Method Article

Wysokoprzepustowe przesiewanie sideroforów z próbek środowiskowych: tkanek roślinnych, gleb masowych i gleb ryzosferowych

DOI:

10.3791/59137

⸱

February 9th, 2019

 ,  ,  ,  , 
1Department of Crop and Soil Sciences, Washington State University, 2Department of Plant Pathology, Washington State University

* These authors contributed equally

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiamy protokół szybkiego badania próbek środowiskowych pod kątem potencjału sideroforu, przyczyniającego się do biodostępności i obrotu mikroelementów w systemach lądowych.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Siderofory (związki chelatujące metale o niskiej masie cząsteczkowej) są ważne w różnych zjawiskach ekologicznych, począwszy od biogeochemicznego obiegu żelaza (Fe) w glebach, a skończywszy na konkurencji patogenów, promowaniu wzrostu roślin i sygnalizacji między królestwami. Ponadto siderofory mają również znaczenie komercyjne w bioługowaniu i biowietrzeniu minerałów i rud zawierających metale. Szybki, opłacalny i solidny sposób ilościowej oceny produkcji sideroforów w złożonych próbkach jest kluczem do identyfikacji ważnych aspektów ekologicznych konsekwencji aktywności sideroforów, w tym nowych mikroorganizmów wytwarzających siderofory. Przedstawiona metoda została opracowana w celu oceny aktywności sideroforów w zbiorowiskach mikrobiomu w takcie, w próbkach środowiskowych, takich jak gleba lub tkanki roślinne. Próbki homogenizowano i rozcieńczano w zmodyfikowanym podłożu M9 (bez Fe), a kultury wzbogacające inkubowano przez 3 dni. Produkcję sideroforu oceniano w próbkach po 24, 48 i 72 godzinach (h) przy użyciu nowatorskiego 96-dołkowego testu agarowego CAS (sulfonian azurolu chromu) z mikropłytkami, będącego adaptacją tradycyjnie żmudnej i czasochłonnej metody kolorymetrycznej oceny aktywności sideroforów, przeprowadzanej na poszczególnych hodowanych izolatach drobnoustrojów. Zastosowaliśmy naszą metodę do 4 różnych genotypów/linii pszenicy (Triticum aestivum L.), w tym Lewjain, Madsen i PI561725, i PI561727 powszechnie uprawianych na północno-zachodnim wybrzeżu Pacyfiku. Na produkcję sideroforów wyraźny wpływ miał genotyp pszenicy, a także obserwowane specyficzne typy tkanek roślinnych. Z powodzeniem wykorzystaliśmy naszą metodę do szybkiego badania przesiewowego pod kątem wpływu genotypu roślin na produkcję sideroforów, która pełni kluczową funkcję w ekosystemach lądowych i wodnych. Wyprodukowaliśmy wiele powtórzeń technicznych, które pozwoliły uzyskać bardzo wiarygodne różnice statystyczne w glebach i tkankach roślinnych. Co ważne, wyniki pokazują, że proponowana metoda może być wykorzystana do szybkiego zbadania produkcji sideroforów w złożonych próbkach z wysokim stopniem wiarygodności, w sposób, który pozwoli na zachowanie społeczności do późniejszych prac nad identyfikacją taksonów i funkcjonalnych genów.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Siderophores są ważnymi biomolekułami zaangażowanymi głównie w chelatację żelaza dla biodostępności, ale z szerokim wachlarzem dodatkowych celów w ekosystemach lądowych i wodnych, począwszy od mikrobiologicznego wykrywania kworum, sygnalizacji do mikrobiologicznych gospodarzy roślin, promowania wzrostu roślin, współpracy i konkurencji w złożonych społecznościach mikroorganizmów1,2. Siderofory można ogólnie sklasyfikować ze względu na ich miejsca aktywne i cechy strukturalne, tworząc cztery podstawowe typy: karboksylany, hydroksylat, katecholan i typy mieszane3,4. Wiele mikroorganizmów jest zdolnych do wydalania więcej niż jednego rodzaju sideroforu5, a w złożonych społecznościach zdecydowana większość organizmów biosyntetyzuje receptory błonowe, aby umożliwić wychwyt jeszcze szerszej gamy sideroforów1,6. Ostatnie prace wskazują, że siderofory są szczególnie ważne na poziomie społeczności, a nawet w komunikacji między królestwami i transferach biogeochemicznych7,8,9,10,11.

Sulfonian azurolu chromu (CAS) jest używany od ponad 30 lat jako czynnik chelatujący do wiązania żelaza (Fe) w taki sposób, że dodanie ligandów (tj. sideroforów) może spowodować dysocjację kompleksu CAS-Fe, tworząc łatwą do zidentyfikowania zmianę koloru w medium12. Gdy CAS jest związany z Fe, barwnik pojawia się jako królewski niebieski kolor, a gdy kompleks CAS-Fe dysocjuje, podłoże zmienia kolor w zależności od rodzaju liganda użytego do oczyszczania klasy Fe13. Początkowe, płynne podłoże założone przez Schwyna i Neilandsa w 1987 roku, zostało zmodyfikowane na wiele sposobów, aby dostosować się do zmieniających się celów mikrobiologicznych14, nawyki i ograniczenia wzrostu15, a także różne metale oprócz Fe, w tym aluminium, mangan, kobalt, kadm, nikiel, lit,16, copper17, a nawet arsenic18.

Wiele ludzkich patogenów, jak również mikroorganizmy wspomagające wzrost roślin (PGPM) zostały zidentyfikowane jako organizmy wytwarzające siderofory3,19,20, a ważne ryzosfery i endofityczne PGPM często mają pozytywny wynik testu na produkcję sideroforu4. Tradycyjna metoda płynna na bazie żelaza została zaadaptowana do badania mikromiareczkowego izolatów w uprawie do produkcji sideroforów21. Jednak techniki te nie uwzględniają znaczenia społeczności mikrobiologicznej jako całości (mikrobiomu) we współpracy i potencjalnej regulacji produkcji sideroforów w glebach i systemach roślinnych22. Z tego powodu opracowaliśmy wysokoprzepustową ocenę produkcji sideroforów z danego środowiska na poziomie społeczności, opartą na tradycyjnym teście CAS, ale z replikacją, łatwością pomiaru, wiarygodnością i powtarzalnością w teście mikropłytkowym.

W tym badaniu przedstawiono opłacalny, wysokoprzepustowy test CAS-Fe do wykrywania produkcji sideroforów, aby ocenić wzbogacenie produkcji sideroforów z złożonych próbek (np. homogenatów gleby i tkanki roślinnej). Masywną, luźno związaną i ściśle związaną glebę ryzosferową (pod względem sposobu wiązania gleby z korzeniem) uzyskano wraz z tkankami ziarna, pędów i korzeni z czterech różnych genotypów pszenicy (Triticum aestivum L.): Lewjain, Madsen, PI561725 i PI561727. Postawiono hipotezę, że fundamentalne różnice w genotypach pszenicy mogą skutkować różnicami w rekrutacji i selekcji społeczności produkujących siderofory. Szczególnie interesująca jest różnica między zbiorowiskami drobnoustrojów związanymi z linią izogeniczną PI561725, która jest tolerancyjna na aluminium, ponieważ posiada ALMT1 (Aluminium-activated Malate Transporter 1), w porównaniu z linią wrażliwą na aluminium PI561727 izogeniczną, która posiada niereagującą na aluminium formę genu, almt123,24,25,26. Głównym celem badań było opracowanie prostej, szybkiej metody ilościowej oceny produkcji sideroforów w kulturach wzbogacających siderofory o złożonych typach próbek, przy jednoczesnym zachowaniu kultur do przyszłych prac.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

UWAGA: Lokalizacja terenu: Uniwersytet Stanowy w Waszyngtonie, Farma Patologii Roślin (46°46'38.0"N 117°04'57.4"W). Nasiona wysiano za pomocą sadzarki mechanicznej 19 października 2017 r. Każdy genotyp pszenicy został posadzony w rzędach, w odległości około 1 metra od siebie, aby uniknąć nakładania się systemu korzeniowego. Próbki roślin i gleby pobrano 9 sierpnia 2018 r., kiedy rośliny były gotowe do zbioru. Próbki pobrano z trzech powtórzeń czterech genotypów pszenicy: PI561727, PI561725, Madsen, Lewjain.

1. Przygotowanie zmodyfikowanego podłoża M9

  1. Do przygotowania roztworu soli M9 należy użyć odczynników Na2PO4∙7H2O (12,8 g/200 mL), KH2PO4 (0,3 g/200 mL), NaCl (0,5 g/200 mL) i NH4Cl (1 g/20 mL).
  2. Użyć 18 g MgSO4∙7H2O w 100 ml podwójnie dejonizowanej wody (ddH2O) do przygotowania 0,75 M MgSO4∙7H2O.
  3. Zrobić 1 M CaCl2∙2H2O, dodając 14,7 g CaCl2∙2H2O ze 100 ml ddH2O.
  4. Przygotować roztwór buforowy, rozpuszczając 6,048 g RUR w 156 ml ddH2O, mieszając. Doprowadzić pH do 6,8 za pomocą 5 M NaOH.
  5. Przygotować 20% glukozy (jednowodnej dekstrozy) rozpuszczając 20 g glukozy w 100 ml ddH2O.
  6. Przygotuj roztwory i indywidualnie autoklawuj wszystko oprócz glukozy. Filtrować, sterylizować roztwór glukozy w celu dodania do pożywki M9 po autoklawowaniu (0,22 μm).
  7. Przygotować zmodyfikowaną pożywkę M9, mieszając 156 ml roztworu buforowego PIPES, 40 ml roztworu soli M9, 20 μl roztworu CaCl2·2H2O, 266 μL MgSO4·7H2O i 4 ml 20% roztworów glukozy razem w komorze bezpieczeństwa biologicznego, stosując technikę sterylną.
  8. W celu zakonserwowania zmodyfikowanego M9 należy zamknąć pojemnik, przykryć folią aluminiową w celu ochrony przed promieniowaniem UV i umieścić w temperaturze 4 °C.

2. Przygotowanie podłoża CAS-Fe-Agar

  1. Umyj kwasem wszystkie naczynia szklane w 100 mM HCl/100 mM HNO3 przez co najmniej 2 godziny przed użyciem w teście CAS.
  2. Przygotuj aluminiową formę do pieczenia wypełnioną piaskiem laboratoryjnym i przykryj ją folią aluminiową. Autoklaw w temperaturze 121 °C przez 30 minut i odstawić.
  3. Przygotować HDTMA (bromek heksadecylotrimetyloamoniowy) dodając 0,0365 g do 20 mlddH2O i umieścić roztwór w temperaturze 37 °C w celu ułatwienia rozpuszczania.
  4. Przygotować 10 mM HCl i wytworzyć 1 mM FeCl3·6H2O, używając 10 mM HCl jako rozpuszczalnika. Dodaj 0,0302 g CAS do 25 ml ddH2O, delikatnie mieszając sterylnym mieszadłem magnetycznym. Następnie dodać 5 ml 1 mM FeCl3·6H2O (w 10 mM HCl) do 25 ml roztworu CAS, kontynuując delikatne mieszanie (roztwór zmienia kolor na ciemnoczerwonawo-).
  5. Powoli dodawać 20 ml roztworu HDTMA, delikatnie mieszając, do roztworu Fe-CAS (w ten sposób powstaje ciemnoniebieski roztwór).
  6. Przygotować roztwór buforowy, rozpuszczając 15,12 g RUR w 375 ml ddH2O, delikatnie mieszając. Doprowadzić pH do 6,8 za pomocą 5 M NaOH. Dodaj wodę, aby zwiększyć objętość do 450 ml. Do roztworu dodać 5 g agarozy. Roztwór buforowy PIPES i roztwór CAS-Fe należy sterylizować w autoklawie w temperaturze 121 °C przez 30 min.
  7. Ostrożnie dodać całość roztworu CAS-Fe do całości buforu PIPES w komorze bezpieczeństwa biologicznego po autoklawowaniu każdego z nich.
  8. Umieścić zmieszany roztwór w łaźni wodnej o temperaturze 50 °C.
    UWAGA: Świeżo przygotuj wszystkie odczynniki w pożywce CAS-Fe-Agar przed każdym testem, ponieważ długotrwałe przechowywanie w temperaturze 50 °C powoduje wytrącanie się kompleksu CAS-Fe, a chłodzenie powoduje zestaloną pożywkę.
  9. Umieścić sterylną łódeczkę z odczynnikiem w sterylnym piasku w komorze bezpieczeństwa biologicznego i podgrzać do 50 °C. Przenieść CAS-Fe-Agar do łodzi, a następnie szybko poddzielić 100 μl do każdej studzienki w przezroczystej, płaskodennej, sterylnej 96-dołkowej mikropłytce.

3. Przygotowanie wzorca pioverdyny/EDTA

  1. Preparat z pioverdyny
    1. Przygotować 800 μM wzorca pioverdyny (mieszanina kwasu bursztynowego, 2-hydroksyglutaramidu i formy sukcynamindy pioverdyny – patrz Tabela Materiałów), w uprzednio przygotowanym zmodyfikowanym podłożu M9.
    2. Rozcieńczyć ten roztwór do roztworów 400, 200, 100, 50, 25, 12,5 i 6,25 μM.
  2. Przygotowanie wzorca EDTA
    1. Dodać 0,594 g disodowego kwasu etylenodiaminotetraoctowego (EDTA: C10H14N2Na2O8,2H 2O) do 500 ml uprzednio przygotowanej zmodyfikowanej pożywki M9 w celu przygotowania wzorca 3200 μM EDTA.
    2. Rozcieńczyć ten roztwór do roztworów 1600, 800, 400, 200, 100, 50, 25, 12,5 i 6,25 μM.
  3. Generowanie krzywej standardowej
    1. Dodać 100 μl każdego stężenia pioverdyny i EDTA do oddzielnych studzienek 96-dołkowej mikropłytki zawierającej 100 μl pożywki agarowej CAS-Fe. Wykonaj zduplikowane replikacje techniczne każdego stężenia. Dodaj również puste studzienki z samym M9 (bez EDTA lub pioverdyny).
    2. Za pomocą czytnika mikropłytek zmierzyć absorbancję (przy 420 nm i 665 nm) po 1, 6 i 24 godzinach inkubacji w temperaturze 22 °C, a następnie użyć pomiarów absorbancji do wygenerowania krzywych wzorcowych.
      UWAGA: W przypadku pomiarów 420 nm należy odjąć absorbancję ślepych prób od absorbancji studzienek zawierających pioverdynę lub EDTA. Dla długości fali 665 nm odjąć absorbancję studzienek zawierających pioverdynę lub EDTA od absorbancji ślepych prób. Następnie log10 (μM pioverdyna lub EDTA) jest regresji w stosunku do pomiarów absorbancji. Aby ułatwić interpretację wyników próbki, należy użyć absorbancji jako osi x i logarytmu10 (μM pyoverdine lub EDTA) jako osi y.

4. Pobieranie próbek środowiskowych: gleby i tkanek roślinnych

  1. Umyć sprzęt do pobierania próbek (łopaty i nożyczki) filtremddH2O o o grubości 0,22 μm, a następnie 70% etanolem, a następnie przetrzeć ręcznikiem papierowym przed pobraniem próbek i między próbkami, aby zachować sterylną technikę i zmniejszyć zanieczyszczenie krzyżowe.
  2. Usuń tkanki roślinne (ziarna i pędy) z roślin na polu i umieść je w oznakowanej plastikowej torbie do przechowywania, pozostawiając wystarczającą ilość ścierniska, aby ułatwić wyrwanie pożądanych próbek gleby i korzeni.
  3. Wykop małą bryłę korzeniową o głębokości około 15 cm i szerokości 23 cm i umieść ją w oddzielnej, oznakowanej plastikowej torbie w celu przygotowania próbki w środowisku laboratoryjnym. Ten krok jest podobny do metod McPhersona i wsp.27.
  4. Umieścić wszystkie próbki (ziarna, pędy, glebę luzem i bryły korzeniowe w oddzielnych workach) bezpośrednio na lodzie i przechowywać w temperaturze 4 °C do czasu przetworzenia próbek do oznaczenia produkcji sideroforu.
  5. Oddziel próbki gleby związane z korzeniami na masową, luźno związaną glebę ryzosferową i ściśle związaną glebę ryzosferową.
    1. Wyjmij bryły korzeniowe z worków. Delikatnie strząśnij ziemię z bryły korzeniowej. Strząśnięta ziemia wraz z ziemią pozostałą w worku tworzy ziemię "luzem".
    2. Użyj gumowego młotka, aby dodatkowo usunąć ziemię z bryły korzeniowej. Jest to luźno związana gleba ryzosferowa.
    3. Wygeneruj ściśle związaną glebę ryzosferyczną, zapuszczając korzenie ze ściśle związaną próbką i umieszczając je w probówce wirówkowej. Dodaj 30 ml ddH2O i mieszaj przez 2-3 minuty. Usuń korzenie, aby uzyskać ściśle związane rozcieńczenie gnojowicy glebowej ryzosfery.

5. Przygotowanie kultur wzbogacających siderofory i test produkcji syderoforu CAS-Fe

UWAGA: Wszystkie naczynia szklane powinny być umyte kwasem przed rozpoczęciem testów.

  1. Przygotowanie próbki gleby (dla każdego z trzech rodzajów próbek gleby)
    1. Homogenizować każdą próbkę gleby w worku na próbki, mieszając i obracając glebę tak bardzo, jak to możliwe, bez otwierania worka.
      UWAGA: Pomaga to zmniejszyć naturalną zmienność przestrzenną gleby i jest zgodne z normalnymi procedurami pobierania próbek gleby. Inne metody mogą być stosowane do homogenizacji próbek środowiskowych, w zależności od potrzeb i w zależności od projektu eksperymentalnego.
    2. Po dokładnym wymieszaniu każdej próbki, podwielokrotność i zawiesić 2,0 g każdej gleby w 20 ml zmodyfikowanej pożywki M9, a następnie rozcieńczyć 10-3 do całkowitej objętości 20 ml w sterylnej probówce wirówkowej o pojemności 50 ml ze sterylną zatyczką piankową, aby umożliwić napowietrzenie.
    3. W przypadku ściśle związanych próbek ryzosfery dodać 2 ml zawiesiny glebowej ryzosfery do 20 ml zmodyfikowanej pożywki M9, a następnie rozcieńczyć 10-3 do całkowitej objętości 20 ml w sterylnej probówce wirówkowej o pojemności 50 ml ze sterylną zatyczką piankową, aby umożliwić napowietrzenie.
  2. Przygotowanie próbki tkanki (korzeń, pęd i ziarno)
    1. Powierzchnię wysterylizuj próbkę 70% etanolem. Macerować 2,0 g świeżej tkanki w 20 ml zmodyfikowanego podłoża M9 za pomocą blendera na wysokich obrotach przez 30 sekund. Przenieść próbkę do sterylnej probówki wirówkowej o pojemności 50 ml, a następnie rozcieńczyć 10-3 do całkowitej objętości 20 ml w sterylnej probówce wirówkowej o pojemności 50 ml ze sterylną zatyczką piankową, aby umożliwić napowietrzenie.
  3. Wzbogacenie produkcji syderoforu poprzez ograniczenie Fe
    1. Inkubować probówki wirówkowe o pojemności 50 ml w temperaturze pokojowej i wstrząsać z prędkością 160 obr./min.

6. Testy agarowe CAS-Fe do wykrywania produkcji sideroforów w próbkach środowiskowych

  1. Po 24, 48 i 72 godzinach od rozpoczęcia hodowli wzbogacającej należy usunąć 1 ml podpróbek z probówek wzbogacających przy użyciu sterylnej techniki i odwirować przy 10 000 x g przez 1 minutę w probówkach wirówkowych o pojemności 2 ml w celu granulacji komórek.
  2. Zebrać oddzielony supernatant. Stosując technikę sterylną, dodać 100 μl supernatantu do 100 μl roztworu CAS-Fe-Agar w dwóch lub trzech powtórzeniach na mikropłytce. Dodać również 100 μl sterylnej pożywki M9 (jako ślepe próby). Następnie inkubować płytkę w temperaturze 28 °C.
  3. Zawiesić pozostały sklarat i osad dla każdej próbki (nie dodawany do płytki do mikromiareczkowania) we własnej, sterylnej probówce wirówkowej o pojemności 2 ml. Dodać 400 μl sterylnego glicerolu do każdej probówki z supernatantem i ponownie zawiesić osad, aby utworzyć zapas glicerolu. Zamrozić materiał w temperaturze -80 °C do późniejszych analiz.
    UWAGA: Ten krok można zmodyfikować w celu wygenerowania zapasów glicerolu zgodnie z dowolnym preferowanym protokołem wewnętrznym.
  4. Zmierz absorbancję po 6, 24, 48 i 72 godzinach, przy długości fali 420 nm.
  5. Użyj krzywych wzorcowych wygenerowanych z pioverdyny lub EDTA, aby zinterpretować pomiary absorbancji próbki pod względem ekwiwalentów pioverdyny.
    UWAGA: Pioverdyna została uznana za wyższy standard w porównaniu z EDTA (vide infra), więc EDTA nie została użyta do interpretacji wyników w obecnym badaniu.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mieszanina pioverdyny biosyntetyzowana przez Pseudomonas fluorescens została użyta jako standard do interpretacji i ilościowego określenia absorbancji (przy 420 nm) próbek pod względem ekwiwalentów pioverdyny w μM. Rysunek 1 pokazuje związek między absorbancją (420 nm) a początkowym stężeniem pioverdyny (Log10 molarność w μM). EDTA nie zapewniła odpowiedniego wzorca, ponieważ próbki wykazywały większe pomiary absorbancji niż były osiągalne...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Podstawowym rezultatem tych prac jest opracowanie nowej metodologii, która może być wykorzystana do szybkiego wzbogacenia mikroorganizmów wytwarzających siderofory przy jednoczesnym ilościowym pomiarze produkcji/aktywności sideroforów w próbce środowiskowej. Metodologia jest szybka, prosta i opłacalna, a wyniki pokazują, w jaki sposób można ją wykorzystać do wykrywania aktywności sideroforów w złożonych i nowych typach próbek (np. glebie i tkance roślinnej). Protokół prowadzi również do produkcji zapasów glicero...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy pragną podziękować Kalyani Muhunthan za pomoc w procedurach laboratoryjnych, Lee Opdahlowi za zbiór genotypów pszenicy, Washington State Concord Grape Research Council, oraz Washington State University Center for Sustaining Agriculture and Natural Resources za grant BIOAg na wsparcie tej pracy. Dodatkowe fundusze zostały zapewnione przez USDA/NIFA za pośrednictwem projektu Hatch 1014527.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
AgarozaApexLF451320014
Aluminiowa forma
Folia aluminiowa Chlorek
amonu, granulowanyFiesher Scientific152315A
Thermo Scientific
Dwuwodny chlorek wapniaFiesher Scientific171428
CAS (Chrome Azurol S)Chem-Impex Int'l Inc)000331-27168
Monohydrat dekstrozy (glukoza), krystaliczny proszekFiesher Scientific1521754
EDTA, sól disodowa, dwuwodzian, CrystalJ.T.BakerJI2476
Glicerol, bezwodnyBaker AnalizowanyC22634
HDTMA (Cetyltrimetyloamoniak Odczynnik bromkowyWorldFZ0941
Kwas chlorowodorkowyACROS OrganicB0756767
Infinite M200 PRO czytnik płytekTECAN
Sześciowodny chlorek żelaza (III), 99%ACROS OrganicznyA0342179
Laboratoryjny dygestoriaInkubator laboratoryjny Thermo Scientific
VWR Scientific
Siarczan magnezuFiesher Scientific27855
Kwas azotowy, (69-70)%J.T.Baker72287
Bufor PIPES, 98,5%ACROS OrganicznyA0338723
Fosforan potasu, dibaisc, proszekJ.T.BakerJ48594
PioverdynaSIGMA-ALDRICH078M4094V
Piasek
SI-600R ShakerLab Companion
Chlorek sodu, granulowanyFiesher Scientific136539
Wodorotlenek sodu, granulkiJ.T.BakerG48K53
Fosforan sodu, dwuzasadowy siedmiowodny, 99%ACROS OrganicznyA0371705
do pieczenia Autoklaw i sterylizator

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Butaite, E., Baumgartner, M., Wyder, S., Kummerli, R. Siderophore cheating and cheating resistance shape competition for iron in soil and freshwater Pseudomonas communities. Nature Communications. 8, (2017).
  2. Ghirardi, S., et al. Identification of Traits Shared by Rhizosphere-Competent Strains of Fluorescent Pseudomonads. Microbial Ecology. 64 (3), 725-737 (2012).
  3. Hider, R. C., Kong, X. L. Chemistry and biology of siderophores. Natural Product Reports. 27 (5), 637-657 (2010).
  4. Saha, M., et al. Microbial siderophores and their potential applications: a review. Environmental Science and Pollution Research. 23 (5), 3984-3999 (2016).
  5. Bhattacharyya, P. N., Jha, D. K. Plant growth-promoting rhizobacteria (PGPR): emergence in agriculture. World Journal of Microbiology, Biotechnology. 28 (4), 1327-1350 (2012).
  6. Lewis, R. W., Islam, A., Opdahl, L., Davenport, J. R., Sullivan, T. S. Phylogenetics, Siderophore Production, and Iron Scavenging Potential of Root Zone Soil Bacteria Isolated from 'Concord' Grape Vineyards. Microbial Ecology. , Accepted (2018).
  7. Li, S. S., et al. The opportunistic human fungal pathogen Candida albicans promotes the growth and proliferation of commensal Escherichia coli through an iron-responsive pathway. Microbiological Research. 207, 232-239 (2018).
  8. Lorenz, N., Shin, J. Y., Jung, K. Activity, Abundance, and Localization of Quorum Sensing Receptors in Vibrio harveyi. Frontiers in Microbiology. 8, (2017).
  9. O'Brien, S., Fothergill, J. L. The role of multispecies social interactions in shaping Pseudomonas aeruginosa pathogenicity in the cystic fibrosis lung. Fems Microbiology Letters. 364 (15), (2017).
  10. Ozkaya, O., Balbontin, R., Gordo, I., Xavier, K. B. Cheating on Cheaters Stabilizes Cooperation in Pseudomonas aeruginosa. Current Biology. 28 (13), (2018).
  11. Popat, R., et al. Environmental modification via a quorum sensing molecule influences the social landscape of siderophore production. Proceedings of the Royal Society B-Biological Sciences. 284 (1852), (2017).
  12. Schwyn, B., Neilands, J. B. Universal chemical assay for the detection and determination of siderophores. Analytical Biochemistry. 160 (1), 47-56 (1987).
  13. Sullivan, T. S., Ramkissoon, S., Garrison, V. H., Ramsubhag, A., Thies, J. E. Siderophore production of African dust microorganisms over Trinidad and Tobago. Aerobiologia. 28 (3), 391-401 (2012).
  14. Buyer, J. S., DeLorenzo, V., Neilands, J. B. Production of the siderophore aerobactin by a halophilic Pseudomonad. Applied and Environmental Microbiology. 57 (8), 2246-2250 (1991).
  15. Perez-Miranda, S., Cabirol, N., George-Tellez, R., Zamudio-Rivera, L., Fernandez, F. O-CAS, a fast and universal method for siderophore detection. Journal of Microbiological Methods. 70 (1), 127-131 (2007).
  16. Nakouti, I., Hobbs, G. A new approach to studying ion uptake by actinomycetes. Journal of Basic Microbiology. 53 (11), 913-916 (2013).
  17. Wang, L. J., et al. Diisonitrile Natural Product SF2768 Functions As a Chalkophore That Mediates Copper Acquisition in Streptomyces thioluteus. Acs Chemical Biology. 12 (12), 3067-3075 (2017).
  18. Retamal-Morales, G., et al. Detection of arsenic-binding siderophores in arsenic-tolerating Actinobacteria by a modified CAS assay. Ecotoxicology and Environmental Safety. 157, 176-181 (2018).
  19. Desai, A., Archana, G. Role of Siderophores in Crop Improvement. , (2011).
  20. Dertz, E. A., Raymond, K. N. Comprehensive coordination chemistry II. Que, L., Tolman, W. B. 8, Elsevier, Ltd. (2003).
  21. Arora, N. K., Verma, M. Modified microplate method for rapid and efficient estimation of siderophore produced by bacteria. 3 Biotech. 7, 9(2017).
  22. Bandyopadhyay, P., Bhuyan, S. K., Yadava, P. K., Varma, A., Tuteja, N. Emergence of plant and rhizospheric microbiota as stable interactomes. Protoplasma. 254 (2), 617-626 (2017).
  23. Lakshmanan, V., Castaneda, R., Rudrappa, T., Bais, H. P. Root transcriptome analysis of Arabidopsis thaliana exposed to beneficial Bacillus subtilis FB17 rhizobacteria revealed genes for bacterial recruitment and plant defense independent of malate efflux. Planta. 238 (4), 657-668 (2013).
  24. Sasaki, T., et al. A wheat gene encoding an aluminum-activated malate transporter. The Plant Journal. 37 (5), 645-653 (2004).
  25. Mahoney, A. K., Yin, C., Hulbert, S. H. Community Structure, Species Variation, and Potential Functions of Rhizosphere-Associated Bacteria of Different Winter Wheat (Triticum aestivum) Cultivars. Frontiers in Plant Science. 8 (132), (2017).
  26. Rayburn, A. L., Wetzel, J., Baligar, V. Mitotic analysis of sticky chromosomes in aluminum tolerant and susceptible wheat lines grown in soils of differing aluminum saturation. Euphytica. 127 (2), 193-199 (2002).
  27. McPherson, M. R., Wang, P., Marsh, E. L., Mitchell, R. B., Schachtman, D. P. Isolation and Analysis of Microbial Communities in Soil, Rhizosphere, and Roots in Perennial Grass Experiments. Journal of Visualized Experiments. (137), 57932(2018).
  28. Mirleau, P., et al. Fitness in soil and rhizosphere of Pseudomonas fluorescens C7R12 compared with a C7R12 mutant affected in pyoverdine synthesis and uptake. FEMS Microbiology Ecology. 34 (1), 35-44 (2000).
  29. Visca, P., Imperi, F., Lamont, I. L. Pyoverdine siderophores: from biogenesis to biosignificance. Trends in Microbiology. 15 (1), 22-30 (2007).
  30. Louden, B. C., Haarmann, D., Lynne, A. M. Use of Blue Agar CAS Assay for Siderophore Detection. Journal of Microbiology, Biology Education. 12 (1), 51-53 (2011).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Siderophore ScreeningCAS AssayMicroplate MethodSoil SamplesPlant TissuesEnrichment CultureIron LimitationPyoverdine StandardEDTA StandardWheat Genotypes

Related Articles