Artykuł metodologiczny

Protokół przezczaszkowej terapii fotobiomodulacyjnej u myszy

12.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/59076

⸱

18 listopada 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Neurosciences Research Center, Tabriz University of Medical Sciences, 2ProNeuroLIGHT LLC, 3LiteCure LLC, 4Department of Psychiatry, Harvard Medical School, 5Depression Clinical and Research Program, Department of Psychiatry, Massachusetts General Hospital, 6Center for Anxiety and Traumatic Stress Disorders, Department of Psychiatry, Massachusetts General Hospital, 7Research Institute for Applied Physics and Astronomy, University of Tabriz, 8Department of Medical Physics, Tabriz University of Medical Sciences, 9Department of Medical Bioengineering, Tabriz University of Medical Sciences, 10School of Medical Sciences, University of Aberdeen

W tym artykule

Podsumowanie

Terapia fotobiomodulacyjna jest innowacyjną nieinwazyjną metodą leczenia szerokiego zakresu zaburzeń neurologicznych i psychiatrycznych, a także może poprawić zdrowe funkcjonowanie mózgu. Protokół ten zawiera przewodnik krok po kroku dotyczący wykonywania fotobiomodulacji mózgu u myszy poprzez przezczaszkowe dostarczanie światła, który można dostosować do stosowania u innych gryzoni laboratoryjnych.

Streszczenie

Przezczaszkowa fotobiomodulacja jest potencjalnie innowacyjnym nieinwazyjnym podejściem terapeutycznym do poprawy bioenergetyki mózgu, funkcji mózgu w szerokim zakresie zaburzeń neurologicznych i psychiatrycznych oraz poprawy pamięci w związanym z wiekiem spadku funkcji poznawczych i chorobach neurodegeneracyjnych. Opisujemy protokół laboratoryjny transczaszkowej terapii fotobiomodulacyjnej (PBMT) u myszy. Starsze myszy BALB/c (w wieku 18 miesięcy) są leczone laserem 660 nm przezczaszkowo, raz dziennie przez 2 tygodnie. Dane dotyczące przepuszczalności lasera pokazują, że około 1% czerwonego światła padającego na skórę głowy osiąga głębokość 1 mm od powierzchni kory mózgowej, przenikając do grzbietowego hipokampa. Wyniki leczenia ocenia się za pomocą dwóch metod: testu labiryntu Barnesa, który jest zależną od hipokampa oceną zadań związanych z uczeniem przestrzennym i pamięcią, oraz pomiaru poziomu ATP w hipokampie, który jest używany jako indeks bioenergetyczny. Wyniki zadania Barnesa pokazują poprawę pamięci przestrzennej u starszych myszy leczonych laserem w porównaniu z grupą kontrolną dopasowaną do wieku. Analiza biochemiczna po leczeniu laserowym wskazuje na podwyższony poziom ATP w hipokampie. Postulujemy, że poprawa wydajności pamięci jest potencjalnie spowodowana poprawą metabolizmu energetycznego hipokampa wywołaną leczeniem czerwonym laserem. Obserwacje na myszach mogą zostać rozszerzone na inne modele zwierzęce, ponieważ protokół ten może być potencjalnie zaadaptowany do innych gatunków często stosowanych w neuronauce translacyjnej, takich jak królik, kot, pies lub małpa. Fotobiomodulacja przezczaszkowa jest bezpieczną i opłacalną metodą, która może być obiecującym podejściem terapeutycznym w zaburzeniach poznawczych związanych z wiekiem.

Wprowadzenie

PBMT, czyli niskopoziomowa laserowa terapia światłem (LLLT), to ogólny termin odnoszący się do metod terapeutycznych opartych na stymulacji tkanek biologicznych przez energię świetlną z laserów lub diod elektroluminescencyjnych (LED). Prawie wszystkie zabiegi PBMT są stosowane światłem czerwonym do bliskiej podczerwieni (NIR) o długości fal od 600 do 1100 nm, mocy wyjściowej w zakresie od 1 do 500 mW i fluencji w zakresie od <1 do >20 J/cm2 (patrz Chung i wsp.1).

Przezczaszkowy PBMT to nieinwazyjna metoda dostarczania światła, która odbywa się poprzez naświetlanie głowy za pomocą zewnętrznego źródła światła (laser lub diody LED)2. W przypadku zastosowań u zwierząt metoda ta obejmuje kontaktowe lub bezdotykowe umieszczenie diody LED lub sondy laserowej na głowie zwierzęcia. W zależności od obszaru terapeutycznego będącego przedmiotem zainteresowania, sondę świetlną można umieścić na całej głowie (w celu pokrycia wszystkich obszarów mózgu) lub na określonej części głowy, takiej jak obszar przedczołowy, czołowy lub ciemieniowy. Częściowa transmisja światła czerwonego/NIR przez skórę głowy, czaszkę i oponę twardą może dotrzeć do poziomu powierzchni kory mózgowej i dostarczyć ilość energii fotonów wystarczającą do uzyskania korzyści terapeutycznych. Następnie, dostarczona fluencja światła na poziomie kory mózgowej byłaby propagowana do szarej i białej materii mózgowej, aż dotrze do głębszych struktur mózgu3.

Światło w pasmach widmowych w obszarze od czerwonego do dalekiej czerwieni (600-680 nm) i wczesnym obszarze NIR (800-870 nm) odpowiada widmu absorpcyjnemu oksydazy cytochromu c, końcowego enzymu mitochondrialnego łańcucha oddechowego4. Przypuszcza się, że PBMT w widmie czerwonym/NIR powoduje fotodysocjację tlenku azotu (NO) z oksydazy cytochromu c, co skutkuje wzrostem mitochondrialnego transportu elektronów i ostatecznie zwiększonym wytwarzaniem ATP5. Jeśli chodzi o zastosowania neuronalne, potencjalne neurostymulujące korzyści płynące z PBMT mózgu przy użyciu metod napromieniania przezczaszkowego zostały zgłoszone w różnych badaniach przedklinicznych, w tym w modelach urazowego uszkodzenia mózgu (TBI) u gryzoni6, ostry udar mózgu7, choroba Alzheimera (AD)8, choroba Parkinsona (PD)9, depresja10, oraz aging<sup class="xref">11.

Starzenie się mózgu jest uważane za stan neuropsychologiczny, który negatywnie wpływa na niektóre funkcje poznawcze, takie jak uczenie się i pamięć12. Mitochondria są głównymi organellami odpowiedzialnymi za produkcję ATP i bioenergetykę neuronów. Wiadomo, że dysfunkcja mitochondriów jest związana z związanymi z wiekiem deficytami w obszarach mózgu, które są związane z pamięcią nawigacji przestrzennej, takich jak hippocampus13. Ponieważ leczenie czaszki światłem czerwonym/NIR działa głównie poprzez modulację bioenergetyki mitochondriów, wystarczająca dawka światła dostarczana do hipokampa może skutkować poprawą wyników pamięci przestrzennej14.

Celem obecnego protokołu jest zademonstrowanie procedury przezczaszkowego PBMT u myszy, przy użyciu niskich poziomów światła czerwonego. Opisano wymagane pomiary przepuszczalności światła laserowego przez tkanki głowy starzejących się myszy. Dodatkowo, labirynt Barnesa, jako zależne od hipokampa zadanie przestrzennego uczenia się i pamięci, oraz poziomy ATP w hipokampie, jako indeks bioenergetyczny, są wykorzystywane do oceny wpływu leczenia u zwierząt.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury zostały przeprowadzone zgodnie z Przewodnikiem dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych National Institutes of Health (NIH; Publikacja nr 85-23, poprawiona w 1985 r.) i zatwierdzona przez regionalną komisję etyczną Uniwersytetu Medycznego w Tabrizie.

UWAGA: Ten protokół obejmuje zastosowanie przyrządów laserowych klasy 3B i będzie wymagał odpowiedniego szkolenia oraz przestrzegania wytycznych bezpieczeństwa. Lasery klasy 3B mogą poważnie uszkodzić oczy i mogą ogrzewać skórę. Lasery klasy 3B nie są uważane za zagrożenie poparzeniem. Podczas obsługi urządzenia laserowego należy nosić okulary ochronne

.

1. Eksperymenty z transmisją światła laserowego

UWAGA: Użyto tutaj trzech 18-miesięcznych samców myszy BALB/c uzyskanych z zakładu dla zwierząt Uniwersytetu Medycznego w Tabrizie. Jako źródło światła zastosowano laser o mocy 60 mW (660 nm) z okrągłą wiązką o średnicy 2,5 mm. Źródło lasera wytwarza światło spolaryzowane kołowo o profilu intensywności Gaussa i działa w trybie fali ciągłej. Komercyjny miernik mocy fotodiody o rozdzielczości 10 nW, kwadratowym obszarze aktywnym fotodiody 1cm2 i zakresie odpowiedzi spektralnej od 400 do 1100 nm służy do pomiaru mocy światła przechodzącego przez próbki.

  1. Przygotowanie próbki
    1. W celu uzyskania świeżych próbek należy głęboko znieczulić mysz mieszaniną ketaminy (100 mg/kg) i ksylazyny (10 mg/kg).
    2. Wytnij głowę myszy zwykłymi nożyczkami, zaczynając od punktu znajdującego się tuż nad ramionami.
    3. Obróć głowę tak, aby brzuszna strona szczęki była skierowana do góry. Przesuwaj kątowe nożyczki preparacyjne płynnie przez jamę ustną, aż do zauważenia oporu połączenia żuchwowego. Przetnij wszystkie duże mięśnie łączące kość żuchwy z czaszką i odrzuć je.
    4. Usuń kości podniebienne za pomocą skośnych nożyczek preparacyjnych.
    5. Odrzuć całe mięso otaczające czaszkę za pomocą zakrzywionych kleszczy.
    6. Wypreparuj dolną część czaszki, a następnie ostrożnie wyjmij mózg z pozostałej kości czaszki za pomocą zakrzywionej szpatułki.
    7. Utrwal nienaruszoną tkankę mózgową w 2% żelu agarozowym, aby tkanka nadawała się do krojenia.
      UWAGA: W celu uzyskania nienaruszonej próbki czaszki i skóry głowy, tkanka mózgowa powinna zostać usunięta z brzusznej strony głowy zwierzęcia bez uszkodzenia grzbietowej części głowy.
  2. Procedura krojenia mózgu
    1. Rozprowadź kroplę superglue (~0,05 ml) na powierzchni bloku montażowego wibratomu.
    2. Ostrożnie przymocuj blok agarozy do bloku montażowego wibratomu tak, aby brzuszna powierzchnia mózgu była skierowana w dół i dostosuj jego położenie.
    3. Lekko dopasuj ostrze wibratomu do górnej powierzchni bloku agarozy i zapisz wartość noża jako poziom podstawowy.
    4. Napełnij zbiornik wibratomu lodowatym roztworem soli fizjologicznej.
    5. Dostosuj parametry wibratomu (np. grubość plastra [1 mm], prędkość [5 z 5 na urządzeniu urządzenia] i częstotliwość wibracji [5 z 5 na urządzeniu urządzenia]), aby uzyskać zadowalające krojenie.
    6. Pokrój mózg poprzecznie na plasterek o grubości 1 000 μm.
      UWAGA: Wycinek to część tkanki mózgowej ograniczona powierzchnią kory mózgowej i płaszczyzną położoną 1,000 μm niżej od powierzchni kory (grzbietowy hipokamp).
    7. Dodaj kroplę wody (~0,05 ml) na powierzchnię szkła optycznego i połóż na niej plasterek mózgu. Następnie dodaj kroplę wody na plasterek mózgu i ostrożnie umieść na nim drugie szkło optyczne.
      UWAGA: Do granic szkła próbki należy dodać kroplę wody, aby zapobiec wysuszeniu tkanek i rozpraszaniu światła od szorstkich powierzchni.
  3. Pomiar przepuszczalności światła przez tkanki głowy
    1. Skonfiguruj sprzęt optyczny, w tym urządzenie laserowe, lustra odbijające i miernik mocy.
      UWAGA: Przed włączeniem lasera załóż okulary ochronne.
    2. W przypadku braku próbki na mierniku mocy włącz urządzenie laserowe i skoncentruj wiązkę laserową na lustrze, które znajduje się w odpowiedniej odległości do prowadzenia wiązki prostopadle do obszaru aktywnego fotodiody.
      UWAGA: Pomiary przepuszczalności światła należy wykonywać w ciemni w temperaturze pokojowej (23-25 °C), w ciągu 30 minut po ekstrakcji tkanek głowy.
    3. Wykonaj pomiary na pokrojonej tkance mózgowej.
      1. Umieść dwa puste okulary optyczne na powierzchni miernika mocy.
      2. Odczytaj moc światła przechodzącego (I0) z ekranu wyświetlacza miernika mocy i zapisz wartość.
      3. Delikatnie umieść próbkę mózgu, która jest otoczona dwoma szkłami optycznymi, na powierzchni miernika mocy, skup wiązkę na odpowiednim obszarze tkanki, odczytaj przesyłaną moc i zapisz wartość.
    4. Wykonaj pomiary na czaszce i skórze głowy.
      1. Umieść puste szkło optyczne na powierzchni miernika mocy.
      2. Odczytaj moc światła przechodzącego (I0) z ekranu wyświetlacza miernika mocy i zapisz wartość.
      3. Lekko umieść szkło optyczne ze świeżą czaszką i tkanką skóry głowy na powierzchni miernika mocy, dopasuj wiązkę światła do strefy bregma, odczytaj transmitowaną moc i zapisz wartość.
      4. Aby zmaksymalizować stosunek sygnału do szumu, powtórz pomiar przepuszczalności światła co najmniej 3 razy dla wszystkich próbek.
        UWAGA: Strefa bregma jest umieszczona w odległości około 3 mm od linii przeprowadzonej przez przednią podstawę uszu. Grubość czaszki i tkanki skóry głowy mierzy się za pomocą standardowej suwmiarki.

2. Terapia fotobiomodulacyjna (PBMT)

UWAGA: Wykorzystano czterdzieści pięć samców myszy BALB/c przydzielonych do trzech grup po 15 myszy każda. Grupy składały się z młodych myszy kontrolnych (w wieku 2 miesięcy), które otrzymywały pozorowane PBMT, myszy w wieku kontrolnym (18 miesięcy), które otrzymywały pozorowane PBMT, oraz myszy w wieku PBMT (18 miesięcy), które otrzymywały PBMT. Leczenie pozorowane PBMT polegało na leczeniu identycznym jak w grupie PBMT, ale z nieaktywnym laserem. Myszy pozyskano z zakładu zoologicznego Uniwersytetu Medycznego w Tabrizie i umieszczono w jednostce hodowli zwierząt Centrum Badawczego Neuronauk (NSRC) w temperaturze 24-25 °C i wilgotności względnej 55%, przy 12 godzinach światła i 12 godzinach ciemnego fotoperiodu. Żywność i wodę dostarczano ad libitum. Wszystkie myszy były zaaklimatyzowane przez co najmniej 1 tydzień przed leczeniem.

  1. Zabieg laserowy
    UWAGA: Do przezczaszkowego leczenia PBMT zastosowano laser diodowy GaAlAs z trybem fali ciągłej o długości fali 660 nm. Urządzenie laserowe pracowało z mocą wyjściową 200 ± 2 mW i natężeniem promieniowania 6,66 W/cm2, przy wielkości plamki 0,03cm2. Średnia fluencja 99,9 J/cm2 na każdą sesję była dostarczana na powierzchnię skóry głowy przez 15 s napromieniania. Napromienianie podawano 1 raz dziennie przez 2 kolejne tygodnie.
    1. Przyprowadź myszy w ich domowych klatkach do gabinetu terapeutycznego, około 20 minut przed rozpoczęciem leczenia.
    2. Podłącz ochraniacz elektryczny do gniazdka ściennego.
    3. Włóż wtyczkę urządzenia laserowego do ochraniacza elektrycznego.
    4. Przykryj końcówkę sondy laserowej przezroczystą folią nylonową, aby zapobiec zarysowaniu powierzchni.
    5. Ostrożnie podłącz sondę do kanału urządzenia laserowego.
    6. Włącz urządzenie laserowe i poczekaj kilka sekund, aż się rozgrzeje.
    7. Dostosuj parametry lasera/zabiegu, w tym czas naświetlania i tryb pracy.
    8. W przypadku braku jakichkolwiek próbek należy określić średnią moc lasera, stykając końcówkę sondy z aktywnym obszarem miernika mocy na urządzeniu laserowym. Zapisz wartość.
    9. Powtórz proces kalibracji (krok 2.1.8) co najmniej 5 razy, odczytaj moc padającą z ekranu wyświetlacza miernika mocy i zapisz wartości.
    10. Delikatnie przytrzymaj mysz za grzbietową skórę szyi zwierzęcia w dłoni i unieruchamij jej głowę.
      UWAGA: W obecnym protokole sonda laserowa jest umieszczona w strefie bregma, która jest ~3 mm rostralna do linii poprowadzonej między wewnętrzną podstawą uszu.
    11. Delikatnie umieść końcówkę sondy bezpośrednio na skórze głowy w linii środkowej, około 3 mm rostral do linii przeprowadzonej przez przednią podstawę uszu.
      UWAGA: Trzymaj sondę pod kątem około 45° do płaszczyzny brzucha.
    12. Aby uniknąć bezpośredniego napromieniowania oczu zwierzęcia, należy najpierw przyłożyć końcówkę sondy do głowy, a następnie włączyć urządzenie laserowe.
    13. Włącz laser i stabilnie trzymaj sondę aż do zakończenia napromieniania.
    14. Po zakończeniu terapii należy zdjąć sondę laserową z głowy i delikatnie umieścić mysz z powrotem w klatce.
    15. Wyłącz urządzenie laserowe i odłącz sondę od urządzenia.
    16. Wyczyść sondę laserową odpowiednim środkiem do czyszczenia optycznego.
    17. Przenieś myszy do obiektu dla zwierząt.

3. Zadania behawioralne

  1. Test w terenie otwartym
    1. Oceń aktywność lokomotoryczną każdej myszy na podstawie całkowitego dystansu przebytego podczas testu w otwartym polu, jak opisano wcześniej15.
  2. Zadanie labiryntu Barnesa
    1. Aparatura
      UWAGA: Zadanie uczenia się przestrzennego i zapamiętywania jest wykonywane w labiryncie Barnesa 16. Aparat używany do tego zadania neurobehawioralnego składa się z okrągłej platformy wykonanej z czarnego drewna (o średnicy 95 cm) z 20 równoodległymi okrągłymi otworami o średnicy 5 cm, które znajdują się na platformie, 3 cm od obwodu. Aparat jest podniesiony na wysokość 50 cm od podłogi, aby zwierzę nie zschodziło w dół. Pod otworem ewakuacyjnym umieszczono ruchomą czarną plastikową skrzynkę ewakuacyjną (20 cm x 15 cm x 5 cm). labirynt służy do testowania białych myszy, a mata powinna być umieszczona pod labiryntem, gdy używany jest system śledzenia oprogramowania.
      1. Umieść urządzenie labiryntowe na środku cichego pomieszczenia z jasnym oświetleniem górnym.
      2. Umieść znak "Nie wchodź" na zewnątrz drzwi pokoju zadań.
      3. Dołącz wskazówki wizualno-przestrzenne do murów obwodowych.
      4. Umieść cyfrową kamerę wideo nad platformą labiryntu.
      5. Oczyść powierzchnię platformy labiryntu 70% etanolem, aby usunąć niechciane sygnały węchowe.
      6. Dodaj niewielką ilość ściółki z domowej klatki zwierzęcia do wnętrza pudełka ucieczkowego, aby służyła jako wskazówka węchowa
        7. .
    2. Sesja adaptacyjna
      1. Przyprowadź każdą mysz do pokoju zadań około 30 minut przed rozpoczęciem eksperymentu, aby mysz się przyzwyczaiła.
      2. Wyjmij mysz z klatki i delikatnie umieść zwierzę w skrzynce ucieczkowej na 1 minutę.
    3. Sesja treningowa
      UWAGA: Sesja treningowa jest powtarzana dla każdej myszy przez 4 kolejne dni.
      1. Delikatnie wyjmij mysz z pudełka ucieczki.
      2. Umieść mysz na środku areny, a następnie umieść komorę startową na górze myszy.
      3. Usuń komorę startową po 10 s i pozwól myszy eksplorować arenę przez 3 minuty.
      4. Cicho przejdź do obszaru komputera i załóż słuchawki z redukcją szumów.
      5. Wywołaj negatywny bodziec słuchowy składający się z głośnego białego szumu o natężeniu około 80 dB na poziomie platformy i rozpocznij filmowanie myszy.
      6. Wyłącz biały szum i zatrzymaj nagrywanie wideo, gdy mysz znajdzie się w polu ucieczki. Pozwól zwierzęciu pozostać w spokoju w boksie przez 1 minutę.
      7. Wyjmij mysz z pudełka ewakuacyjnego i umieść ją z powrotem w klatce.
      8. Powtarzaj kroki od 3.4.2 do 3.4.7 4 razy dziennie, z 3-minutowymi przerwami między powtórzonymi próbami.
        UWAGA: Pomiędzy wszystkimi próbami usuń mocz lub kał z powierzchni areny i oczyść labirynt 70% etanolem.
    4. Sesja próbna sondy
      1. Po ostatniej próbie treningowej, 24 godziny później, usuń skrzynkę ewakuacyjną z platformy labiryntu i powtórz kroki od 3.4.2 do 3.4.5.
      2. Po 3 minutach wyłącz biały szum i przerwij nagrywanie. Usuń mysz z areny labiryntu i umieść ją z powrotem w klatce.
      3. Po przetestowaniu wszystkich zwierząt wyczyść platformę labiryntu i komorę startową. Wyłącz światła w pokoju i usuń znak "Nie wchodzić" z drzwi.
      4. Zapisz nagrania wideo z sesji testowych na zewnętrznym dysku twardym w celu dalszej analizy.
      5. Skonfiguruj oprogramowanie do śledzenia wideo i wyodrębnij interesujące Cię parametry z nagranych filmów, w tym czas opóźnienia w znalezieniu otworu docelowego podczas 4 dni sesji treningowych oraz czas spędzony w kwadrancie docelowym podczas sesji próbnej sondy.

4. Ocena biochemiczna

  1. Poziomy ATP w hipokampie
    1. Głęboko znieczulij każdą mysz wstrzyknięciem dootrzewnowym mieszaniny ketaminy (100 mg na gram masy ciała) i ksylazyny (10 mg na gram masy ciała).
    2. Odetnij głowę zwierzęciu i szybko usuń tkankę mózgową z czaszki.
    3. Wypreparuj hipokamp i homogenizuj tkankę w lodowatym buforze do próbek (dostarczonym przez zestaw) za pomocą homogenizatora tkankowego.
    4. Natychmiast odwirować homogenat o stężeniu 2 000 x g przez 3 minuty w temperaturze 4 °C.
    5. Przenieść supernatant do czystej probówki.
    6. Oceń poziomy ATP w hipokampie, używając metody spektrofotometrycznej, jak opisano wcześniej11.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Analizy statystyczne

Analizę statystyczną danych uzyskanych z sesji treningowych w labiryncie Barnesa przeprowadzono za pomocą dwuczynnikowej analizy wariancji (ANOVA); pozostałe testy behawioralne oraz analizę poziomu ATP w hipokampie pomiędzy grupami przeprowadzono za pomocą jednoczynnikowej analizy wariancji (ANOVA), a następnie zastosowano test post hoc Tukeya. Wszystkie dane przedstawiono jako średnie ± sta...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Opisujemy protokół przeprowadzania przezczaszkowej procedury PBMT u myszy. Protokół ten jest szczególnie skierowany do laboratoriów neurobiologicznych, które prowadzą badania nad fotobiomodulacją skoncentrowane na gryzoniach. Jednak protokół ten można dostosować do innych zwierząt laboratoryjnych, które są często używane w dziedzinie neurobiologii, takich jak królik, kot, pies lub małpa.

Obecnie obserwuje się zwiększone zainteresowanie badaniem przezczaszkowego PBMT za pomocą laserów czerwonyc...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Wynagrodzenie P.C. było wspierane przez Harvard Psychiatry Department (Dupont-Warren Fellowship i Livingston Award), przez Brain and Behavior Research Foundation (NARSAD Young Investigator Award) oraz przez nieograniczony grant Photothera Inc. Dawka leku pochodziła od TEVA. Zwrot kosztów podróży został przyznany przez firmę Pharmacia-Upjohn. Firma P.C. otrzymała wynagrodzenie za konsultacje od Działu Badań i Rozwoju Janssen. P.C. złożył kilka patentów związanych z wykorzystaniem światła bliskiej podczerwieni w psychiatrii. Firma PhotoMedex, Inc. dostarczyła cztery urządzenia do badania klinicznego. P.C. otrzymała nieograniczone finansowanie od Litecure Inc. na przeprowadzenie badania nad przezczaszkową fotobiomodulacją w leczeniu głównych zaburzeń depresyjnych oraz na przeprowadzenie badania na zdrowych osobach. P.C. był współzałożycielem firmy (Niraxx Light Therapeutics) zajmującej się opracowywaniem nowych metod leczenia opartych na świetle bliskiej podczerwieni; Jest również konsultantem w tej samej firmie. P.C. otrzymał dofinansowanie z Cerebral Sciences na przeprowadzenie badania nad przezczaszkową fotobiomodulacją w zespole lęku uogólnionego. Pozostali autorzy nie mają do ujawnienia konfliktu interesów.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez grant z Uniwersytetu Medycznego w Tabriz (grant nr 61019) dla S.S.-E. oraz grant na publikację od LiteCure LLC, Newark, DE, USA dla L.D.T. Autorzy pragną podziękować Zakładowi Immunologii i Centrum Rozwoju Edukacji (EDC) Uniwersytetu Medycznego w Tabrizie za życzliwą pomoc.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
KetaminaAlfasan#1608234-01
KsylazynaAlfasan#1608238-01
AgaroseSigma#A4679
SuperglueQuickstar
VibratomeCampden Instruments#MA752-707
Szkło optyczneMarka żagla#7102
Power miernikThor labs#PM100D
Detektor fotodiodThor labs#S121C
SuwmiarkaPittsburgh
GaAlAs laserThor Photomedicine
Etho VisionNoldus
WirówkaFroilabo#SW14R
NausznikiBlue Eagle
Aparat cyfrowyVisionlite#VCS2-E742H
Wzmacniacz SterioSony
EthanolHamonteb#665.128321
Labirynt Barnesawyprodukowany
Costom Sigma#MAK190
Czytnik ElisaŚwiadomość#Stat Faks 2100
Zestaw testowy ATP przez

Bibliografia

  1. Chung, H., et al. The nuts and bolts of low-level laser (light) therapy. Annals of Biomedical Engineering. 40 (2), 516-533 (2012).
  2. Salehpour, F., et al. Brain Photobiomodulation Therapy: a Narrative Review. Molecular Neurobiology. , 1-36 (2018).
  3. Hamblin, M. R. Shining light on the head: photobiomodulation for brain disorders. BBA Clinical. 6, 113-124 (2016).
  4. Karu, T. I., Pyatibrat, L. V., Kolyakov, S. F., Afanasyeva, N. I. Absorption measurements of a cell monolayer relevant to phototherapy: reduction of cytochrome c oxidase under near IR radiation. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology. 81 (2), 98-106 (2005).
  5. de Freitas, L. F., Hamblin, M. R. Proposed mechanisms of photobiomodulation or low-level light therapy. IEEE Journal of Selected Topics in Quantum Electronics. 22 (3), 348-364 (2016).
  6. Xuan, W., Vatansever, F., Huang, L., Hamblin, M. R. Transcranial low-level laser therapy enhances learning, memory, and neuroprogenitor cells after traumatic brain injury in mice. Journal of Biomedical Optics. 19 (10), 108003(2014).
  7. DeTaboada, L., et al. Transcranial application of low-energy laser irradiation improves neurological deficits in rats following acute stroke. Lasers in Surgery and Medicine: The Official Journal of the American Society for Laser Medicine and Surgery. 38 (1), 70-73 (2006).
  8. De Taboada, L., et al. Transcranial laser therapy attenuates amyloid-β peptide neuropathology in amyloid-β protein precursor transgenic mice. Journal of Alzheimer’s Disease. 23 (3), 521-535 (2011).
  9. Oueslati, A., et al. Photobiomodulation suppresses alpha-synuclein-induced toxicity in an AAV-based rat genetic model of Parkinson’s disease. PloS One. 10 (10), e0140880(2015).
  10. Xu, Z., et al. Low-level laser irradiation improves depression-like behaviors in mice. Molecular Neurobiology. 54 (6), 4551-4559 (2017).
  11. Salehpour, F., et al. Transcranial low-level laser therapy improves brain mitochondrial function and cognitive impairment in D-galactose–induced aging mice. Neurobiology of Aging. 58, 140-150 (2017).
  12. Grady, C. The cognitive neuroscience of ageing. Nature Reviews Neuroscience. 13 (7), 491(2012).
  13. Beal, M. F. Mitochondria take center stage in aging and neurodegeneration. Annals of Neurology. Official Journal of the American Neurological Association and the Child Neurology Society. 58 (4), 495-505 (2005).
  14. Lu, Y., et al. Low-level laser therapy for beta amyloid toxicity in rat hippocampus. Neurobiology of Aging. 49, 165-182 (2017).
  15. Seibenhener, M. L., Wooten, M. C. Use of the open field maze to measure locomotor and anxiety-like behavior in mice. Journal of Visualized Experiments. (96), e52434(2015).
  16. Rosenfeld, C. S., Ferguson, S. A. Barnes maze testing strategies with small and large rodent models. Journal of Visualized Experiments. (84), e51194(2014).
  17. Huang, Y. Y., Chen, A. C. H., Carroll, J. D., Hamblin, M. R. Biphasic dose response in low level light therapy. Dose Response. 7 (4), 358-383 (2009).
  18. Mohammed, H. S. Transcranial low-level infrared laser irradiation ameliorates depression induced by reserpine in rats. Lasers in Medical Science. 31 (8), 1651-1656 (2016).
  19. Zhang, Y., Zhang, C., Zhong, X., Zhu, D. Quantitative evaluation of SOCS-induced optical clearing efficiency of skull. Quantitative Imaging in Medicine and Surgery. 5 (1), 136(2015).
  20. Shaw, V. E., et al. Neuroprotection of midbrain dopaminergic cells in MPTP-treated mice after near-infrared light treatment. Journal of Comparative Neurology. 518 (1), 25-40 (2010).
  21. Moro, C., et al. Photobiomodulation inside the brain: a novel method of applying near-infrared light intracranially and its impact on dopaminergic cell survival in MPTP-treated mice. Journal of Neurosurgery. 120 (3), 670-683 (2014).
  22. Reinhart, F., et al. The behavioural and neuroprotective outcomes when 670 nm and 810 nm near infrared light are applied together in MPTP-treated mice. Neuroscience Research. 117, 42-47 (2017).
  23. Sadowski, M., et al. Amyloid-β deposition is associated with decreased hippocampal glucose metabolism and spatial memory impairment in APP/PS1 mice. Journal of Neuropathology and Experimental Neurology. 63 (5), 418-428 (2004).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

leczenie laserowelabirynt BarnesaATP hipokampapami przestrzennamyszy w wieku podesz ymtkanka m zgowatransmisja wiat asekcjonowanie na wibratomie

Powiązane artykuły