Artykuł metodologiczny

Nowa najlepsza praktyka walidacji iniekcji do żył ogonowych u szczurów za pomocą środków znakowanych w bliskiej podczerwieni

24.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/59295

⸱

19 kwietnia 2019

 ,  ,  ,  ,  , 
1Bayer School of Natural and Environmental Sciences, Duquesne University, 2Department of Biological Sciences, Duquesne University, 3Chronic Pain Research Consortium, Duquesne University, 4Graduate School of Pharmaceutical Sciences, Duquesne University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy metodę walidacji iniekcji do żył ogonowych u szczurów poprzez wykorzystanie danych obrazowania fluorescencji w bliskiej podczerwieni z barwników włączonych do środków lub sond biologicznych. Ogon jest obrazowany przed i po iniekcji, sygnał fluorescencyjny jest określany ilościowo i dokonywana jest ocena jakości iniekcji.

Streszczenie

Dożylne (IV) podawanie środków do żyły ogonowej szczurów może być zarówno trudne, jak i niekonsekwentne. Optymalizacja iniekcji do żył ogonowych jest kluczową częścią wielu procedur eksperymentalnych, w których odczynniki muszą być wprowadzane bezpośrednio do krwiobiegu. Nieświadomie, wstrzyknięcie może być podskórne, co może zmienić wyniki naukowe. Wykorzystując sondę biologiczną opartą na nanoemulsji z wbudowanym barwnikiem fluorescencyjnym w bliskiej podczerwieni (NIRF), metoda ta oferuje możliwość obrazowania udanego wstrzyknięcia żyły ogonowej in vivo. Za pomocą termowizora NIRF wykonywane są zdjęcia przed i po wstrzyknięciu środka. Dopuszczalne wstrzyknięcie dożylne jest następnie określane jakościowo lub ilościowo na podstawie intensywności sygnału NIRF w miejscu wstrzyknięcia.

Wprowadzenie

Droga podawania środków do małych zwierząt służy jako punkt krytyczny wielu eksperymentów. Określa ona, dokąd agent ma zostać dostarczony, a następnie co stanie się z agentem później. Chociaż do podawania agentów można używać innych ścieżek1, dla niektórych leków preferowaną drogą jest droga dożylna. Wstrzyknięcie dożylne umożliwia bezpośrednie wstrzykiwanie środków do krwiobiegu, omijając efekty pierwszego przejścia tkankowego i potrzebę wchłaniania substancji rozpuszczonej z zewnątrz1. Pozwala to również na celowanie w komórki w krwiobiegu2,3 i bezpośrednie dostarczanie do wszystkich tkanek w układzie krążenia. U gryzoni można rozważyć kilka żył, w tym żyłę szyjną, odpiszczelową i żyłę ogonową.

W tej metodzie, barwnik NIRF zawierający sondę biologiczną - w tym przypadku nanoemulsję (Rysunek 1A)3,4,5,6—jest wstrzykiwany do bocznej żyły ogonowej szczurów. Ta konkretna nanoemulsja zawierająca NIRF była wcześniej używana do obrazowania i śledzenia zapalenia nerwów in vivo i ex vivo7,8 w szczurzym modelu9 bólu neuropatycznego2,3,4,5,10,11. Obrazowanie przeprowadza się przed i po wstrzyknięciu za pomocą przedklinicznego obrazownika fluorescencyjnego NIR (patrz tabela materiałów). Służy to jako narzędzie do sprawdzania jakości administrowania agentem. Obrazowanie przed wstrzyknięciem żyły ogonowej służy jako podstawa do uzyskania obrazu wyjściowego.

Coraz częściej w badaniach na zwierzętach, dożylnie podawane nanoemulsje są wykorzystywane jako sondy biologiczne i środki celujące12,13,14,15. Udowodnionym wyzwaniem jest podanie środka przez żyłę ogonową16,17 — niezależnie od tego, czy jest to lek, wektor wirusowy, czy inna sonda — i upewnienie się, że cała zawartość wstrzyknięcia pomyślnie dostała się do krwiobiegu, a nie do otaczających tkanek17. Dlatego korzystna jest metoda wizualizacji i oceny jakości udanego wstrzyknięcia.

Zazwyczaj, lampa grzewcza lub ciepła woda jest używana do ogrzewania ogona, co powoduje rozszerzenie żyły, umożliwiając jej wizualizację przed wstrzyknięciem. Chociaż zapewnia to łatwiejsze wejście do żyły, nie ma ilościowego sposobu na określenie, czy związek dostał się do krwiobiegu w całości18,19,20,21. Staje się to jeszcze trudniejsze w odmianach zwierząt, w których żyła słabo kontrastuje ze skórą, na przykład u czarnych myszy. Zazwyczaj badacz może ocenić nieudane wstrzyknięcie, doświadczając oporu podczas wstrzyknięcia, a w niektórych przypadkach wizualizując wybrzuszenie na ogonie, wskazujące na podskórny wyciek środka22,23.

W tym badaniu, obrazowanie NIRF nanoemulsji wstrzykniętej do bocznej żyły ogonowej żywych szczurów jest wykonywane na systemie obrazowania NIRF małych zwierząt (patrz Tabela materiałów). Szczury są karmione specjalną oczyszczoną dietą (patrz Tabela Materiałów) w celu zmniejszenia niespecyficznej fluorescencji jelit. Jednoczesna akwizycja obrazu światła białego i fluorescencji 800 nm jest rejestrowana za pomocą kamerytora NIRF i powiązanego oprogramowania. Względna intensywność fluorescencji jest mierzona na ogonie w stanie przed wstrzyknięciem i po wstrzyknięciu. Intensywność fluorescencji dla obszaru zainteresowania (ROI) w miejscu wstrzyknięcia jest rejestrowana i dzielona przez obszar ROI. Można dokonać oceny jakościowej, które zastrzyki są dopuszczalne. Opcjonalnie można przeprowadzić dalszą analizę ilościową, ustalając progi dopuszczalnych iniekcji i przypisując pomiary ROI do grup, w którym to momencie można obliczyć istotność statystyczną.

Wykorzystując tę strategię walidacji po iniekcjach do żyły ogonowej, standard badania naukowego poprawia się dzięki zwiększonej konsekwencji podawania środka. Ta metoda oceny jakości iniekcji żyły ogonowej może być łatwo dostosowana do różnych środków iniekcyjnych, w tym sond fluorescencyjnych na podczerwień dostarczanych na rynku przez kilka firm.

Protokół

Wszystkie protokoły zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi zawartymi w Przewodniku po opiece i użytkowaniu zwierząt laboratoryjnych National Institutes of Health and Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) na Uniwersytecie Duquesne.

1. Przygotowanie i znieczulenie

UWAGA: Techniki aseptyczne są stosowane przez cały czas trwania procedury. Należy używać wyłącznie nowych sterylnych materiałów i sterylizowanych narzędzi sterylizowanych w autoklawie. Aby uniknąć zakażenia, należy nosić środki ochrony osobistej (sterylne rękawice, czepek do włosów, maskę chirurgiczną, fartuchy).

  1. W protokole wykorzystano dorosłe samce szczurów rasy Sprague-Dawley o wadze 250–300 g. Przyzwyczaj szczury do standardowych warunków życia, utrzymuj je w cyklu 12 godzin światła/12 godzin ciemności i zapewnij pożywienie i wodę ad libitum. Trzymaj zwierzę w bezpiecznym miejscu, trzymaj je na papierowej pościeli i zapewnij specjalną dietę (patrz Tabela materiałów), aby uniknąć autofluorescencji podczas obrazowania.
  2. Za pomocą odpowiednio umieszczonej poduszki grzewczej należy znieczulić zwierzę początkową dawką 5% izofluranu w 20% tlenie, a następnie poziomem utrzymania nie mniejszym niż 1,5% izofluranu i nie większym niż 3%, chyba że zwierzę się obudzi lub zachowa czucie.
  3. Potwierdź prawidłowe znieczulenie poprzez brak reakcji na uszczypnięcie ogona. Monitoruj przepływ krwi, a także parametry życiowe przez cały czas trwania zabiegu.

2. Pozyskiwanie obrazów przed wstrzyknięciem

  1. Zobrazuj zwierzę w przedklinicznym obrazie fluorescencyjnym NIR, ustawiając zwierzę bokiem, aby odsłonić miejsce wstrzyknięcia na bocznym ogonie, aby ustalić linię bazową fluorescencji w ogonie (Rysunek 1C, E). Wykonaj jednoczesną akwizycję obrazu zarówno światła białego (widok ciała), jak i kanałów bliskiej podczerwieni za pomocą obrazowania NIRF i powiązanego oprogramowania, z połączonymi tabelami przeglądowymi (LUT).
  2. Po wykonaniu badań obrazowych przenieś zwierzę z powrotem na stół chirurgiczny i umieść je w znieczuleniu w celu wstrzyknięcia żyły ogonowej.
    nuta: Kontynuuj monitorowanie parametrów życiowych zwierzęcia i ponownie sprawdź prawidłowe znieczulenie poprzez uszczypnięcie ogona.

3. Iniekcja do żyły ogonowej za pomocą środka zawierającego NIRF

  1. Gdy zwierzę znajduje się w pozycji leżącej, ustaw ogon grzbietową stroną skierowaną do góry. Rozszerz unaczynienie ogona w ciepłej wodzie przez co najmniej 1 minutę. Ustaw żyłę ogonową tak, aby boczna strona (prawa lub lewa) była obrócona o 30° (zgodnie z ruchem wskazówek zegara lub przeciwnie do ruchu wskazówek zegara), aby odsłonić prawą lub lewą żyłę ogonową (Rysunek 1B).
    1. Po zlokalizowaniu bocznej żyły ogonowej (która po rozszerzeniu wydaje się ciemna), zdezynfekuj cały ogon wacikami nasączonymi alkoholem, powtarzając 2x.
    2. W odpowiedniej dawce opartej na projekcie badania, należy rozpocząć wstrzykiwanie w dystalną część kręgów ogonowych i przesuwać się bardziej proksymalnie, jeśli prawidłowe umieszczenie igły nie powiedzie się.
  2. Wprowadzić sterylną igłę o sile 25–27 G, skosem do góry, do bocznej żyły ogonowej, ogonem pod kątem 180°, wprowadzając igłę równolegle do uniesionego ogona. Obserwuj cofanie się krwi w brzegu igły, aby zapewnić prawidłowe umieszczenie. Jeśli nie widać cofnięcia się, powoli przesuwaj końcówkę igły (bez wyjmowania jej z ogona), aby znaleźć wprowadzenie żyły. W przypadku umieszczenia podskórnie nie wystąpi cofnięcie się krwi.
  3. Włożyć strzykawkę z materiałami do wstrzykiwań do brzegu igły. Po prawidłowym umieszczeniu płyn do wstrzykiwań nie będzie napotykał oporu po wstrzyknięciu. Wstrzyknięcie będzie przebiegać płynnie i łatwo. Po wstrzyknięciu należy wyjąć igłę i strzykawkę, uciskać sterylną gazą przez co najmniej 1 minutę, aby zapewnić krzepnięcie, a następnie zaznaczyć miejsce wstrzyknięcia długopisem na ogonie, upewniając się, że jest ono widoczne na obrazie w świetle białym.
    nuta: W miejscu wstrzyknięcia nie będzie widoczny krwiak ani zmiana.
  4. Jeśli końcówka igły przesunie się podczas wprowadzania strzykawki, należy wyjąć igłę i ponowić procedurę wprowadzania igły bardziej proksymalnie do żyły ogonowej po stronie ipsilateralnej. Nie używać ponownie tej samej igły, jeśli próbowany jest inny punkt ponownego wprowadzenia.
    nuta: Alternatywnie wstrzyknięcie można wykonać za pomocą cewnika dożylnego ze wskaźnikiem przepływu krwi (patrz tabela materiałów). Ma to tę zaletę, że zapewnia wizualne potwierdzenie cewnika podczas nakłucia żyły. Wprowadzić cewnik skośnie do góry pod kątem opisanym wcześniej. Obserwuj natychmiastowe cofnięcie się płomienia na całej długości wskaźnika przepływu krwi, aby zapewnić prawidłowe umieszczenie. Lekkie ciśnienie wsteczne można wykorzystać do wciągnięcia krwi do strzykawki, aby potwierdzić prawidłowe umieszczenie w naczyniu przed wstrzyknięciem. Również w tym przypadku nie będzie odczuwalny żaden opór.

4. Akwizycja obrazu po wstrzyknięciu

  1. Przeprowadzić ocenę jakości po wstrzyknięciu żyły ogonowej w przedklinicznym obrazie fluorescencyjnym NIR w tej samej orientacji, co podstawowy obraz przed wstrzyknięciem. Upewnij się, że zwierzę jest nadal odpowiednio znieczulone - i będzie tak przez cały czas obrazowania - przed umieszczeniem go w imagerze.
    nuta: Należy użyć systemu obrazowania zawierającego obudowę szuflady z przyłączami anestezjologicznymi i maskę dla zwierzęcia, jeśli jest dostępny.
  2. Ustawić zwierzę na boku, aby odsłonić miejsce wstrzyknięcia (zgodnie z oznaczeniem) na bocznym ogonie. Sprawdź, czy sygnał NIRF jest obecny tylko w miejscu wstrzyknięcia. Wskazuje to na udaną iniekcję żyły ogonowej (Rysunek 1D).
    nuta: Jeśli sygnał jest rozproszony po całym ogonie, uważa się, że jest podskórny, a zatem nieskuteczny (Rysunek 1F). Rysunek 2 pokazuje dodatkowe przykłady nieudanych wstrzyknięć.

5. Kwantyfikacja obrazu

UWAGA: Kwantyfikacja obrazu może być przeprowadzona za pomocą oprogramowania do obrazowania, które jest dołączone do kamery NIR, jeśli ta funkcja jest dostępna. Alternatywnie można użyć innego dostępnego na rynku oprogramowania do analizy obrazu24.

  1. Na obrazie po wstrzyknięciu narysuj obszar zainteresowania wokół obszaru fluorescencji w miejscu wstrzyknięcia2,6.
  2. Zmierz obszar i względną intensywność fluorescencji i zapisz jako obszar/intensywność. Porównaj obrazy po wstrzyknięciu i wyjściowe obrazy sprzed wstrzyknięcia jakościowo lub ilościowo, stosując odpowiednią analizę statystyczną (w zależności od badanych grup i warunków).
    nuta: Badacz może zdecydować o progach, które odróżniają dobre zastrzyki od złych lub przypisać procent jakości do iniekcji.

Wyniki

Szczurom wstrzyknięto nanoemulsję zawierającą NIRF do bocznej żyły ogonowej, a następnie wykonano obrazy przed i po wstrzyknięciu za pomocą obrazownika dla małych zwierząt (Tabela materiałów) zgodnie z opisem w protokole. Obrazy po wstrzyknięciu poddano ocenie jakościowej pod kątem poprawności podania i podzielono na grupy „poprawne wstrzyknięcie” (n = 7) oraz „niepoprawne wstrzyknięcie” (n = 4). Ocenę jakościową przeprowadzono poprzez obserwację intensywności fluorescencji w miejscu wstrzyknięcia po zabiegu. Przy optymalnym wstrzyknięciu sygnał NIRF jest ograniczony do miejsca podania. W przypadku udanego wstrzyknięcia sygnał nie będzie widoczny, ponieważ preparat został całkowicie przetransportowany do krwiobiegu. Wstrzyknięcie o niskiej jakości objawia się sygnałem NIRF rozproszonym wzdłuż ogona.

Obrazy analizowano za pomocą dołączonego oprogramowania do obrazowania NIRF. Obszary zainteresowania (ROI) wyznaczono w miejscach obrazowania przed iniekcją (Rycina 1C, E) oraz wokół obszaru fluorescencji na obrazach po iniekcji (Rycina 1D, F). Obrazy, na których fluorescencja była widoczna na całej długości ogona, uznano za nieakceptowalne i usunięto z analizy (Rycina 2). Odnotowano pomiary powierzchni oraz intensywności fluorescencji. Obliczono i przedstawiono na wykresie wartości powierzchni/intensywności fluorescencji (Rycina 1G). W grupie „wadliwej iniekcji” zaobserwowano istotną różnicę (nieparzysty test t) w intensywności fluorescencji między obrazami przed a po iniekcji (Rycina 1G>) (p = 0,0024).

Badanie wstrzykiwania nanocząsteczek z analizą fluorescencyjną; schemat, obrazy, wykres intensywności.
Rycina 1: Nanoemulsja oparta na NIRF i obrazy żyły ogonowej. (A) Sondę biologiczną na bazie nanoemulsji zawierającą barwnik NIRF wstrzyknięto do (B) bocznej żyły ogonowej i obrazowano za pomocą obrazownika NIRF. (C i D) Obrazy przed i po wstrzyknięciu w przypadku prawidłowego podania. (E i F) Obrazy przed i po wstrzyknięciu w przypadku nieprawidłowego podania. Białe strzałki wskazują miejsce wstrzyknięcia. Możliwa jest jakościowa ocena sukcesu prawidłowego wstrzyknięcia w porównaniu do nieprawidłowego poprzez ocenę zakresu sygnału NIRF w miejscu wstrzyknięcia. Nieakceptowalne wstrzyknięcia wykazują fluorescencję na całej długości ogona i zostały usunięte z analizy (Rycina 2). (G) Obrazy mogą być również analizowane w celu uzyskania ilościowej miary intensywności fluorescencji, przy czym progi jakości wstrzyknięcia są ustalane przez badacza. Słupki błędów na wykresie odzwierciedlają SEM. Dla grupy „prawidłowe wstrzyknięcie” n = 7. Dla grupy „nieprawidłowe wstrzyknięcie” n = 4. W grupie „nieprawidłowe wstrzyknięcie” występuje statystyczna różnica w intensywności fluorescencji przy porównaniu obrazów przed i po wstrzyknięciu (nieparzysty test t; p = 0.0024). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Ekspresja białka fluorescencyjnego w kończynie myszy; wynik eksperymentu; analiza badań biomedycznych.
Rysunek 2: Przykłady nieprawidłowych iniekcji. (A) Sygnał fluorescencyjny widoczny w części ogona. (B) Sygnał fluorescencyjny widoczny na całej długości ogona. (C) Sygnał fluorescencyjny silnie rozproszony w całym ogonie oraz w obszarze ogonowym ciała zwierzęcia. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Dyskusja

Laboratoria badawcze ponoszą znaczne koszty w wyniku niewłaściwego podawania środków testowych. Iniekcje do żył ogonowych są trudną techniką do opanowania, aby osiągnąć stały wskaźnik sukcesu, a najbardziej doświadczeni technolodzy często popełniają błędy w podawaniu leków. Nie ma wiarygodnego sposobu, aby potwierdzić udane wstrzyknięcie. Protokół ten oferuje rozwiązanie tego problemu, dając naukowcom jakościową i ilościową metodę walidacji sukcesu wstrzyknięcia żyły ogonowej myszy. W tym przypadku nanoemulsja 7,8,25 znakowana NIRF zawiera wybrany środek (w tym przypadku lek) i jest obrazowana w miejscu wstrzyknięcia w obrazie NIRF dla małych zwierząt. Istnieje również możliwość opracowania środka nieopartego na nanoemulsji i wykorzystania tej samej zasady obrazowania NIRF poprzez włączenie dostępnych na rynku barwników w podczerwieni. Ponadto na rynku dostępne są również gotowe do użycia środki do obrazowania o różnych zastosowaniach, takich jak obrazowanie nowotworów, obrazowanie metaboliczne, transport komórkowy i apoptoza. Wstrzyknięcie wykonuje się za pomocą sterylnej igły lub, alternatywnie, cewnika dożylnego; Zależy to od preferencji badacza. Ponadto do pomocy w tym procesie zastosowano automatyczne wstrzykiwacze do żył ogonowych26, które są zgodne z tą metodologią. Jednak technologia ta nie jest jeszcze dostępna na rynku.

W metodzie iniekcji do żyły ogonowej istnieją ważne kroki, które zapewniają wyższy wskaźnik prawidłowego podawania środka. Po pierwsze, ogon powinien zostać oczyszczony etanolem, aby usunąć wszelkie zabrudzenia i zanieczyszczenia, co pozwoli naukowcom lepiej uwidocznić żyłę. Rozszerzenie żyły poprzez zanurzenie ogona w ciepłej wodzie jest również bardzo ważnym krokiem w metodzie, ponieważ pozwala na uzyskanie większej powierzchni do wstrzyknięcia. Wstrzyknięcie w bardziej dystalny punkt żyły ogonowej pozwala na pewien błąd, w przypadku, gdy wymagane są wielokrotne próby. Próbę wstrzyknięcia należy podjąć w bardziej proksymalnym miejscu w ogonie, w miarę jak żyła ogonowa powiększa się w miarę zbliżania się do ogonowej części ciała zwierzęcia. Ponadto można użyć przeciwległej żyły ogonowej, jeśli umieszczenie igły nie powiedzie się w więcej niż trzech do pięciu miejscach na ipsilateralnej żyle ogonowej.

Pomyślne podanie czynnika testowego powoduje niewielki lub żaden sygnał NIRF w momencie wstrzyknięcia. Jeśli podczas podawania wstrzyknięcia nie jest odczuwany żaden opór, a fluorescencja na ogonie jest niewielka lub nie ma jej wcale, wstrzyknięcie można uznać za udane. Jeśli podczas wstrzykiwania wyczuwalny jest opór, a na pewnej długości ogona znajduje się ślad sygnału NIRF, wówczas wstrzyknięcie jest rejestrowane jako nieudane i prawdopodobnie jest częściowo podskórne. Obrazy fluorescencyjne są wykonywane przed i po iniekcji, a jakość iniekcji ocenia się poprzez obserwację jakościową lub ilościową analizę sygnału fluorescencji w miejscu iniekcji. Oprogramowanie dołączone do kamery fluorescencyjnej NIR jest często w stanie przeprowadzić tę analizę.

Metodę można dostosować na kilka sposobów. Ma zastosowanie do wstrzykiwania żyły ogonowej zarówno u myszy, jak i szczurów. Większość kamer fluorescencyjnych NIR dla małych zwierząt będzie w stanie pomieścić mysie gryzonie. Poziomy znieczulenia należy dostosować w zależności od masy ciała zwierzęcia, zgodnie z protokołem IACUC laboratorium badawczego. Inną możliwą modyfikacją jest przygotowanie sondy nieopartej na nanoemulsji poprzez dodanie barwnika w podczerwieni do środka opracowanego przez badacza lub poprzez zakup gotowego do użycia środka do obrazowania, dostosowanego do konkretnego zastosowania biologicznego.

Jeśli szczur jest stosunkowo duży, często może być trudno ustawić go w obrazie małych zwierząt. W związku z tym zaleca się, aby przed wstrzyknięciem wykonać zdjęcie testowe zwierzęcia w szufladzie i ustalić pole widzenia w miejscu, w którym widoczny jest ogon. Pomocne jest przyklejenie ogona do szuflady imagera, aby upewnić się, że nie porusza się podczas obrazowania.

Alternatywne metody mające na celu ocenę jakości iniekcji do żył ogonowych u małych zwierząt ograniczają się do stosowania odczynników do znakowania, które nie kolidują z równoległymi procedurami doświadczalnymi i wymagają eutanazji zwierząt po wstrzyknięciu12,13. Niektóre odczynniki mogą mieć wpływ na wyniki badań i ocenę terapeutyczną zwierząt biorących udział w badaniu, dlatego zaleca się ostrożność w projektowaniu eksperymentu.

Metoda ta może w przyszłości zostać udoskonalona dzięki postępom w technologii obrazowania małych zwierząt, a także ulepszeniom w sondach fluorescencyjnych w podczerwieni. Sondy biologiczne z wbudowanym barwnikiem w podczerwieni, przeznaczone do wielu różnych zastosowań, mogą być używane na etapie podawania środka w projekcie badania w celu walidacji jakości wstrzyknięcia, jak opisano w niniejszej metodzie 2,3,27,28,29,30,31,32.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

J.A.P. i J.M.J. wspólnie zaprojektowali eksperymentalne podejście do oceny nanoemulsji w szczurzym modelu przewlekłego zwężenia pod kątem wpływu na ból neuropatyczny. J.M.J. wymyślił i zaprojektował ogólne podejście do dostarczania leków ukierunkowane na makrofagi za pomocą nanoemulsji, składu nanoemulsji i procesów wytwarzania. J.M.J. wyprodukował nanoemulsję, która była dalej wytwarzana przez L.L. pod kierunkiem J.M.J. Stabilność nanoemulsji została oceniona przez J.M.J., L.L. i S.P. Opieka nad zwierzętami, chirurgia, zachowanie, iniekcje do żył ogonowych i obrazowanie NIRF zostały przeprowadzone wspólnie przez M.S. i A.M.S. pod kierunkiem J.A.P. Rękopis został napisany i przygotowany przez M.S., a protokół został napisany przez A.M.S.

Obrazowanie optyczne NIR zostało wykonane na Systemie Obrazowania Małych Zwierząt na Uniwersytecie Duquesne (wspieranym przez Pittsburgh Tissue Engineering Initiative Seed Grant). J.M.J. dziękuje za wsparcie od Departamentu Obrony o numerze FA8650-17-2-6836, nagrody NIDA o numerze 1R21DA039621-01, nagrody NIBIB o numerze R21EB023104-02 oraz nagrody AFMSA o numerze FA8650-17-2-6836. J.A.P. i J.M.J. potwierdzają wsparcie od Pittsburgh Tissue Engineering Initiative Seed Grant. J.A.P. również potwierdza Hunkele Dreaded Disease Award, Fundacja Samuela i Emmy Wintersów, Fundusz Charlesa Henry'ego Leacha II oraz Nagroda Commonwealth Universal Research Enhancement Award. J.A.P. i J.M.J. dziękują za wsparcie ze strony grantu Interdyscyplinarnego Konsorcjum Badawczego rektora Uniwersytetu Duquesne, które wspiera Konsorcjum Badawcze Bólu Przewlekłego.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
100% zbiornik tlenupowietrza AirGas Heathcaren/aDo wentylacji zwierzęcia.
70% etanoluWiele źródełnie dotyczy
Wkładki alkoholoweHenry Schein112-6131
Sztuczne łzyHenry Schein100-2634Chroni to oczy szczurów podczas znieczulenia.
ZlewkaWiele źródełnie dotyczyUtrzymuje ciepłą wodę, aby rozszerzyć żyły ogona.
Woda destylowanaWiele źródełnie dotyczy
Wentylatory wyciągoweTechnologie zagrożeńnie dotyczyDo wentylacji laboratorium, jeśli nie jest wbudowane.
Maska na twarzWiele źródełnie dotyczy
Komora gazowa z rurką i maską na twarzWiele źródełnie dotyczy
GazyHenry Schein100-2634
Czepek do włosówźródełnie dotyczy
Lampa grzewczaWiele źródełnie
Poduszka grzewczaWiele źródełnie dotyczy
IsofluraneSouthmedic Inc.ND66794-013-25
Wyściełana ławkatkaniny pudełkowej Products Inc.026755100I
Pearl Small Animal ImagerLi-COR Biosciences
Pearl Trilogy System obrazowania małych zwierzątLI-COR Biosciencesn/aWycena dostępna na stronie internetowej producenta. Inni producenci, tacy jak Perkin Elmer (VisEn Medical FMT), oferują przedkliniczne obrazowniki fluorescencyjne NIR.
Peelingi, fartuch laboratoryjny, ochraniacze na butyWiele źródełnie dotyczy
pojemnika na ostre przedmiotyWiele źródełnie dotyczy
specjalnej dietyResearch Diets, Inc, New Brunswick, NJ
Szczury Sprague-DawleyHilltop Animals, Springdale, PA
Sterylna nasadka do wstrzykiwańWiele źródełnie dotyczy
Sterylna igła, 27 GWiele źródełnie dotyczy
Cewnik SURFLO IV, 24 G, żółtyTERUMOSR+OX2419C1Jest to alternatywa dla stosowania sterylnej igły. Stanowi dodatkowe wskazanie prawidłowego wprowadzenia żylnego.
Rękawice chirurgiczneWiele źródełnie dotyczy
Taśma chirurgicznaWiele źródełnie dotyczy
Wiele dotyczy z

Bibliografia

  1. Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder, M. A. Administration of substances to laboratory animals: routes of administration and factors to consider. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science: JAALAS. 50 (5), 600-613 (2011).
  2. Janjic, J. M., et al. Low-dose NSAIDs reduce pain via macrophage targeted nanoemulsion delivery to neuroinflammation of the sciatic nerve in rat. Journal of Neuroimmunology. 318, 72-79 (2018).
  3. Patel, S. K., Beaino, W., Anderson, C. J., Janjic, J. M. Theranostic nanoemulsions for macrophage COX-2 inhibition in a murine inflammation model. Clinical Immunology. 160 (1), 59-70 (2015).
  4. Patel, S. K., Janjic, J. M. Macrophage targeted theranostics as personalized nanomedicine strategies for inflammatory diseases. Theranostics. 5 (2), 150-172 (2015).
  5. Patel, S. K., Zhang, Y., Pollock, J. A., Janjic, J. M. Cyclooxgenase-2 inhibiting perfluoropoly (ethylene glycol) ether theranostic nanoemulsions-in vitro study. PLOS ONE. 8 (2), 55802(2013).
  6. Liu, L., Bagia, C., Janjic, J. M. The First Scale-Up Production of Theranostic Nanoemulsions. BioResearch Open Access. 4 (1), 218-228 (2015).
  7. Patel, S. K., Patrick, M. J., Pollock, J. A., Janjic, J. M. Two-color fluorescent (near-infrared and visible) triphasic perfluorocarbon nanoemuslions. Journal of Biomedical Optics. 18 (10), 101312(2013).
  8. O'Hanlon, C. E., Amede, K. G., O'Hare, M. R., Janjic, J. M. NIR-labeled perfluoropolyether nanoemulsions for drug delivery and imaging. Journal of Fluorine Chemistry. 137, 27-33 (2012).
  9. Bennett, G. J., Xie, Y. K. A peripheral mononeuropathy in rat that produces disorders of pain sensation like those seen in man. Pain. , (1988).
  10. Vasudeva, K., et al. In vivo and systems biology studies implicate IL-18 as a central mediator in chronic pain. Journal of Neuroimmunology. 283, 43-49 (2015).
  11. Vasudeva, K., et al. Imaging neuroinflammation in vivo in a neuropathic pain rat model with near-infrared fluorescence and (1)(9)F magnetic resonance. PLOS ONE. 9 (2), 90589(2014).
  12. Cheng, Y., Liu, M., Hu, H., Liu, D., Zhou, S. Development, Optimization, and Characterization of PEGylated Nanoemulsion of Prostaglandin E1 for Long Circulation. AAPS PharmSciTech. 17 (2), 409-417 (2016).
  13. Fofaria, N. M., Qhattal, H. S., Liu, X., Srivastava, S. K. Nanoemulsion formulations for anti-cancer agent piplartine--Characterization, toxicological, pharmacokinetics and efficacy studies. International Journal of Pharmaceutics. 498 (1-2), 12-22 (2016).
  14. Ganta, S., et al. EGFR Targeted Theranostic Nanoemulsion for Image-Guided Ovarian Cancer Therapy. Pharmaceutical Research. 32 (8), 2753-2763 (2015).
  15. Shah, L., Kulkarni, P., Ferris, C., Amiji, M. M. Analgesic efficacy and safety of DALDA peptide analog delivery to the brain using oil-in-water nanoemulsion formulation. Pharmaceutical Research. 31 (10), 2724-2734 (2014).
  16. Maruyama, H., et al. High-level expression of naked DNA delivered to rat liver via tail vein injection. Journal of Gene Medicine. , (2002).
  17. Hibbitt, O. C., et al. Delivery and long-term expression of a 135 kb LDLR genomic DNA locus in vivo by hydrodynamic tail vein injection. Journal of Gene Medicine. , (2007).
  18. Sebestyén, M. G., et al. Mechanism of plasmid delivery by hydrodynamic tail vein injection. I. Hepatocyte uptake of various molecules. Journal of Gene Medicine. , (2006).
  19. Budker, V. G., et al. Mechanism of plasmid delivery by hydrodynamic tain vein injection. II. Morphological studies. Journal of Gene Medicine. , (2006).
  20. Lecocq, M., et al. Uptake by mouse liver and intracellular fate of plasmid DNA after a rapid tail vein injection of a small or a large volume. Journal of Gene Medicine. , (2003).
  21. Park, S., Park, H. -M., Sun, S. -H. Single-dose Intravenous Injection Toxicity of Water-soluble Danggui Pharmacopuncture (WDP) in Sprague-Dawley Rats. Journal of Pharmacopuncture. 21 (2), 104-111 (2018).
  22. Zhang, X., et al. Activatable fluorescence detection of epidermal growth factor receptor positive mediastinal lymph nodes in murine lung cancer model. PLOS ONE. 13 (6), 0198224(2018).
  23. Liu, G., et al. Tracking of transplanted human umbilical cord-derived mesenchymal stem cells labeled with fluorescent probe in a mouse model of acute lung injury. International Journal of Molecular Medicine. 41 (5), 2527-2534 (2018).
  24. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  25. Janjic, J. M., Srinivas, M., Kadayakkara, D. K., Ahrens, E. T. Self-delivering nanoemulsions for dual fluorine-19 MRI and fluorescence detection. Journal of the American Chemical Society. 130 (9), 2832-2841 (2008).
  26. Chang, Y. -C., et al. An Automated Mouse Tail Vascular Access System by Vision and Pressure Feedback. IEEE/ASME Transactions on Mechatronics. 20 (4), 1616-1623 (2015).
  27. Chen, Q., et al. Theranostic imaging of liver cancer using targeted optical/MRI dual-modal probes. Oncotarget. 8 (20), 32741-32751 (2017).
  28. Tansi, F. L., et al. Activatable bispecific liposomes bearing fibroblast activation protein directed single chain fragment/Trastuzumab deliver encapsulated cargo into the nuclei of tumor cells and the tumor microenvironment simultaneously. Acta Biomaterialia. 54, 281-293 (2017).
  29. Li, S., Johnson, J., Peck, A., Xie, Q. Near infrared fluorescent imaging of brain tumor with IR780 dye incorporated phospholipid nanoparticles. Journal of Translational Medicine. , (2017).
  30. Gao, M., Yu, F., Lv, C., Choo, J., Chen, L. Fluorescent chemical probes for accurate tumor diagnosis and targeting therapy. Chemical Society Reviews. , (2017).
  31. Wang, R., Han, X., You, J., Yu, F., Chen, L. Ratiometric Near-Infrared Fluorescent Probe for Synergistic Detection of Monoamine Oxidase B and Its Contribution to Oxidative Stress in Cell and Mice Aging Models. Analytical Chemistry. 90 (6), 4054-4061 (2018).
  32. Han, X., Song, X., Yu, F., Chen, L. A Ratiometric Near-Infrared Fluorescent Probe for Quantification and Evaluation of Selenocysteine-Protective Effects in Acute Inflammation. Advanced Functional Materials. 27 (28), 1700769(2017).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Iniekcja do żyły ogonowejfluorescencja w bliskiej podczerwieniżyła ogonowa szczurawalidacja podania dożylnegoobrazowanie fluorescencyjneumiejscowienie igłycofka krwiobrazowy system NIRFocena miejsca iniekcjiusuwanie czynnika
Nowa najlepsza praktyka walidacji iniekcji do żył ogonowych u szczurów za pomocą środków znakowanych w bliskiej podczerwieni
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.