Modele in vivo krytycznych wymiarów kości u ssaków są niezbędne dla badaczy badających mechanizmy leczenia i terapie ortopedyczne. W tym miejscu wprowadzamy protokół tworzenia powtarzalnych, segmentowych ubytków kości udowej u szczurów stabilizowanych za pomocą stabilizacji zewnętrznej.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Wiarygodny i powtarzalny model segmentalnej wady kości udowej o krytycznej wielkości u szczurów stabilizowany za pomocą niestandardowego stabilizatora zewnętrznego
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Badania ortopedyczne opierają się głównie na modelach zwierzęcych do badania mechanizmów gojenia kości in vivo, jak również do badania nowych technik leczenia. Ubytki segmentowe o krytycznych rozmiarach są trudne do leczenia klinicznego, a wysiłki badawcze mogą skorzystać z wiarygodnego, ambulatoryjnego modelu małego zwierzęcia segmentowego ubytku kości udowej. W tym badaniu przedstawiamy zoptymalizowany protokół chirurgiczny w celu konsekwentnego i powtarzalnego tworzenia krytycznego ubytku trzonu o średnicy 5 mm w kości udowej szczura stabilizowanej zewnętrznym stabilizatorem. Ostektomię trzonową wykonano przy użyciu specjalnego przyrządu do umieszczenia 4 drutów Kirschnera w kierunku bikortykalnym, które zostały ustabilizowane za pomocą przystosowanego zewnętrznego urządzenia stabilizującego. Do stworzenia wady użyto oscylacyjnej piły do kości. W ubytek wszczepiono samą gąbkę kolagenową lub gąbkę kolagenową nasączoną rhBMP-2, a gojenie kości monitorowano przez 12 tygodni za pomocą zdjęć rentgenowskich. Po 12 tygodniach szczury uśmiercono i przeprowadzono analizę histologiczną na wyciętych kontrolnych i leczonych kościach udowych. Ubytki kostne zawierające tylko gąbkę kolagenową powodowały brak zrostu, podczas gdy leczenie rhBMP-2 skutkowało powstaniem okostnej, zrogowaciałej i nowym przebudowem kości. Zwierzęta dobrze wyzdrowiały po implantacji, a zewnętrzna stabilizacja okazała się skuteczna w stabilizacji ubytków kości udowej przez 12 tygodni. Ten uproszczony model chirurgiczny może być z łatwością zastosowany do badania gojenia się kości oraz testowania nowych biomateriałów ortopedycznych i terapii regeneracyjnych in vivo.
Wprowadzenie
Chirurgia urazowa ortopedyczna skupia się na leczeniu szerokiego zakresu skomplikowanych złamań. Krytyczne segmentowe ubytki kości trzonowej okazały się trudne do leczenia klinicznego ze względu na zmniejszoną zdolność regeneracyjną otaczających mięśni i okostnej, a także niepowodzenie miejscowej angiogenezy1. Nowoczesne techniki leczenia obejmują operacyjną stabilizację z przeszczepem kości, opóźniony przeszczep kości (maskaquelet), transport kostny, zespolenie lub amputację2,3,4. U większości pacjentów, u których funkcja ambulatoryjna została zachowana po urazie, z dobrze funkcjonującymi dystalnymi kończynami, ratowanie kończyn jest zdecydowanie lepszą opcją leczenia5. Te zabiegi ratunkowe często wymagają etapowych interwencji chirurgicznych w długim cyklu leczenia. Niektórzy autorzy sugerowali, że fiksacja zewnętrzna jest lepsza w porównaniu z fiksacją wewnętrzną w tych zastosowaniach ze względu na zmniejszone uszkodzenie tkanek podczas implantacji, zmniejszoną powierzchnię implantu i zwiększoną pooperacyjną możliwość regulacji stabilizatora6. Jednak obecnie prowadzone jest prospektywne, randomizowane, kontrolowane badanie, które ma pomóc wyjaśnić tę kontrowersję dotyczącą wewnętrznej i zewnętrznej fiksacji w ciężkich otwartych złamaniach kości piszczelowej7. Niestety, przy wybraniu którejkolwiek z tych metod leczenia utrzymują się znaczne wskaźniki powikłań i niepowodzeń8,9. W przypadku każdej metody leczenia, w odniesieniu do segmentowego ubytku kości, chirurg musi zmagać się z segmentowymi wadami trzonu, które stanowią poważne wyzwanie. Korekcja wad segmentowych musi maksymalizować stabilizację kości i jednocześnie wzmacniać proces osteogenny10,11.
Ze względu na znaczenie kliniczne, a jednocześnie mniejszą objętość krytycznych defektów segmentowych trzonu, skuteczny, powtarzalny model zwierzęcy jest niezbędny, aby umożliwić zespołom badawczym rozwój technik leczenia i ostatecznie poprawić wyniki kliniczne. Naukowcy muszą zbadać in vivo fizjologiczne mechanizmy gojenia w modelu zwierzęcym ssaków. Chociaż takie modele fiksacji zewnętrznej już istnieją12,13,14,15, mamy nadzieję, że uda nam się zapewnić bardziej niezawodną metodę leczenia braku zrostów u nieleczonych zwierząt, obniżyć koszty dzięki wyborowi niedrogich materiałów stabilizatora i nakreślić prosty protokół chirurgiczny ułatwiający zastosowanie w przyszłych badaniach. Podstawowym celem tego protokołu jest ustanowienie wiarygodnego i powtarzalnego modelu krytycznej wady trzonu u szczurów. Procedurę oceniano poprzez ocenę stabilizacji i gojenia się kości udowych szczurów w ciągu 12 tygodni. Drugorzędne cele obejmowały: stworzenie przystępnego cenowo modelu tak opłacalnego, jak to tylko możliwe, uproszczenie podejścia chirurgicznego i stabilizacji oraz zapewnienie etycznej opieki nad zwierzętami. Autorzy i zespół badawczy przeprowadzili wstępne eksperymenty z szeregiem różnych biomateriałów i potencjalnych terapii regeneracyjnych w celu poprawy gojenia się tej wady segmentalnej.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Szczury użyte w tym badaniu otrzymały codzienną opiekę zgodnie z wytycznymi AVMA dotyczącymi eutanazji zwierząt: wydanie 201316. Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt na Uniwersytecie Wisconsin-Madison ocenił i zatwierdził ten eksperymentalny protokół przed rozpoczęciem projektu.
1. Zwierzęta
- Użyj niekrewniaczych samców szczurów Sprague-Dawley o wadze około 350 g.
2. Przygotowanie rusztowań z gąbek nasączonych białkiem morfogenetycznym Bone Morphogenetic Protein-2 (rhBMP-2)
UWAGA: Przygotowanie rusztowania powinno nastąpić tuż przed implantacją w kości udowej (patrz Krok 6.14).
- Postępuj zgodnie z instrukcjami producenta dotyczącymi korzystania z zestawu do przeszczepu kości rhBMP-2 zawierającego gąbkę kolagenową, liofilizowany rhBMP-2 i sterylną wodę do rekonstytucji17. Zachowując sterylność, należy rozpuścić rhBMP-2 w sterylnej wodzie do stężenia 1,5 mg/ml.
- Używając sterylnych nożyczek i sterylnej linijki, przytnij nasączoną gąbką kolagenową rhBMP-2, aby zmienić kształt tak, aby pasował do ubytku o wymiarach 5 mm x 3 mm x 3 mm.
- Za pomocą strzykawki rozprowadź roztwór rhBMP-2 równomiernie na gąbce kolagenowej, tak aby się wchłonął.
3. Przygotowanie niestandardowego zewnętrznego urządzenia mocującego
UWAGA: Zobacz Rysunek 1A, aby uzyskać bardziej kompletną listę wymiarów.
- Wytnij blachę aluminiową (typ 6061, grubość 0,088") na dwie części (1,4" x 6") za pomocą wyrzynarki lub innego odpowiedniego narzędzia.
- Zamontuj jeden element we frezarce i za pomocą wiertła z węglika spiekanego 1/8" 90° wytnij wzdłuż cztery rowki w kształcie litery "V" (głębokość 0,035 cala). Pozostaw drugi kawałek wolny od nacięć.
- Wytnij pojedyncze płyty o szerokości 0,3" z dwóch części (Rysunek 1B). Zmierz i wywierć otwory na pod gwint 4-40. Blacha gwintowana z rowkami w kształcie litery "V" z gwintem 4-40. Wywierć płytę bez rowków pod wiertło z korpusem #4.
- Przeszlifuj oba elementy, aby uzyskać zaokrąglone rogi i zmniejszyć wagę (Rysunek 1C).
- Przykręć elementy razem za pomocą 4-40, 18-8 z kulistym ze stali nierdzewnej (0,25") tak, aby rowki przylegały do gładkiej płyty (Rysunek 1D)
4. Zabieg znieczulenia i analgezja
- Wywołaj znieczulenie, umieszczając szczura w komorze indukcyjnej dostarczającej 4 l O2 / min z 4% izofluranem.
UWAGA: Personel badawczy musi unikać wdychania gazu znieczulającego oraz utrzymywać odpowiedni kaptur i wentylację w laboratorium. - Wyjąć szczura z komory, gdy szczur straci odruch prostowania, przymocować stożek nosowy i umieścić w dawce podtrzymującej znieczulenie przez nos (szybkość dostarczania O2 do 2-3 l/min i 0,8% izofluranu).
- Umieść szczura na poduszce grzewczej lub pod ogrzewającym światłem, aby zapobiec hipotermii.
- Potwierdź odpowiednią głębokość znieczulenia, ściskając palec u nogi lub badając odruch powiekowy.
- Nałóż smar na oczy, aby zapobiec wysuszeniu rogówki.
- Należy podać podskórnie wstrzyknięcie buprenorfiny o przedłużonym uwalnianiu (1 mg/kg) w tułów/grzbiet szczura, z dala od miejsca operacji, w celu zapewnienia znieczulenia przez okres do 3 dni po zabiegu.
5. Aseptyczne przygotowanie i antybiotykowe środki zapobiegawcze
- Ogol obszar wokół tylnej nogi, używając 13. żebra, stopy, grzbietowej linii środkowej i brzusznej linii środkowej jako marginesów.
- Wyszoruj ogolone miejsce za pomocą sterylnej gazy 2 x 2 nasączonej 10% jodowidonem, a następnie 70% EtOH (4 razy każda, naprzemiennie).
- Podać domięśniowe wstrzyknięcie cefazoliny (20 mg/kg) w operacyjny mięsień czworogłowy .
- Enrofloksacynę (0,25 mg/ml) należy podawać w wodzie do picia przez 7 dni po operacji w celu kontynuacji ochrony antybiotykowej.
- Na czas trwania badania należy podawać szczurom paszę leczniczą (np. Uniprim), aby zapobiec zakażeniom dróg moczowych.
- Nakładaj podwójną maść antybiotykową na powierzchnię styku skóra-szpilka raz dziennie przez 3 dni po operacji.
UWAGA: Unikaj poluzowania zewnętrznego kołka mocującego lub zacisku, co może przyczynić się do rozwoju infekcji.
6. Zabieg chirurgiczny
UWAGA: Dokład wszelkich starań, aby utrzymać sterylne pole i przestrzeń roboczą oraz stosować technikę sterylności przez cały czas trwania sprawy.
- Rozłóż ogoloną nogę przez przezroczystą lepką zasłonę z okienkami i przykryj stół chirurgiczny sterylnymi ręcznikami, aby stworzyć sterylne pole.
- Zbadaj palpacyjnie kość udową i użyj ostrza #15, aby utworzyć przednio-boczne nacięcie przez skórę rozciągające się od rzepki do krętarza większego przy bliższej części kości udowej.
- Ostrożnie naciąć boczną powięź nogi wzdłuż przegrody międzymięśniowej, aby oddzielić mięsień obszerny boczny mięśnia czworogłowego uda z przodu od ścięgien podkolanowych z tyłu, aż boczna część kości udowej zostanie odsłonięta. Zachowaj przyczep ścięgna odwodziciela pośladkowego na krętarzu większym.
- Wykonaj staranne, atraumatyczne rozwarstwienie obwodowych tkanek miękkich i odsłoń kość udową w środkowej części trzonu, zaczynając od powierzchni bocznej. Aby to zrobić, użyj ostrza #15, aby delikatnie odciąć mięsień od leżącej poniżej kości, trzymając ostrze równolegle do konturu powierzchni kości. Użyj windy okostnej, aby podnieść mięsień z odsłoniętej kości podczas jego preparowania i postępuj wokół trzonu kości udowej, aż 7-10 mm trzonu środkowego zostanie oczyszczone z tkanek miękkich ze wszystkich stron, aby przygotować się do osttektomii.
UWAGA: Unikaj uszkodzenia przyśrodkowego pęczka nerwowo-naczyniowego kości udowej. - Wprowadzić cztery druty Kirschnera (k) 1,0 mm: 2 proksymalne i 2 dystalne w kości udowej prostopadłe do bocznej kości udowej, skierowane prosto bocznie do przyśrodkowej. Upewnij się, że wszystkie kołki zaczepiają się o obie korowe (bikortykalne), aby zapewnić odpowiednią stabilność (Rysunek 2A).
- Zacznij od najbardziej dystalnej szpilki, tuż na poziomie nadkłykcia bocznego. Umieść przyrząd równo z boczną dystalną kością udową i włóż końcówkę z gwintem 1.0 k-wire.
- Utrzymując pozycję przyrządu na kości, określ, gdzie najbardziej proksymalny szpilka wejdzie w kość na podstawie otworów przyrządu. Po ustaleniu pozycji ostrożnie naciąć równolegle do włókien ścięgna pośladkowego w razie potrzeby, aby utworzyć niewielką szczelinę w tkance, przez którą może przejść szpilka proksymalna, minimalizując w ten sposób jatrogenne uszkodzenie ścięgna. Wywierć w tej szczelinie niegwintowany drut k o średnicy 1,0 mm, ponownie upewniając się, że kołek zazębia się z obiema korami (Rysunek 2B).
- Utrzymuj pozycję przyrządu w kontakcie z kością i wywierć dwa druty k z gwintem 1,0 mm, po jednym z każdej strony przyszłego miejsca uszkodzenia. Upewnij się, że szpilki zazębiają się z obiema korami (Rysunek 2C).
- Umieść zewnętrzny pręt stabilizujący na poziomie 1 cm nad skórą i mocno dokręć, blokując pręt na miejscu. Przytnij nadmiarowe długości pinów (Rysunek 2D).
- Przygotuj się do ostektomii (tworzenia defektu), umieszczając mały, zakrzywiony retraktor wokół przedniej i tylnej kości udowej, aby chronić otaczającą tkankę miękką, mięśnie i pęczek nerwowo-naczyniowy. Używając strzałkowego brzeszczotu oscylacyjnego o średnicy ~5 mm, bardzo ostrożnie stwórz 5-milimetrową wadę segmentową przez trzon środkowy. Zastosuj lekki, równomierny nacisk piłą, aby uniknąć niepotrzebnych pęknięć (Rysunek 2E).
- W razie potrzeby zastosuj niewielkie ilości irygacji (temperatura pokojowa 0,9% sterylnego soli fizjologicznej (NS)) podczas tworzenia defektu, aby uniknąć martwicy termicznej kości.
- Po utworzeniu ubytku przepłukać ranę za pomocą 10 ml NS.
- Podawać 0,1 ml 0,25% bupiwakainy z epinefryną (1:200 000) na ranę jako środek przeciwbólowy i zwężający naczynia krwionośne.
- Włóż rusztowanie (5 mm x 3 mm x 3 mm) z gąbki kolagenowej lub gąbki nasączonej rhBMP-2 (z kroku 2) do ubytku. Każde rusztowanie powinno być odpowiednio dobrane do długości i objętości defektu, co pomaga gąbce pozostać na swoim miejscu.
UWAGA: W tym momencie kompleksy mRNA można przygotować i wstrzyknąć, jak opisano w krokach 7.1-7.3 poniżej, jeśli wykonujesz obrazowanie bioluminescencyjne. - Zamknij płaszczyznę mięśniową za pomocą prostego przerywanego wzoru z wchłanialnym szwem 4-0. Zamknij warstwę skóry za pomocą biegnącego wzoru podskórnego z wchłanialnym szwem 4-0 i klejem do skóry, aby zamknąć szczeliny wokół wystających szpilek.
- Usuń szczura ze stożka nosowego, pozostając na poduszce grzewczej i monitoruj w sposób ciągły, aż szczur będzie w stanie konsekwentnie utrzymywać wyprostowaną postawę. W tym momencie umieść w czystej klatce, aby wyzdrowieć.
7. Przygotowanie skompleksowonego mRNA i obrazowanie bioluminescencyjne
UWAGA: Transfekcja z kompleksami mRNA powinna być wykonywana podczas operacji 1 dzień przed obrazowaniem luminescencyjnym. Stosuj sterylne techniki podczas obchodzenia się z mRNA.
- Zmieszać 10 μl mRNA kodującego lucyferazy Gaussia (stężenie podstawowe 1 μg/μL) z 30 μl lipidowego środka transfekcyjnego.
- Pozwól na utworzenie się kompleksów mRNA-lipid poprzez inkubację przez co najmniej 5 minut w temperaturze pokojowej. Lipidowy środek transfekcyjny skondensuje cząsteczki mRNA, stabilizując je i zwiększając wydajność transfekcji.
UWAGA: Jeśli kompleksy nie zostaną zużyte od razu, przechowuj je w lodzie maksymalnie 1 godzinę. - Za pomocą pipety o pojemności 20 μl wyposażonej w przefiltrowane końcówki wstrzyknąć połowę objętości kompleksów mRNA odpowiednio do dystalnego i bliższego końca ubytku.
- Następnego dnia, 3 minuty przed obrazowaniem, znieczulij szczura za pomocą wziewnego izofluranu, jak opisano wcześniej w kroku 4.1.
- Umieścić szczura w komorze do obrazowania in vivo wyposażonej w stożek nosowy dostarczający izofluran (0,8% izofluranu, szybkość dostarczaniaO2 2 2 l / min).
- Wstrzyknąć celelenterazynę zawieszoną w roztworze soli fizjologicznej w dawce 4 mg/kg masy ciała w pobliżu wady.
- Obrazy bioluminescencji można uzyskać za pomocą systemu obrazowania in vivo (IVIS) zgodnie z instrukcjami producenta18.
8. Protokół obrazowania
- Po skalibrowaniu zwykłego urządzenia radiograficznego, systemu rentgenowskiego19, znieczulić szczura za pomocą wziewnego izofluranu, jak opisano wcześniej (patrz Krok 4.1) i umieścić szczura w stożku nosowym z wdychanym izofluranem (0,8% izofluranu, szybkość dostarczania O2 2-3 l/min) w celu wykonania zdjęcia rentgenowskiego kości przednio-tylnej (AP).
- Podczas gdy szczur znajduje się w pozycji leżącej mostka, przesuń chirurgiczną tylną kończynę do przodu, zginając biodro i staw kolanowy. Zegnij staw kolanowy pod kątem około 90°. Przyklej łapę podeszwową stroną do dołu, blisko ściany ciała. Ustaw kość piszczelową do przodu od kości udowej, aby wyeliminować możliwość nałożenia kości. Aby zapewnić lekkie odwodzenie biodra, umieść półprzezroczystą gąbkę (o grubości około 15 mm) w okolicy pachwiny. Następnie uzyskaj przednio-tylny (czaszkowo-ogonowy) obraz kości udowej.
- Powtórz ten widok radiologiczny kości udowej AP natychmiast po operacji, 4 tygodnie i 12 tygodnie. Użyj taśmy i gazy, aby odpowiednio ustawić kończynę zwierzęcia, aby uzyskać wysokiej jakości i spójne obrazowanie.
- Usuń szczura ze stożka nosowego i monitoruj w sposób ciągły, aż szczur będzie w stanie konsekwentnie utrzymywać wyprostowaną postawę. Następnie umieść z powrotem w klatce.
9. Procedura histologiczna
- Poddaj szczury eutanazji w komorze z wdychanym CO2 zgodnie ze standardami etycznymi AVMA16.
- Po eutanazji należy ogolić kończynę tylną, usunąć skórę z kończyny operacyjnej i rozłączyć kość udową w biodrze. Ostrożnie usuń wszystkie tkanki miękkie z operowanej kości udowej (w tym wszystkie mięśnie, ścięgna i więzadła). Pozostaw tylko cienką warstwę mięśni otaczającą miejsce ubytku, aby chronić gojący się obszar przed przypadkowym uszkodzeniem podczas sekcji.
- Umieść kość udową w 10% neutralnej buforowanej formalinie w temperaturze pokojowej na 3-4 dni, aby umożliwić utrwalenie. Utrzymuj stosunek formaliny do objętości tkanek 15:1. Zmień roztwór raz w połowie procesu utrwalania.
- Odwapnić kość udową w 15% roztworze kwasu etylenodiaminotetraoctowego (EDTA) o pH 6,5 przez 3-4 tygodnie. Zbierz seryjne zdjęcia rentgenowskie, aby określić punkt końcowy odwapnienia.
- Przeciąć kość udową podłużnie z cięciem od przodu do tyłu w płaszczyźnie środkowej strzałkowej. Prześlij tkankę do standardowego zatapiania parafiny oraz barwienia hematoksyliną i eozyną (H&E).
- Wyślij preparaty BHP do patologa w celu oceny histologicznej.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Operacje były przeprowadzane w czasie około jednej godziny przez jednego chirurga z pomocą jednego asystenta. Po optymalizacji chirurgicznej znacznie zminimalizowano powikłania śród- i pooperacyjne, a zastosowanie urządzenia prowadzącego zapewniło powtarzalność rozmiaru (5 x 3 x 3 mm) i lokalizacji ubytków w kości udowej. Szczury odzyskały zdolność poruszania się bezpośrednio po wybudzeniu z narkozy i nie wykazywały żadnych zmian w schematach behawioralnych; ich chód nie był antalgiczny i...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Małe zwierzęce modele urazów ortopedycznych, takich jak całkowite złamania kości, umożliwiają badania nad mechanizmami osteogenezy i oceną potencjału terapeutycznego biomateriałów20. Badanie to wprowadza model defektu segmentalnego szczura stabilizowany przez niestandardowy stabilizator zewnętrzny, który laboratorium i zespół inżynierii biomedycznej może łatwo odtworzyć w celu dalszych badań nad nośną osteosyntetyczną naprawą kości.
Wcześniejsze badania wykorzystujące d...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy deklarują brak sprzecznych interesów finansowych lub korzyści. Autorzy tego artykułu nie odnieśli żadnych korzyści, ani bezpośrednio, ani pośrednio.
Podziękowania
Ta praca była wspierana przez NIH Equipment Grant 1S10OD023676-01 z dodatkowym wsparciem zapewnionym przez Wydziały Ortopedii i Rehabilitacji Uniwersytetu Wisconsin oraz Szkołę Medycyny i Zdrowia Publicznego. Pragniemy podziękować za grant P30 UW Carbone Cancer Center Support Grant P3 CA014520 0 i korzystanie z ich Zakładu Obrazowania Małych Zwierząt, a także Grant Szkoleniowy NIH 5T35OD011078-08 na wsparcie H. Martina. Dziękujemy również Michaelowi i Mary Sue Shannon za ich wsparcie dla Partnerstwa na rzecz Regeneracji Układu Mięśniowo-Szkieletowego.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| 0,9% sterylna sól fizjologiczna | Baxter | 2F7124 | Służy do irygacji ran i nawadniania |
| 10% Jod/Powidon | Carefusion | 1215016 | Służy do przygotowania skóry |
| 10% neutralna buforowana formalina | VWR | 89370094 | Używany jako utrwalacz |
| 1mm bez gwintu drut kirschnera | DePuy Synthes | VW1003.15 | Sterylizowany, używany do najbardziej proksymalnego pinu |
| Drut kirschnera z gwintem 1mm | DePuy | Synthes VW1005.15 | Sterylizowany, używany do 3 najbardziej dystalnych szczelin na szpilki |
| 2x2 gaza | Covidien | 4006130 | Sterylizowany, używany do przygotowania skóry i wchłaniania krwi |
| 4-0 Vicryl Suture | Ethicon | 4015304 | Służy do zamykania warstw mięśni i skóry |
| 4-40 x 0,25 ", 18-8 z kulistym ze stali nierdzewnej | Ogólny | stabilizator zewnętrzny montaż | |
| 4200 Sterownik akumulatorowy | Stryker | OR-S-4200 | Służy do wiercenia drutów kirschner |
| 4x4 gaza | Covidien | 1219158 | Sterylizowany, używany do wchłaniania krwi |
| 70 % Etanol | Używany do przygotowania skóry | ||
| Baytril | Bayer Healthcare LLC, Dział zdrowia zwierząt | 312.10010.3 | Dodawany do wody jako antybiotyk |
| Cefazolin | Hikma Farmaceutyki | 8917156 | antybiotyk przedoperacyjny |
| CleanCap Gaussia Lucyferazy mRNA (5moU) | TriLink Biotechnologies | L-7205 | Zmodyfikowane kodowanie mRNA dla lucyferazy Gaussa, przechowywać na lodzie podczas stosowania |
| Natywna dla Coelenterazine | NanoLight Technology | 303 | Substrat dla lucyferazy Guassia, stosowany do oceny aktywności lucyferazy in vivo |
| Podwójna maść antybiotykowa | Johnson & Johnson consumer Inc | 8975432 | Stosowany do miejsc po operacji jako leczenie ran |
| Dual Cut | Microblade Stryker | 5400-003-410 | Służy do tworzenia 5-milimetrowej ubytku w kości udowej |
| Kwas etylenodiaminotetraoctowy (EDTA) | Fisher | BP120-500 | Służy do odwapniania kości w celu przygotowania do histologii |
| Buprenorfina o przedłużonym uwalnianiu | ZooPharm | Stosowany jako 3-dniowa ulga w bólu | |
| Fenestrated Zasłony | 3M | 1204025 | Służy do tworzenia sterylnego pola |
| Przewód rękojeści do TPS | Stryker | OR-S-5100-4N | Służy do tworzenia ubytku 5 mm w kości udowej |
| Poduszka grzewcza | K& H Produkty dla zwierząt | 121239 | Utrzymanie temperatury ciała szczura |
| Śrubokręt z główką sześciokątną | Wiha | 263/1/16 " X 50 | Zewnętrzne dokręcanie stabilizatora |
| Komora indukcyjna | Znieczulenie | generyczne | |
| Napełnij gąbkę kolagenową rekombinowanym ludzkim białkiem morfogennym kości-2 | Medtronic | 7510200 | Klinicznie istotne leczenie stosowane jako kontrola pozytywna |
| Isoflurane | Clipper | 10250 | Znieczulenie dla szczurów |
| IVIS | Perkin Elmer | 124262 | Metoda obrazowania bioluminescencji |
| Jig | Niestandardowy | Służy do umieszczania szpilek bikortykalnych | |
| Lipofectamine MessengerMAX | Fisher Scientific | LMRNA003 | czynnik kompleksujący mRNA, który umożliwia dostarczanie mRNA |
| Sensorcaine-MPF (Bupivicane (0,25%) i Epinefryna (1:200 000)) | APP Pharmaceuticals, LLC | NDC 63323-468-37 | Stosowany w miejscu operacyjnym w celu złagodzenia bólu i zwężenia naczyń krwionośnych |
| Sterylna woda | Hospira | 8904653 | Stosowany jako rozpuszczalnik do proszku cefazoliny |
| Tytanowe zewnętrzne płyty stabilizujące | Na zamówienie | Przygotowane we własnym zakresie ze złomu tytanowego i frezarką Konsola | |
| Total Performance System (TPS) | Stryker | OR-S-5100-1 | Służy do tworzenia ubytku 5 mm w kości udowej |
| TPS Piła mikrokątna | Stryker | OR-S-5100-34 | Służy do tworzenia ubytku 5 mm w kości udowej |
| Ultrafocus Faxitron z DXA | Faxitron | Metoda obrazowania radiograficznego o wysokiej rozdzielczości | |
| Dieta szczurów Uniprim | Envigo | TD.06596 | Lecznicza dieta dla szczurów |
| Uniwersalny przełącznik ręczny do TPS | Stryker | OR-S-5100-9 | Służy do tworzenia 5mm wada kości udowej |
| Vetbond Tissue Adhesive | 3M | 1469 | Zamknięcie skóry |
Bibliografia
- Filipowska, J., Tomaszewski, K. A., Niedźwiedzki, Ł, Walocha, J. A., Niedźwiedzki, T. The role of vasculature in bone development, regeneration and proper systemic functioning. Angiogenesis. 20 (3), 291-302 (2017).
- Charalambous, C. P., Akimau, P., Wilkes, R. A. Hybrid monolateral-ring fixator for bone transport in post-traumatic femoral segmental defect: A technical note. Archives of Orthopaedic and Trauma Surgery. 129 (2), 225-226 (2009).
- Xing, J., et al. Establishment of a bilateral femoral large segmental bone defect mouse model potentially applicable to basic research in bone tissue engineering. The Journal of Surgical Research. 192 (2), 454-463 (2014).
- Chadayammuri, V., Hake, M., Mauffrey, C. Innovative strategies for the management of long bone infection: A review of the Masquelet technique. Patient Safety in Surgery. 9 (32), (2015).
- Koettstorfer, J., Hofbauer, M., Wozasek, G. E. Successful limb salvage using the two-staged technique with internal fixation after osteodistraction in an effort to treat large segmental bone defects in the lower extremity. Archives of Orthopaedic and Trauma Surgery. 132 (19), 1399-1405 (2012).
- Fragomen, A. T., Rozbruch, S. R. The mechanics of external fixation. The Musculoskeletal Journal of Hospital for Special Surgery. 3 (1), 13-29 (2007).
- O’Toole, R. V., et al. A prospective randomized trial to assess fixation strategies for severe open tibia fractures: Modern ring external fixators versus internal fixation (FIXIT Study). Journal of Orthopaedic Trauma. 31, S10-S17 (2017).
- Fürmetz, J., et al. Bone transport for limb reconstruction following severe tibial fractures. Orthopedic Reviews. 8 (1), 6384(2016).
- Dohin, B., Kohler, R. Masquelet’s procedure and bone morphogenetic protein in congenital pseudarthrosis of the tibia in children: A case series and meta-analysis. Journal of Children's Orthopaedics. 6 (4), 297-306 (2012).
- Einhorn, T. A., Gerstenfeld, L. C. Fracture healing: Mechanisms and interventions. Nature Reviews Rheumatology. 11, 45-54 (2015).
- Pascher, A., et al. Gene delivery to cartilage defects using coagulated bone marrow aspirate. Gene Therapy. 11 (2), 133-141 (2004).
- Glatt, V., Matthys, R. Adjustable stiffness, external fixator for the rat femur osteotomy and segmental bone defect models. Journal of Visualized Experiments. (92), (2014).
- Betz, O. B., et al. Direct percutaneous gene delivery to enhance healing of segmental bone defects. The Journal of Bone and Joint Surgery. 88 (2), 355-365 (2006).
- Fang, J., et al. Stimulation of new bone formation by direct transfer of osteogenic plasmid genes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 93 (12), 5753-5758 (1996).
- Kaspar, K., Schell, H., Toben, D., Matziolis, G., Bail, H. J. An easily reproducible and biomechanically standardized model to investigate bone healing in rats, using external fixation. Biomedizinische Technik. 52 (6), Berlin. 383-390 (2007).
- Leary, S., et al. AVMA guidelines for the euthanasia of animals: 2013 edition. American Veterinary Medical Association. , (2013).
- McKay, W. F., Peckham, S. M., Badura, J. M. A comprehensive clinical review of recombinant human bone morphogenetic protein-2 (INFUSE Bone Graft). International Orthopaedics. 31 (6), 729-734 (2007).
- Living lmage Software. , Perkin Elmer. (2006).
- Bassett, J. H. D., Van Der Spek, A., Gogakos, A., Williams, G. R. Quantitative X-ray imaging of rodent bone by faxitron. Methods in Molecular Biology. , 499-506 (2012).
- Histing, T., et al. Small animal bone healing models: Standards, tips, and pitfalls results of a consensus meeting. Bone. 49 (4), 591-599 (2011).
- Lieberman, J. R., et al. The effect of regional gene therapy with bone morphogenetic protein-2-producing bone-marrow cells on the repair of segmental femoral defects in rats. The Journal of Bone and Joint Surgery. 81 (7), 905-917 (1999).
- Tsuchida, H., Hashimoto, J., Crawford, E., Manske, P., Lou, J. Engineered allogeneic mesenchymal stem cells repair femoral segmental defect in rats. Journal of Orthopaedic Research. 21 (1), 44-53 (2003).
- Jiang, H., et al. Novel standardized massive bone defect model in rats employing an internal eight-hole stainless steel plate for bone tissue engineering. Journal of Tissue Engineering and Regenerative Medicine. 12 (4), 2162-2171 (2018).
- Baltzer, A. W., et al. Genetic enhancement of fracture repair: Healing of an experimental segmental defect by adenoviral transfer of the BMP-2 gene. Gene Therapy. 7 (9), 734-739 (2000).
- Li, Y., et al. Bone defect animal models for testing efficacy of bone substitute biomaterials. Journal of Orthopaedic Translation. 3 (3), 95-104 (2015).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
