Zwężenie przeszczepu stanowi krytyczną przeszkodę w wymianie dróg oddechowych za pomocą inżynierii tkankowej. Aby zbadać mechanizmy komórkowe leżące u podstaw zwężenia, wykorzystujemy mysi model wymiany tchawicy za pomocą inżynierii tkankowej z wysiewanymi komórkami jednojądrzastymi szpiku kostnego (BM-MNC). Tutaj szczegółowo opisujemy nasz protokół, w tym produkcję rusztowań, izolację BM-MNC, siew przeszczepu i implantację.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Wysiew i implantacja biosyntetycznego przeszczepu tchawicy zmodyfikowanego tkankowo w modelu mysim
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Opcje leczenia wrodzonych lub wtórnych wad tchawicy długosegmentowej były historycznie ograniczone z powodu niemożności zastąpienia funkcjonalnej tkanki. Inżynieria tkankowa jest bardzo obiecująca jako potencjalne rozwiązanie dzięki swojej zdolności do integracji komórek i cząsteczek sygnałowych w trójwymiarowym rusztowaniu. Niedawne prace nad przeszczepami tchawicy (TETG) odniosły pewien sukces, ale ich translacja była ograniczona przez zwężenie przeszczepu, zapadanie się przeszczepu i opóźnioną epitelializację. Aby zbadać mechanizmy napędzające te problemy, opracowaliśmy mysi model do implantacji przeszczepu tchawicy za pomocą inżynierii tkankowej. TETG zostały zbudowane z elektroprzędzonych polimerów: politereftalanu etylenu (PET) i poliuretanu (PU) w mieszaninie PET i PU (20:80 procent masy). Rusztowania wysiewano następnie przy użyciu komórek jednojądrzastych szpiku kostnego wyizolowanych od 6-8 tygodniowych myszy C57BL/6 przez wirowanie gradientowe. Dziesięć milionów komórek na przeszczep wysiewano na światło rusztowania i pozostawiono do inkubacji przez noc przed implantacją między trzecim a siódmym pierścieniem tchawicy. Przeszczepy te były w stanie podsumować wyniki zwężenia i opóźnionej epitelializacji, jak wykazano w analizie histologicznej i braku Keratyny 5 i Keratyny 14 podstawowych komórek nabłonka w immunofluorescencji. Model ten posłuży jako narzędzie do badania mechanizmów komórkowych i molekularnych zaangażowanych w przebudowę gospodarza.
Wprowadzenie
Długosegmentowe wady tchawicy mogą występować jako rzadkie choroby wrodzone, takie jak pełne pierścienie tchawicy i agenezja tchawicy, a także uraz, nowotwór złośliwy i infekcja. W przypadku przekroczenia 6 cm u dorosłych lub 30% długości tchawicy u dzieci wady te nie mogą być leczone za pomocą rekonstrukcji chirurgicznej. Próby zastąpienia dróg oddechowych tkankami autologicznymi, przeszczepami zwłok i sztucznymi konstruktami były nękane przewlekłymi infekcjami, ziarninacją, awariami mechanicznymi i zwężeniem.
1,2,3. Zarówno w badaniach klinicznych, jak i na dużych zwierzętach, rekonwalescencja pooperacyjna po wymianie dróg oddechowych za pomocą inżynierii tkankowej wymagała licznych interwencji w celu zwalczania zwężenia (zdefiniowanego jako zwężenie światła o >50%) i utrzymania drożności dróg oddechowych. Dodatkowe prace TETG miały na celu zmniejszenie tego zwężenia poprzez ocenę roli wyboru wysiewu komórek, unaczynienia i konstrukcji rusztowania. Wybór wysiewu komórek i projektowanie rusztowań mających na celu przywrócenie natywnej struktury/funkcji tchawicy koncentrowało się głównie na komórkach nabłonka oddechowego i chondrocytach wysiewanych na różnych resorbowalnych, nieresorbowalnych i bezkomórkowych rusztowaniach. Ponieważ unaczynienie prawdopodobnie odgrywa główną rolę w rozwoju zwężenia, inne grupy skupiły się na optymalizacji modeli in vitro lub heterotopowych w celu przyspieszenia rewaskularyzacji lub neoangiogenezy4. Niemniej jednak osiągnięcie udanego unaczynienia przy jednoczesnym utrzymaniu kompetentnego mechanicznie i funkcjonalnego TETG pozostaje wyzwaniem. Pomimo najnowszych postępów, minimalizacja zwężenia pozostaje krytyczną przeszkodą w translacji klinicznej.
Aby zbadać tę histopatologiczną odpowiedź na implantację TETG in vivo, opracowaliśmy owczy model wymiany tchawicy metodą inżynierii tkankowej. Przeszczep składał się z mieszanego rusztowania elektroprzędzonego z politereftalanu etylenu (PET) i poliuretanu (PU) obsianego komórkami jednojądrzastymi pochodzącymi ze szpiku kostnego (BM-MNC). W tej małej kohorcie wykazaliśmy, że wysiewane autologiczne BM-MNC przyspieszają reepitelializację i opóźniają zwężenie5. Chociaż wysiewanie autologicznymi BM-MNC poprawiło przeżywalność, mechanizm komórkowy, za pomocą którego BM-MNC modulują tworzenie funkcjonalnej tkanki nowotworowej, pozostaje niejasny.
Badanie na poziomie komórkowym wymagało opracowania mysiego modelu wymiany tchawicy za pomocą inżynierii tkankowej. Podobnie jak w badaniu owiec, wykorzystaliśmy rusztowanie elektroprzędzone PET:PU wysiane BM-MNC. Zgodnie z modelem owczym, zwężenie TETG rozwinęło się w ciągu pierwszych dwóch tygodni po implantacji1,2,3,5. Sugerowało to, że mysi model podsumowuje zaobserwowaną wcześniej patologię, umożliwiając nam dalsze badanie mechanizmów komórkowych leżących u podstaw zwężenia dróg oddechowych.
W tym raporcie szczegółowo opisujemy nasz protokół wymiany tchawicy metodą inżynierii tkankowej w modelu mysim, w tym produkcję rusztowań, izolację BM-MNC, wysiewanie przeszczepów i implantację (Rysunek 1, Rysunek 2).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie opisane tutaj metody zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) w Nationwide Children's Hospital.
1. Produkcja rusztowań
- Przygotować roztwór prekursora nanowłókien polimerowych poprzez: 1) rozpuszczenie 8% wag. PET w 1,1,1,3,3,3-heksafluoroizopropanolu i podgrzanie roztworu do temperatury 60 °C oraz 2) rozpuszczenie 3% wag. PU w 1,1,1,3,3,3-heksafluoroizopropanolu w temperaturze pokojowej.
- Po schłodzeniu połączyć roztwory, aby stworzyć końcową mieszaninę polimerową PET i PU (20:80).
- Elektrowirować roztwór PET+ PU na pręcie ze stali nierdzewnej (średnica 1 mm) za pomocą igły o końcówce 20G na strzykawce o pojemności 60 ml wypełnionej roztworem PET:PU przy użyciu wysokonapięciowego zasilacza prądu stałego ustawionego na +14 kV na igle, innego wysokonapięciowego zasilacza prądu stałego ustawionego na -3 kV, natężenie przepływu 5 mL/h, i 20-centymetrowa odległość czubka od podłoża. Obracaj pręt z prędkością 350 obr./min podczas osadzania włókien.
- Kontynuuj elektrowirowanie, aż do uzyskania pożądanej grubości ścianki rusztowania 300 μm. Zsuń rusztowanie z pręta, a następnie trzymaj je przez noc w próżni, aby usunąć resztki rozpuszczalnika.
- Przed implantacją wysterylizuj rusztowanie za pomocą dawki światła ultrafioletowego 350 mJ/cm2 .
2. Zbieranie komórek jednojądrzastych pochodzących ze szpiku kostnego (BM-MNC)
- Poddaj eutanazji 6-8 tygodniową samicę myszy C57BL/6 koktajlem ketaminy (200 mg/kg), ksylazyny (20 mg/kg) i ketoprofenu (10 mg/kg). Sprawdź, czy eutanazja została zakończona metodą szczypania ogona. Pamiętaj, aby postępować zgodnie z lokalnymi wytycznymi dotyczącymi eutanazji.
- W sterylnych warunkach usuń skórę z kości udowych i piszczelowych, aby odsłonić kość za pomocą cienkich nożyczek i kleszczy Micro-Adson. Użyj kleszczy Dumont #5 i kleszczy Dumont #5/45, aby usunąć powięź i ścięgna. Oddziel kości i odetnij każdą z nich na obu końcach. Za pomocą strzykawki o pojemności 5 ml i igły 25 G przepłukać szpik kostny na szalce Petriego zawierającej 30 ml pożywki Rosewell Park Memorial Institute (RPMI). Przefiltruj ten RPMI ze szpikiem kostnym przez sitko z nylonu o pojemności 70 μm do probówki o pojemności 50 ml.
- W komorze bezpieczeństwa biologicznego umieść 5 ml polisurkrozy i ditrizoinianu sodu w probówce o pojemności 15 ml. Delikatnie dodaj komórki jednojądrzaste RMMI zawierające szpik kostny z boku probówki, aby uniknąć mieszania się dwóch warstw. Wirować przy 461 x g przez 30 min z "Hamulcem 1" w temperaturze 24 °C.
UWAGA: W naszej wirówce hamulec 1 oznacza najdłuższy czas wybiegania podczas zwalniania. - Z trzech utworzonych warstw odrzuć górną (różową) warstwę osocza i zbierz środkową (przezroczystą) warstwę składającą się z komórek jednojądrzastych szpiku kostnego. Odrzucić osad czerwonych krwinek.
- Rozcieńczyć jednojądrzaste komórki szpiku kostnego (BM-MNC) w roztworze soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS) w stosunku 1:1 i odwirować przy 461 x g przez 10 minut z "Hamulcem 9" w temperaturze 24 °C.
- Usunąć sklarowany osad i rozcieńczyć osad w 5 ml PBS. Wirować przy 461 x g przez 10 minut z "Hamulcem 9" w temperaturze 24 °C.
- Usunąć supernatant i rozcieńczyć osad w ~10 ml RPMI.
- Rozcieńczyć 10 μl roztworu BM-MNC o równej objętości 0,4% błękitu trypanowego w probówce o pojemności 1 ml. Umieścić 10 μl roztworu w szkiełku komory do liczenia komórek. Policz komórki za pomocą automatycznego licznika komórek. Powtórz ten krok i oblicz średnią liczbę komórek.
UWAGA: Średnią liczbę komórek 1 X 108 komórek uzyskano przy użyciu dwóch myszy dawców. Byłoby to równoznaczne z dwiema kośćmi udowymi i dwiema piszczelami, z których izolowany jest szpik kostny. - Odwirować roztwór BM-MNC o stężeniu 461 x g przez 10 minut z "Hamulcem 9" w temperaturze 24 °C. Usunąć supernatant i rozcieńczyć stężenie komórek do 107 komórek/przeszczep.
UWAGA: Badaliśmy wydajność wysiewu od 1, 10 do 100 milionów komórek i stwierdziliśmy, że 10 milionów komórek na przeszczep daje najwyższą wydajność wysiewu.
3. Wysiewanie komórek na przeszczepach
- Zmierz długości rusztowań i w razie potrzeby przytnij je na długość 5 mm.
- Wstępnie zwilż rusztowanie 5 μl RPMI przez 5 minut. Usuń RPMI.
- Dodać 5 μl roztworu BM-MNC do światła rusztowania na 10 minut.
- Przepuścić igłę 21G przez światło przeszczepu i inkubować przeszczep w 1000 μl RPMI przez noc w temperaturze 37 °C w inkubatorze.
4. Implantacja przeszczepu
UWAGA: Należy zachować ostrożność w celu zachowania aseptycznej techniki podczas procedury implantacji przeszczepu.
- Użyj 6-8-tygodniowych samic myszy C57BL / 6 jako biorców przeszczepów wysiewanych komórek. Enrofloksacynę (10 mg/kg) wstrzyknąć podskórnie 24 godziny przed zabiegiem i tuż przed nacięciem.
- Zważyć mysz i podać dawkę 0,1 ml/10 g koktajlu znieczulającego składającego się z ketaminy (100 mg/kg), ksylazyny (10 mg/kg) i ketoprofenu (5 mg/kg) jako środka przeciwbólowego dootrzewnowo.
- Sprawdź, czy płaszczyzna znieczulenia została uzyskana metodą szczypania ogona. Po potwierdzeniu poziomu uspokojenia nałóż sterylną maść okulistyczną na oczy i przypnij włosy na miejscu operacyjnym od podbródka do obojczyków. Umieść zwierzę na podkładce w pozycji grzbietowej leżącej. Zdezynfekuj miejsce operowane za pomocą najpierw podkładki przygotowawczej z jodonem powidonu, następnie podkładki nasącej alkoholem (70% alkoholu) i ponownie podkładki przygotowawczej z jodonem powidonu.
- Umieść zwierzę pod mikroskopem preparacyjnym z głową z dala od chirurga. Wykonaj nacięcie w linii środkowej, od obojczyków do kości gnykowej, za pomocą cienkich nożyczek i kleszczy Micro-Adson. Wyczyść powięź za pomocą cienkich kleszczyków Dumont #5 i Dumont #7, w razie potrzeby wraz ze sterylnym bawełnianym wacikiem i włóż samozabezpieczający się retraktor Colibri.
- Otwórz mięśnie paska (Rysunek 3A) za pomocą cienkich kleszczyków Dumont #5 i Dumont #7, aby odsłonić chrząstkę tarczycy, chrząstkę sercową i tchawicę. Tępo oddziel tchawicę od wstecznych nerwów krtaniowych biegnących równolegle po obu stronach, a następnie oddziel tchawicę obwodowo od przełyku (Ryc. 3B).
- Za pomocą igły 20G i markera chirurgicznego zabarwić przednią część tchawicy.
- Zidentyfikuj tchawicę i wykonaj nacięcie poniżej trzeciego pierścienia chrząstki tchawicy i przeciąć tchawicę za pomocą nożyczek sprężynowych Vannas-Tubingen i pary cienkich kleszczy Dumont #7. Trzymając go za pomocą cienkich zakrzywionych kleszczy, przymocuj dystalną tchawicę do mostka za pomocą sterylnego nylonowego szwu 9-0, aby utworzyć tymczasową tracheostomię (Ryc. 3C). UWAGA: Alternatywnym materiałem do szycia, który można zastosować, jest 9-0 PDS do implantacji tchawicy i reaproksymacji mięśni.
- Za pomocą igły 20G i markera chirurgicznego zabarwić przeszczep tak, aby reprezentował przednią część.
- Wszczepić przeszczep, wprowadzając szwy proksymalne-tylne, proksymalne-boczne i proksymalne-przednie, w tej kolejności, używając sterylnego nylonowego szwu 9-0 (Ryc. 3D), cienkich kleszczyków Dumont #7 i uchwytu na igłę.
- Obróć zwierzę o 180°, aby odsunąć ogon od chirurga. Zwolnij tymczasową tracheostomię. Dystalna tchawica nie jest całkowicie przecięta, aby umożliwić użycie wyciętego segmentu jako kikuta do retrakcji. Gdy nie jest już potrzebny, segment tchawicy o średnicy 5 mm jest całkowicie usuwany.
- Uzupełnij zespolenie dystalne, zakładając szwy w podobny sposób, jak zespolenie proksymalne.
- Ponownie przybliż pozycję przeszczepu i mięśnie paska. Zamknij nacięcie za pomocą sterylnych nylonowych szwów 9-0 w układzie biegowym.
- Wstrzyknąć podskórnie 0,1 ml buprenorfiny (0,1 mg/kg) i umieścić zwierzę w klatce ratunkowej umieszczonej na poduszce grzewczej, bez innych zwierząt w klatce.
- Obserwuj mysz, aż stanie się przytomna i będzie w stanie się poruszać, a następnie przenieś ją do nowej klatki z miękką ściółką, wilgotną karmą i wodą leczniczą (ibuprofen, 30 mg/kg) przez 48 godzin. Po tym czasie umieść mysz z powrotem w normalnej klatce z innymi myszami.
UWAGA: Myszy, które utrzymują niewydolność oddechową lub zmniejszoną aktywność po implantacji, są obserwowane przez personel laboratoryjny i/lub zwierzęcy w inkubatorze w temperaturze 32 °C. Jeśli trwa to dłużej niż 48 godzin, myszy powinny zostać poddane eutanazji.
5. Histologia i immunohistochemia
UWAGA: Barwienie hematoksyliną i eozyną zostało wykonane przy użyciu standardowej techniki przez Nationwide Children's Hospital Morphology Core. Immunohistochemię przeprowadzono zgodnie z poniższymi krokami.
- Odparafinować szkiełka za pomocą 1) ksylenu przez 5 min, 2) ksylenu przez 5 min, 3) 100% etanolu przez 5 min, 4) 90% etanolu przez 5 min, 5) 70% etanolu przez 5 min, 6) destylowanego H2O (dH2O) przez 5 min.
- Zanurz szkiełka w buforze cytrynianowym i umieść w szybkowarze wypełnionym wodą. Podgrzewaj przez 10 minut, a następnie pozostaw do ostygnięcia do temperatury pokojowej. Przemyć 0,1% albuminą surowicy bydlęcej w PBS (BSA-PBS) przez 5 min. Płukać za pomocą dH2O.
UWAGA: Ogrzewanie można również wykonać za pomocą gorącej kąpieli wodnej lub kuchenki mikrofalowej przez 15 minut. - Inkubować szkiełka z 3% normalną surowicą kozią w PBS przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej. Myć z 0,1% BSA-PBS przez 5 min. Inkubować w pierwotnym przeciwciałie o stężeniach keratyny 5 (1:1000)6, keratyna 14 (1:250)6 i F4/80 (1:100)7 przez 18 godzin przez noc w temperaturze 4 °C.
- Umyć 0,1% BSA-PBS dwa razy przez 10 minut każde pranie. Inkubować z odpowiednim przeciwciałem drugorzędowym w stężeniu 1:500 dla K5/K14 i 1:300 F4/80 przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej. Umyć 0,1% BSA-PBS dwa razy przez 10 minut każde pranie.
- Mocować za pomocą 4', 6-diamidino-2-fenolindolu (DAPI) zawierającego media montażowe i szkiełka nakrywkowe. Pozostaw na 30 minut przed obrazowaniem.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Rysunek 1 przedstawia schemat zasiewania i implantacji TETG. Szpik kostny pobrano od myszy C57BL/6 i hodowano in vitro. Mononuklearne komórki szpiku kostnego (BM-MNCs) wyizolowano metodą wirowania gęstościowego i zasiano na TETG. Zasiane TETG zaimplantowano syngeneicznej myszy biorcy C57BL/6.
Rysunek 2 przedstawia schemat procesu produkcji rusztowania TETG z PE...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Opracowanie mysiego modelu tchawicy inżynierii tkankowej ma zasadnicze znaczenie dla zrozumienia czynników, które ograniczyły kliniczne tłumaczenie TETG; mianowicie zapadnięcie się przeszczepu, zwężenie i opóźniona epitelializacja4. Kilka czynników, które przyczyniają się do tych ograniczeń, to wybór materiału do przeszczepu, proces produkcyjny, konstrukcja rusztowania i protokoły wysiewu komórek. Model ten pozwala na szybszą ocenę tych czynników w celu zrozumienia wpływających na nie mechanizmów ...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy deklarują brak sprzecznych interesów finansowych.
Podziękowania
Chcielibyśmy podziękować Robertowi Strouse'owi i działowi Badań Informatycznych i Innowacji w Nationwide Children's Hospital za ich wsparcie w projektowaniu graficznym. Prace te zostały wsparte grantem z NIH (NHLBI K08HL138460).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| 0,9% chlorek sodu do wstrzykiwań | APP Pharmaceuticals | NDC 63323-186-10 | |
| 10cc pipeta serologiczna | Falcon | 357551 | |
| 18G 1,5 cala. Igła | BD | 305190 | |
| 1mL Strzykawka | BD | 309659 | |
| 24-dołkowa Corning | 3526 | ||
| 25cc pipeta serologiczna | Falcon | 356535 | |
| 25G 1in. Igła | BD | 305125 | |
| rurka 50cc | BD | 352070 | |
| Wkładki nasączone alkoholem | Fisher Healthcare | NDC 69250-661-02 | |
| Roztwór Baytrilu (enrofloksacyna) | Bayer Healthcare, LLC | NDC 0859-2267-01 | |
| poliamidowy szew monofilamentowy, 9-0 | AROSurgical Instruments Corporation | T05A09N10-13 | |
| C57BL/ 6, żeńskie | laboratoria Jacksona | 664 | 6-8 tygodni |
| Bufor cytrynianowy pH 6,0 20x koncentrat | ThermoFisher | 5000 | |
| Retraktory Colibri | FST | 17000-04 | |
| Aplikatory z bawełnianą końcówką | Fisher scientific | 23-400-118 | |
| Cytokeratyna 14 Przeciwciało monoklonalne | ThermoFisher | MA5-11599 | |
| Dumont #5 Kleszcze | FST | 11251-20 | |
| Dumont #5/45 Kleszcze | FST | 11251-35 | |
| Dumont #7 - Kleszcze cienkie | FST | 11274-20 | |
| F4/80 Szczurze przeciwciało przeciw myszom | Bio-Rad | MCA497R | |
| Ficoll | Sigma | 10831-100mL | |
| Cienkie nożyczki - ostre- | FST | 14028-10 | |
| Okulary ochronne Fisherbrand Premium | ThermoFisher | 12-548-5M | |
| Fluoroshield Media montażowe z DAPI | Abcam | ab104139 | |
| Kozio-anty myszy IgG Wtórne przeciwciało Alexa Fluor 594 | ThermoFisher | A-11001 | |
| Kozio-anty królik IgG Przeciwciało wtórne Alexa Fluor 594 | ThermoFisher | A-11012 | |
| Kozio-anty szczury IgG wtórne Przeciwciało Alexa Fluor 647 | ThermoFisher | A-21247 | |
| Ibuprofen | Precision Dose, Inc | NDC 68094-494-59 | |
| Podkładki do przygotowania jodu | Profesjonalne jednorazówki międzynarodowe, Inc. | NDC 10819-3883-1 | |
| Przeciwciało poliklonalne keratyny 5, oczyszczone | BioLegend | 905501 | |
| chlorowodorek ketaminy do wstrzykiwań | Hospira Inc. | NDC 0409-2053 | |
| Kleszcze Micro-Adson | FST | 11018-12 | |
| Mikroskop | Leica | M80 | |
| Gąbki włókninowe | Covidien | 441401 | |
| Maść okulistyczna | Dechra Produkty weterynaryjne | NDC 17033-211-38 | |
| PBS | Gibco | 10010-023 | |
| PET/PU (polietylen Tereftalan & Rusztowania poliuretanowe) | z nanowłókien | Na zamówienie | |
| Petriego | BD | 353003 | |
| RPMI 1640 Medium | Gibco | 11875-093 | |
| TISH Uchwyt na igły/kleszcze | Micrins | MI1540 | |
| Trymer | Wahl | 9854-500 | |
| Vannas-Tü Nożyczki sprężynowe bingen | FST | 15008-08 | |
| Recyrkulator ciepłej wody | Gaymar | TP-700 | |
| Sterylny roztwór ksylazyny | Akorn zdrowie zwierząt | NDC 59399-110-20 |
Bibliografia
- Macchiarini, P., et al. Clinical transplantation of a tissue-engineered airway. The Lancet. 372 (9655), 2023-2030 (2008).
- Jungebluth, P., et al. Tracheobronchial transplantation with a stem-cell-seeded bioartificial nanocomposite: A proof-of-concept study. The Lancet. 378 (9808), 1997-2004 (2011).
- Elliott, M. J., et al. Stem-cell-based, tissue engineered tracheal replacement in a child: A 2-year follow-up study. The Lancet. 380 (9846), 994-1000 (2012).
- Chiang, T., Pepper, V., Best, C., Onwuka, E., Breuer, C. K. Clinical Translation of Tissue Engineered Trachea Grafts. Annals of Otology, Rhinology and Laryngology. 125 (11), 873-885 (2016).
- Clark, E. S., et al. Effect of cell seeding on neotissue formation in a tissue engineered trachea. Journal of Pediatric Surgery. 51 (1), 49-55 (2016).
- Cole, B. B., Smith, R. W., Jenkins, K. M., Graham, B. B., Reynolds, P. R., Reynolds, S. D. Tracheal basal cells: A facultative progenitor cell pool. American Journal of Pathology. 177 (1), 362-376 (2010).
- Onwuka, E., et al. The role of myeloid cell-derived PDGF-B in neotissue formation in a tissue-engineered vascular graft. Regenerative Medicine. 12 (3), 249-261 (2017).
- Grimmer, J. F., et al. Tracheal reconstruction using tissue-engineered cartilage. Archives of Otolaryngology - Head and Neck Surgery. 130 (10), 1191-1196 (2004).
- Wood, M. W., Murphy, S. V., Feng, X., Wright, S. C. Tracheal reconstruction in a canine model. Otolaryngology - Head and Neck Surgery (United States). 150 (3), 428-433 (2014).
- Haag, J., et al. Biomechanical and angiogenic properties of tissue-engineered rat trachea using genipin cross-linked decellularized tissue. Biomaterials. 33 (3), 780-789 (2012).
- Best, C. A., et al. Designing a tissue-engineered tracheal scaffold for preclinical evaluation. International Journal of Pediatric Otorhinolaryngology. 104, 155-160 (2018).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
