Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Rezonans magnetyczny Ocena rakotwórczych guzów pęcherza moczowego myszy

9.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/59101

⸱

29 marca 2019

 ,  ,  , 
1Department of Surgery, Division of Urology, NorthShore University HealthSystem, 2Department of Radiology, Northwestern University Feinberg School of Medicine, 3Department of Urology, Northwestern University Feinberg School of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

Guzy pęcherza moczowego u myszy są wywoływane przez rakotwórczy N-butyl-N-(4-hydroksybutylo)nitrozoaminowy czynnik rakotwórczy (BBN). Wytwarzanie guzów pęcherza moczowego jest niejednorodne; Dlatego konieczna jest dokładna ocena obciążenia guzem przed randomizacją do leczenia eksperymentalnego. Tutaj przedstawiamy szybki, niezawodny protokół MRI do oceny wielkości i stadium guza.

Streszczenie

Modele guzów pęcherza moczowego u myszy są kluczowe dla oceny nowych opcji terapeutycznych. Guzy pęcherza moczowego indukowane czynnikiem rakotwórczym N-butylo-N-(4-hydroksybutylo)nitrozoaminy (BBN) są korzystniejsze w porównaniu z modelami opartymi na liniach komórkowych, ponieważ ściśle replikują profile genomowe ludzkich nowotworów i, w przeciwieństwie do modeli komórkowych i ksenoprzeszczepów, stanowią dobrą okazję do badania immunoterapii. Jednak wytwarzanie guza pęcherza moczowego jest niejednorodne; Dlatego konieczna jest dokładna ocena obciążenia guzem przed randomizacją do leczenia eksperymentalnego. Opisano tutaj mysi model BBN i protokół do oceny obciążenia rakiem pęcherza moczowego in vivo przy użyciu szybkiej i niezawodnej sekwencji rezonansu magnetycznego (MR) (true FISP). Ta metoda jest prosta i niezawodna, ponieważ, w przeciwieństwie do ultrasonografii, rezonans magnetyczny jest niezależny od operatora i pozwala na proste przetwarzanie i przeglądanie obrazu po akwizycji. Korzystając z osiowych obrazów pęcherza moczowego, analiza obszarów zainteresowania wzdłuż ściany pęcherza moczowego i guza pozwala na obliczenie ściany pęcherza moczowego i obszaru guza. Pomiar ten koreluje z masą pęcherza moczowego ex vivo (rs = 0,37, p = 0,009) i stadium guza (p = 0,0003). Podsumowując, BBN generuje heterogenne guzy, które są idealne do oceny immunoterapii, a MRI może szybko i niezawodnie ocenić obciążenie guzem przed randomizacją do eksperymentalnych ramion leczenia.

Wprowadzenie

Rak pęcherza moczowego jest piątym najczęściej występującym nowotworem, odpowiedzialnym za około 80 000 nowych przypadków i 16 000 zgonów w Stanach Zjednoczonych w 2017 roku1. Po około 30 latach bez znaczących postępów w ogólnoustrojowym leczeniu raka pęcherza moczowego2, ostatnie badania nad inhibitorami punktów kontrolnych anty-PD-1 i anty-PD-L1 wykazały ekscytujące i czasami trwałe odpowiedzi u pacjentów z zaawansowanym rakiem urotelialnym3,4,5. Jednak tylko około 20% pacjentów wykazuje obiektywną odpowiedź na te metody leczenia i potrzebne są dalsze badania, aby rozszerzyć skuteczne zastosowanie immunoterapii u pacjentów z rakiem pęcherza moczowego.

Modele raka pęcherza moczowego u myszy są kluczowymi narzędziami w przedklinicznej ocenie nowych metod leczenia6,7. Aby kontrolować wielkość guza podczas randomizacji myszy do różnych metod leczenia, obciążenie guzem musi być oceniane i kontrolowane między grupami leczenia. W poprzednich badaniach wykorzystano ultradźwięki lub bioluminescencję do oceny ortotopowych modeli raka pęcherza moczowego opartych na linii komórkowej8,9,10,11. Jednak obie techniki mają kilka wad. Na pomiary ultradźwiękowe mogą mieć wpływ umiejętności operatora i brakuje im cech trójwymiarowych oraz wysokiej rozdzielczości przestrzennej. Metody bioluminescencji mogą zapewnić jedynie półilościową ocenę komórek nowotworowych i nie pozwalają na wizualizację anatomii i morfologii pęcherza moczowego. Co więcej, bioluminescencja może być stosowana tylko w modelach opartych na liniach komórkowych, które wyrażają geny bioluminescencyjne u myszy bezwłosych lub myszy z białym sierścią.

Z drugiej strony obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego (MRI) oferuje wyjątkową elastyczność w pozyskiwaniu obrazów anatomicznych o wysokiej rozdzielczości, wykazując szeroki zakres kontrastu tkankowego, który umożliwia dokładną wizualizację i ilościową ocenę obciążenia guza bez konieczności wyrażania właściwości bioluminescencyjnych. Obrazy MR są łatwiejsze do odtworzenia dzięki odpowiednim procesom analitycznym i gwarantowanej wizualizacji 3D pęcherza moczowego. Największymi ograniczeniami MRI są czas potrzebny na badanie i związane z tym wysokie koszty, które ograniczają testy o dużej przepustowości. Jednak kilka badań wykazało, że sekwencje MR mogą zapewnić wysokiej jakości obrazy diagnostyczne, które można wykorzystać do skutecznego wykrywania i monitorowania guzów pęcherza moczowego opartych na linii komórkowych; W związku z tym mogą być używane do analizy o wysokiej przepustowości9,12.

Tutaj opisujemy nieinwazyjną metodę opartą na MR, aby wiarygodnie i skutecznie scharakteryzować rakotwórcze guzy pęcherza moczowego u myszy. Aby to osiągnąć, używamy szybkiego obrazowania z techniką precesji MR w stanie ustalonym (true FISP), która gwarantuje krótkie sesje skanowania, zapewniając jednocześnie wysoką jakość i wysoką rozdzielczość przestrzenną (~100 mikronów) do wykrywania i pomiaru guzów pęcherza moczowego13. Ponadto, aby potwierdzić dokładność tego nieinwazyjnego testu MRI, opisujemy korelację między parametrami pochodzącymi z MRI a masą pęcherza moczowego ex vivo, a także patologicznie potwierdzonym stadium nowotworu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie opisane tutaj metody zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) Uniwersytetu Northwestern.

1. Indukcja nowotworów za pomocą BBN

  1. Uzyskaj samce myszy C57 / BL6, z których każda ma co najmniej 6 tygodni.
    UWAGA: Samce myszy rozwijają raka pęcherza moczowego szybciej i bardziej konsekwentnie niż samice myszy14,15.
  2. Dodać N-nitrosobutylo(4-hydroksybutylo)aminę (BBN) w dawce 0,05% do wody pitnej. Przechowuj go w nieprzezroczystym pojemniku i dostarczaj go ad libitum jako wodę pitną myszom16.
    UWAGA: Przechowywanie roztworu BBN w przezroczystym pojemniku spowoduje degradację czynnika rakotwórczego17.
  3. Zmieniaj 0,05% wody BBN dwa razy w tygodniu.
  4. Monitoruj zwierzęta, sprawdzając pod kątem oznak niepokoju związanych z guzami pęcherza moczowego, w tym krwiomoczu, twardego pęcherza i mas. Sprawdzaj myszy dwa razy w tygodniu lub zgodnie z lokalnymi wytycznymi IACUC.
  5. Spodziewaj się, że guzy rozwiną się między 16 a 24 tygodniem ekspozycji18.

2. Konfiguracja rezonansu magnetycznego

  1. Wykonaj podskórne wstrzyknięcie sterylnego roztworu soli fizjologicznej (0,1–0,2 ml za pomocą igły 25–27 G i strzykawki o pojemności 1 ml) na 10 minut przed rezonansem magnetycznym, aby ułatwić napełnienie pęcherza.
  2. Znieczulij każdą mysz mieszaniną gazów 100%O2 i izofluranu (2%-4% w razie potrzeby). Sprawdź odpowiednią płaszczyznę znieczulenia, testując odruch wycofania (szczypanie palca u nogi) przed kontynuowaniem. Nałóż sterylną maść do oczu na zwierzę.
  3. Przenieść mysz do uchwytu do obrazowania wyposażonego w nos w celu podania wziewnego izofluranu (0,5%-3%).
  4. Monitoruj temperaturę ciała i oddech za pomocą sondy temperatury doodbytniczej podłączonej do komputera rejestrującego wyniki fizjologiczne.
    UWAGA: Normalna temperatura ciała (36–37 °C) jest utrzymywana za pomocą obiegu recyrkulacyjnej gorącej wody wbudowanego w uchwyt MR dla zwierząt. Temperatura jest mierzona za pomocą czujnika doodbytniczego i rejestrowana na komputerze monitorującym fizjologię za pomocą dedykowanego oprogramowania do monitorowania fizjologicznego. Ten sam system służy do rejestracji sygnałów oddechowych i elektrokardiogramu mierzonych przez poduszkę pneumatyczną umieszczoną pod klatką piersiową oraz przez 3-odprowadzeniowe elektrody elektrokardiogramowe. Sygnał oddechowy jest również wykorzystywany do wyzwalania akwizycji MRI i zmniejszania artefaktów związanych z ruchem oddechowym.

3. Akwizycja obrazu MRI

  1. Wykorzystaj kwadraturową cewkę korpusu do wzbudzenia.
  2. Umieść 4-kanałową cewkę odbiornika na dolnej części brzucha skanowanej myszy, aby umożliwić optymalne wykrywanie sygnałów z obszaru zainteresowania.
  3. Zainicjuj automatyczne korekty za pomocą zintegrowanego oprogramowania do obrazowania, aby uzyskać trójosiowy zestaw obrazów całego ciała myszy. Z tego referencyjnego zestawu obrazów zidentyfikuj obszar zainteresowania (w tym przypadku obszar pęcherza moczowego).
  4. Uzyskaj trzy zestawy obrazów z ortogonalnymi warstwami wzdłuż płaszczyzny osiowej, czołowej i strzałkowej, korzystając z radiologicznych układów odniesienia.
  5. Wykorzystaj prawdziwą sekwencję obrazowania FISP (zawartą jako jedna z funkcji zintegrowanego oprogramowania do obrazowania) z następującymi parametrami MR: TR = 900 ms, TE = 2 ms, FA = 70, 14 średnich.
    UWAGA: Ten zestaw parametrów pozwala na szybkie obrazowanie z wysoką jakością diagnostyczną, w tym ważenie T1/T2 w <10 min na mysz.
  6. Rozdzielczość przestrzenna i grubość warstwy są określane na podstawie parametrów geometrycznych wybranych przez użytkownika za pomocą interfejsu graficznego zintegrowanej platformy obrazowania. W ten sposób powstaje seria plastrów na całym pęcherzu o grubości 0,5 mm z rozdzielczością w płaszczyźnie 0,148 mm.

4. Analiza obrazu MR

  1. Zidentyfikuj zestaw plastrów o grubości 0,5 mm i rozdzielczości w płaszczyźnie 0,148 mm, pokrywających cały pęcherz.
  2. Eksport do oprogramowania do analizy obrazów medycznych należy wybrać folder z odpowiadającymi im obrazami w formacie ANALYZE.
  3. Wybierz "reprezentatywny widok osiowy" na środku pęcherza moczowego do analizy ilościowej, przewijając wygenerowane obrazy i identyfikując plasterek w środku pęcherza, co pozwala na wizualizację ściany pęcherza moczowego i światła.
    UWAGA: Środkowy plasterek powinien być wybrany o największej średnicy.
  4. Ostrożnie wyznacz obszar zainteresowania (ROI), ręcznie śledząc granice wokół zewnętrznej krawędzi pęcherza moczowego (BLAna zewnątrz) i wokół wewnętrznego światła (BLAin) pęcherza moczowego (patrz schematyczne i reprezentatywne rysunki w Rysunek 2) w wybranym reprezentatywnym widoku osiowym.
  5. Odejmij wewnętrzne światło od zewnętrznej krawędzi, aby obliczyć powierzchnię ściany pęcherza.
    BLAwall = BLAout - BLAin
    UWAGA: Oczekuje się, że powierzchnia pęcherza kontrolnego bez guza będzie mniejsza niż w przypadku guza pęcherza moczowego.

5. Eutanazja i rozwarstwienie pęcherza moczowego

  1. Po 20 tygodniach ekspozycji na BBN myszy należy poddać eutanazji przy użyciu standardowych procedur operacyjnych zgodnie z lokalnymi wytycznymi IACUC.
  2. Oczyść miejsce nacięcia 70% etanolem, a następnie chwyć i unieś skórę ściany brzucha kleszczami.
  3. Wykonaj nacięcie w linii środkowej od spojenia łonowego do wyrostka mieczykowatego.
  4. Ostro naciąć jamę otrzewnej, chwytając kleszczami i nacinając nożyczkami.
  5. Zidentyfikuj pęcherz, który znajduje się w dolnej części brzucha w linii środkowej.
  6. Zidentyfikuj i przetnij środkowe więzadło pępowinowe łączące kopułę pęcherza moczowego z pępkiem i ścianą brzucha.
  7. Chwyć kopułę pęcherza za pomocą kleszczy, aby zapewnić przeciwdziałanie i odetnij pęcherz moczowy od otaczających struktur, w tym pęcherzyków nasiennych, odbytnicy i tłuszczu.
  8. Zidentyfikuj moczowody wchodzące do pęcherza moczowego i przetnij nożyczkami w pobliżu pęcherza.
  9. Podnosząc głowę pęcherza, przetnij cewkę moczową nożyczkami i wyjmij pęcherz.
  10. Natychmiast zważyć pęcherz po przepłukaniu go PBS.

6. Badanie histologiczne tkanki pęcherza moczowego

  1. Utrwal tkankę pęcherza moczowego w 10% neutralnej buforowanej formalinie przez 36-48 godzin w temperaturze pokojowej (RT).
  2. Osadź tkankę w blokach parafiny, wytnij szkiełka do późniejszego badania i zabarwij szkiełka hematoksyliną i eozyną do badania mikroskopowego, jak opisano wcześniej19,20.
  3. Wykonaj badanie mikroskopowe pęcherza myszy przy małych (2,5x i 10x) i wysokich (20x i 40x) powiększeniach, badając zmiany makroskopowe, hiperplazję, raka in situ, brodawczaki, guzy brodawkowate i nowotwory inwazyjne19,21.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Zgodnie z opisanym protokołem (Rycina 1), u samców myszy C57/B6 wywołano nowotwory pęcherza moczowego. Badanie MRI wykonano w 16. tygodniu, a myszy uśpiono w 20. tygodniu. Odnotowano masę pęcherza moczowego (BW) ex vivo dla każdej myszy. Preparaty barwiono hematoksyliną i eozyną, a następnie wszystkie skrawki histologiczne przeanalizowano pod kątem stopnia zaawansowania nowotworu.

W celu an...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Dokładne obrazowanie modeli nowotworowych jest niezbędne do odpowiedniego stopnia zaawansowania przed eutanazją i randomizacji zwierząt przed rozpoczęciem leczenia eksperymentalnego. Korzystając z przedstawionej tutaj procedury, demonstrujemy metodologię (1) generowania guzów pęcherza moczowego przy użyciu czynnika rakotwórczego BBN oraz (2) stratyfikacji obciążenia guzem pęcherza moczowego za pomocą MR. Pomiar powierzchni pochodzącej z rezonansu magnetycznego (ściana BLA) istotnie koreluje z masą pęcherza

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

J. J. M. jest finansowany przez Veterans Health Administration Merit grant BX0033692-01. J. J. M. jest również wspierany przez Fundację Johna P. Hansona na rzecz Badań nad Rakiem w Robert H. Lurie Comprehensive Cancer Center na Northwestern University. Dziękujemy Centrum Obrazowania Translacyjnego za zapewnienie akwizycji i przetwarzania MRI. Źródła finansowania nie miały wpływu na napisanie manuskryptu ani na decyzję o jego złożeniu do publikacji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Myszy C57BL/6The Jackson Laboratory664myszy
N-butylo-N-(4-hydroksybutylo)nitrozoamina rakotwórczy (BBN)TCI AmericanB0938Rakotwórczość
0,9% sól fizjologicznaHospira, IncNDC 0409-488-02
IsofluranePiramal HealthCare60307-120-25Znieczulenie
7Tesla ClinScan MRIBrukerAmerykaPółnocna Dedykowane obrazowanie małych zwierząt MRI
SyngoSiemensNAMR Zintegrowane oprogramowanie do obrazowania
Model 1030 Monitorowanie i System bramkowaniaSmall Animal Instruments, Inc. (SAII)NAMonitorowanie fizjologiczne małych zwierząt
Formalina, neutralnie buforowana, 10%SigmaHT501128Utrwalacz
Eozyna YFisher ScientificNC1093844Historyczny środek barwiący
HematoxylinFisher Scientific23-245651Środek do barwienia histologicznego
Jim7Systemy XinapseNAOprogramowanie do analizy obrazów medycznych
GraphPad Prism v7.04GraphpadNAOprogramowanie do tworzenia wykresów
R v3.4.2Projekt R do obliczeń statystycznychNAPakiet statystyczny
R pROC v1.10.0.Projekt R do obliczeń statystycznychNAanaliza ROC

Bibliografia

  1. Siegel, R. L., Miller, K. D., Jemal, A. Cancer Statistics, 2017. CA: A Cancer Journal for Clinicians. 67 (1), 7-30 (2017).
  2. Abdollah, F., et al. Incidence, survival and mortality rates of stage-specific bladder cancer in United States: a trend analysis. Cancer Epidemiology. 37 (3), 219-225 (2013).
  3. Rosenberg, J. E., et al. Atezolizumab in patients with locally advanced and metastatic urothelial carcinoma who have progressed following treatment with platinum-based chemotherapy: a single-arm, multicentre, phase 2 trial. The Lancet. 387 (10031), 1909-1920 (2016).
  4. Sharma, P., et al. Nivolumab monotherapy in recurrent metastatic urothelial carcinoma (CheckMate 032): a multicentre, open-label, two-stage, multi-arm, phase 1/2 trial. The Lancet Oncology. 17 (11), 1590-1598 (2016).
  5. Bellmunt, J., et al. Pembrolizumab as Second-Line Therapy for Advanced Urothelial Carcinoma. New England Journal of Medicine. 376 (11), 1015-1026 (2017).
  6. Chan, E., Patel, A., Heston, W., Larchian, W. Mouse orthotopic models for bladder cancer research. BJU International. 104 (9), 1286-1291 (2009).
  7. Zhang, N., Li, D., Shao, J., Wang, X. Animal models for bladder cancer: The model establishment and evaluation (Review). Oncology Letters. 9 (4), 1515-1519 (2015).
  8. Patel, A. R., et al. Transabdominal micro-ultrasound imaging of bladder cancer in a mouse model: a validation study. Urology. 75 (4), 799-804 (2010).
  9. Chin, J., Kadhim, S., Garcia, B., Kim, Y. S., Karlik, S. Magnetic resonance imaging for detecting and treatment monitoring of orthotopic murine bladder tumor implants. The Journal of Urology. 145 (6), 1297-1301 (1991).
  10. Jurczok, A., Fornara, P., Soling, A. Bioluminescence imaging to monitor bladder cancer cell adhesion in vivo: a new approach to optimize a syngeneic, orthotopic, murine bladder cancer model. BJU International. 101 (1), 120-124 (2008).
  11. Vandeveer, A. J., et al. Systemic Immunotherapy of Non-Muscle Invasive Mouse Bladder Cancer with Avelumab, an Anti-PD-L1 Immune Checkpoint Inhibitor. Cancer Immunology Research. 4 (5), 452-462 (2016).
  12. Kikuchi, E., et al. Detection and quantitative analysis of early stage orthotopic murine bladder tumor using in vivo magnetic resonance imaging. Journal of Urology. 170, 1375-1378 (2003).
  13. Chung, H. W., et al. T2-weighted fast MR imaging with true FISP versus HASTE: comparative efficacy in the evaluation of normal fetal brain maturation. American Journal of Roentgenology. 175 (5), 1375-1380 (2000).
  14. Miyamoto, H., et al. Promotion of bladder cancer development and progression by androgen receptor signals. Journal of the National Cancer Institute. 99 (7), 558-568 (2007).
  15. Bertram, J. S., Craig, A. W. Specific induction of bladder cancer in mice by butyl-(4-hydroxybutyl)-nitrosamine and the effects of hormonal modifications on the sex difference in response. European Journal of Cancer. 8 (6), 587-594 (1972).
  16. Nagao, M., et al. Mutagenicity of N-butyl-N-(4-hydroxybutyl)nitrosamine, a bladder carcinogen, and related compounds. Cancer Research. 37, 399-407 (1977).
  17. Hirose, M., Fukushima, S., Hananouchi, M., Shirai, T., Ogiso, T. Different susceptibilities of the urinary bladder epithelium of animal species to three nitroso compounds. Gan. Gann; The Japanese Journal of Cancer Research. 67 (2), 175-189 (1976).
  18. Shin, K., et al. Cellular origin of bladder neoplasia and tissue dynamics of its progression to invasive carcinoma. Nature Cell Biology. 16 (5), 469-478 (2014).
  19. Epstein, J. I. Chapter 17: Immunohistology of the Bladder, Kidney, and Testis. Diagnostic Immunohistochemistry. , Fifth Edition, 624-661 (2019).
  20. Cohen, S. M., Ohnishi, T., Clark, N. M., He, J., Arnold, L. L. Investigations of rodent urinary bladder carcinogens: collection, processing, and evaluation of urine and bladders. Toxicologic Pathology. 35 (3), 337-347 (2007).
  21. Wood, D. P. Jr Tumors of the bladder. Campbell-Walsh Urology. 11 (92), 2184-2204 (2016).
  22. Zitvogel, L., Pitt, J. M., Daillere, R., Smyth, M. J., Kroemer, G. Mouse models in oncoimmunology. Nature Reviews Cancer. , (2016).
  23. Kaneko, S., Li, X. X chromosome protects against bladder cancer in females via a KDM6A-dependent epigenetic mechanism. Science Advances. 4 (6), eaar5598(2018).
  24. Smilowitz, H. M., et al. Biodistribution of gold nanoparticles in BBN-induced muscle-invasive bladder cancer in mice. International Journal of Nanomedicine. 12, 7937-7946 (2017).
  25. Dai, Y. C., et al. The interaction of arsenic and N-butyl-N-(4-hydroxybutyl)nitrosamine on urothelial carcinogenesis in mice. PLoS One. 12 (10), e0186214(2017).
  26. Williams, P. D., Lee, J. K., Theodorescu, D. Molecular Credentialing of Rodent Bladder Carcinogenesis Models. Neoplasia. 10 (8), (2008).
  27. Fantini, D., et al. A Carcinogen-induced mouse model recapitulates the molecular alterations of human muscle invasive bladder cancer. Oncogene. 37 (14), 1911-1925 (2018).
  28. Network, N. C. C. NCCN Guidelines in Clinical Oncology - Bladder Cancer 5.2018. , Available from: https://www.nccn.org/professionals/physician_gls/pdf/bladder.pdf (2018).
  29. Costa, M. J., Delingette, H., Novellas, S., Ayache, N. Automatic segmentation of bladder and prostate using coupled 3-D deformable models. Medical Image Computing and Computer-Assisted Intervention. 10 (Pt 1), 252-260 (2007).
  30. Rosenkrantz, A. B., et al. Utility of quantitative MRI metrics for assessment of stage and grade of urothelial carcinoma of the bladder: preliminary results. American Journal of Roentgenology. 201 (6), 1254-1259 (2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

nowotwór pęcherza moczowegokancerogen BBNmodel mysiobciążenie nowotworowerzeczywista sekwencja FISPgrubość ściany pęcherza moczowegomasa pęcherza moczowego ex vivoocena stopnia zaawansowania nowotworuocena immunoterapii
Rezonans magnetyczny Ocena rakotwórczych guzów pęcherza moczowego myszy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.