Method Article

Akwizycja i analiza danych w audiometrii odpowiedzi wywołanej pniem mózgu u myszy

DOI:

10.3791/59200

⸱

May 10th, 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Experimental Neuropsychopharmacology, Federal Institute for Drugs and Medical Devices, 2KBRwyle GmbH, 3Cognitive Neurophysiology, Department of Psychiatry and Psychotherapy, Faculty of Medicine, University of Cologne, 4Molecular and Cellular Cognition, German Center for Neurodegenerative Diseases (DZNE), 5Institute of Neurophysiology, Faculty of Medicine, University of Cologne, 6Federal Institute for Drugs and Medical Devices (BfArM), 7Thescon GmbH

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Audiometria odpowiedzi wywołanej pniem mózgu jest ważnym narzędziem w neurofizjologii klinicznej. Obecnie audiometria odpowiedzi wywołanej pnia mózgu jest również stosowana w naukach podstawowych i badaniach przedklinicznych obejmujących zarówno farmakologiczne, jak i genetyczne modele zwierzęce. Tutaj przedstawiamy szczegółowy opis, w jaki sposób słuchowe reakcje pnia mózgu mogą być z powodzeniem rejestrowane i analizowane u myszy.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Audiometria odpowiedzi wywołanej pnia mózgu (BERA) ma kluczowe znaczenie w neurofizjologii klinicznej. Podobnie jak inne techniki potencjału wywołanego (EP), takie jak potencjały wywołane wzrokowo (VEP) lub somatosensoryczne potencjały wywołane (SEP), słuchowe potencjały wywołane (AEP) są wyzwalane przez powtarzające się prezentowanie identycznych bodźców, których odpowiedź elektroencefalograficzna (EEG) jest następnie uśredniana, co skutkuje wyraźnymi odchyleniami dodatnimi (p) i ujemnymi (n). U ludzi zarówno amplituda, jak i opóźnienie poszczególnych pików mogą być wykorzystane do scharakteryzowania zmian prędkości synchronizacji i przewodzenia w leżących poniżej obwodach neuronalnych. Co ważne, AEP są również stosowane w naukach podstawowych i przedklinicznych do identyfikacji i charakterystyki funkcji słuchowych w farmakologicznych i genetycznych modelach zwierzęcych. Co więcej, modele zwierzęce w połączeniu z testami farmakologicznymi są wykorzystywane do badania potencjalnych korzyści w leczeniu odbiorczego ubytku słuchu (np. deficytów słuchu spowodowanych wiekiem lub hałasem). Tutaj przedstawiamy szczegółowy i integracyjny opis, jak rejestrować słuchowe reakcje wywołane pniem mózgu (ABR) u myszy za pomocą aplikacji click and tone-burst. Protokół ten koncentruje się w szczególności na przedeksperymentalnym trzymaniu zwierząt, znieczuleniu, rejestracji ABR, procesach filtrowania ABR, zautomatyzowanej analizie funkcji wzrostu amplitudy opartej na falkach oraz wykrywaniu opóźnień.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Centralnym aspektem fizjologii mózgu jest jego zdolność do przetwarzania informacji środowiskowych, co skutkuje różnymi wewnętrznymi lub zewnętrznymi wynikami, takimi jak uczenie się, pamięć, reakcje emocjonalne lub reakcje motoryczne. Różne podejścia eksperymentalne i diagnostyczne mogą być stosowane do scharakteryzowania reakcji elektrofizjologicznej poszczególnych typów komórek neuronalnych lub klastrów/zespołów neuronów w obrębie obwodów neuronalnych związanych z bodźcem. Te techniki elektrofizjologiczne obejmują różne wymiary czasoprzestrzenne w mikro-, mezo- i makroskali1. Poziom mikroskali obejmuje podejścia cęgowe napięcia i prądu w różnych trybach patch-clamp, wykorzystując na przykład hodowane lub ostro zdysocjowane neurony1. Te techniki in vitro pozwalają na scharakteryzowanie poszczególnych obecnych jednostek i ich farmakologicznej modulacji2,3. Istotną wadą jest jednak brak informacji systemowych w zakresie integracji i przetwarzania informacji w mikro- i makroukładach. Upośledzenie to jest częściowo przezwyciężane przez techniki mezoskalowe in vitro, takie jak matryce wieloelektrodowe, które pozwalają na jednoczesne zewnątrzkomórkowe zapisy wieloelektrodowe nie tylko w hodowanych neuronach, ale także w ostrych wycinkach mózgu4,5. Podczas gdy mikroukłady mogą być zachowane w wycinkach mózgu do pewnego stopnia (np. w hipokampie), połączenia dalekiego zasięgu są zwykle tracone6. Ostatecznie, aby zbadać funkcjonalne połączenia w obwodach neuronalnych, metodą z wyboru są systemowe techniki elektrofizjologiczne in vivo w makroskali7. Podejścia te obejmują między innymi powierzchniowe (zewnątrzoponowe) i głębokie (śródmózgowe) zapisy EEG, które są przeprowadzane zarówno na modelach ludzkich, jak i zwierzęcych1. Sygnały EEG są głównie oparte na zsynchronizowanych wejściach synaptycznych na neuronach piramidowych w różnych warstwach kory mózgowej, które mogą być zasadniczo hamujące lub pobudzające, pomimo ogólnej przewagi bodźca pobudzającego8. Po synchronizacji, pobudzające postsynaptyczne przesunięcia oparte na potencjale w zewnątrzkomórkowych polach elektrycznych są sumowane w celu utworzenia sygnału o wystarczającej sile, który można zarejestrować na skórze głowy za pomocą elektrod powierzchniowych. Warto zauważyć, że wykrywalny zapis skóry głowy z pojedynczej elektrody wymaga aktywności dziesięciu tysięcy neuronów piramidowych oraz złożonego arsenału urządzeń technicznych i narzędzi przetwarzających, w tym wzmacniacza, procesów filtrowania (filtr dolnoprzepustowy, filtr górnoprzepustowy, filtr wycinający) oraz elektrod o określonych właściwościach przewodnika.

U większości doświadczalnych gatunków zwierząt (np. myszy i szczurów) metoda EEG oparta na ludzkiej skórze głowy nie ma technicznie zastosowania, ponieważ sygnał generowany przez leżącą poniżej korę mózgową jest zbyt słaby ze względu na ograniczoną liczbę zsynchronizowanych neuronów piramidowych9,10,11. U gryzoni elektrody powierzchniowe (skóra głowy) lub podskórne są więc poważnie zanieczyszczone przez elektrokardiogram i głównie artefakty elektromiogramu, które uniemożliwiają uzyskanie wysokiej jakości zapisów EEG9,11,12. W przypadku korzystania z nieznieczulonych, swobodnie poruszających się myszy i szczurów, konieczne jest zatem bezpośrednie nagrywanie albo z kory mózgowej za pomocą elektrod zewnątrzoponowych, albo z głębokich, wewnątrzmózgowych struktur, aby zapewnić bezpośrednie fizyczne połączenie końcówki czujnikowej elektrody ołowianej / implantowanej z klastrami komórek neuronalnych generujących sygnał. Te podejścia EEG mogą być przeprowadzane zarówno w konfiguracji systemu na uwięzi, jak i przy użyciu metody telemetrii radiowej EEG bez ograniczeń9,10,11. Obie techniki mają swoje plusy i minusy i mogą być cennym podejściem w jakościowej i ilościowej charakterystyce podatności na napady/aktywności napadowej, rytmiczności okołodobowej, architektury snu, aktywności oscylacyjnej i synchronizacji, w tym analizy czasowo-częstotliwościowej, analizy źródłowej itp.9,10,13,14,15,16,17.

Podczas gdy systemy na uwięzi i telemetria radiowa pozwalają na zapisy EEG odpowiednio w warunkach ograniczenia/półograniczenia lub bez ograniczenia, powiązane warunki eksperymentalne nie spełniają wymagań dla zapisów ABR. Te ostatnie wymagają zdefiniowanych bodźców akustycznych, które są prezentowane powtarzalnie w czasie z określonymi pozycjami głośnika i zwierzęcia doświadczalnego oraz kontrolowanymi poziomami ciśnienia akustycznego (SPL). Można to osiągnąć poprzez unieruchomienie głowy w warunkach krępujących lub po znieczuleniu18,19. Aby zmniejszyć stres eksperymentalny, zwierzęta są zwykle znieczulane podczas eksperymentów ABR, ale należy wziąć pod uwagę, że znieczulenie może zakłócać działanie ABRs19,20.

Jako ogólna cecha, EEG składa się z różnych częstotliwości w zakresie napięcia 50-100 μV. Częstotliwości i amplitudy tła silnie zależą od stanu fizjologicznego zwierzęcia doświadczalnego. W stanie czuwania dominują częstotliwości beta (β) i gamma (γ) o mniejszej amplitudzie. Kiedy zwierzęta stają się senne lub zasypiają, pojawiają się częstotliwości alfa (α), theta (θ) i delta (δ), wykazując zwiększoną amplitudę EEG21. Po stymulacji kanału czuciowego (np. szlaku akustycznego) propagacja informacji odbywa się za pośrednictwem aktywności neuronalnej przez obwodowy i ośrodkowy układ nerwowy. Taka stymulacja sensoryczna (np. akustyczna) wyzwala tzw. EP lub reakcje wywołane. Warto zauważyć, że potencjały związane ze zdarzeniami (ERP) mają znacznie niższą amplitudę niż EEG (tj. tylko kilka mikrowoltów). W ten sposób każdy pojedynczy ERP oparty na pojedynczym bodźcu zostałby utracony na tle EEG o wyższej amplitudzie. W związku z tym nagranie ERP wymaga powtarzalnego stosowania identycznych bodźców (np. kliknięć w nagraniach ABR), a następnie uśredniania w celu wyeliminowania wszelkiej aktywności i artefaktów EEG w tle. Jeśli zapisy ABR są wykonywane u znieczulonych zwierząt, łatwo jest tutaj użyć elektrod podskórnych.

Głównie, AEP zawierają EP o krótkim opóźnieniu, które zwykle są związane z ABR lub BERA, a także o późniejszych potencjałach, takich jak EPs o średnim opóźnieniu (odpowiedzi o średnim opóźnieniu [MLR]) i EPs22. Co ważne, zaburzenia w przetwarzaniu informacji słuchowych są często główną cechą chorób neuropsychiatrycznych (choroby demielinizacyjne, schizofrenia itp.) i są związane ze zmianami AEP23,24,25. Podczas gdy badania behawioralne są w stanie ujawnić jedynie upośledzenie funkcjonalne, badania AEP pozwalają na precyzyjną analizę czasoprzestrzenną dysfunkcji słuchowych związanych z określonymi strukturami neuroanatomicznymi26.

ABR jako wczesne, akustycznie EP o krótkim opóźnieniu są zwykle wykrywane przy umiarkowanym do bardzo intensywnym kliknięciu i mogą wystąpić do siedmiu szczytów ABR (WI-W VII). Najważniejsze fale (WI-W V) związane są z następującymi strukturami neuroanatomicznymi: WI z nerwem słuchowym (część dystalna, w obrębie ucha wewnętrznego); WII do jądra ślimakowego (bliższa część nerwu słuchowego, zakończenie pnia mózgu); WIII do kompleksu oliwek górnych (SOC); WIV do lemniscus bocznego (LL); WV do zakończenia bocznego lemniscus (LL) w obrębie wzgórka dolnego (IC) po stronie przeciwległej27 (Rysunek uzupełniający 1). Należy zauważyć, że WII-W V mogą mieć więcej niż jedną strukturę anatomiczną wstępującej drogi słuchowej, która się do nich przyczynia. Warto zauważyć, że dokładna korelacja pików i leżących u ich podstaw struktur przewodu słuchowego nadal nie jest w pełni wyjaśniona.

W audiologii ABR mogą być używane jako narzędzie przesiewowe i diagnostyczne oraz do monitorowania chirurgicznego28,29. Jest to najważniejsze dla identyfikacji dysakuzy, hipakuzy i anaguzii (np. w ubytku słuchu związanym z wiekiem, ubytku słuchu spowodowanym hałasem, metabolicznym i wrodzonym ubytku słuchu oraz asymetrycznym ubytku słuchu i deficytom słuchu spowodowanym deformacjami lub wadami rozwojowymi, urazami i nowotworami)28. ABR są również przydatne jako test przesiewowy dla dzieci nadpobudliwych, upośledzonych intelektualnie lub dla innych dzieci, które nie byłyby w stanie zareagować na konwencjonalną audiometrię (np. w chorobach neurologicznych/psychiatrycznych, takich jak ADHD, stwardnienie rozsiane, autyzm itp.29,30) oraz w opracowywaniu i chirurgicznym dopasowaniu implantów ślimakowych28. Wreszcie, ABR mogą dostarczyć cennych informacji na temat potencjalnych ototoksycznych skutków ubocznych neuropsychofarmaceutyków, takich jak leki przeciwpadaczkowe31,32.

Wartość tłumaczenia wiedzy neurofizjologicznej uzyskanej z farmakologicznych lub transgenicznych modeli myszy na ludzi została zademonstrowana w wielu miejscach, szczególnie na poziomie ERP w paradygmatach słuchowych u myszy i szczurów33,34,35. Nowe informacje na temat zmienionych wczesnych AEP i związanych z nimi zmian w przetwarzaniu informacji słuchowych u myszy i szczurów mogą zatem zostać przeniesione na ludzi i mają kluczowe znaczenie w charakterystyce i endofenotypowaniu chorób słuchowych, neurologicznych i neuropsychiatrycznych w przyszłości. Tutaj przedstawiamy szczegółowy opis, w jaki sposób ABR mogą być z powodzeniem rejestrowane i analizowane u myszy do podstawowych celów naukowych, toksykologicznych i farmakologicznych.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi Niemieckiej Rady ds. Opieki nad Zwierzętami i wszystkie protokoły zostały zatwierdzone przez lokalną instytucję i krajową komisję ds. opieki nad zwierzętami (Landesamt für Natur, Umwelt, und Verbraucherschutz, Krajowy Urząd Nadrenii Północnej-Westfalii, Departament Przyrody, Środowiska i Konsumpcjonizmu [LANUV NRW], Niemcy). Autorzy zaświadczają ponadto, że wszystkie doświadczenia na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z Przewodnikiem National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals (Publikacje NIH nr 80-23) zaktualizowanym z 1996 r. lub brytyjską ustawą o zwierzętach (procedury naukowe) z 1986 r. i powiązanymi wytycznymi, lub dyrektywą Rady Wspólnot Europejskich z dnia 24 listopada 1986 r. (86/609/EWG) i z dnia 22 września, 2010 r. (2010/63/UE). Szczególny wysiłek podjęto w celu zminimalizowania liczby wykorzystywanych zwierząt i ich cierpienia (strategia 3R [replacement, reduction, and refinement]).

1. Zwierzęta doświadczalne

  1. Wybór zwierząt i gatunków doświadczalnych
    1. Wykonaj badania ABR na gryzoniach/modelach gryzoni (tj. myszach lub szczurach), które spełniają wymagania homologii, izomorfizmu i przewidywalności związane z określoną chorobą człowieka. Ma to szczególne znaczenie z punktu widzenia podstawowych aspektów neuronauki translacyjnej.
      UWAGA: Weź pod uwagę, że dostępne różne szczepy myszy i szczurów mogą wykazywać różnice w podstawowych cechach fizjologicznych i patofizjologicznych36,37,38. Ta specyfika związana z linią myszy/szczura musi być uwzględniona w planowaniu eksperymentalnym.
    2. Rozważ specyficzne dla szczepu myszy i szczura zmiany w fizjologii i farmakologii, które mogą mieć wpływ na eksperymenty elektrofizjologiczne (np. zmieniona wrażliwość na znieczulenie, rytmizm okołodobowy, podatność na napady [audiogeniczne], wiek i tło genetyczne)39,40,41,42.
    3. W projekcie badania należy uwzględnić stratyfikację ze względu na płeć. Pamiętaj, że cykl rujowy może poważnie wpływać na podatność na znieczulenie, rytmiczność centralną, zależność okołodobową i aktywność napadów (napady słuchowe) oraz 43,44,45. W związku z tym przeprowadź analizę specyficzną dla płci.
      UWAGA: Ogranicz się do samców myszy, jeśli możliwości finansowe i eksperymentalne są ograniczone, chociaż różne parametry neurofizjologiczne od normalnie jeżdżących na rowerze samic nie wydają się wykazywać zwiększonej zmienności w porównaniu z samcami46.
  2. Trzymanie zwierząt i obchodzenie się z nimi
    1. Trzymanie myszy lub szczurów w indywidualnie wentylowanych klatkach w pomieszczeniu dla zwierząt.
    2. Przenieś zwierzęta doświadczalne z pomieszczenia dla zwierząt do wentylowanych szaf znajdujących się w specjalnych pomieszczeniach laboratoryjnych przeznaczonych do znieczulenia, umieszczania elektrod ABR i nagrywania ABR.
    3. Upewnij się, że zwierzęta są trzymane w wentylowanej szafce w standardowych warunkach środowiskowych (tj. w temperaturze 21 ± 2 °C, wilgotności względnej 50%-60% i konwencjonalnym cyklu 12/12 godzin światła/ciemności). Pozwól zwierzętom zaaklimatyzować się i przystosować do tego wzorca okołodobowego przez co najmniej 14 dni przed kolejnymi eksperymentami.
    4. Używaj przezroczystych koszyków z poliwęglanu typu II (26,7 cm x 20,7 cm x 14,0 cm, powierzchnia 410 cm2) do trzymania myszy w grupach 3-4 i używaj przezroczystych koszyków z poliwęglanu typu III (42,5 cm x 26,6 cm x 18,5 cm, powierzchnia 800 cm2) dla szczurów. Zapewnij ad libitum dostęp do wody pitnej i standardowych granulek spożywczych.
    5. Należy unikać separacji/izolacji zwierząt doświadczalnych przed i po zapisach ABR, ponieważ izolacja może wywierać silny stres wpływający na wyniki doświadczalne. W związku z tym umieść zwierzęta z powrotem w ich domowej klatce po znieczuleniu, umieszczeniu elektrod ABR i nagraniach ABR.
    6. Nie należy stosować otwartych warunków mieszkaniowych, ponieważ są one obarczone różnymi wadami eksperymentalnymi, szczególnie w badaniach słuchowych. Wentylowane szafki chronią natomiast przed stresem akustycznym przed i pomiędzy eksperymentalnymi procedurami słuchowymi, które w przeciwnym razie mogłyby prowadzić do odbiorczego ubytku słuchu (np. ubytku słuchu wywołanego hałasem), a tym samym wpływać na wyniki.
    7. Używaj specyficznego dla myszy i szczurów sprzętu sanitarnego, anestezjologicznego i technicznego, aby ani myszy, ani szczury nie mogły wyczuć swojej obecności, ponieważ wzajemne postrzeganie sensoryczne rywalizujących gatunków może powodować możliwe do uniknięcia czynniki zakłócające w badaniach.

2. Znieczulenie myszy

  1. Wykonaj znieczulenie za pomocą środków znieczulających do wstrzykiwań. Przygotować kombinację chlorowodorku ketaminy (dawka dla gryzoni: 100 mg/kg) i chlorowodorku ksylazyny (dawka dla gryzoni: 10 mg/kg) w 0,9% roztworze NaCl lub roztworze Ringera i wstrzyknąć zwierzęciu dootrzewnowo w zależności od jego masy ciała.
    UWAGA: Narkoza wziewna za pomocą izofluranu nie jest zalecana, ponieważ procedura ABR zwykle wymaga kabiny tłumiącej dźwięk i klatki Faradaya, co powoduje ograniczenia przestrzenne w konfiguracji nagrywania. Chociaż wiele środków znieczulających działa na system NMDA i oczywiście wpływa na wyniki zapisu ABR, nie zaleca się stosowania podejścia krępującego bez znieczulenia w nagraniach ABR, ponieważ procedury krępowania pod przytomnością wywołują u zwierzęcia dramatyczny stres, z poważnym późniejszym tworzeniem się artefaktów w ABR.
  2. Uważnie obserwuj zwierzęta pod kątem głębokości znieczulenia, wykonując szczypanie ogona, szczypanie stopy i monitorowanie częstości oddechów (myszy: 150-220 oddechów/min). Sprawdź, czy nie ma sapania i przeciwdziałaj w razie potrzeby.
    UWAGA: Różne linie myszy lub farmakologiczne modele myszy mogą wykazywać różną wrażliwość na znieczulenie. To samo dotyczy zmutowanych modeli myszy. Intubacja dotchawicza nie jest koniecznością w tym środowisku eksperymentalnym i nie jest zalecana. Ponieważ intubacja zwiększa ryzyko urazu tchawicy i infekcji, stosunek korzyści do ryzyka intubacji dotchawiczej podczas zabiegu ABR jest ujemny.

3. Ogólne aspekty aranżacji i instrumentacji perianoestetycznej

  1. Zastosuj dodatkowe ciepło podczas i po nagraniach ABR za pomocą homeotermicznego koca grzewczego, aby utrzymać temperaturę ciała zwierzęcia. Utrzymuj ten ostatni w temperaturze 36,5-38,0 °C (98,6-100,4 °F).
    UWAGA: Hipotermia jest czynnikiem ryzyka u małych gryzoni ze względu na ich wysoki stosunek powierzchni ciała (powierzchnia ciała myszy = 10,5 x (waga w g)2/3; powierzchnia ciała szczura = 10,5 x (waga w g)2/3) do objętości ciała.
  2. Zakryj oczy zwierzęcia sztuczną maścią łzową na bazie ropy naftowej lub 5% dekspantenolem podczas całego procesu rejestracji ABR, aby uniknąć wysuszenia rogówki. Kontynuuj tę procedurę, aż odruch mrugania zostanie całkowicie przywrócony.
  3. Wysterylizuj narzędzia doświadczalne (patrz Tabela Materiałów) za pomocą autoklawu lub środków dezynfekujących.
    UWAGA: Zaleca się stosowanie sterylizatora narzędzi chirurgicznych na bazie ciepła ze szklanymi kulkami.
  4. Aby uzyskać dokładne umiejscowienie elektrody ABR, należy użyć lornetkowego mikroskopu chirurgicznego z powiększeniem z zimnym źródłem światła, aby uzyskać intensywne oświetlenie za pomocą elastycznych lub samonośnych ruchomych światłowodów.
  5. Używaj czystego fartucha laboratoryjnego, maski na twarz, nakrycia głowy i sterylnych rękawiczek podczas pracy ze zwierzętami doświadczalnymi i eksperymentów.
    UWAGA: Optymalne instrumenty i materiały eksploatacyjne mogą się różnić w zależności od laboratorium i muszą spełniać standardy specyficzne dla laboratorium i instytucji.

4. Nagrania ABR

UWAGA: Opisany tutaj protokół jest oparty na komercyjnie dostępnym systemie ABR do nagrań monofonicznych i binauralnych. Co ważne, pytanie naukowe, które ma zostać poruszone, musi spełniać specyfikację techniczną zastosowanego systemu ABR. Analiza ABR nagrań obuusznych, na przykład, może być wykorzystana do zbadania bocznego kodowania bodźców słuchowych w szlaku słuchowym oraz do badania obwodowej asymetrii bocznej w chorobach neuropsychiatrycznych.

  1. Wykonaj kalibrację częstotliwości stymulacji w każdym dniu nagrywania, umieszczając mikrofon podłączony do przedwzmacniacza i systemu przetwarzania (patrz Tabela Materiałów) wewnątrz kabiny tłumiącej dźwięk w miejscu o prawidłowej orientacji, w którym zostanie umieszczone eksperymentalne ucho mysie.
    1. Włącz przedwzmacniacz podłączony do mikrofonu co najmniej 5 minut przed kalibracją, aby umożliwić zrównoważenie systemu.
    2. Włącz oscyloskop.
    3. Umieść mikrofon podłączony do przedwzmacniacza wewnątrz kabiny tłumiącej dźwięk, aby naśladować eksperymentalne mysie ucho.
    4. Otwórz dostępne na rynku oprogramowanie do przetwarzania i akwizycji (patrz Spis materiałów).
    5. Wybierz plik kalibracyjny Cal200K w oprogramowaniu, aby aktywować tryb kalibracji i konfiguracji i wybierz parametry zgodnie z warunkami eksperymentalnymi.
    6. Użyj systemu procesora, aby wykonać procedurę kalibracji. Upewnij się, że specyfikacje techniczne mikrofonu i głośnika pod względem limitów SPL, zakresu częstotliwości i dystrybucji są zharmonizowane.
    7. Wybierz i uruchom predefiniowany protokół stymulacji kliknięć.
    8. Uruchom jednym kliknięciem SPL (najlepiej maksymalny SPL), aby sprawdzić, czy spektrum bodźców dźwiękowych analizowanych przez szybką transformację Fouriera (FFT) online oscyloskopu spełnia wymagania (znaczny zakres energii).
    9. Wybierz i uruchom predefiniowany protokół stymulacji impulsów dźwiękowych w zakresie zainteresowania (np. 1-42 kHz).
    10. Potwierdź spektrum częstotliwości zarejestrowanych akustycznych bodźców testowych za pomocą oscyloskopu i online FFT.
      UWAGA: Codzienna kalibracja systemu i częstotliwości stymulacji jest konieczna, aby zagwarantować, że częstotliwości stymulacji i SPL mieszczą się w dopuszczalnych zakresach roboczych.
  2. Umieść znieczuloną mysz w kabinie wygłuszającej wyłożonej pianką akustyczną.
    UWAGA: Cała kabina powinna być pokryta klatką Faradaya (wykonaną na zamówienie siatkową metalową lub komercyjną), aby chronić nagrania ABR przed zewnętrznymi zakłóceniami elektrycznymi i chronić je przed szumami.
  3. W celu zarejestrowania monofonicznego potencjału słuchowego wywołanego pniem mózgu należy umieścić podskórne elektrody ze stali nierdzewnej w wierzchołku, osiowym małżowiny usznej (elektroda dodatnia [+]) i brzuszno-boczna prawej lub lewej małżowiny usznej (elektroda ujemna [-]), w zależności od mierzonego ucha. W przypadku nagrań binauralnych należy umieścić elektrody ujemne zarówno na prawej, jak i lewej małżowinie usznej. Umieść elektrodę masową na biodrze zwierzęcia (rysunek uzupełniający 1).
    1. Przed włożeniem uformuj kształt haczyka na końcu elektrody ze stali nierdzewnej, aby zagwarantować podskórne mocowanie elektrod47.
  4. Wykonuj pomiary impedancji wszystkich elektrod przed każdym zapisem, aby sprawdzić prawidłowe ustawienie/przewodność elektrody. Użyj przycisku sprawdzania impedancji na czterokanałowej stacji czołowej, aby sprawdzić poziom impedancji każdej elektrody.
    UWAGA: Impedancja powinna być mniejsza niż 5 kΩ.
  5. Nagrywaj ABR w warunkach swobodnego pola za pomocą jednego głośnika (na przykład szerokość pasma częstotliwości 1-65 kHz) umieszczonego 10 cm naprzeciwko mównicy zwierząt (krawędź natarcia głośnika prostopadła do osi międzyusznej myszy). Upewnij się, że pozycja głowicy/uszu myszy jest taka sama, jak w przypadku mikrofonu kalibracyjnego, w zależności od wybranej określonej odległości między głośnikiem a mikrofonem podczas kalibracji.
    UWAGA: Zamiast warunków wolnego pola można również zastosować rurki douszne. Jednak w celu określenia SPL w tych ustawieniach konieczne są specjalne środki ostrożności i testy.
  6. Zaprogramuj protokoły bodźców dla kliknięć i impulsów tonów za pomocą samodzielnie zaprogramowanego lub dostępnego na rynku oprogramowania (patrz Tabela materiałów). Poszczególne parametry bodźca wymienione poniżej należy dodać do odpowiedniego graficznego interfejsu użytkownika.
    1. Zacznij od konfiguracji jednostki bodźca kliknięcia (tj. bodźca o czasie trwania 100 μs ze zmienną polaryzacją [przełączanie między kondensacją a rozrzedzeniem] i zdefiniowaną energią znaczną. Użyj tej jednostki bodźca do późniejszej analizy i określenia progów kliknięcia, symetrii ABR lewego i prawego ucha, amplitud W W (I - IV) i opóźnień W (I - IV).
    2. Uruchom oprogramowanie i użyj okna konfiguracji, aby dodać parametry bodźca kliknięcia. Kliknij przycisk Execute (Wykonaj), aby uruchomić protokół.
    3. Kontynuuj konfigurację drugiej jednostki bodźca, która jest 4,5 ms impulsem tonalnym (przejściowy impuls sinusoidalny) o zmiennej polaryzacji z czasami narastania i opadania obwiedni Hanna wynoszącymi 1,5 ms każdy (czas trwania bramy/rampy). Należy wziąć pod uwagę minimalny czas trwania serii tonów wynoszący 3 ms, szczególnie w przypadku serii tonów o niskiej częstotliwości. Użyj tego bodźca do analizy i identyfikacji progów słyszenia specyficznych dla częstotliwości we wszystkich genotypach.
    4. Podobnie jak w kroku 4.6.2, użyj okna konfiguracji, aby dodać parametry bodźca impulsu tonu i kliknij Wykonaj, aby uruchomić protokół (zgodnie z instrukcją producenta48).
    5. W przypadku badań impulsów tonalnych należy zaprogramować odpowiedni zakres częstotliwości do testowania w zależności od pytania naukowego (np. od 1 do 42 kHz w krokach co 6 kHz). Upewnij się, że zakresy częstotliwości, które mają być zastosowane, odpowiadają możliwościom technicznym głośnika (w tym przypadku wielopolowy głośnik magnetyczny o szerokości pasma częstotliwości 1-65 kHz dla warunków pola swobodnego lub zamkniętego).
    6. W celu uśrednienia ustaw liczbę sekwencyjnych bodźców akustycznych (kliknięć lub impulsów tonów), na przykład na 300x z częstotliwością 20 Hz.
    7. Zwiększ SPL w krokach co 5 dB dla kliknięć i co 10 dB dla serii tonów, zaczynając od 0 dB do 90 dB (zwiększając tryb SPL).
      UWAGA: W literaturze opisano zarówno rosnące, jak i malejące tryby SPL. Rozmiar kroku SPL może zostać dostosowany ze względu na pytania naukowe.
  7. Określić czas pozyskiwania danych ABR wynoszący 25 ms, rozpoczynając od 5 ms okresu odniesienia przed wystąpieniem indywidualnego bodźca akustycznego (poziom wyjściowy przed ABR) i przekraczając 10-ms odcinek ABR o kolejną linię bazową 10 ms (linia podstawowa po ABR) (rysunek uzupełniający 1).
  8. Zastosuj odpowiednią częstotliwość próbkowania do akwizycji danych ABR (np. 24,4 kHz) i filtra pasmowoprzepustowego (górnoprzepustowy: 300 Hz, dolnoprzepustowy: 5 kHz) za pomocą 6-biegunowego filtra Butterwortha. W razie potrzeby aktywuj filtr wycinający.
    UWAGA: Częstotliwość próbkowania i charakterystyka filtra mogą być dostosowywane ze względu na wymagania eksperymentalne.
  9. Przenieś wynikowe sygnały bioelektryczne zarejestrowane z elektrod podskórnych do stopnia głównego i dalej do przodu do przedwzmacniacza z odpowiednim wzmocnieniem (np. 20-krotnie).
  10. Użyj specjalnego oprogramowania do przetwarzania systemu ABR, aby koordynować sterowanie głośnikami oraz pozyskiwanie, przetwarzanie, uśrednianie i zarządzanie danymi ABR.
  11. Spróbuj wykonać całe protokoły ABR (dla progów słyszenia wywołanych seriami kliknięć i tonów, analizy amplitudy szczytowej i opóźnienia szczytowego itp.) w ciągu około 45 minut. Odpowiada to czasowi głębokiej narkozy przy użyciu 100/10 mg ketaminy/ksylazyny dootrzewnowo.
  12. Upewnij się, że kalibracja, programowanie/regulacje dotyczące prezentacji i akwizycji bodźców, ustawienia filtrów itp. działają zgodnie z oczekiwaniami przed znieczuleniem zwierzęcia i wykonaniem właściwego nagrania.

5. Analiza ABR

  1. Analiza progu słyszenia ABR wywołana seriami kliknięć i tonów
    1. Wykonaj automatyczne wykrywanie progów na podstawie wcześniejszych publikacji, aby uniknąć potencjalnych niespójności w określaniu progu ABR za pomocą oględzin/oszacowania49,50,51,52.
    2. Zdefiniuj trzy odrębne okna czasowe (TW), aby obliczyć stosunek sygnału do szumu (SNR): TW1 (0-5 ms), TW2 (5-15 ms) i TW3 (15-25 ms) (rysunek uzupełniający 1).
    3. Obliczyć odchylenie standardowe hałasu linii podstawowej w obrębie dwóch odrębnych TW (tj. TW1 i TW3), w których nie obserwuje się AEP. Obliczenia te można wykonać za pomocą samodzielnie zaprogramowanego oprogramowania.
    4. Dla każdego pomiaru SPL w ramach rekordu ABR oblicza się zarówno średnią, jak i odchylenie standardowe dla danych zbiorczych TW1 i TW3.
    5. Zresetuj wszystkie próbki nagrywania indywidualnie o odpowiednią obliczoną średnią, aby usunąć wszelkie przesunięcia DC.
    6. W celu wyznaczenia progu słyszenia należy określić najniższy SPL (dB), w którym co najmniej jedna wartość amplitudy fali (WI-W IV) w oknie czasu odpowiedzi ABR (TW2) przekroczyła czterokrotność wcześniej obliczonego odchylenia standardowego.
      UWAGA: Jeśli nie wykryto fali ABR do analizy progu kliknięcia i częstotliwości przy maksymalnym SPL, do ucha przypisywany jest nominalny poziom progowy 100 dB.
  2. Analiza amplitudy fali ABR i opóźnienia fali
    1. Przeprowadź podejście falkowe przy użyciu meksykańskiej falki kapelusza w celu określenia czasowo-sekwencyjnego układu fal dodatnich (p) (szczytów), a także ujemnych (n) fal (dołów) przy użyciu domyślnej falki za pomocą algorytmu dopasowywania wzorców opartego na ciągłej transformacji falkowej (CWT)52 (rysunek uzupełniający 1).
      1. Matematycznie CWT jest reprezentowany w następujący sposób53.
        figure-protocol-1
        Tutaj s(t) jest sygnałem, a jest skalą, b jest translacją, ψ(t) jest falką macierzystą, ψa, b(t) jest skalowaną i translowaną falką, a C jest macierzą 2D współczynników falkowych.
    2. Początkowo użyj pomiaru 55 dB z każdego przebiegu ABR, aby zidentyfikować najlepsze parametry skali dla każdej fali, która ma zostać przekazana do CWT, co daje trzy klasy: skale 0,5-4 dla wszystkich fal n, 0,5-6 dla wszystkich fal p i 0,5-12 dla WIV, ponieważ jest to najszersza fala w próbkach.
      UWAGA: 55 dB SPL został wybrany, ponieważ fale są tutaj na ogół najbardziej widoczne i można je niezawodnie wykryć.
    3. Udowodnij, że wszystkie klasy niezawodnie wykrywają prawidłową kolokację czasową WI-W IV we wszystkich pomiarach 55 dB.
    4. Aby określić ABR WI-W IV w dokładnej kolejności czasowej w ramach pomiaru 55 dB, piki p i n-piki (wgłębienia) są identyfikowane w ustalonej kolejności przy użyciu względnych pozycji wcześniej zidentyfikowanych pików, aby ograniczyć okno czasowe kolejnych skanów.
    5. Po zidentyfikowaniu wszystkich dziewięciu wartości szczytowych przy 55 dB należy użyć powiązanych wartości jako punktów początkowych dla czasowego ramki wyszukiwania dla sąsiednich pomiarów ciśnienia akustycznego (50 dB i 60 dB), zanim identyfikacja pików 1–9 zostanie powtórzona.
    6. W ten sposób należy określić szczyty p i n wszystkich poziomów dB (55-0 dB i 60-90 dB), jeśli to możliwe. Gdy szczyt p i n nie jest już identyfikowany przez analizę falkową, jego układ czasowy ustala się poprzez obliczenie przesunięcia czasowego piku do dowolnego innego piku zidentyfikowanego na poprzednim poziomie dB.
    7. Zastosowanie przesunięcia czasowego do pików do dowolnego innego piku p i n w ramach bieżącego poziomu decybeli daje maksymalnie osiem określonych pozycji czasowych dla niezdefiniowanych pików, z których średnia jest przyjmowana jako najbliższe przybliżenie.
    8. Aby ocenić funkcję wzrostu amplitudy i porównanie opóźnień wszystkich fal (WI-W IV), scharakteryzuj maksymalne amplitudy i średnie opóźnienia każdego z pików p w ramach czasowych powiązanych n-pików.
    9. Następnie sprawdź wizualnie wszystkie wyniki w oparciu o samodzielnie zaprogramowane automatyczne narzędzie falkowe i, jeśli to konieczne, wyklucz poszczególne przebiegi ABR ze statystyk, jeśli nie spełniają surowych kryteriów włączenia/jakości.
      UWAGA: Zarówno w przypadku analizy automatycznej, jak i kontroli wizualnej ABR, zalecane jest podejście podwójnie ślepe.

6. Opieka pooperacyjna i leczenie po ABR

  1. Stale monitorować zwierzęta, dopóki nie odzyskają przytomności i nie będą w stanie utrzymać pozycji leżącej mostka.
  2. Nie należy zwracać zwierzęcia, które przeszło zapisy ABR, do towarzystwa innych zwierząt, dopóki w pełni nie wyzdrowieje.
  3. Wstrzyknąć karprofen (mysz: 1x 5-10 mg/kg, podskórnie; szczur: 1x 2,5-5,0 mg/kg, podskórnie) w leczeniu bólu pooperacyjnego.
    UWAGA: Długotrwałe leczenie bólu nie jest wymagane, ponieważ elektrody rejestrujące ABR są wprowadzane podskórnie.
  4. Po operacji należy podawać zwilżone granulki, aby ułatwić pobieranie pokarmu. Uważnie obserwuj spożycie pokarmów (~15 g/100 g masy ciała/dzień; ~5 g/24 h) i wody (~15 ml/100 g masy ciała/dzień; ~5 ml/24 h).
  5. Uważnie monitoruj zwierzęta pod kątem powrotu ich normalnej postawy i zachowania.
    UWAGA: Nie zaleca się tutaj ogólnoustrojowego podawania antybiotyków, takich jak enrofloksacyna lub trimetoprim-sulfonamid, ponieważ umieszczenie elektrody podskórnej jest mało inwazyjne. Stosowanie antybiotyków należy ograniczyć, chyba że wystąpią objawy miejscowego lub uogólnionego stanu zapalnego.
  6. Kontynuacja rekonwalescencji poeksperymentalnej po zapisach ABR poprzez kontrolowanie masy ciała zwierzęcia.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nagrania ABR wywołane kliknięciem i dźwiękiem mogą być używane do oceny różnic progów słyszenia, funkcji wzrostu amplitudy i porównania opóźnień. Wywołane kliknięciem ABR w trybie zwiększania SPL są przedstawione na Rysunek 1 dla kontrolek i dwóch przykładowych zmutowanych linii myszy, które są niewystarczające dla kanału Cav3.2 T bramkowanego napięciem Ca2+ (tj. Cav3.2+/- i Cav3.2 mutantów zerowych [Ca

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół ten zawiera szczegółowy i integracyjny opis sposobu rejestrowania słuchowych odpowiedzi wywołanych pniem mózgu u myszy. Szczególny nacisk położono na wstępne leczenie zwierząt, znieczulenie i potencjalne metodologiczne czynniki zakłócające. Do tych ostatnich zalicza się m.in. płeć, linię myszy, wiek i warunki mieszkaniowe. Należy zauważyć, że wszystkie te czynniki mogą mieć wpływ na odbiorczy ubytek słuchu i podstawowe aspekty przetwarzania informacji słuchowych. W związku z tym obowiązkowa jest odpowiednia stra...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy chcieliby podziękować dr Christinie Kolb (Niemieckie Centrum Chorób Neurodegeneracyjnych [DZNE]) i dr Robertowi Starkowi (DZNE) za ich pomoc w hodowli zwierząt i opiece zdrowotnej. Prace te były wspierane finansowo przez Federalny Instytut ds. Leków i Wyrobów Medycznych (Bundesinstitut für Arzneimittel und Medizinprodukte, BfArM, Bonn, Niemcy).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Oprogramowanie AEP/OAE dla RZ6 (oprogramowanie BioSigZZ)Tucker-Davis Technologies (TDT)BioSigRZ
Biokularowy mikroskop chirurgiczny z powiększeniemZeiss Stemi 20000000001003877, 4355400000000, 0000001063306, 4170530000000, 4170959255000, 4551820000000, 4170959040000, 4170959050000
Macrolon)Techniplast1264C, 1290D
Carprox vet, 50mg/ mlVirbac Tierarzneimittel GmbHPZN 11149509
Źródło zimnego światłaSchott KL2500 LCD9.705 202
Aplikatory z końcówką bawełnianą (sterylne)Carl RothEH12.1
Wykonana na zamówienie metalowa klatka Faradaya (stal nierdzewna, grubość 2 mm, rozmiar oczek 1 cm)na
5% dekspantenol (krem do oczu i nosa Bepanthen)Bayer Vital GmbHPZN: 01578681
Jednorazowe podskórne elektrody igłowe ze stali nierdzewnej
, 27GA, 12mm		Rochester Electro-Medical, Inc.S03366-18
Prześcieradła chirurgiczne (sterylne)HartmannPZN 0366787
Etanol, 70%Carl Roth9065.5
1/4'' Zestaw mikrofonów do kalibracji swobodnego pomiaru polaTucker-Davis Technologies (TDT)Rękawice PCB-378C0
(sterylne)Rękawice Unigloves1570
Graefe Kleszcze zakrzywione, ząbkowaneFST11052-10
Oprogramowanie GraphPad Prism 6, V6.07Oprogramowanie GraphPad Prism, Inc.https://www.graphpad.com/
Termiczny sterylizator narzędzi chirurgicznychFST18000-50
Homeotermiczny
grzewczy wygaszony		ThermoLux461265 / -67
Ketanest S (Ketamina), 25mg/mlPfizerPZN 08707288
Ringer' s roztwór (sterylny)B.BraunPZN 01471434
Oprogramowanie MatlabMathWorks, Inc.
Medusa 4-kanałowa niska utrudniona. HeadstageTucker-Davis Technologies (TDT)RA4LI
Medusa 4-kanałowy przedwzmacniacz/digitizerTucker-Davis Technologies (TDT)RA4PA
MikrofonPCB Pieztronics378C01
Multi Field Speaker - StereoTucker-Davis Technologies (TDT)MF1-S
OscyloskopTektronixDPO3012
Optyczna karta ekspresowa PC1 do interfejsu Optibit)Tucker-Davis Systems (TDT)PO5e
Askina Braucel pads (podkładki absorpcyjne celulozy)B.BraunPZN 8473637
PreamplifierPCB Pieztronics480C02
RZ6 Multi I/O Processor system (BioSigRZ)Tucker-Davis Technologies (TDT)RZ6-A-PI
0,9% soli fizjologicznej (NaCl, sterylne)B. BraunPZN:8609255
Oprogramowanie SigGenRZTucker-Davis Technologies (TDT)https://www.tdt.com/
Software R (wersja 3.2.1) + Reshape 2 (wersja 1.4.1) + ggplot 2 (wersja 1.0.1) + datatable (wersja 1.9.4), + gdata (wersja 2.13.3), + pastecs (wersja 1.3.18), + waveslim (wersja 1.7.5), + MassSpecWavelet (wersja 1.30.0)The R Foundation, R Core Team 2015Open Source Software (do bezpłatnej dystrybucji)
Kabina wyciszającaMed Associates Inc.ENV-018V
Kleszczyki o standardowym wzorze, długość 12 cm i 14,5 cmFST11000-12, 11000-14
Taśma leukosilkowaBSN medical GmbH & Co. KGPZN 00397109
Szczypce do tkanek - 1x2 zęby 12 cmFST11021-12
Szafa wentylowanaUniprotect BioscapeTHF3378
Szafa wentylowanaTecniplast9AV125P
Ksylazyna (Rompun), 2%Bayer Vital GmbHPZN 1320422
(zamówieniehttps://de.mathworks.com/products/matlab.html

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Sporns, O., Tononi, G., Kotter, R. The human connectome: A structural description of the human brain. PLOS Computational Biology. 1 (4), e42(2005).
  2. Bebarova, M. Advances in patch clamp technique: towards higher quality and quantity. General Physiology and Biophysics. 31 (2), 131-140 (2012).
  3. Kornreich, B. G. The patch clamp technique: principles and technical considerations. Journal of Veterinary Cardiology. 9 (1), 25-37 (2007).
  4. Spira, M. E., Hai, A. Multi-electrode array technologies for neuroscience and cardiology. Nature Nanotechnology. 8 (2), 83-94 (2013).
  5. Obien, M. E., Deligkaris, K., Bullmann, T., Bakkum, D. J., Frey, U. Revealing neuronal function through microelectrode array recordings. Frontiers in Neuroscience. 8, 423(2014).
  6. Heuschkel, M. O., Fejtl, M., Raggenbass, M., Bertrand, D., Renaud, P. A three-dimensional multi-electrode array for multi-site stimulation and recording in acute brain slices. Journal of Neuroscience Methods. 114 (2), 135-148 (2002).
  7. Kimiskidis, V. K. Transcranial magnetic stimulation (TMS) coupled with electroencephalography (EEG): Biomarker of the future. Reviews in Neurology. 172 (2), 123-126 (2016).
  8. Nunez, P. L. Toward a quantitative description of large-scale neocortical dynamic function and EEG. Behavioral Brain Science. 23 (3), 371-437 (2000).
  9. Lundt, A., et al. EEG Radiotelemetry in Small Laboratory Rodents: A Powerful State-of-the Art Approach in Neuropsychiatric, Neurodegenerative, and Epilepsy Research. Neural Plasticity. 2016, 8213878(2016).
  10. Papazoglou, A., et al. Non-restraining EEG Radiotelemetry: Epidural and Deep Intracerebral Stereotaxic EEG Electrode Placement. Journal of Visualized Experiments. 112 (112), e54216(2016).
  11. Weiergraber, M., Henry, M., Hescheler, J., Smyth, N., Schneider, T. Electrocorticographic and deep intracerebral EEG recording in mice using a telemetry system. Brain Research Brain Research Protocols. 14 (3), 154-164 (2005).
  12. Kallstrand, J., Nehlstedt, S. F., Skold, M. L., Nielzen, S. Lateral asymmetry and reduced forward masking effect in early brainstem auditory evoked responses in schizophrenia. Psychiatry Research. 196 (2-3), 188-193 (2012).
  13. Muller, R., et al. Automatic Detection of Highly Organized Theta Oscillations in the Murine EEG. Journal of Visualized Experiments. (121), e55089(2017).
  14. Papazoglou, A., et al. Gender specific hippocampal whole genome transcriptome data from mice lacking the Cav2.3 R-type or Cav3.2 T-type voltage-gated calcium channel. Data in Brief. 12, 81-86 (2017).
  15. Papazoglou, A., et al. Gender-Specific Hippocampal Dysrhythmia and Aberrant Hippocampal and Cortical Excitability in the APPswePS1dE9 Model of Alzheimer's Disease. Neural Plasticity. 2016, 7167358(2016).
  16. Papazoglou, A., et al. Motor Cortex Theta and Gamma Architecture in Young Adult APPswePS1dE9 Alzheimer Mice. PLOS ONE. 12 (1), e0169654(2017).
  17. Siwek, M. E., et al. Altered theta oscillations and aberrant cortical excitatory activity in the 5XFAD model of Alzheimer's disease. Neural Plasticity. , 781731(2015).
  18. Welch, T. M., Church, M. W., Shucard, D. W. A method for chronically recording brain-stem and cortical auditory evoked potentials from unanesthetized mice. Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 60 (1), 78-83 (1985).
  19. Church, M. W., Gritzke, R. Effects of ketamine anesthesia on the rat brain-stem auditory evoked potential as a function of dose and stimulus intensity. Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 67 (6), 570-583 (1987).
  20. van Looij, M. A., et al. Impact of conventional anesthesia on auditory brainstem responses in mice. Hearing Research. 193 (1-2), 75-82 (2004).
  21. Schomer, D. L., da Silva, F. L. Niedermeyer's Electroencephalography: Basic Principles, Clinical Applications, and Related Fields. , Lippincott Williams & Wilkins. (2011).
  22. De Cosmo, G., Aceto, P., Clemente, A., Congedo, E. Auditory evoked potentials. Minerva Anestesiology. 70 (5), 293-297 (2004).
  23. Rosburg, T. Auditory N100 gating in patients with schizophrenia: A systematic meta-analysis. Clinical Neurophysiology. 129 (10), 2099-2111 (2018).
  24. DiLalla, L. F., McCrary, M., Diaz, E. A review of endophenotypes in schizophrenia and autism: The next phase for understanding genetic etiologies. American Journal of Medical Genetics Part C Seminar in Medical Genetics. 175 (3), 354-361 (2017).
  25. Walsh, P., Kane, N., Butler, S. The clinical role of evoked potentials. Journal of Neurology, Neurosurgery and Psychiatry. 76 Suppl 2, ii16-ii22 (2005).
  26. Opgen-Rhein, C., Neuhaus, A., Urbanek, C., Dettling, M. New strategies in schizophrenia: impact of endophentotypes. Psychiatrische Praxis. 31 Suppl 2, S194-S199 (2004).
  27. Knipper, M., Van Dijk, P., Nunes, I., Ruttiger, L., Zimmermann, U. Advances in the neurobiology of hearing disorders: recent developments regarding the basis of tinnitus and hyperacusis. Progress in Neurobiology. 111, 17-33 (2013).
  28. Miller, C. A., Brown, C. J., Abbas, P. J., Chi, S. L. The clinical application of potentials evoked from the peripheral auditory system. Hearing Research. 242 (1-2), 184-197 (2008).
  29. Manouilenko, I., Humble, M. B., Georgieva, J., Bejerot, S. Brainstem Auditory Evoked Potentials for diagnosing Autism Spectrum Disorder, ADHD and Schizophrenia Spectrum Disorders in adults. A blinded study. Psychiatry Research. 257, 21-26 (2017).
  30. Talge, N. M., Tudor, B. M., Kileny, P. R. Click-evoked auditory brainstem responses and autism spectrum disorder: A meta-analytic review. Autism Research. 11 (6), 916-927 (2018).
  31. Hamed, S. A. The auditory and vestibular toxicities induced by antiepileptic drugs. Expert Opinion in Drug Safety. 16 (11), 1281-1294 (2017).
  32. Ismi, O., et al. The Effect of Methylphenidate on the Hearing of Children with Attention Deficit Hyperactivity Disorder. International Archive in Otorhinolaryngology. 22 (3), 220-224 (2018).
  33. Michna, M., et al. Cav1.3 (alpha1D) Ca2+ currents in neonatal outer hair cells of mice. Journal of Physiology. 553 (Pt 3), 747-758 (2003).
  34. Platzer, J., et al. Congenital deafness and sinoatrial node dysfunction in mice lacking class D L-type Ca2+ channels. Cell. 102 (1), 89-97 (2000).
  35. Willaredt, M. A., Ebbers, L., Nothwang, H. G. Central auditory function of deafness genes. Hearing Research. 312, 9-20 (2014).
  36. Yee, B. K., Singer, P. A conceptual and practical guide to the behavioural evaluation of animal models of the symptomatology and therapy of schizophrenia. Cell Tissue Research. 354 (1), 221-246 (2013).
  37. Fahey, J. R., Katoh, H., Malcolm, R., Perez, A. V. The case for genetic monitoring of mice and rats used in biomedical research. Mammalian Genome. 24 (3-4), 89-94 (2013).
  38. Hunsaker, M. R. Comprehensive neurocognitive endophenotyping strategies for mouse models of genetic disorders. Progress in Neurobiology. 96 (2), 220-241 (2012).
  39. Turner, J. G., Parrish, J. L., Hughes, L. F., Toth, L. A., Caspary, D. M. Hearing in laboratory animals: strain differences and nonauditory effects of noise. Computational Medicine. 55 (1), 12-23 (2005).
  40. Neumann, P. E., Collins, R. L. Genetic dissection of susceptibility to audiogenic seizures in inbred mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 88 (12), 5408-5412 (1991).
  41. Meier, S., Groeben, H., Mitzner, W., Brown, R. H. Genetic variability of induction and emergence times for inhalational anaesthetics. European Journal of Anaesthesiology. 25 (2), 113-117 (2008).
  42. Majewski-Tiedeken, C. R., Rabin, C. R., Siegel, S. J. Ketamine exposure in adult mice leads to increased cell death in C3H, DBA2 and FVB inbred mouse strains. Drug Alcohol Dependence. 92 (1-3), 217-227 (2008).
  43. Bonthuis, P. J., et al. Of mice and rats: key species variations in the sexual differentiation of brain and behavior. Frontiers in Neuroendocrinology. 31 (3), 341-358 (2010).
  44. Buckmaster, P. S., Haney, M. M. Factors affecting outcomes of pilocarpine treatment in a mouse model of temporal lobe epilepsy. Epilepsy Research. 102 (3), 153-159 (2012).
  45. Jonasson, Z. Meta-analysis of sex differences in rodent models of learning and memory: a review of behavioral and biological data. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 28 (8), 811-825 (2005).
  46. Prendergast, B. J., Onishi, K. G., Zucker, I. Female mice liberated for inclusion in neuroscience and biomedical research. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 40, 1-5 (2014).
  47. Ingham, N. J., Pearson, S., Steel, K. P. Using the Auditory Brainstem Response (ABR) to Determine Sensitivity of Hearing in Mutant Mice. Current Protocols in Mouse Biology. 1 (2), 279-287 (2011).
  48. Tucker-Davis Technologies. SigGenRZ Manual. , Available from: https://www.tdt.com/files/manuals/SigGenRZ_Manual.pdf (2012).
  49. Bogaerts, S., Clements, J. D., Sullivan, J. M., Oleskevich, S. Automated threshold detection for auditory brainstem responses: comparison with visual estimation in a stem cell transplantation study. BMC Neuroscience. 10, 104(2009).
  50. Probst, F. J., et al. A point mutation in the gene for asparagine-linked glycosylation 10B (Alg10b) causes nonsyndromic hearing impairment in mice (Mus musculus). PLOS ONE. 8 (11), e80408(2013).
  51. Alvarado, J. C., Fuentes-Santamaria, V., Gabaldon-Ull, M. C., Blanco, J. L., Juiz, J. M. Wistar rats: a forgotten model of age-related hearing loss. Frontiers in Aging Neuroscience. 6, 29(2014).
  52. Du, P., Kibbe, W. A., Lin, S. M. Improved peak detection in mass spectrum by incorporating continuous wavelet transform-based pattern matching. Bioinformatics. 22 (17), 2059-2065 (2006).
  53. Daubechies, I. Ten lectures on wavelets. , Society for Industrial and Applied Mathematics. Philadelphia, PA. (1992).
  54. Pearson, J. D., et al. Gender differences in a longitudinal study of age-associated hearing loss. Journal of the Acoustical Society of America. 97 (2), 1196-1205 (1995).
  55. Murphy, M. P., Gates, G. A. Hearing Loss: Does Gender Play a Role? Medscape Womens Health. 2 (10), 2(1997).
  56. Henry, K. R. Males lose hearing earlier in mouse models of late-onset age-related hearing loss; females lose hearing earlier in mouse models of early-onset hearing loss. Hearing Research. 190 (1-2), 141-148 (2004).
  57. Ison, J. R., Allen, P. D., O’Neill, W. E. Age-related hearing loss in C57BL/6J mice has both frequency-specific and non-frequency-specific components that produce a hyperacusis-like exaggeration of the acoustic startle reflex. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 8 (4), 539-550 (2007).
  58. Zheng, Q. Y., Johnson, K. R., Erway, L. C. Assessment of hearing in 80 inbred strains of mice by ABR threshold analyses. Hearing Research. 130 (1-2), 94-107 (1999).
  59. Zhou, X., Jen, P. H., Seburn, K. L., Frankel, W. N., Zheng, Q. Y. Auditory brainstem responses in 10 inbred strains of mice. Brain Research. 1091 (1), 16-26 (2006).
  60. Lundt, A., et al. Cav3.2 T-Type Calcium Channels Are Physiologically Mandatory For The Auditory System. Neuroscience. , In Press (2019).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Auditory Brainstem ResponseBrainstem Evoked Response AudiometryClick Tone Burst StimulationAutomated Wavelet AnalysisABR Threshold DetectionABR Latency AnalysisMouse Auditory ProfilingSound Attenuating CubicleSubdermal Electrode PlacementPre amplifier Calibration

Related Articles