Ten artykuł ilustruje procedurę wszczepienia mikroakustycznego znacznika młodemu minogowi pacyficznemu i węgorzowi amerykańskiemu. Nasza aplikacja opiera się na badaniach laboratoryjnych, które wskazują, że znaczniki akustyczne mogą być z powodzeniem wszczepiane bez widocznego wpływu na zdolność pływania lub przeżywalność oraz minimalnej utraty znaczników.
Artykuł metodologiczny
Wszczepienie nowego znacznika mikroakustycznego młodemu minogowi pacyficznemu i węgorzowi amerykańskiemu
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Młode minogi pacyficzne i węgorze amerykańskie zostały wykorzystane do oceny laboratoryjnej w celu określenia potencjalnych efektów implantacji znaczników. Technologia telemetrii została zidentyfikowana jako sposób na uzyskanie bardziej szczegółowych informacji o ruchu i zachowaniu w szerszej skali przestrzennej niż jest to możliwe w przypadku innych znanych technologii. Celem tej metody jest dostarczenie szczegółowej instrukcji krok po kroku dotyczącej implantacji znacznika zarówno u minogów, jak i węgorza. W badaniach laboratoryjnych z udziałem aktywnie migrujących młodocianych minogów pacyficznych (120-160 mm) ustaliliśmy, że obecność znacznika nie zmieniła zdolności pływania między oznakowanymi i nieoznakowanymi osobnikami ani nie spowodowała znaczącej utraty znacznika (<3%). Podobne wyniki uzyskano podczas badań laboratoryjnych węgorzy amerykańskich w fazie żółtej (113-175 mm). W ciągu 38-dniowego okresu utrzymywania nie wystąpiła żadna śmiertelność, a utrata znacznika była minimalna (3,8%). Obecność znacznika nie miała znaczącego wpływu na zdolność pływania lub przeżywalność oznakowanych węgorzy w porównaniu z nieoznakowanymi grupami kontrolnymi, a utrata znacznika była minimalna.
Wprowadzenie
Zrozumienie zachowania i ruchów ryb w pobliżu struktur rzecznych, takich jak zapory wodne, które mogą utrudniać szlaki migracyjne w górę lub w dół rzeki, jest ciągłą potrzebą badawczą. Chociaż przeprowadzono liczne badania przy użyciu istniejącej technologii, nadal istnieje wiele pytań badawczych dotyczących przetrwania i zachowania młodych węgorzy oraz minogów. Aby odpowiedzieć na te pytania, Pacific Northwest National Laboratory (PNNL) opracowało nowy mikroprzekaźnik akustyczny zaprojektowany specjalnie do stosowania u młodych węgorzy i minogów, nazwany tagrey/eel tag1. Przed tym opracowaniem istniejące znaczniki akustyczne były zbyt duże, aby można je było skutecznie wszczepić w jamę ciała młodych węgorzy i minogów, co spowodowałoby obciążenie znacznikami przekraczające przyjęte standardy (konserwatywna wartość stosunku znaczników do masy ciała wynosi 2% lub mniej, a inna literatura sugeruje 4-5%)2,3,4. Znaczniki minoga/węgorza emitują unikalne kodowane sygnały o częstotliwości 416,7 kHz, które są monitorowane przez autonomiczne odbiorniki (hydrofony) w stałych konstrukcjach lub odbiorniki w rzece5,6.
W dorzeczu rzeki Columbia w Stanach Zjednoczonych świadomość i troska o zrozumienie całego cyklu życia minoga pacyficznego (Entosphenus tridentatus) wzrosła, ponieważ populacje znacznie spadły w ciągu ostatnich 40 lat7. Budowa i eksploatacja elektrowni wodnych może negatywnie wpłynąć na młode minogi, ponieważ ich spadek nastąpił po okresie dużego rozwoju hydroenergetyki8. Jednym z potencjalnych źródeł śmiertelności jest przejście przez tamę, gdy młode minogi pacyficzne migrują do oceanu9. Pasywne zintegrowane transpondery (PIT) są powszechnie używane do migrowania gatunków ryb, które mogą przechodzić przez struktury przekierowania (np. systemy obejścia dla młodocianych), co pozwala na wyliczenie oznaczonych ryb10,11. Uważa się jednak, że młode minogi migrują głębiej w słupie wody niż młode łososie i rzadziej przechodzą przez systemy obejściowe dla młodych osobników12. Ze względu na niskie prawdopodobieństwo wykrycia i brak wylęgarni lub innych skoncentrowanych źródeł młodocianych minogów do znakowania PIT, informacje na temat przejścia, przeżycia lub zachowania młodych minogów są bardzo ograniczone. Wiedza na temat zachowania i przeżywalności młodocianych minogów pacyficznych ma kluczowe znaczenie dla opracowania strategii łagodzenia skutków przejścia w dół rzeki, w tym projektowania systemów obejściowych do użytku w elektrowniach wodnych i strukturach nawadniających13.
Węgorz amerykański (Anguilla rostrata) jest katadromiczny, a faza dorosłego człowieka migruje z słodkiej wody w kierunku oceanu na tarło. W ciągu ostatnich kilku dekad ich liczebność populacji uległa drastycznemu spadkowi. Wcześniej były bardzo obfite we wszystkich głównych rzekach wpływających do Oceanu Atlantyckiego i w górę rzeki przez Rzekę Świętego Wawrzyńca do jeziora Ontario; ale od 1980 roku amerykańskie węgorze doświadczyły znacznych spadków liczebności stada, od 50% w Zatoce Chesapeake do nawet 97% w jeziorze Ontario14,15,16. Czynniki przyczyniające się do ich spadku obejmują; Budowa zapór wodnych, fragmentacja i utrata siedlisk oraz komercyjne pozyskiwanie plonów17. Obecnie są wymienione jako zagrożone wyginięciem zgodnie z ustawą o gatunkach zagrożonych w Ontario (Kanada). Rozwój elektrowni wodnych wzdłuż głównych rzek wschodnich stanów USA w przeszłości stwarza przeszkody, które utrudniają migracje rzeczne zarówno młodych, jak i dorosłych.
Nowo opracowany znacznik akustyczny minoga/węgorza został użyty w tym badaniu. Znaczniki zostały wyprodukowane w akredytowanym przez PNNL Bio-Acoustics & Flow Laboratory18. Przywieszka ma wymiary 12 mm długości x 2 mm średnicy i waży 0,08 g w powietrzu. Ze względu na niewielki rozmiar całkowity znacznika, może on być skutecznie stosowany do implantacji u ryb w kształcie anguilli lub młodych ryb za pomocą nacięcia bez szwów, ze względu na wymagane małe nacięcie (o długości <3 mm). Dodatkowe korzyści płynące z nacięcia bez szwów to: skrócony czas potrzebny na zabieg chirurgiczny, szybsze tempo gojenia i zmniejszone prawdopodobieństwo infekcji w miejscu implantacji19. Efekty implantacji chirurgicznej mogą się różnić w zależności od gatunku, etapu życia, długości jamy ciała, miejsca nacięcia, czasu trwania badania i warunków środowiskowych20,21,22,23. Oprócz rozmiaru, waga jest ważną zmienną, ponieważ zapewnia miarę obciążenia przywieszką (tj. Waga przywieszki w stosunku do wagi ryby). Obciążenie znacznikiem, w połączeniu ze wszystkimi innymi aspektami procesu chirurgicznego (np. znieczulenie, obsługa, operacja), może mieć bezpośredni wpływ na zachowanie znacznika, przeżycie, wzrost, wydajność pływania lub zdolność ryb do unikania drapieżnictwa24,25,26,27.
Protokół
PNNL jest akredytowany przez Association for Assessment and Accreditation of Laboratory Animal Care. Z węgorzami i minogami obchodzono się zgodnie z federalnymi wytycznymi dotyczącymi opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych, a protokoły naszego badania zostały przeprowadzone zgodnie z Instytucjonalnym Komitetem ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt PNNL i przez nie zatwierdzone.
1. Przygotowanie tagu (czas 22 minuty)
- Umieść zawieszki w 70% roztworze etanolu na 20 minut.
- Usuń tagi za pomocą plastikowej pęsety i umieść w małym szklanym naczyniu zawierającym sterylną wodę.
- Usuń metki i umieść na sterylnym kubku na pigułki.
2. Przygotuj roztwór znieczulający (czas ~ 5 minut)
- W małym plastikowym kubku odważ 40 g Trikainy.
- Rozpuścić proszek i wodę z kranu w zlewce o pojemności 500 ml na mieszadle z mieszadłem, a następnie przenieść do plastikowej butelki do uzyskania roztworu podstawowego o stężeniu 80 g/l.
- Powtórz tę samą procedurę z wodorowęglanem sodu i dodaj do osobnej butelki o pojemności 500 ml.
- Używając plastikowego pojemnika o pojemności 10 litrów, napełnij go 5 litrami wody (to samo źródło wody, co ryby, które mają być oznakowane).
- Dodać 6,25 ml roztworu znieczulającego Trikaina i 6,25 ml wodorowęglanu sodu za pomocą miarki do nalewania przymocowanej do górnej części butelek o pojemności 500 ml, aby uzyskać dawkę 100 mg/l do wanny.
- Mieszać, aby wymieszać roztwór w wodzie.
UWAGA: Przygotuj pokrywę do przykrycia wanny, aby minóg nie uciekł podczas przebywania w roztworze znieczulającym.
3. Znakowanie minoga (czas ~6 minut)
- Umieścić młodego minoga (>140 mm) w kąpieli znieczulającej za pomocą małej siatki do zanurzania.
- Odczekaj 4-5 minut, aż minóg stanie się całkowicie zdemobilizowany (nie pływa już w roztworze, utrzymując powolny, stały ruch skrzeli).
- Użyj siatki zanurzeniowej, aby usunąć minoga, wykonaj pomiary długości i masy oraz zapisz niepowtarzalny kod identyfikacyjny przywieszki akustycznej.
- Przygotować podkładkę z pianki o zamkniętych komórkach o grubości 1,3 cm, nasączoną najpierw wodą, a następnie powłoką ochronną o pojemności 150 μl/l (patrz tabela materiałów). Powłoka ochronna pomaga przeciwdziałać pękaniu błon śluzowych podczas zabiegu chirurgicznego.
- Ułóż minoga brzuszną stroną do góry na przygotowanej piance. Umieść niewielki odcinek rurki z regulowanym dopływem wody (z podwyższonego zbiornika na wodę), aby przepływał przez okolicę jamy ustnej podczas procesu chirurgicznego. Pozwala to na oddychanie, podczas gdy ryba przechodzi implantację znacznika.
- Zlokalizuj miejsce, w którym ma zostać wykonane nacięcie, ~20 mm za porami skrzelowymi po lewej lub prawej stronie bocznej. Użyj linijki z zadaszeniami lub użyj markerów umieszczonych na podkładce piankowej w celach informacyjnych.
- Używając sterylnego skalpela mikrochirurgicznego o średnicy 3,0 mm z ostrzem 15° (patrz tabela materiałów), ostrożnie wykonaj otwór o średnicy 2,5-3 mm w kierunku bocznym, upewniając się, że skalpel przecina tylko wewnętrzną ścianę skóry. Zobacz Rysunek 1.
- Zdezynfekowany znacznik należy umieścić ręcznie z przodu w jamie ciała. Lekko dociśnij miejsce znakowania, aby upewnić się, że znacznik przemieścił się do jamy ciała.
- Umieść oznaczonego minoga w wiadrze regeneracyjnym zawierającym słodką wodę rzeczną zasilaną pompą tlenową w akwarium, rurkami i kamieniem napowietrzającym.
- Upewnij się, że minóg wyzdrowiał po znieczuleniu i przenieś do zbiornika do przyszłych badań.
4. Znakowanie węgorza (czas ~6 minut)
- Powtórzyć preparat znacznika i przygotować środek znieczulający o dawce 240 mg/l zarówno dla trikainy, jak i wodorowęglanu sodu.
- Dodać 15 ml każdego z nich do 5 l łaźni wodnej.
- Młode węgorze (>130 mm) umieścić w kąpieli znieczulającej za pomocą małej siatki do zanurzania. Odczekaj 4-5 minut, aż węgorz stanie się całkowicie zdemobilizowany (nie będzie już pływał w roztworze, utrzymując powolny, ale stały ruch skrzeli).
- Użyj siatki zanurzeniowej, aby usunąć węgorza i umieść brzuszną stroną do góry na piance o zamkniętych komórkach pokrytej Fish Protector.
- Zlokalizuj miejsce, w którym ma zostać wykonane nacięcie, ~25 mm do podstawy płetwy piersiowej po lewej lub prawej stronie bocznej
- Używając sterylnego skalpela mikrochirurgicznego o średnicy 3,0 mm z ostrzem 15°, ostrożnie wykonaj otwór o średnicy 2,5-3 mm w kierunku bocznym, upewniając się, że skalpel przecina tylko wewnętrzną ścianę skóry. Zobacz Rysunek 2.
- Zdezynfekowany znacznik należy umieścić ręcznie z przodu w jamie ciała. Lekko dociśnij miejsce znakowania, aby upewnić się, że znacznik przemieścił się do jamy ciała.
- Umieść oznaczone węgorze w wiadrze regeneracyjnym zawierającym słodką wodę rzeczną zasilaną przez pompę tlenową w akwarium, rurki i kamień napowietrzający.
- Upewnij się, że węgorz wyzdrowiał po znieczuleniu i przenieś do zbiornika retencyjnego w celu przyszłych badań.
Wyniki
Badania laboratoryjne nad młodymi minogami
W 2015 roku w PNNL przeprowadzono badanie mające na celu określenie wykonalności implantacji atrapy znacznika dla lampret/węgorzy u aktywnie migrujących młodzieńczych osobników lamprety pacyficznej. Łącznie 195 osobników lamprety pacyficznej (stadium życiowe macrophthalmia) przetransportowano z miejsca zbioru terenowego do PNNL. Przeprowadzono dwa oddzielne zadania. Pierwszym było określenie reakcji ryb na implantację znacznika. Analizowane zmienne obejmowały utratę znacznika, opóźnioną śmiertelność oraz tempo gojenia u ryb oznakowanych w porównaniu z grupą nieoznakowaną (kontrolną). W ramach drugiego zadania przeprowadzono próby pływackie z rybami oznakowanymi i nieoznakowanymi z kategorii rozmiarowych 10 mm (120-160 mm), aby określić ewentualne niekorzystne skutki związane ze zdolnością do pływania. Masa ryb mieściła się w zakresie od 1,8 do 7,0 g, a obciążenie znacznikami wynosiło od 4,8 do 1,25%. Zdjęcie rentgenowskie ilustrujące położenie znacznika wewnątrz jamy ciała przedstawiono na Rysunku 31. Łącznie dwie ryby utraciły znaczniki w ciągu pierwszych 2 dni przetrzymywania, a w pozostałej części 28-dniowego okresu nie odnotowano dalszych przypadków utraty znaczników. Skumulowana śmiertelność w tym okresie wyniosła 14,3% (7 ryb) dla lampret oznakowanych i 9,6% (5 ryb) dla grupy kontrolnej. Pojedyncze ryby z grupy oznakowanej i kontrolnej umieszczano w komorze pływackiej, gdzie pływały przy stałej prędkości wody 11 cm/s. Przepływ dobrano na podstawie wcześniejszych testów laboratoryjnych, które wskazały na stały ruch pływacki przy dolnej granicy zdolności do pływania długodystansowego9. Średni czas pływania grupy kontrolnej wyniósł 3,15 min (SE = 42,5 s), a średni czas pływania grupy z implantatem wyniósł 2,3 min (SE = 30,2 s), co nie stanowiło istotnej różnicy (t = 0,958; p = 0,172). Wyniki testów wydajności pływackiej nie wykazały istotnej korelacji między długością ryb a czasem trwania pływania (tj. czasem do uderzenia w przeszkodę) ani dla grupy oznakowanej, ani dla kontrolnej (Rysunek 4). Uderzenie w przeszkodę (impingement) zdefiniowano jako stan, w którym ryba nie jest już w stanie pływać przy stałej prędkości wody i spoczywa przy sicie znajdującym się poniżej nurtu.
Badania laboratoryjne nad węgorzem amerykańskim
Aby określić ewentualny wpływ znaczników na wydajność pływania, przeprowadziliśmy testy krytycznej prędkości pływania z wykorzystaniem Ucrit (wskaźnika długotrwałej wydajności pływania) dla sześciu grup wielkościowych (n = 120; 113-175 mm) węgorzy nieoznakowanych i oznakowanych za pomocą znaczników pozornych o wymiarach 11,4 mm x 1,8 mm (długość x średnica)1. Nie stwierdzono istotnych różnic w wartościach Ucrit pomiędzy węgorzami oznakowanymi a nieoznakowanymi, mierzonych w cm/s (Rycina 5), ani w wartościach mediany mierzonych w długości ciała/s dla wszystkich połączonych grup oznakowanych i nieoznakowanych (Rycina 6). Przeprowadziliśmy również długotrwałe utrzymanie oznakowanych węgorzy (38 dni) i nie odnotowano śmiertelności w grupach oznakowanych, a utrata znaczników była niska i wyniosła 3,8% (1 z 26 ryb)1. Na podstawie wyników laboratoryjnych stwierdzamy, że mikroznaczniki akustyczne mogą być skutecznie implantowane u młodocianych węgorzy amerykańskich bez istotnego wpływu na zdolność pływania i długoterminowe przeżycie, przy minimalnej utracie znaczników w okresie ich eksploatacji (30 dni).
Rysunek 1. Fotografie przedstawiające sekwencję znakowania w celu implantacji znacznika u młodocianych minóg pacyficznych. (A) Minoga umieszczona na piance. (B) Nacięcie wykonane skalpelem mikrosurgicalnym. (C) Implantacja znacznika. (D) Minoga po znakowaniu. Wszystkie zdjęcia przedstawiają tę samą minogę (148 mm).
Rycina 2. Fotografie ilustrujące procedurę znakowania młodocianych węgorzy amerykańskich. (A) Przed nacięciem. (B) Po nacięciu. (C) Po przednim wprowadzeniu znacznika. Wszystkie zdjęcia przedstawiają tego samego węgorza (138 mm).
Rysunek 3. Zdjęcia rentgenowskie atrapy znacznika dla lampreja/węgorza wewnątrz jamy ciała młodego lampreja pacyficznego.
Rycina 4. Szybkość uderzeń w testach wydajności pływania dla lampret kontrolnych (nieoznakowanych) i oznakowanych, z podziałem na kategorie wielkości co 10 mm, z dodatnimi słupkami błędu standardowego. Wielkość próby jest podana na poszczególnych słupkach.
Rysunek 5. Wykresy pudełkowe krytycznej prędkości pływania dla grup rozmiarowych badanych węgorzy, wyrażone w cm/s dla węgorzy oznakowanych i nieoznakowanych (10 osobników na grupę). Linie wewnątrz każdego pudełka reprezentują medianę; górna i dolna linia reprezentują odpowiednio 75. i 25. percentyl; wąsy wyznaczają 90. percentyl górny i 10. percentyl dolny; wartości odstające przedstawiono w formie zamkniętych okręgów.
Rycina 6. Wykresy pudełkowe krytycznej prędkości pływania w długości ciała/s dla węgorzy z nadajnikami i bez nadajników (po 10 osobników na grupę). Linie wewnątrz każdego pudełka reprezentują medianę; górna i dolna krawędź pudełka reprezentują odpowiednio 75. i 25. percentyl; wąsy wyznaczają 90. i 10. percentyl; wartości odstające przedstawiono w formie zamkniętych kół.
Dyskusja
Wyniki badań laboratoryjnych wykazują, że procedura znakowania i efekty znakowania nie mają negatywnego wpływu na przeżywalność ryb ani zdolność pływania. Długotrwałe przetrzymywanie i monitorowanie wykazało, że utrata znacznika była minimalna i nie była widoczna w okresie użytkowania przywieszki (30 dni). Procedura implantacji znaczników była skuteczna w umieszczaniu znaczników w jamie ciała bez powodowania znacznych krwotoków lub infekcji grzybiczych w miejscu znakowania. Czas trwania całego procesu znakowania (<6 min) jest korzystny, ponieważ zmniejsza stres związany ze znieczulaniem ryb. Odkrycia te charakteryzują nowe narzędzie do badań nad przejściami młodocianych minogów i węgorzy i mogą być wykorzystane w przyszłych badaniach. Technologia ta pozwoli naukowcom śledzić ruchy minogów i węgorzy w systemach rzecznych oraz w miarę zbliżania się do zapór wodnych lub innych struktur utrudniających przepływ ryb. Z kolei wyniki mogą lepiej informować o decyzjach dotyczących zarządzania w tych obiektach, aby pomóc w ochronie tych gatunków na wszystkich etapach ich młodego życia. Najbardziej krytyczne etapy protokołu implantacji znaczników obejmują użycie odpowiedniej dawki środka znieczulającego, głębokość i długość nacięcia, umieszczenie znaczników oraz posiadanie odpowiednich zbiorników do odzyskiwania danych. Ta technika ma minimalne ograniczenia. Przede wszystkim wymagane jest przeszkolenie chirurga, aby skutecznie wykonać nacięcie <3 mm i umieścić znaczniki w żądanym miejscu. Ponadto proces znakowania wykluczyłby węgorze o mniejszych rozmiarach i minogi (<140 mm) ze względu na ograniczenia związane z oznaczaniem. Nie zalecamy żadnych modyfikacji opisanych protokołów.
Alternatywne metody znakowania węgorzy i minogów obejmują stosowanie znaczników PIT. Jednak znaczniki PIT nie przesyłają aktywnie sygnałów, dlatego ryby oznakowane PIT mogą być policzone tylko wtedy, gdy są porywane i kierowane do urządzeń obejściowych lub przepływają w pobliżu stałego detektora10,11. Przyszłe zastosowania znacznika minoga/węgorza obejmują możliwość znakowania i śledzenia populacji migrujących minogów i węgorzy w dowolnym środowisku, w którym żyją. Dodatkowe korzyści płynące z używania znacznika minoga/węgorza obejmowałyby możliwość oszacowania przeżywalności, wskaźników awaryjnych na przelewach lub za pośrednictwem turbin, czasu podróży w zbiornikach, opóźnień w przepływie i powiązanych zachowań, gdy ryby zbliżają się do zapór.
Oświadczenia
Nie mamy nic do ujawnienia.
Podziękowania
To badanie zostało sfinansowane przez Korpus Inżynieryjny Armii Stanów Zjednoczonych (USACE) oraz Biuro Technologii Energetyki Wodnej Departamentu Energii Stanów Zjednoczonych (DOE). Doceniamy pomoc techniczną ze strony następujących pracowników PNNL: Colin Brislawn, Eric Francavilla, Jill Janak, Huidong Li i Tim Linley. Dziękujemy Kathy Kratchman z Delaware Valley Fish Company za dostarczenie węgorzy do PNNL oraz Ralphowi Lampmanowi i Tylerowi Bealsowi z Yakama Nation Fisheries za dostarczenie minoga. Dziękujemy również Bradowi Eppardowi, Scottowi Fieldingowi i Ricardo Walkerowi z USACE oraz Danowi McCoskey i Timowi Welchowi z DOE. Badania laboratoryjne zostały przeprowadzone w PNNL, który jest obsługiwany przez Battelle dla Departamentu Energii Stanów Zjednoczonych w ramach kontraktuDE-AC06-76RL01830.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Pojemnik plastikowy 10 L | Nie dotyczy | Nie dotyczy | |
| wiaderka 19 L | Nie dotyczy | Nie dotyczy | |
| skalpela 3,00 mm | Beaver-Vistec | 377513 | |
| butelka 500 ml | Nalgene | 2089-0016 | |
| Skala Adama | Certyfikowane produkty do testowania materiałów | BCL-LBK12A Pompa | |
| powietrza | Amazonka | Nie dotyczy | |
| Kamień napowietrzający | Pentair | ALS3 | |
| Siatka zanurzeniowa, 3/32 cala oczek | N/A | Nie dotyczy | |
| etanolu (70%) | Sigma-Aldrich | 24102 | |
| Ochraniacz na ryby | Kordon LLC | 31456 | |
| Podkładka piankowa | N/A | Nie dotyczy | |
| rękawic | Kimberly Clark | Nie dotyczy | |
| Mieszalnik | Sigma-Aldrich | F37110-1128 | |
| Pęseta plastikowa | N/A | Nie dotyczy | |
| Dozownik do nalewania | Fischer Naukowy | 13-683-60C | |
| Rękojeść do skalpela | Beaver-Vistec | 371360 | |
| Wodorowęglan sodu | Sigma-Aldrich | S5761 | |
| Płyta mieszadła | Corning, PC-351 | Nie dotyczy | |
| metanosulfonianu trikainy, MS-222 | Western Chemical Inc. | 515388 | Ryby poddane leczeniu przeznaczone do spożycia muszą być trzymane w słodkiej wodzie o temperaturze powyżej 10 stopni C (50° F) przez 21 dni przed użyciem |
| Rurka, 6 mm | N/A | N/a | |
Bibliografia
- Mueller, R. P., et al. Retention and Effects of Miniature Transmitters in Juvenile American Eels. Fisheries Research. 195, 52-58 (2017).
- Brown, R. S., et al. An evaluation of the maximum tag burden for implantation of acoustic transmitters in juvenile Chinook salmon. North American Journal of Fisheries Management. 30, 499-505 (2010).
- Jepsen, N., Schreck, C., Clement, S., Thorstad, E. A brief discussion of the 2% tag/bodymass rule. Aquatic telemetry: advances and applications. Spedicato, M. T., Marmulla, G., Lembo, G. , FAO - COISPA, Rome. 255-259 (2003).
- Liedtke, T. L., et al. A standard operating procedure for the surgical implantation of transmitters in juvenile salmonids. , U.S. Geological Survey Open File Report. 2012-1267(2012).
- Deng, Z. D., et al. A cabled acoustic telemetry system for detecting and tracking juvenile salmon: Part 2. Three-dimensional tracking and passage outcomes. Sensors. 11 (6), 5661-5676 (2011).
- Titzler, P. S., McMichael, G. A., Carter, J. A. 2010. Autonomous acoustic receiver deployment and mooring techniques for use in large rivers and estuaries. North American Journal of Fisheries Management. 30 (4), 853-859 (2010).
- Renaud, C. B. Conservation status of northern hemisphere lampreys (Petromyzontidae). Journal of Applied Ichthyology. 13 (3), 143-148 (1997).
- Dauble, D. D., Moursund, R. A., Bleich, M. D. Swimming behavior of juvenile Pacific lamprey, Lampetra tridentata. Environmental Biology of Fishes. 75, 167-171 (2006).
- Moursund, R. A., Dauble, D. D., Langeslay, M. J. Turbine intake diversion screens; investigating effects on Pacific lamprey. Hydro Review. 22 (1), 40-46 (2003).
- Marsh, D. M., Matthews, G. M., Achord, S., Ruehle, T. E., Sandford, B. P. Diversion of salmonid smolts tagged with passive integrated transponders from an untagged population passing through a juvenile collection system. North American Journal of Fisheries Management. 19, 1142-1146 (1999).
- Prentice, E. F., Flagg, T. A., McCutcheon, C. S. Feasibility of using passive integrated transponder (PIT) tags in salmonids. Fish marking techniques. American Fisheries Society, Symposium . Parker, N. C., Giorgi, A. E., Heidinger, R. C., Jester, D. B. Jr, Prince, E. D., Winans, G. A. 7, 317-322 (1990).
- Colotelo, A. H., et al. The effect of rapid and sustained decompression on barotrauma in juvenile brook lamprey and Pacific lamprey: Implications for passage at hydroelectric facilities. Fisheries Research. 129 (130), 17-20 (2012).
- Moser, M. L., Jackson, A. D., Lucas, M. C., Mueller, R. P. Behavior and potential threats to survival of migrating lamprey ammocoetes and macrophthalmia. Reviews in Fish Biology and Fisheries. 25 (2), 103-116 (2015).
- Dixon, D. A. Biology, management, and protection of catadromous eels. American Fisheries. Society Symposium. 33, (2003).
- ASMFC (Atlantic States Marine Fisheries Commission). Update of the American eel stock assessment report. , 51(2006).
- DFO (Fisheries and Oceans Canada). Recovery potential assessment of American Eel (Anguilla rostrata) in eastern Canada. DFO Canadian Science Advisory Secretariat Scientific Advisory Report. , (2013).
- MacGregor, R. J., et al. Recovery Strategy for the American Eel (Anguilla rostrata) in Ontario. , Ontario Recovery Strategy Series. Prepared for Ontario Ministry of Natural Resources, Peterborough, Ontario. x + 119 pp (2013).
- Deng, Z., Weiland, M. A., Carlson, T. J., Eppard, M. B. Design and Instrumentation of a Measurement and Calibration System for an Acoustic Telemetry System. Sensors. 10 (4), 3090-3099 (2010).
- Cook, K. V., et al. A comparison of implantation methods for large PIT tags or injectable acoustic transmitters in juvenile Chinook salmon. Fisheries Research. 154, 213-223 (2014).
- Mesa, M. G., et al. Survival and Growth of Juvenile Pacific Lampreys Tagged with Passive Integrated Transponders (PIT) in Freshwater and Seawater. Transactions of the American Fisheries Society. 141 (5), 1260-1268 (2012).
- Brown, R. S., Cooke, S. J., Anderson, W. G., McKinley, R. S. Evidence to challenge the 2% rule for biotelemetry. North American Journal of Fisheries Management. 19, 867-871 (1999).
- Zale, A. V., Brooke, C., Fraser, W. C. Effects of surgically implanted transmitter weights on growth and swimming stamina of small adult westslope cutthroat trout. Transactions of the American Fisheries Society. 134 (3), 653-660 (2005).
- Geist, D. R., et al. Juvenile Chinook salmon survival when exposed to simulated dam passage after being implanted with a new microacoustic transmitter. North American Journal of Fisheries Management. , (2018).
- Økland, F., Thorstad, E. B. Recommendations on size and position of surgically and gastrically implanted electronic tags in European silver eel. Animal Biotelemetry. 1, 6(2013).
- Jepsen, N., Mikkelsen, J. S., Koed, A. Effects of tag and suture type on survival and growth of brown trout with surgically implanted telemetry tags in the wild. Journal of Fish Biology. 72, 594-602 (2008).
- Brown, R. S., et al. Survival of seaward-migrating PIT and acoustic-tagged juvenile Chinook salmon in the Snake and Columbia Rivers: an evaluation of length-specific tagging effects. Animal Biotelemetry. 1, 8(2013).
- Walker, R., et al. Effects of a novel acoustic transmitter on swimming performance and predator avoidance of juvenile Chinook salmon: Determination of a size threshold. Fisheries Research. 176, 48-54 (2016).
Przedruki i uprawnienia
Przeglądaj więcej artykułów
