Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Akwizycja i analiza danych w audiometrii odpowiedzi wywołanej pniem mózgu u myszy

12K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/59200

⸱

10 maja 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Experimental Neuropsychopharmacology, Federal Institute for Drugs and Medical Devices, 2KBRwyle GmbH, 3Cognitive Neurophysiology, Department of Psychiatry and Psychotherapy, Faculty of Medicine, University of Cologne, 4Molecular and Cellular Cognition, German Center for Neurodegenerative Diseases (DZNE), 5Institute of Neurophysiology, Faculty of Medicine, University of Cologne, 6Federal Institute for Drugs and Medical Devices (BfArM), 7Thescon GmbH

W tym artykule

Podsumowanie

Audiometria odpowiedzi wywołanej pniem mózgu jest ważnym narzędziem w neurofizjologii klinicznej. Obecnie audiometria odpowiedzi wywołanej pnia mózgu jest również stosowana w naukach podstawowych i badaniach przedklinicznych obejmujących zarówno farmakologiczne, jak i genetyczne modele zwierzęce. Tutaj przedstawiamy szczegółowy opis, w jaki sposób słuchowe reakcje pnia mózgu mogą być z powodzeniem rejestrowane i analizowane u myszy.

Streszczenie

Audiometria odpowiedzi wywołanej pnia mózgu (BERA) ma kluczowe znaczenie w neurofizjologii klinicznej. Podobnie jak inne techniki potencjału wywołanego (EP), takie jak potencjały wywołane wzrokowo (VEP) lub somatosensoryczne potencjały wywołane (SEP), słuchowe potencjały wywołane (AEP) są wyzwalane przez powtarzające się prezentowanie identycznych bodźców, których odpowiedź elektroencefalograficzna (EEG) jest następnie uśredniana, co skutkuje wyraźnymi odchyleniami dodatnimi (p) i ujemnymi (n). U ludzi zarówno amplituda, jak i opóźnienie poszczególnych pików mogą być wykorzystane do scharakteryzowania zmian prędkości synchronizacji i przewodzenia w leżących poniżej obwodach neuronalnych. Co ważne, AEP są również stosowane w naukach podstawowych i przedklinicznych do identyfikacji i charakterystyki funkcji słuchowych w farmakologicznych i genetycznych modelach zwierzęcych. Co więcej, modele zwierzęce w połączeniu z testami farmakologicznymi są wykorzystywane do badania potencjalnych korzyści w leczeniu odbiorczego ubytku słuchu (np. deficytów słuchu spowodowanych wiekiem lub hałasem). Tutaj przedstawiamy szczegółowy i integracyjny opis, jak rejestrować słuchowe reakcje wywołane pniem mózgu (ABR) u myszy za pomocą aplikacji click and tone-burst. Protokół ten koncentruje się w szczególności na przedeksperymentalnym trzymaniu zwierząt, znieczuleniu, rejestracji ABR, procesach filtrowania ABR, zautomatyzowanej analizie funkcji wzrostu amplitudy opartej na falkach oraz wykrywaniu opóźnień.

Wprowadzenie

Centralnym aspektem fizjologii mózgu jest jego zdolność do przetwarzania informacji środowiskowych, co skutkuje różnymi wewnętrznymi lub zewnętrznymi wynikami, takimi jak uczenie się, pamięć, reakcje emocjonalne lub reakcje motoryczne. Różne podejścia eksperymentalne i diagnostyczne mogą być stosowane do scharakteryzowania reakcji elektrofizjologicznej poszczególnych typów komórek neuronalnych lub klastrów/zespołów neuronów w obrębie obwodów neuronalnych związanych z bodźcem. Te techniki elektrofizjologiczne obejmują różne wymiary czasoprzestrzenne w mikro-, mezo- i makroskali1. Poziom mikroskali obejmuje podejścia cęgowe napięcia i prądu w różnych trybach patch-clamp, wykorzystując na przykład hodowane lub ostro zdysocjowane neurony1. Te techniki in vitro pozwalają na scharakteryzowanie poszczególnych obecnych jednostek i ich farmakologicznej modulacji2,3. Istotną wadą jest jednak brak informacji systemowych w zakresie integracji i przetwarzania informacji w mikro- i makroukładach. Upośledzenie to jest częściowo przezwyciężane przez techniki mezoskalowe in vitro, takie jak matryce wieloelektrodowe, które pozwalają na jednoczesne zewnątrzkomórkowe zapisy wieloelektrodowe nie tylko w hodowanych neuronach, ale także w ostrych wycinkach mózgu4,5. Podczas gdy mikroukłady mogą być zachowane w wycinkach mózgu do pewnego stopnia (np. w hipokampie), połączenia dalekiego zasięgu są zwykle tracone6. Ostatecznie, aby zbadać funkcjonalne połączenia w obwodach neuronalnych, metodą z wyboru są systemowe techniki elektrofizjologiczne in vivo w makroskali7. Podejścia te obejmują między innymi powierzchniowe (zewnątrzoponowe) i głębokie (śródmózgowe) zapisy EEG, które są przeprowadzane zarówno na modelach ludzkich, jak i zwierzęcych1. Sygnały EEG są głównie oparte na zsynchronizowanych wejściach synaptycznych na neuronach piramidowych w różnych warstwach kory mózgowej, które mogą być zasadniczo hamujące lub pobudzające, pomimo ogólnej przewagi bodźca pobudzającego8. Po synchronizacji, pobudzające postsynaptyczne przesunięcia oparte na potencjale w zewnątrzkomórkowych polach elektrycznych są sumowane w celu utworzenia sygnału o wystarczającej sile, który można zarejestrować na skórze głowy za pomocą elektrod powierzchniowych. Warto zauważyć, że wykrywalny zapis skóry głowy z pojedynczej elektrody wymaga aktywności dziesięciu tysięcy neuronów piramidowych oraz złożonego arsenału urządzeń technicznych i narzędzi przetwarzających, w tym wzmacniacza, procesów filtrowania (filtr dolnoprzepustowy, filtr górnoprzepustowy, filtr wycinający) oraz elektrod o określonych właściwościach przewodnika.

U większości doświadczalnych gatunków zwierząt (np. myszy i szczurów) metoda EEG oparta na ludzkiej skórze głowy nie ma technicznie zastosowania, ponieważ sygnał generowany przez leżącą poniżej korę mózgową jest zbyt słaby ze względu na ograniczoną liczbę zsynchronizowanych neuronów piramidowych9,10,11. U gryzoni elektrody powierzchniowe (skóra głowy) lub podskórne są więc poważnie zanieczyszczone przez elektrokardiogram i głównie artefakty elektromiogramu, które uniemożliwiają uzyskanie wysokiej jakości zapisów EEG9,11,12. W przypadku korzystania z nieznieczulonych, swobodnie poruszających się myszy i szczurów, konieczne jest zatem bezpośrednie nagrywanie albo z kory mózgowej za pomocą elektrod zewnątrzoponowych, albo z głębokich, wewnątrzmózgowych struktur, aby zapewnić bezpośrednie fizyczne połączenie końcówki czujnikowej elektrody ołowianej / implantowanej z klastrami komórek neuronalnych generujących sygnał. Te podejścia EEG mogą być przeprowadzane zarówno w konfiguracji systemu na uwięzi, jak i przy użyciu metody telemetrii radiowej EEG bez ograniczeń9,10,11. Obie techniki mają swoje plusy i minusy i mogą być cennym podejściem w jakościowej i ilościowej charakterystyce podatności na napady/aktywności napadowej, rytmiczności okołodobowej, architektury snu, aktywności oscylacyjnej i synchronizacji, w tym analizy czasowo-częstotliwościowej, analizy źródłowej itp.9,10,13,14,15,16,17.

Podczas gdy systemy na uwięzi i telemetria radiowa pozwalają na zapisy EEG odpowiednio w warunkach ograniczenia/półograniczenia lub bez ograniczenia, powiązane warunki eksperymentalne nie spełniają wymagań dla zapisów ABR. Te ostatnie wymagają zdefiniowanych bodźców akustycznych, które są prezentowane powtarzalnie w czasie z określonymi pozycjami głośnika i zwierzęcia doświadczalnego oraz kontrolowanymi poziomami ciśnienia akustycznego (SPL). Można to osiągnąć poprzez unieruchomienie głowy w warunkach krępujących lub po znieczuleniu18,19. Aby zmniejszyć stres eksperymentalny, zwierzęta są zwykle znieczulane podczas eksperymentów ABR, ale należy wziąć pod uwagę, że znieczulenie może zakłócać działanie ABRs19,20.

Jako ogólna cecha, EEG składa się z różnych częstotliwości w zakresie napięcia 50-100 μV. Częstotliwości i amplitudy tła silnie zależą od stanu fizjologicznego zwierzęcia doświadczalnego. W stanie czuwania dominują częstotliwości beta (β) i gamma (γ) o mniejszej amplitudzie. Kiedy zwierzęta stają się senne lub zasypiają, pojawiają się częstotliwości alfa (α), theta (θ) i delta (δ), wykazując zwiększoną amplitudę EEG21. Po stymulacji kanału czuciowego (np. szlaku akustycznego) propagacja informacji odbywa się za pośrednictwem aktywności neuronalnej przez obwodowy i ośrodkowy układ nerwowy. Taka stymulacja sensoryczna (np. akustyczna) wyzwala tzw. EP lub reakcje wywołane. Warto zauważyć, że potencjały związane ze zdarzeniami (ERP) mają znacznie niższą amplitudę niż EEG (tj. tylko kilka mikrowoltów). W ten sposób każdy pojedynczy ERP oparty na pojedynczym bodźcu zostałby utracony na tle EEG o wyższej amplitudzie. W związku z tym nagranie ERP wymaga powtarzalnego stosowania identycznych bodźców (np. kliknięć w nagraniach ABR), a następnie uśredniania w celu wyeliminowania wszelkiej aktywności i artefaktów EEG w tle. Jeśli zapisy ABR są wykonywane u znieczulonych zwierząt, łatwo jest tutaj użyć elektrod podskórnych.

Głównie, AEP zawierają EP o krótkim opóźnieniu, które zwykle są związane z ABR lub BERA, a także o późniejszych potencjałach, takich jak EPs o średnim opóźnieniu (odpowiedzi o średnim opóźnieniu [MLR]) i EPs22. Co ważne, zaburzenia w przetwarzaniu informacji słuchowych są często główną cechą chorób neuropsychiatrycznych (choroby demielinizacyjne, schizofrenia itp.) i są związane ze zmianami AEP23,24,25. Podczas gdy badania behawioralne są w stanie ujawnić jedynie upośledzenie funkcjonalne, badania AEP pozwalają na precyzyjną analizę czasoprzestrzenną dysfunkcji słuchowych związanych z określonymi strukturami neuroanatomicznymi26.

ABR jako wczesne, akustycznie EP o krótkim opóźnieniu są zwykle wykrywane przy umiarkowanym do bardzo intensywnym kliknięciu i mogą wystąpić do siedmiu szczytów ABR (WI-W VII). Najważniejsze fale (WI-W V) związane są z następującymi strukturami neuroanatomicznymi: WI z nerwem słuchowym (część dystalna, w obrębie ucha wewnętrznego); WII do jądra ślimakowego (bliższa część nerwu słuchowego, zakończenie pnia mózgu); WIII do kompleksu oliwek górnych (SOC); WIV do lemniscus bocznego (LL); WV do zakończenia bocznego lemniscus (LL) w obrębie wzgórka dolnego (IC) po stronie przeciwległej27 (Rysunek uzupełniający 1). Należy zauważyć, że WII-W V mogą mieć więcej niż jedną strukturę anatomiczną wstępującej drogi słuchowej, która się do nich przyczynia. Warto zauważyć, że dokładna korelacja pików i leżących u ich podstaw struktur przewodu słuchowego nadal nie jest w pełni wyjaśniona.

W audiologii ABR mogą być używane jako narzędzie przesiewowe i diagnostyczne oraz do monitorowania chirurgicznego28,29. Jest to najważniejsze dla identyfikacji dysakuzy, hipakuzy i anaguzii (np. w ubytku słuchu związanym z wiekiem, ubytku słuchu spowodowanym hałasem, metabolicznym i wrodzonym ubytku słuchu oraz asymetrycznym ubytku słuchu i deficytom słuchu spowodowanym deformacjami lub wadami rozwojowymi, urazami i nowotworami)28. ABR są również przydatne jako test przesiewowy dla dzieci nadpobudliwych, upośledzonych intelektualnie lub dla innych dzieci, które nie byłyby w stanie zareagować na konwencjonalną audiometrię (np. w chorobach neurologicznych/psychiatrycznych, takich jak ADHD, stwardnienie rozsiane, autyzm itp.29,30) oraz w opracowywaniu i chirurgicznym dopasowaniu implantów ślimakowych28. Wreszcie, ABR mogą dostarczyć cennych informacji na temat potencjalnych ototoksycznych skutków ubocznych neuropsychofarmaceutyków, takich jak leki przeciwpadaczkowe31,32.

Wartość tłumaczenia wiedzy neurofizjologicznej uzyskanej z farmakologicznych lub transgenicznych modeli myszy na ludzi została zademonstrowana w wielu miejscach, szczególnie na poziomie ERP w paradygmatach słuchowych u myszy i szczurów33,34,35. Nowe informacje na temat zmienionych wczesnych AEP i związanych z nimi zmian w przetwarzaniu informacji słuchowych u myszy i szczurów mogą zatem zostać przeniesione na ludzi i mają kluczowe znaczenie w charakterystyce i endofenotypowaniu chorób słuchowych, neurologicznych i neuropsychiatrycznych w przyszłości. Tutaj przedstawiamy szczegółowy opis, w jaki sposób ABR mogą być z powodzeniem rejestrowane i analizowane u myszy do podstawowych celów naukowych, toksykologicznych i farmakologicznych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury z udziałem zwierząt zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi Niemieckiej Rady ds. Opieki nad Zwierzętami, a wszystkie protokoły zostały zatwierdzone przez lokalny instytucjonalny i krajowy komitet ds. opieki nad zwierzętami (Landesamt für Natur, Umwelt, und Verbraucherschutz, State Office of North Rhine-Westphalia, Department of Nature, Environment and Consumerism [LANUV NRW], Niemcy). Autorzy dodatkowo zaświadczają, że wszystkie eksperymenty na zwierzętach były prowadzone zgodnie z wytycznymi National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals (NIH Publications No. 80-23) w wersji z 1996 r., brytyjską ustawą Animals (Scientific Procedures) Act 1986 wraz z powiązanymi wytycznymi lub dyrektywami Rady Wspólnot Europejskich z dnia 24 listopada 1986 r. (86/609/EEC) oraz z dnia 22 września 2010 r. (2010/63/EU). Dołożono szczególnych starań, aby zminimalizować liczbę wykorzystanych zwierząt oraz ich cierpienie (strategia 3R [replacement, reduction, and refinement]).

1. Zwierzęta doświadczalne

  1. Wybór zwierząt i gatunków do badań
    1. Przeprowadź badania ABR na gryzoniach lub modelach gryzoni (tj. myszach lub szczurach), które spełniają wymogi homologii, izomorfizmu i przewidywalności w odniesieniu do konkretnej choroby ludzkiej. Jest to szczególnie istotne w kontekście podstawowych aspektów translacyjnej neuronauki.
      UWAGA: Należy wziąć pod uwagę, że dostępne różne szczepy myszy i szczurów mogą wykazywać różnice w podstawowych charakterystykach fizjologicznych i patofizjologicznych36,37,38. Specyfika związana z linią myszy/szczura musi zostać uwzględniona w planowaniu eksperymentalnym.
    2. Uwzględnij specyficzne dla szczepów myszy i szczurów zmiany w fizjologii i farmakologii, które mogą mieć wpływ na eksperymenty elektrofizjologiczne (np. zmieniona wrażliwość na środki znieczulające, rytmika okołodobowa, podatność na napady [audiogenne], wiek i tło genetyczne)39,40,41,42.
    3. Wprowadź stratyfikację ze względu na płeć do projektu badania. Pamiętaj, że cykl rujowy może znacząco wpływać na wrażliwość na znieczulenie, rytmikę centralną, zależność okołodobową, aktywność napadową (napady słuchowe) oraz przetwarzanie informacji sensorycznych (słuchowych)43,44,45. W związku z tym przeprowadź analizę z uwzględnieniem płci.
      UWAGA: Jeśli możliwości finansowe i eksperymentalne są ograniczone, ogranicz badania do samców myszy, choć różne parametry neurofizjologiczne u samic z normalnym cyklem nie wykazują zwiększonej zmienności w porównaniu do samców46.
  2. Zakwaterowanie i postępowanie ze zwierzętami
    1. Zakwateruj myszy lub szczury w klatkach z indywidualną wentylacją wewnątrz zwierzęciatarni.
    2. Przenieś zwierzęta doświadczalne ze zwierzęciatarni do wentylowanych szaf znajdujących się w specjalnych pomieszczeniach laboratoryjnych przeznaczonych do znieczulania, rozmieszczania elektrod ABR i rejestracji ABR.
    3. Upewnij się, że zwierzęta są przetrzymywane w wentylowanej szafie w standardowych warunkach środowiskowych (tj. przy temperaturze 21 ± 2 °C, wilgotności względnej 50%-60% i konwencjonalnym 12/12 h cyklu światło/ciemność). Pozwól zwierzętom na aklimatyzację i adaptację do tego wzorca okołodobowego przez co najmniej 14 dni przed rozpoczęciem dalszych eksperymentów.
    4. Do zakwaterowania myszy w grupach po 3-4 osobników używaj przezroczystych klatek poliwęglanowych typu II (26,7 cm x 20,7 cm x 14,0 cm, powierzchnia 410 cm2), a dla szczurów używaj przezroczystych klatek poliwęglanowych typu III (42,5 cm x 26,6 cm x 18,5 cm, powierzchnia 800 cm2). Zapewnij dostęp ad libitum do wody pitnej i standardowej karmy w formie peletu.
    5. Unikaj separacji/izolacji zwierząt doświadczalnych przed i po rejestracji ABR, ponieważ izolacja może wywołać silny stres wpływający na wyniki eksperymentu. Dlatego po znieczuleniu, rozmieszczeniu elektrod i rejestracji ABR umieść zwierzęta z powrotem w ich macierzystej klatce.
    6. Nie stosuj warunków zakwaterowania w otwartej przestrzeni, ponieważ wiąże się to z szeregiem wad eksperymentalnych, szczególnie w badaniach słuchu. Wentylowane szafy chronią natomiast przed stresem akustycznym przed i pomiędzy eksperymentalnymi procedurami słuchowymi, co w przeciwnym razie mogłoby prowadzić do sensoroneuralnego niedosłuchu (np. niedosłuchu wywołanego hałasem) i tym samym wpłynąć na wyniki.
    7. Używaj sprzętu sanitarnego, anestezjologicznego i technicznego specyficznego dla myszy i szczurów, tak aby myszy i szczury nie wyczuwały swojej obecności, ponieważ wzajemne postrzeganie sensoryczne rywalizujących gatunków może prowadzić do pojawienia się możliwych do uniknięcia czynników zakłócających w badaniach.

2. Znieczulenie myszy

  1. Przeprowadź znieczulenie przy użyciu środków znieczulających do iniekcji. Przygotuj mieszaninę chlorowodorku ketaminy (dawka dla gryzoni: 100 mg/kg) i chlorowodorku ksylazyny (dawka dla gryzoni: 10 mg/kg) w 0,9% NaCl lub roztworze Ringera i wstrzyknij zwierzęciu dootrzewnowo w zależności od jego masy ciała.
    UWAGA: Narkozy inhalacyjnej izofluranem nie zaleca się, ponieważ procedura ABR zazwyczaj wymaga zastosowania kabiny wygłuszającej i klatki Faradaya, co powoduje ograniczenia przestrzenne w układzie rejestrującym. Chociaż wiele środków znieczulających oddziałuje na układ NMDA i ewidentnie wpływa na wyniki rejestracji ABR, w pomiarach ABR nie zaleca się stosowania metod unieruchamiania bez znieczulenia, gdyż procedury unieruchamiania w stanie świadomości wywołują u zwierzęcia silny stres, co prowadzi do powstania poważnych artefaktów w zapisach ABR.
  2. Uważnie obserwuj zwierzęta w celu oceny głębokości znieczulenia, wykonując uciśnięcie ogona i łapy oraz monitorując częstotliwość oddechów (myszy: 150-220 oddechów/min). Sprawdź, czy nie występują duszności i w razie potrzeby podejmij odpowiednie działania.
    UWAGA: Różne linie myszy lub farmakologiczne modele mysie mogą wykazywać różną wrażliwość na znieczulenie. To samo dotyczy mysich modeli mutantów. Intubacja endotrachealna w tym ustawieniu eksperymentalnym nie jest konieczna i nie jest zalecana. Ponieważ intubacja zwiększa ryzyko urazu tchawicy i infekcji, stosunek korzyści do ryzyka intubacji endotrachealnej podczas procedury ABR jest ujemny.

3. Ogólne aspekty przygotowań i instrumentarium okołoznieczuleniowego

  1. Podczas i po rejestracji ABR zapewnij dodatkowe ciepło za pomocą homeotermicznego koca grzewczego, aby utrzymać temperaturę rdzeniową ciała zwierzęcia. Należy utrzymywać ją na poziomie 36.5-38.0 °C (98.6-100.4 °F).
    UWAGA: Hipotermia jest czynnikiem ryzyka u małych gryzoni ze względu na ich wysoki stosunek powierzchni ciała (powierzchnia ciała myszy = 10.5 x (masa w g)2/3; powierzchnia ciała szczura = 10.5 x (masa w g)2/3) do objętości ciała.
  2. W celu uniknięcia wysychania rogówki, podczas całego procesu rejestracji ABR pokrywaj oczy zwierzęcia maścią do sztucznych łez na bazie wazeliny lub 5% dekspantenolem. Kontynuuj tę procedurę do pełnego powrotu odruchu mrugania.
  3. Zesterylizuj instrumenty eksperymentalne (patrz Tabela materiałów) w autoklawie lub za pomocą środków dezynfekujących.
    UWAGA: Zaleca się stosowanie sterylizatora instrumentów chirurgicznych opartego na ogrzewaniu z użyciem kulek szklanych.
  4. Aby precyzyjnie umieścić elektrody ABR, użyj binokularowego mikroskopu chirurgicznego z zimnym źródłem światła, zapewniającym intensywne oświetlenie za pomocą elastycznych lub samonośnych ruchomych światłowodów.
  5. Podczas obchodzenia się ze zwierzętami doświadczalnymi i przeprowadzania eksperymentów używaj czystego fartucha laboratoryjnego, maseczki ochronnej, czepka oraz sterylnych rękawiczek.
    UWAGA: Optymalny dobór instrumentów i materiałów może różnić się w zależności od laboratorium i musi być zgodny ze standardami konkretnego laboratorium oraz instytucji.

4. Rejestracja ABR

UWAGA: Protokół opisany w niniejszym opracowaniu opiera się na komercyjnie dostępnym systemie ABR do rejestracji monauralnej i binauralnej. Co istotne, zagadnienie naukowe poddane analizie musi być zgodne ze specyfikacją techniczną wykorzystywanego systemu ABR. Analiza ABR rejestracji binauralnych może być na przykład wykorzystana do badania kodowania lateralnego bodźców słuchowych w drodze słuchowej oraz do badania obwodowej asymetrii lateralnej w chorobach neuropsychiatrycznych.

  1. Każdego dnia rejestracji należy przeprowadzić kalibrację częstotliwości stymulacji, umieszczając mikrofon podłączony do przedwzmacniacza i systemu przetwarzania (patrz Tabela materiałów) wewnątrz wygłuszonej komory w miejscu i z orientacją odpowiadającą przyszłemu położeniu mysiego ucha podczas eksperymentu.
    1. Włącz przedwzmacniacz podłączony do mikrofonu co najmniej 5 min przed kalibracją, aby umożliwić stabilizację systemu.
    2. Włącz oscyloskop.
    3. Ustaw mikrofon podłączony do przedwzmacniacza wewnątrz wygłuszonej komory tak, aby imitował mysie ucho w warunkach eksperymentalnych.
    4. Otwórz dostępny komercyjnie program do przetwarzania i akwizycji danych (patrz Tabela materiałów).
    5. W oprogramowaniu wybierz plik kalibracyjny Cal200K, aby aktywować tryb konfiguracji kalibracji, a następnie wybierz parametry zgodnie z warunkami eksperymentalnymi.
    6. Użyj systemu procesora do przeprowadzenia procedury kalibracji. Upewnij się, że specyfikacje techniczne mikrofonu i głośnika pod kątem limitów SPL, zakresu częstotliwości i rozkładu są ze sobą spójne.
    7. Wybierz i uruchom zdefiniowany protokół stymulacji kliknięciami (clicks).
    8. Wygeneruj pojedynczy sygnał kliknięcia o określonym SPL (najlepiej maksymalnym SPL), aby zweryfikować, czy widmo bodźców dźwiękowych analizowane za pomocą szybkiej transformaty Fouriera (FFT) w czasie rzeczywistym na oscyloskopie spełnia wymagania (odpowiedni zakres energii).
    9. Wybierz i uruchom zdefiniowany protokół stymulacji impulsami tonalnymi (tone-burst) w interesującym zakresie (np. 1-42 kHz).
    10. Potwierdź widmo częstotliwości zarejestrowanych testowych bodźców akustycznych za pomocą oscyloskopu i analizy FFT w czasie rzeczywistym.
      UWAGA: Codzienna kalibracja systemu i częstotliwości stymulacji jest niezbędna, aby zagwarantować, że częstotliwości stymulacji i wartości SPL znajdują się w dopuszczalnych zakresach roboczych.
  2. Umieść znieczuloną mysz wewnątrz wygłuszonej komory wyłożonej pianką akustyczną.
    UWAGA: Cała komora powinna być osłonięta klatką Faradaya (wykonaną na zamówienie z metalowej siatki lub gotową klatką komercyjną), aby odizolować rejestrację ABR od zewnętrznych zakłóceń elektrycznych i chronić ją przed szumem.
  3. W celu rejestracji monauralnych słuchowych potencjałów wywołanych w pniu mózgu, wprowadź podskórne elektrody ze stali nierdzewnej w okolicy vertex, osiowo względem małżowin usznych (elektroda dodatnia [+]) oraz brzuszno-bocznie od prawej lub lewej małżowiny (elektroda ujemna [-]), w zależności od ucha poddawanego pomiarowi. W przypadku rejestracji binauralnej umieść elektrody ujemne przy obu małżowinach usznych. Elektrodę uziemiającą umieść w okolicy biodra zwierzęcia (Rycina uzupełniająca 1).
    1. Przed wprowadzeniem uformuj na końcówce elektrody ze stali nierdzewnej kształt haczyka, aby zagwarantować podskórną stabilizację elektrod47.
  4. Przed każdą rejestracją wykonaj pomiary impedancji wszystkich elektrod, aby zweryfikować prawidłowe rozmieszczenie i przewodnictwo elektrod. Użyj przycisku sprawdzania impedancji na czterokanałowym wzmacniaczu głowicowym, aby zweryfikować poziom impedancji każdej elektrody.
    UWAGA: Impedancja powinna być niższa niż 5 kΩ.
  5. Rejestruj ABR w warunkach pola swobodnego, używając pojedynczego głośnika (pasmo przenoszenia częstotliwości np. 1-65 kHz) umieszczonego 10 cm naprzeciwko pyska zwierzęcia (przednia krawędź głośnika prostopadle do osi międzyusznej myszy). Upewnij się, że położenie głowy/uszu myszy jest zgodne z położeniem mikrofonu kalibracyjnego, w zależności od wybranej konkretnej odległości między głośnikiem a mikrofonem podczas kalibracji.
    UWAGA: Zamiast warunków pola swobodnego można zastosować rurki ucha. Wymagane są jednak specjalne środki ostrożności i testy w celu określenia wartości SPL w tych ustawieniach.
  6. Zaprojektuj protokoły bodźców dla kliknięć i impulsów tonalnych, korzystając z samodzielnie napisanego lub dostępnego komercyjnie oprogramowania (patrz Tabela materiałów). Poniższe indywidualne parametry bodźców należy dodać do odpowiedniego graficznego interfejsu użytkownika.
    1. Zacznij od konfiguracji bodźca typu kliknięcie (tj. bodźca o czasie trwania 100 μs o naprzemiennej polaryzacji [przełączanie między kondensacją a rozrzedzeniem] i określonej znacznej energii). Użyj tego bodźca do późniejszej analizy i wyznaczenia progów kliknięć, symetrii ABR lewego i prawego ucha, amplitud ABR W (I - IV) oraz latencji W (I - IV).
    2. Uruchom oprogramowanie i użyj okna konfiguracji, aby dodać parametry bodźca kliknięcia. Kliknij Execute, aby uruchomić protokół.
    3. Kontynuuj konfigurację drugiego bodźca, którym jest impuls tonalny (transjentowy impuls sinusoidalny) o czasie trwania 4,5 ms, naprzemiennej polaryzacji z oknem Hanna (czasy narastania i opadania wynoszące odpowiednio 1,5 ms [czas bramkowania/rampy]). Rozważ minimalny czas trwania impulsu tonalnego wynoszący 3 ms, szczególnie dla niskich częstotliwości. Użyj tego bodźca do analizy i identyfikacji specyficznych dla częstotliwości progów słyszenia u wszystkich genotypów.
    4. Analogicznie do kroku 4.6.2, użyj okna konfiguracji, aby dodać parametry bodźca impulsu tonalnego i kliknij Execute, aby uruchomić protokół (zgodnie z instrukcją producenta48).
    5. Dla badań impulsów tonalnych zaprogramuj odpowiedni zakres częstotliwości do przetestowania, w zależności od pytania badawczego (np. od 1-42 kHz w krokach co 6 kHz). Upewnij się, że stosowane zakresy częstotliwości są zgodne z możliwościami technicznymi głośnika (w tym przypadku wielopolowego głośnika magnetycznego o pasmie przenoszenia 1-65 kHz dla warunków pola swobodnego lub zamkniętego).
    6. W celu uśredniania ustaw liczbę sekwencyjnych bodźców akustycznych (kliknięć lub impulsów tonalnych), np. 300x przy częstotliwości 20 Hz.
    7. Zwiększaj SPL w krokach 5 dB dla kliknięć i 10 dB dla impulsów tonalnych, zaczynając od 0 dB aż do 90 dB (tryb zwiększania SPL).
      UWAGA: W literaturze opisano zarówno tryb zwiększania, jak i zmniejszania SPL. Wielkość kroku SPL może zostać dostosowana do celów badawczych.
  7. Ustal czas akwizycji danych ABR na 25 ms, zaczynając od 5 ms okresu bazowego przed wystąpieniem pojedynczego bodźca akustycznego (baseline przed-ABR) i kończąc na 10 ms okresu bazowego po 10 ms sekcji ABR (baseline po-ABR) (Rycina uzupełniająca 1).
  8. Zastosuj odpowiednią częstotliwość próbkowania dla akwizycji danych ABR (np. 24,4 kHz) oraz filtr pasmowoprzepustowy (filtr górnoprzepustowy: 300 Hz, dolnoprzepustowy: 5 kHz) przy użyciu 6-stopniowego filtra Butterwortha. W razie potrzeby aktywuj filtr notch.
    UWAGA: Częstotliwość próbkowania i charakterystyka filtra mogą zostać dostosowane do wymogów eksperymentalnych.
  9. Prześlij uzyskane sygnały bioelektryczne zarejestrowane z elektrod podskórnych do wzmacniacza głowicowego, a następnie do przedwzmacniacza z odpowiednim wzmocnieniem (np. 20-krotnym).
  10. Użyj specjalistycznego oprogramowania systemu ABR do koordynacji sterowania głośnikiem oraz akwizycji, przetwarzania, uśredniania i zarządzania danymi ABR.
  11. Postaraj się przeprowadzić całe protokoły ABR (dla analizy progów słyszenia wywołanych kliknięciami i impulsami tonalnymi, amplitudy i latencji piku itp.) w czasie około 45 min. Odpowiada to czasowi głębokiej narkozy przy zastosowaniu 100/10 mg ketaminy/ksylazyny doglebowo.
  12. Przed znieczuleniem zwierzęcia i przystąpieniem do właściwej rejestracji upewnij się, że kalibracja, programowanie/ustawienia prezentacji bodźców i akwizycji, ustawienia filtrów itp. działają zgodnie z oczekiwaniami.

5. Analiza ABR

  1. Analiza progów słyszenia ABR wywołanych kliknięciami i impulsami tonowymi
    1. Przeprowadź zautomatyzowaną detekcję progów w oparciu o wcześniejsze publikacje, aby uniknąć potencjalnych niespójności w określaniu progów ABR za pomocą inspekcji wizualnej lub szacowania49,50,51,52.
    2. Zdefiniuj trzy odrębne okna czasowe (TWs) do obliczenia stosunku sygnału do szumu (SNR): TW1 (0-5 ms), TW2 (5-15 ms) oraz TW3 (15-25 ms) (Rycina uzupełniająca 1).
    3. Oblicz odchylenie standardowe szumu linii bazowej w dwóch odrębnych oknach czasowych (tj. TW1 i TW3), w których nie obserwuje się AEP. Obliczenie to można wykonać przy użyciu własnego oprogramowania.
    4. Dla każdego pomiaru SPL w obrębie zestawu danych ABR oblicz zarówno średnią, jak i odchylenie standardowe dla połączonych danych z TW1 i TW3.
    5. Zresetuj wszystkie próbki rejestracji indywidualnie o odpowiadającą im obliczoną średnią, aby usunąć przesunięcie składowej stałej (DC offset).
    6. W celu wyznaczenia progu słyszenia określ najniższe SPL (dB), przy którym co najmniej jedna wartość amplitudy fali (WI-WIV) w oknie czasowym odpowiedzi ABR (TW2) przekroczyła czterokrotność wcześniej obliczonego odchylenia standardowego.
      UWAGA: Jeśli przy maksymalnym SPL nie wykryto żadnej fali ABR w analizie progu kliknięć i częstotliwości, uchu przypisuje się nominalny poziom progu 100dB.
  2. Analiza amplitudy i latencji fal ABR
    1. Zastosuj podejście oparte na falkach, wykorzystując falkę typu „meksykański kapelusz” (Mexican hat wavelet), aby określić czasową sekwencję fal dodatnich (p) (szczytów) oraz fal ujemnych (n) (dołków), używając domyślnej falki w algorytmie dopasowywania wzorców opartym na ciągłej transformacie falkowej (CWT)52 (Rycina uzupełniająca 1).
      1. Matematycznie CWT przedstawia się następująco53.
        Równanie transformaty falkowej pokazujące C(a,b) z całką i funkcjami skalującymi ψ.
        Gdzie s(t) to sygnał, a to skala, b to przesunięcie, ψ(t) to falka macierzysta, ψa, b(t) to falka przeskalowana i przesunięta, a C to macierz 2D współczynników falkowych.
    2. Wstępnie wykorzystaj pomiar 55-dB z każdego przebiegu ABR, aby zidentyfikować optymalne parametry skali dla każdej fali przekazywane do CWT, co skutkuje utworzeniem trzech klas: skale 0,5-4 dla wszystkich fal n, 0,5-6 dla wszystkich fal p oraz 0,5-12 dla WIV, ponieważ jest to najszersza fala w próbkach.
      UWAGA: Wybrano wartość 55 dB SPL, ponieważ fale są tutaj zazwyczaj najbardziej wyraźne i mogą być wiarygodnie wykrywane.
    3. Potwierdź, że wszystkie klasy wiarygodnie wykrywają prawidłowe rozmieszczenie czasowe WI-WIV we wszystkich pomiarach 55 dB.
    4. Aby wyznaczyć WI-WIV ABR w dokładnej kolejności czasowej w pomiarze 55 dB, szczyty p i szczyty n (dołki) są identyfikowane w stałej sekwencji, wykorzystując względne pozycje wcześniej zidentyfikowanych szczytów w celu ograniczenia okna czasowego kolejnych skanowań.
    5. Po zidentyfikowaniu wszystkich dziewięciu szczytów przy 55 dB, użyj powiązanych wartości jako punktów startowych dla ramki wyszukiwania czasowego dla sąsiednich pomiarów ciśnienia akustycznego (50 dB i 60 dB) przed powtórzeniem identyfikacji szczytów 1-9.
    6. W ten sposób wyznacz szczyty p i n dla wszystkich poziomów dB (55-0 dB oraz 60-90 dB), jeśli to możliwe. Gdy szczyt p lub n nie jest już identyfikowany przez analizę falkową, jego rozmieszczenie czasowe jest ustalane poprzez obliczenie przesunięcia czasowego tego szczytu względem dowolnego innego szczytu zidentyfikowanego przy poprzednim poziomie dB.
    7. Zastosowanie przesunięcia czasowego szczytów do dowolnego innego szczytu p lub n w obrębie aktualnego poziomu decybeli prowadzi do wyznaczenia maksymalnie ośmiu pozycji czasowych dla nieokreślonych szczytów, z których średnia jest przyjmowana jako najbliższa aproksymacja.
    8. Aby ocenić funkcję wzrostu amplitudy i porównać latencję wszystkich fal (WI-WIV), określ maksymalne amplitudy i średnie latencje każdego ze szczytów p w ramach czasowych powiązanych szczytów n.
    9. Następnie wizualnie sprawdź wszystkie wyniki uzyskane za pomocą automatycznego narzędzia falkowego i, jeśli to konieczne, wyklucz poszczególne przebiegi ABR ze statystyk, jeśli nie spełniają one rygorystycznych kryteriów włączenia/jakości.
      UWAGA: Zarówno w przypadku analizy zautomatyzowanej, jak i inspekcji wizualnej ABR, zaleca się stosowanie metody podwójnie ślepej próby.

6. Opieka pooperacyjna i leczenie po ABR

  1. Należy stale monitorować zwierzęta, aż odzyskają przytomność i będą w stanie utrzymać pozycję leżenia na brzuchu.
  2. Zwierzęcia, u których przeprowadzono rejestrację ABR, nie powinny być łączone z innymi osobnikami do czasu pełnego powrotu do zdrowia.
  3. W celu leczenia przeciwbólowego po zabiegu należy wstrzyknąć karprofen (myszy: 1x 5-10 mg/kg, podskórnie; szczury: 1x 2,5-5,0 mg/kg, podskórnie).
    UWAGA: Długotrwałe leczenie przeciwbólowe nie jest wymagane, ponieważ elektrody do rejestracji ABR są wprowadzane podskórnie.
  4. Po zabiegu należy podawać nawilżone granulaty, aby ułatwić pobieranie pokarmu. Należy uważnie kontrolować spożycie pokarmu (~15 g/100 g masy ciała/dobę; ~5 g/24 h) oraz wody (~15 mL/100 g masy ciała/dobę; ~5 mL/24 h).
  5. Należy uważnie monitorować zwierzęta pod kątem powrotu do prawidłowej postawy i zachowania.
    UWAGA: Systemiczne podawanie antybiotyków, takich jak enrofloksacyna lub trimetoprim-sulfonamid, nie jest tutaj zalecane, ponieważ podskórne umieszczenie elektrod wiąże się z minimalną inwazyjnością. Stosowanie antybiotyków powinno być ograniczone, chyba że wystąpią objawy stanu zapalnego miejscowego lub ogólnego.
  6. Należy monitorować rekonwalescencję poeksperymentalną po rejestracji ABR poprzez kontrolę masy ciała zwierzęcia.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Rejestracje ABR wywołane bodźcami typu klik oraz impulsami tonalnymi mogą być wykorzystane do oceny różnic w progach słyszenia, funkcji wzrostu amplitudy oraz porównania latencji. ABR wywołane bodźcami typu klik w trybie zwiększania SPL przedstawiono w Rycina 1 dla kontroli oraz dwóch przykładowych linii myszy mutantów z niedoborem Cav3.2 Napięciowo zależne kanały wapniowe typu T2+ kanał (tj. Ca)v3.2+/- oraz Ca...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Protokół ten zawiera szczegółowy i integracyjny opis sposobu rejestrowania słuchowych odpowiedzi wywołanych pniem mózgu u myszy. Szczególny nacisk położono na wstępne leczenie zwierząt, znieczulenie i potencjalne metodologiczne czynniki zakłócające. Do tych ostatnich zalicza się m.in. płeć, linię myszy, wiek i warunki mieszkaniowe. Należy zauważyć, że wszystkie te czynniki mogą mieć wpływ na odbiorczy ubytek słuchu i podstawowe aspekty przetwarzania informacji słuchowych. W związku z tym obowiązkowa jest odpowiednia stra...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy chcieliby podziękować dr Christinie Kolb (Niemieckie Centrum Chorób Neurodegeneracyjnych [DZNE]) i dr Robertowi Starkowi (DZNE) za ich pomoc w hodowli zwierząt i opiece zdrowotnej. Prace te były wspierane finansowo przez Federalny Instytut ds. Leków i Wyrobów Medycznych (Bundesinstitut für Arzneimittel und Medizinprodukte, BfArM, Bonn, Niemcy).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Oprogramowanie AEP/OAE dla RZ6 (oprogramowanie BioSigZZ)Tucker-Davis Technologies (TDT)BioSigRZ
Biokularowy mikroskop chirurgiczny z powiększeniemZeiss Stemi 20000000001003877, 4355400000000, 0000001063306, 4170530000000, 4170959255000, 4551820000000, 4170959040000, 4170959050000
Macrolon)Techniplast1264C, 1290D
Carprox vet, 50mg/ mlVirbac Tierarzneimittel GmbHPZN 11149509
Źródło zimnego światłaSchott KL2500 LCD9.705 202
Aplikatory z końcówką bawełnianą (sterylne)Carl RothEH12.1
Wykonana na zamówienie metalowa klatka Faradaya (stal nierdzewna, grubość 2 mm, rozmiar oczek 1 cm)na
5% dekspantenol (krem do oczu i nosa Bepanthen)Bayer Vital GmbHPZN: 01578681
Jednorazowe podskórne elektrody igłowe ze stali nierdzewnej
, 27GA, 12mm		Rochester Electro-Medical, Inc.S03366-18
Prześcieradła chirurgiczne (sterylne)HartmannPZN 0366787
Etanol, 70%Carl Roth9065.5
1/4'' Zestaw mikrofonów do kalibracji swobodnego pomiaru polaTucker-Davis Technologies (TDT)Rękawice PCB-378C0
(sterylne)Rękawice Unigloves1570
Graefe Kleszcze zakrzywione, ząbkowaneFST11052-10
Oprogramowanie GraphPad Prism 6, V6.07Oprogramowanie GraphPad Prism, Inc.https://www.graphpad.com/
Termiczny sterylizator narzędzi chirurgicznychFST18000-50
Homeotermiczny
grzewczy wygaszony		ThermoLux461265 / -67
Ketanest S (Ketamina), 25mg/mlPfizerPZN 08707288
Ringer' s roztwór (sterylny)B.BraunPZN 01471434
Oprogramowanie MatlabMathWorks, Inc.
Medusa 4-kanałowa niska utrudniona. HeadstageTucker-Davis Technologies (TDT)RA4LI
Medusa 4-kanałowy przedwzmacniacz/digitizerTucker-Davis Technologies (TDT)RA4PA
MikrofonPCB Pieztronics378C01
Multi Field Speaker - StereoTucker-Davis Technologies (TDT)MF1-S
OscyloskopTektronixDPO3012
Optyczna karta ekspresowa PC1 do interfejsu Optibit)Tucker-Davis Systems (TDT)PO5e
Askina Braucel pads (podkładki absorpcyjne celulozy)B.BraunPZN 8473637
PreamplifierPCB Pieztronics480C02
RZ6 Multi I/O Processor system (BioSigRZ)Tucker-Davis Technologies (TDT)RZ6-A-PI
0,9% soli fizjologicznej (NaCl, sterylne)B. BraunPZN:8609255
Oprogramowanie SigGenRZTucker-Davis Technologies (TDT)https://www.tdt.com/
Software R (wersja 3.2.1) + Reshape 2 (wersja 1.4.1) + ggplot 2 (wersja 1.0.1) + datatable (wersja 1.9.4), + gdata (wersja 2.13.3), + pastecs (wersja 1.3.18), + waveslim (wersja 1.7.5), + MassSpecWavelet (wersja 1.30.0)The R Foundation, R Core Team 2015Open Source Software (do bezpłatnej dystrybucji)
Kabina wyciszającaMed Associates Inc.ENV-018V
Kleszczyki o standardowym wzorze, długość 12 cm i 14,5 cmFST11000-12, 11000-14
Taśma leukosilkowaBSN medical GmbH & Co. KGPZN 00397109
Szczypce do tkanek - 1x2 zęby 12 cmFST11021-12
Szafa wentylowanaUniprotect BioscapeTHF3378
Szafa wentylowanaTecniplast9AV125P
Ksylazyna (Rompun), 2%Bayer Vital GmbHPZN 1320422
(zamówieniehttps://de.mathworks.com/products/matlab.html

Bibliografia

  1. Sporns, O., Tononi, G., Kotter, R. The human connectome: A structural description of the human brain. PLOS Computational Biology. 1 (4), e42(2005).
  2. Bebarova, M. Advances in patch clamp technique: towards higher quality and quantity. General Physiology and Biophysics. 31 (2), 131-140 (2012).
  3. Kornreich, B. G. The patch clamp technique: principles and technical considerations. Journal of Veterinary Cardiology. 9 (1), 25-37 (2007).
  4. Spira, M. E., Hai, A. Multi-electrode array technologies for neuroscience and cardiology. Nature Nanotechnology. 8 (2), 83-94 (2013).
  5. Obien, M. E., Deligkaris, K., Bullmann, T., Bakkum, D. J., Frey, U. Revealing neuronal function through microelectrode array recordings. Frontiers in Neuroscience. 8, 423(2014).
  6. Heuschkel, M. O., Fejtl, M., Raggenbass, M., Bertrand, D., Renaud, P. A three-dimensional multi-electrode array for multi-site stimulation and recording in acute brain slices. Journal of Neuroscience Methods. 114 (2), 135-148 (2002).
  7. Kimiskidis, V. K. Transcranial magnetic stimulation (TMS) coupled with electroencephalography (EEG): Biomarker of the future. Reviews in Neurology. 172 (2), 123-126 (2016).
  8. Nunez, P. L. Toward a quantitative description of large-scale neocortical dynamic function and EEG. Behavioral Brain Science. 23 (3), 371-437 (2000).
  9. Lundt, A., et al. EEG Radiotelemetry in Small Laboratory Rodents: A Powerful State-of-the Art Approach in Neuropsychiatric, Neurodegenerative, and Epilepsy Research. Neural Plasticity. 2016, 8213878(2016).
  10. Papazoglou, A., et al. Non-restraining EEG Radiotelemetry: Epidural and Deep Intracerebral Stereotaxic EEG Electrode Placement. Journal of Visualized Experiments. 112 (112), e54216(2016).
  11. Weiergraber, M., Henry, M., Hescheler, J., Smyth, N., Schneider, T. Electrocorticographic and deep intracerebral EEG recording in mice using a telemetry system. Brain Research Brain Research Protocols. 14 (3), 154-164 (2005).
  12. Kallstrand, J., Nehlstedt, S. F., Skold, M. L., Nielzen, S. Lateral asymmetry and reduced forward masking effect in early brainstem auditory evoked responses in schizophrenia. Psychiatry Research. 196 (2-3), 188-193 (2012).
  13. Muller, R., et al. Automatic Detection of Highly Organized Theta Oscillations in the Murine EEG. Journal of Visualized Experiments. (121), e55089(2017).
  14. Papazoglou, A., et al. Gender specific hippocampal whole genome transcriptome data from mice lacking the Cav2.3 R-type or Cav3.2 T-type voltage-gated calcium channel. Data in Brief. 12, 81-86 (2017).
  15. Papazoglou, A., et al. Gender-Specific Hippocampal Dysrhythmia and Aberrant Hippocampal and Cortical Excitability in the APPswePS1dE9 Model of Alzheimer's Disease. Neural Plasticity. 2016, 7167358(2016).
  16. Papazoglou, A., et al. Motor Cortex Theta and Gamma Architecture in Young Adult APPswePS1dE9 Alzheimer Mice. PLOS ONE. 12 (1), e0169654(2017).
  17. Siwek, M. E., et al. Altered theta oscillations and aberrant cortical excitatory activity in the 5XFAD model of Alzheimer's disease. Neural Plasticity. , 781731(2015).
  18. Welch, T. M., Church, M. W., Shucard, D. W. A method for chronically recording brain-stem and cortical auditory evoked potentials from unanesthetized mice. Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 60 (1), 78-83 (1985).
  19. Church, M. W., Gritzke, R. Effects of ketamine anesthesia on the rat brain-stem auditory evoked potential as a function of dose and stimulus intensity. Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 67 (6), 570-583 (1987).
  20. van Looij, M. A., et al. Impact of conventional anesthesia on auditory brainstem responses in mice. Hearing Research. 193 (1-2), 75-82 (2004).
  21. Schomer, D. L., da Silva, F. L. Niedermeyer's Electroencephalography: Basic Principles, Clinical Applications, and Related Fields. , Lippincott Williams & Wilkins. (2011).
  22. De Cosmo, G., Aceto, P., Clemente, A., Congedo, E. Auditory evoked potentials. Minerva Anestesiology. 70 (5), 293-297 (2004).
  23. Rosburg, T. Auditory N100 gating in patients with schizophrenia: A systematic meta-analysis. Clinical Neurophysiology. 129 (10), 2099-2111 (2018).
  24. DiLalla, L. F., McCrary, M., Diaz, E. A review of endophenotypes in schizophrenia and autism: The next phase for understanding genetic etiologies. American Journal of Medical Genetics Part C Seminar in Medical Genetics. 175 (3), 354-361 (2017).
  25. Walsh, P., Kane, N., Butler, S. The clinical role of evoked potentials. Journal of Neurology, Neurosurgery and Psychiatry. 76 Suppl 2, ii16-ii22 (2005).
  26. Opgen-Rhein, C., Neuhaus, A., Urbanek, C., Dettling, M. New strategies in schizophrenia: impact of endophentotypes. Psychiatrische Praxis. 31 Suppl 2, S194-S199 (2004).
  27. Knipper, M., Van Dijk, P., Nunes, I., Ruttiger, L., Zimmermann, U. Advances in the neurobiology of hearing disorders: recent developments regarding the basis of tinnitus and hyperacusis. Progress in Neurobiology. 111, 17-33 (2013).
  28. Miller, C. A., Brown, C. J., Abbas, P. J., Chi, S. L. The clinical application of potentials evoked from the peripheral auditory system. Hearing Research. 242 (1-2), 184-197 (2008).
  29. Manouilenko, I., Humble, M. B., Georgieva, J., Bejerot, S. Brainstem Auditory Evoked Potentials for diagnosing Autism Spectrum Disorder, ADHD and Schizophrenia Spectrum Disorders in adults. A blinded study. Psychiatry Research. 257, 21-26 (2017).
  30. Talge, N. M., Tudor, B. M., Kileny, P. R. Click-evoked auditory brainstem responses and autism spectrum disorder: A meta-analytic review. Autism Research. 11 (6), 916-927 (2018).
  31. Hamed, S. A. The auditory and vestibular toxicities induced by antiepileptic drugs. Expert Opinion in Drug Safety. 16 (11), 1281-1294 (2017).
  32. Ismi, O., et al. The Effect of Methylphenidate on the Hearing of Children with Attention Deficit Hyperactivity Disorder. International Archive in Otorhinolaryngology. 22 (3), 220-224 (2018).
  33. Michna, M., et al. Cav1.3 (alpha1D) Ca2+ currents in neonatal outer hair cells of mice. Journal of Physiology. 553 (Pt 3), 747-758 (2003).
  34. Platzer, J., et al. Congenital deafness and sinoatrial node dysfunction in mice lacking class D L-type Ca2+ channels. Cell. 102 (1), 89-97 (2000).
  35. Willaredt, M. A., Ebbers, L., Nothwang, H. G. Central auditory function of deafness genes. Hearing Research. 312, 9-20 (2014).
  36. Yee, B. K., Singer, P. A conceptual and practical guide to the behavioural evaluation of animal models of the symptomatology and therapy of schizophrenia. Cell Tissue Research. 354 (1), 221-246 (2013).
  37. Fahey, J. R., Katoh, H., Malcolm, R., Perez, A. V. The case for genetic monitoring of mice and rats used in biomedical research. Mammalian Genome. 24 (3-4), 89-94 (2013).
  38. Hunsaker, M. R. Comprehensive neurocognitive endophenotyping strategies for mouse models of genetic disorders. Progress in Neurobiology. 96 (2), 220-241 (2012).
  39. Turner, J. G., Parrish, J. L., Hughes, L. F., Toth, L. A., Caspary, D. M. Hearing in laboratory animals: strain differences and nonauditory effects of noise. Computational Medicine. 55 (1), 12-23 (2005).
  40. Neumann, P. E., Collins, R. L. Genetic dissection of susceptibility to audiogenic seizures in inbred mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 88 (12), 5408-5412 (1991).
  41. Meier, S., Groeben, H., Mitzner, W., Brown, R. H. Genetic variability of induction and emergence times for inhalational anaesthetics. European Journal of Anaesthesiology. 25 (2), 113-117 (2008).
  42. Majewski-Tiedeken, C. R., Rabin, C. R., Siegel, S. J. Ketamine exposure in adult mice leads to increased cell death in C3H, DBA2 and FVB inbred mouse strains. Drug Alcohol Dependence. 92 (1-3), 217-227 (2008).
  43. Bonthuis, P. J., et al. Of mice and rats: key species variations in the sexual differentiation of brain and behavior. Frontiers in Neuroendocrinology. 31 (3), 341-358 (2010).
  44. Buckmaster, P. S., Haney, M. M. Factors affecting outcomes of pilocarpine treatment in a mouse model of temporal lobe epilepsy. Epilepsy Research. 102 (3), 153-159 (2012).
  45. Jonasson, Z. Meta-analysis of sex differences in rodent models of learning and memory: a review of behavioral and biological data. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 28 (8), 811-825 (2005).
  46. Prendergast, B. J., Onishi, K. G., Zucker, I. Female mice liberated for inclusion in neuroscience and biomedical research. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 40, 1-5 (2014).
  47. Ingham, N. J., Pearson, S., Steel, K. P. Using the Auditory Brainstem Response (ABR) to Determine Sensitivity of Hearing in Mutant Mice. Current Protocols in Mouse Biology. 1 (2), 279-287 (2011).
  48. Tucker-Davis Technologies. SigGenRZ Manual. , Available from: https://www.tdt.com/files/manuals/SigGenRZ_Manual.pdf (2012).
  49. Bogaerts, S., Clements, J. D., Sullivan, J. M., Oleskevich, S. Automated threshold detection for auditory brainstem responses: comparison with visual estimation in a stem cell transplantation study. BMC Neuroscience. 10, 104(2009).
  50. Probst, F. J., et al. A point mutation in the gene for asparagine-linked glycosylation 10B (Alg10b) causes nonsyndromic hearing impairment in mice (Mus musculus). PLOS ONE. 8 (11), e80408(2013).
  51. Alvarado, J. C., Fuentes-Santamaria, V., Gabaldon-Ull, M. C., Blanco, J. L., Juiz, J. M. Wistar rats: a forgotten model of age-related hearing loss. Frontiers in Aging Neuroscience. 6, 29(2014).
  52. Du, P., Kibbe, W. A., Lin, S. M. Improved peak detection in mass spectrum by incorporating continuous wavelet transform-based pattern matching. Bioinformatics. 22 (17), 2059-2065 (2006).
  53. Daubechies, I. Ten lectures on wavelets. , Society for Industrial and Applied Mathematics. Philadelphia, PA. (1992).
  54. Pearson, J. D., et al. Gender differences in a longitudinal study of age-associated hearing loss. Journal of the Acoustical Society of America. 97 (2), 1196-1205 (1995).
  55. Murphy, M. P., Gates, G. A. Hearing Loss: Does Gender Play a Role? Medscape Womens Health. 2 (10), 2(1997).
  56. Henry, K. R. Males lose hearing earlier in mouse models of late-onset age-related hearing loss; females lose hearing earlier in mouse models of early-onset hearing loss. Hearing Research. 190 (1-2), 141-148 (2004).
  57. Ison, J. R., Allen, P. D., O’Neill, W. E. Age-related hearing loss in C57BL/6J mice has both frequency-specific and non-frequency-specific components that produce a hyperacusis-like exaggeration of the acoustic startle reflex. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 8 (4), 539-550 (2007).
  58. Zheng, Q. Y., Johnson, K. R., Erway, L. C. Assessment of hearing in 80 inbred strains of mice by ABR threshold analyses. Hearing Research. 130 (1-2), 94-107 (1999).
  59. Zhou, X., Jen, P. H., Seburn, K. L., Frankel, W. N., Zheng, Q. Y. Auditory brainstem responses in 10 inbred strains of mice. Brain Research. 1091 (1), 16-26 (2006).
  60. Lundt, A., et al. Cav3.2 T-Type Calcium Channels Are Physiologically Mandatory For The Auditory System. Neuroscience. , In Press (2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Odpowied elektryczna pnia m zgustymulacja kr tkimi impulsami d wi ku klikautomatyczna analiza falkowadetekcja progu ABRanaliza latencji ABRprofilowanie s uchu myszykabina wyg uszaj capodsk rne umieszczanie elektrodkalibracja przedwzmacniacza
Akwizycja i analiza danych w audiometrii odpowiedzi wywołanej pniem mózgu u myszy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.