólna, LSA = lewa tętnica podobojczykową, PA = tętnica płucna, Sinus = zatoka aorty, IVC = żyła główna dolna, a Abd Ao = aorta brzuszna. Żółte trójkąty wskazują tętniaka aorty. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Porównanie ultrasonograficzne aorty piersiowej i brzusznej podczas skurczu i rozkurczu wraz z wykresem EKG.
Rysunek 4: Pomiary obrazów aorty. Obrazy aorty piersiowej zarejestrowane w (A) środkowej fazie skurczu i (C) w końcowej fazie rozkurczu. Obrazy przedstawiające pomiary średnic aorty w proksymalnym odcinku aorty piersiowej podczas (B) środkowej fazy skurczu i (D) rozkurczu. Zielona linia wskazuje środek aorty wstępującej. Żółte i czerwone linie wskazują odpowiednio średnice zatoki aorty i aorty wstępującej. Cyfry w kolorze żółtym i czerwonym wskazują odpowiednio rzeczywiste średnice zatoki aorty i aorty wstępującej. Obrazy aorty brzusznej zarejestrowane w (E) środkowej fazie skurczu i (G) w końcowej fazie rozkurczu. Obrazy przedstawiające pomiary aorty nadnerkowej podczas (F) środkowej fazy skurczu i (H) końcowej fazy rozkurczu. Czerwone i zielone linie wskazują odpowiednio średnicę i pole powierzchni światła aorty brzusznej. Cyfry w kolorze czerwonym i zielonym wskazują odpowiednio rzeczywistą średnicę i pole powierzchni aorty brzusznej. (I) Monitor elektrokardiogramu (EKG) zapisany podczas akwizycji obrazów. Zielona i żółta linie wskazują odpowiednio EKG i cykl oddechowy. Biała przerywana linia wskazuje koniec rozkurczu, a fioletowa linia wskazuje skurcz. P = załamka P i R = załamka R. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.

Pomiar aorty metodą ultradźwiękową i ex vivo, analiza zmienności za pomocą wykresów Blanda-Altmana; badanie aorty.
Rysunek 5: Dokładność i powtarzalność obrazowania ultradźwiękowego. (A) Reprezentatywne obrazy ultradźwiękowe aorty piersiowej oraz obrazy ex vivo u samców myszy C57BL/6J (w wieku 10–12 tygodni). Wykresy Blanda-Altmana przedstawiają (B) zmienność międzyobserwatorową oraz (C) wewnątrzobserwatorową tego protokołu. Asc Ao = aorta wstępująca, IA = tętnica bezimienna, LCA = lewa tętnica szyjna wspólna, LSA = lewa tętnica podobojczykowa, PA = tętnica płucna, a Sinus = zatoka aorty. Zielona linia wskazuje środek aorty wstępującej. Żółta i czerwona linie wskazują odpowiednio średnice zatoki aorty i aorty wstępującej. Cyfry w kolorze czerwonym oznaczają rzeczywiste średnice aorty wstępującej zmierzone na obrazach ultradźwiękowych i ex vivo. Czarne linie przerywane wskazują średnią oraz średnią ± 1,96 SD. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Obraz ultradźwiękowy w trybie B; pomiary serca; zatoka, długość aorty; analiza echokardiograficzna.
Rycina dodatkowa 1: Przykładowy obraz oprogramowania do analizy ultradźwiękowej. Analiza danych ultradźwiękowych musi być przeprowadzona w (A) trybie pomiaru. Z pętli cine do analizy wybiera się jeden obraz ultradźwiękowy aorty, używając (B) suwaka pętli cine. Linię środkową kreśli się za pomocą (C) funkcji mierzenia odległości śladem (traced distance). Wymiar aorty mierzy się za pomocą (D) funkcji pomiaru odległości liniowej. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Dyskusja

Protokół ten stanowi przewodnik techniczny dotyczący pozyskiwania obrazów aorty piersiowej i brzusznej u myszy przy użyciu systemu ultrasonograficznego o wysokiej częstotliwości. Obrazowanie ultrasonograficzne aorty wiąże się z potencjalnymi czynnikami zakłócającymi, takimi jak położenie sondy i cykl pracy serca, które mogą zagrozić dokładności pomiarów aorty, szczególnie w bliższej części aorty piersiowej. Protokół ten opisuje szczegółowe instrukcje i strategie akwizycji, pomiaru i analizy danych obrazu w celu dokładnego pomiaru wymiarów aorty.

W przypadku obrazowania bliższej części aorty piersiowej istnieje kilka podejść do umieszczenia sondy. Do obrazowania ultrasonograficznego w tym protokole wykorzystano widok prawej osi długiej przymostkowej pokazany na rysunku 2A. Ten widok ułatwia pozyskiwanie wysokiej jakości obrazów od zatoki aortalnej do części łuku aorty. Nie jest optymalna dla aorty zstępującej ze względu na interferencję fal ultradźwiękowych. Protokół ten ma zastosowanie do większości mysich modeli tętniaków aorty piersiowej, ponieważ wykazują one rozszerzenie światła głównie w korzeniu aorty do aorty wstępującej. Obejmuje to przewlekłą infuzję angiotensyny II, która powoduje powstawanie tętniaka w aorcie wstępującej myszy 18,19,20,21,22,23. Mysie modele zespołu Marfana (myszy fibrylina 1C1041G / + i fibrylina 1mgR / mgR) wykazują zarówno rozszerzenie korzenia aorty, jak i wstępującego rozwarcia aorty 23,24,25. Mysie modele zespołu Loeysa-Dietza (poporodowa delecja receptora TGF-β 1 lub 2 w komórkach mięśni gładkich) również rozwijają tętniaka w korzeniu aorty i aorcie wstępującej 18,26,27,28. Dlatego widok prawej osi długiej przymostkowej jest odpowiedni do obrazowania aorty w tych mysich modelach tętniaków aorty piersiowej. Z drugiej strony, prawy widok krótkiej osi przymostkowej może potencjalnie uchwycić obrazy aorty po przekątnej, ponieważ tętniaki są często powikłane przez krętość aorty, co może powodować przeszacowanie średnic. W przeciwieństwie do aorty piersiowej, w tym protokole do obrazowania aorty brzusznej zastosowano widok krótkiej osi. Ponieważ krzywizna i krętość aorty są niewielkie w aorcie brzusznej w porównaniu z aortą piersiową, pozyskiwanie obrazów w widoku krótkiej osi łagodzi niedoszacowanie średnicy aorty. Ważne jest, aby pamiętać, że różne pozycje sondy zapewniają różne kąty widzenia, a średnica aorty może być różna w każdym kącie widzenia. W związku z tym wiarygodne pomiary średnicy aorty są ulepszone dzięki zastosowaniu tej samej pozycji sondy dla wszystkich obrazów w badaniu. Co ciekawe, w ostatnim czasie opisano trójwymiarowe (3D) obrazy ultrasonograficzne serca i aorty 29,30,31,32. Ponadto obecne systemy ultrasonograficzne mogą z czasem uzyskiwać obrazy 3D w postaci obrazów czterowymiarowych33. W związku z tym te technologie obrazowania 3D mają potencjał, aby dokładniej zademonstrować strukturę aorty, co może rozwiązać problem pozycjonowania sondy.

Obrazy ultradźwiękowe mogą być rejestrowane w trybie jasności 2D (tryb B) lub w trybie ruchu jednowymiarowego (tryb M). Chociaż w niektórych artykułach użyto trybu M do pomiaru średnicy aorty, preferowany jest tryb B 15,34,35,36. Tryb M ma możliwość obrazowania w dwóch wymiarach w celu zwiększenia rozdzielczości czasowej i przestrzennej. Jednak ten tryb opiera się na założeniu, że aorta jest koncentrycznym cylindrem obrazowanym prostopadle do fal ultradźwiękowych. To założenie może nie być prawdziwe w stanie tętniaka, a krzywizna aorty wstępującej utrudnia to, nawet w stanach bez tętniaka. Ponadto aorta nie pozostaje w stałej pozycji przez cały cykl pracy serca37. Dlatego tryb M może powodować błędy pomiaru, w tym przeszacowania i niedoszacowania.

Ważne jest również, aby pamiętać, że cykl sercowy wpływa na średnicę światła w aorcie. Zgodnie z oczekiwaniami średnica aorty w skurczu jest większa niż w rozkurczu (ryc. 4A-H), co jest związane z elastycznością i napięciem ściany aorty. Elastyczność i odkształcenie ściany aorty można obliczyć na podstawie różnicy średnic aorty między skurczem a rozkurczem. Elastyczność i odkształcenie są zmniejszone w aortach tętniakowych w porównaniu z normalnymi aortami 31,34,35,38,39,40. Sztywności aorty nie można zmierzyć bezpośrednio za pomocą ultradźwięków. Pomiar prędkości fali tętna (PWV) może ocenić jego sztywność jako wskaźnik zastępczy, który według doniesień jest zwiększony w aortach tętniakowych 31,35,41,42. PWV oblicza się na podstawie czasu przejścia między dwoma miejscami tętniczymi, wykorzystując obrazy Dopplera fal tętna i odpowiadającą im odległość. W przypadku porównywania średnic aorty, w przeciwieństwie do badania klinicznego, nie ma rygorystycznej standaryzacji pod względem fazy serca dla pomiarów aorty u myszy. Dlatego nadal nie jest jasne, która faza serca jest odpowiednia do pomiarów aorty. Jednakże, aby zapewnić wiarygodne i powtarzalne porównania, średnice aorty powinny być mierzone w określonej fazie cyklu pracy serca.

Protokół ten zawiera szczegółowe instrukcje dotyczące obrazowania aorty i analizy danych w celu dokładnego pomiaru wymiarów aorty. Pomiar aorty, przy użyciu tego protokołu, był zgodny z rzeczywistą średnicą aorty ex vivo (ryc. 5A). Potwierdziliśmy również spójność odtwarzalności między obserwatorami i wewnątrz obserwatorów (Rysunek 5B,C). Wszystkie kroki w tym protokole, zwłaszcza pozycja sondy i cykl pracy serca, są niezbędne do dokładnych pomiarów. Jednak nawet przy zastosowaniu odpowiednich procedur, artefakty podczas obrazowania ultrasonograficznego są nieuniknione. Lokalizacja żeber i płuc, a także oddychanie i pulsowanie serca mogą wpływać na jakość obrazu aorty piersiowej. Gaz jelitowy może również powodować artefakty w obrazowaniu jamy brzusznej. Dlatego sugerujemy zdefiniowanie kryteriów wykluczenia przy przestrzeganiu tego protokołu w przypadku słabych obrazów aorty.

Wraz z pojawieniem się systemów ultrasonograficznych o wysokiej rozdzielczości, struktura aorty myszy może być badana w najdrobniejszych szczegółach, zarówno szeregowo, jak i konwencjonalnie, co znacznie przyczynia się do zrozumienia tętniaków aorty. Obrazowanie ultrasonograficzne, z protokołem opisanym powyżej, jest niezawodnym i powtarzalnym nieinwazyjnym podejściem do ilościowego określania tętniaków aorty u myszy.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Praca badawcza autorów była wspierana przez National Heart, Lung, and Blood Institute of the National Institutes of Health pod numerami nagród R01HL133723 i R01HL139748 oraz American Heart Association SFRN in Vascular Disease (18SFRN33960001). H.S. jest wspierany przez stypendium podoktorskie AHA (18POST33990468). J.C. jest wspierany przez NCATS UL1TR001998. Wyłączną odpowiedzialność za treść tego manuskryptu ponoszą autorzy i niekoniecznie reprezentują one oficjalne poglądy National Institutes of Health.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Nazwa odczynnika
Isothesia (Isoflurane)Henry SchinNDC11695-6776-2Środek znieczulający
Omnicon F/Air Anesthesia Filtr gazowy KanisterA.M. Bickford Inc.80120System oczyszczania do znieczulenia
Puralube Vet MaśćDechraNDC17033-211-38Nawilżające krople do oczu
Aquasonic Parker Laboratories01-08Żel ultradźwiękowy
NairNairKrem deplizujący Roztwór
do czyszczenia przetworników transeptycznychParker Laboratories341-09-25Spray do czyszczenia sond
Nazwa sprzętu
Vevo 2100VisualSonicsVevo 2100 Ultrasonograf Vevo 2100
Vevo LAB 3.0.0VisualSonicsVevo LAB 3.0.0Oprogramowanie do analizy ultradźwiękowej
MS-550DSonda ultradźwiękowaVisualSonicsMS-550D
Waporyzator EX3 PattersonVeterinaryEX 3do waporyzatora anestezjologicznego
SunbeamE12107Podkładka grzewcza
Analogowa podkładka grzewcza

Bibliografia

  1. Hiratzka, L. F., et al. 2010 ACCF/AHA/AATS/ACR/ASA/SCA/SCAI/SIR/STS/SVM guidelines for the diagnosis and management of patients with Thoracic Aortic Disease: a report of the American College of Cardiology Foundation/American Heart Association Task Force on Practice Guidelines, American Association for Thoracic Surgery, American College of Radiology, American Stroke Association, Society of Cardiovascular Anesthesiologists, Society for Cardiovascular Angiography and Interventions, Society of Interventional Radiology, Society of Thoracic Surgeons, and Society for Vascular Medicine. Circulation. 121 (13), 266-369 (2010).
  2. Robinet, P., et al. Consideration of Sex Differences in Design and Reporting of Experimental Arterial Pathology Studies-Statement From ATVB Council. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 38 (2), 292-303 (2018).
  3. Wanhainen, A., Mani, K., Golledge, J. Surrogate Markers of Abdominal Aortic Aneurysm Progression. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 36 (2), 236-244 (2016).
  4. Lu, H., Daugherty, A. Aortic Aneurysms. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 37 (6), 59-65 (2017).
  5. Angelov, S. N., Zhu, J., Dichek, D. A. New Mouse Model of Abdominal Aortic Aneurysm: Put Out to Expand. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 37 (11), 1990-1993 (2017).
  6. Daugherty, A., Manning, M. W., Cassis, L. A. Angiotensin II promotes atherosclerotic lesions and aneurysms in apolipoprotein E-deficient mice. The Journal of Clinical Investigation. 105 (11), 1605-1612 (2000).
  7. Kanematsu, Y., et al. Pharmacologically induced thoracic and abdominal aortic aneurysms in mice. Hypertension. 55 (5), 1267-1274 (2010).
  8. Longo, G. M., et al. Matrix metalloproteinases 2 and 9 work in concert to produce aortic aneurysms. The Journal of Clinical Investigation. 110 (5), 625-632 (2002).
  9. Pyo, R., et al. Targeted gene disruption of matrix metalloproteinase-9 (gelatinase B) suppresses development of experimental abdominal aortic aneurysms. The Journal of Clinical Investigation. 105 (11), 1641-1649 (2000).
  10. Raffort, J., et al. Monocytes and macrophages in abdominal aortic aneurysm. Nature Reviews Cardiology. 14 (8), 457-471 (2017).
  11. Senemaud, J., et al. Translational Relevance and Recent Advances of Animal Models of Abdominal Aortic Aneurysm. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 37 (3), 401-410 (2017).
  12. Wilson, N. K., Gould, R. A., Gallo MacFarlane, E., Consortium, M. L. Pathophysiology of aortic aneurysm: insights from human genetics and mouse models. Pharmacogenomics. 17 (18), 2071-2080 (2016).
  13. Adam, M., et al. Systemic Upregulation of IL-10 (Interleukin-10) Using a Nonimmunogenic Vector Reduces Growth and Rate of Dissecting Abdominal Aortic Aneurysm. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 38 (8), 1796-1805 (2018).
  14. Barisione, C., et al. Rapid dilation of the abdominal aorta during infusion of angiotensin II detected by noninvasive high-frequency ultrasonography. Journal of Vascular Surgery. 44 (2), 372-376 (2006).
  15. Trachet, B., et al. Ascending Aortic Aneurysm in Angiotensin II-Infused Mice: Formation, Progression, and the Role of Focal Dissections. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 36 (4), 673-681 (2016).
  16. Sawada, H., et al. Heterogeneity of aortic smooth muscle cells: A determinant for regional characteristics of thoracic aortic aneurysms. Journal of Translational Internal Medicine. 6 (3), 93-96 (2018).
  17. Davis, F. M., et al. Smooth muscle cell deletion of low-density lipoprotein receptor-related protein 1 augments angiotensin II-induced superior mesenteric arterial and ascending aortic aneurysms. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 35 (1), 155-162 (2015).
  18. Angelov, S. N., et al. TGF-beta (Transforming Growth Factor-beta) Signaling Protects the Thoracic and Abdominal Aorta From Angiotensin II-Induced Pathology by Distinct Mechanisms. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 37 (11), 2102-2113 (2017).
  19. Daugherty, A., et al. Angiotensin II infusion promotes ascending aortic aneurysms: attenuation by CCR2 deficiency in apoE-/- mice. Clinical Science. 118 (11), 681-689 (2010).
  20. Fava, M., et al. Role of ADAMTS-5 in Aortic Dilatation and Extracellular Matrix Remodeling. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 38 (7), 1537-1548 (2018).
  21. Rateri, D. L., et al. Angiotensin II induces region-specific medial disruption during evolution of ascending aortic aneurysms. The American Journal of Pathology. 184 (9), 2586-2595 (2014).
  22. Huang, X., et al. MicroRNA-21 Knockout Exacerbates Angiotensin II-Induced Thoracic Aortic Aneurysm and Dissection in Mice With Abnormal Transforming Growth Factor-beta-SMAD3 Signaling. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 38 (5), 1086-1101 (2018).
  23. Galatioto, J., et al. Cell Type-Specific Contributions of the Angiotensin II Type 1a Receptor to Aorta Homeostasis and Aneurysmal Disease-Brief Report. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 38 (3), 588-591 (2018).
  24. Habashi, J. P., et al. Losartan, an AT1 antagonist, prevents aortic aneurysm in a mouse model of Marfan syndrome. Science. 312 (5770), 117-121 (2006).
  25. Hibender, S., et al. Resveratrol Inhibits Aortic Root Dilatation in the Fbn1C1039G/+ Marfan Mouse Model. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 36 (8), 1618-1626 (2016).
  26. Hu, J. H., et al. Postnatal Deletion of the Type II Transforming Growth Factor-beta Receptor in Smooth Muscle Cells Causes Severe Aortopathy in Mice. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 35 (12), 2647-2656 (2015).
  27. Li, W., et al. Tgfbr2 disruption in postnatal smooth muscle impairs aortic wall homeostasis. The Journal of Clinical Investigation. 124 (2), 755-767 (2014).
  28. Yang, P., et al. Smooth muscle cell-specific Tgfbr1 deficiency promotes aortic aneurysm formation by stimulating multiple signaling events. Scientific Reports. 6, 35444(2016).
  29. Dawson, D., et al. Quantitative 3-dimensional echocardiography for accurate and rapid cardiac phenotype characterization in mice. Circulation. 110 (12), 1632-1637 (2004).
  30. Grune, J., et al. Evaluation of a commercial multi-dimensional echocardiography technique for ventricular volumetry in small animals. Cardiovascular Ultrasound. 16 (1), 10(2018).
  31. Phillips, E. H., Di Achille, P., Bersi, M. R., Humphrey, J. D., Goergen, C. J. Multi-Modality Imaging Enables Detailed Hemodynamic Simulations in Dissecting Aneurysms in Mice. IEEE Transactions on Medical Imaging. 36 (6), 1297-1305 (2017).
  32. Soepriatna, A. H., Damen, F. W., Vlachos, P. P., Goergen, C. J. Cardiac and respiratory-gated volumetric murine ultrasound. The International Journal of Cardiovascular Imaging. 34 (5), 713-724 (2018).
  33. Vevo3100 - the ultimate preclinical imaging experience. FUJIFILM VisualSonic Inc. , Available from: https://www.visualsonics.com/product/imaging-systems/vevo-3100 (2018).
  34. Shen, M., et al. Divergent roles of matrix metalloproteinase 2 in pathogenesis of thoracic aortic aneurysm. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 35 (4), 888-898 (2015).
  35. Trachet, B., et al. Performance comparison of ultrasound-based methods to assess aortic diameter and stiffness in normal and aneurysmal mice. PLoS One. 10 (5), 0129007(2015).
  36. Wang, Y., et al. TGF-beta activity protects against inflammatory aortic aneurysm progression and complications in angiotensin II-infused mice. The Journal of Clinical Investigation. 120 (2), 422-432 (2010).
  37. Goergen, C. J., et al. In vivo quantification of murine aortic cyclic strain, motion, and curvature: implications for abdominal aortic aneurysm growth. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 32 (4), 847-858 (2010).
  38. Ben-Zvi, D., et al. Local Application of Leptin Antagonist Attenuates Angiotensin II-Induced Ascending Aortic Aneurysm and Cardiac Remodeling. Journal of the American Heart Association. 5 (5), (2016).
  39. Goergen, C. J., et al. Influences of aortic motion and curvature on vessel expansion in murine experimental aneurysms. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 31 (2), 270-279 (2011).
  40. Phillips, E. H., et al. Morphological and Biomechanical Differences in the Elastase and AngII apoE(-/-) Rodent Models of Abdominal Aortic Aneurysms. BioMed Research International. 2015, 413189(2015).
  41. Di Lascio, N., Kusmic, C., Stea, F., Faita, F. Ultrasound-based Pulse Wave Velocity Evaluation in Mice. Journal of Visualized Experiments. (120), e54362(2017).
  42. Lee, L., et al. Aortic and Cardiac Structure and Function Using High-Resolution Echocardiography and Optical Coherence Tomography in a Mouse Model of Marfan Syndrome. PLoS One. 11 (11), 0164778(2016).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

tętniak aortyaorta mysiaaorta piersiowaśrednica aortykolorowy Dopplerpozycja głowicycykl sercaanaliza danych
Obrazowanie ultrasonograficzne aorty piersiowej i brzusznej u myszy w celu określenia wymiarów tętniaka
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.