Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Onkogenny, indukowany hepatocytami, ortotopowy mysi model raka wątrobowokomórkowego powstającego w warunkach zapalenia i zwłóknienia wątroby

8.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/59368

⸱

12 września 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, University of Missouri-Columbia, 2Ellis Fischel Cancer Center, University of Missouri-Columbia, 3Molecular Microbiology and Immunology, University of Missouri-Columbia

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj opisujemy rozwój klinicznie istotnego mysiego modelu raka wątroby, podsumowującego typowe cechy immunologiczne raka wątrobowokomórkowego (HCC).

Streszczenie

Brak klinicznie istotnego modelu zwierzęcego odnoszącego się do typowych cech immunologicznych raka wątrobowokomórkowego (HCC) znacznie utrudnił wyjaśnienie mechanizmów leżących u podstaw i rozwój innowacyjnych strategii immunoterapeutycznych. Aby opracować idealny model zwierzęcy podsumowujący ludzki HCC, immunokompetentne samce myszy C57BL / 6J najpierw otrzymują zastrzyk z czterochlorku węgla (CCl4) w celu wywołania zwłóknienia wątroby, a następnie otrzymują histologicznie normalne hepatocyty onkogenne od młodych samców myszy transgenicznych z antygenem T SV40 (TAg) (MTD2) przez inokulację dośledzionową (ISPL). Androgen wytwarzany u samców myszy biorcy w okresie dojrzewania inicjuje ekspresję TAg pod kontrolą promotora specyficznego dla wątroby. W rezultacie przeniesione hepatocyty stają się komórkami rakowymi i tworzą masy guza w warunkach zwłóknienia wątroby/marskości wątroby. Ten nowatorski model naśladuje inicjację i progresję HCC u ludzi w kontekście zwłóknienia/marskości wątroby i odzwierciedla najbardziej typowe cechy HCC u ludzi, w tym dysfunkcję układu odpornościowego.

Wprowadzenie

Rak wątrobowokomórkowy (HCC) jest najszybciej rozwijającym się typem nowotworu w Stanach Zjednoczonych (US)1,2,3. Każdego roku diagnozuje się około 850 000 nowych przypadków4,5 i 700 000 pacjentów umiera z powodu tej śmiertelnej choroby6,7,8,9,10, co czyni ją drugą najczęstszą przyczyną zgonów związanych z rakiem na świecie. Leczenie HCC obejmuje resekcję chirurgiczną, przeszczep, ablację, chemoembolizację lub terapie ogólnoustrojowe, takie jak sorafenib11. Wczesna diagnoza i leczenie z resekcją chirurgiczną lub przeszczepem mają najwyższą korzyść w zakresie przeżycia całkowitego4. Niestety, większość pacjentów zgłasza się w późniejszym stadium i wymaga leczenia za pomocą ablacji, chemoembolizacji lub sorafenibu12. Sorafenib, receptorowy inhibitor kinazy tyrozynowej (RTKI), został zatwierdzony przez Agencję ds. Żywności i Leków w 2008 r. jako jedyna ogólnoustrojowa terapia lekowa dostępna w leczeniu nieoperacyjnego HCC. Chociaż lek zapewnia tylko niewielki wzrost całkowitego przeżycia, z 7,9 do 10,7 miesiąca13, zapewnił nową strategię terapeutyczną, którą można wykorzystać do leczenia HCC.

Manipulowanie układem odpornościowym w celu wyeliminowania istniejących nowotworów to szybko rozwijająca się dziedzina badań nad rakiem14. Badania nad immunologicznymi punktami kontrolnymi znacznie przyczyniły się do rozwoju leków immunoterapeutycznych w leczeniu raka15,16. FDA zatwierdziła stosowanie przeciwciał (Abs) przeciwko cytotoksycznemu antygenowi 4 limfocytów T (CTLA-4), białku programowanej śmierci komórki 1 (PD-1) i jego ligandowi PD-L1 w leczeniu czerniaka, raka płuc, raka głowy i szyi oraz raka pęcherza moczowego17,18,19,20. Badania kliniczne monoterapii lub terapii skojarzonej z wykorzystaniem jednego lub wielu przeciwciał przeciwko PD-1, PD-L1 lub CTLA-4 w leczeniu zaawansowanego HCC są w toku21,22,23, a niektóre badania wykazały korzystne wyniki. W 2017 roku FDA udzieliła przyspieszonego zatwierdzenia przeciwciała anty-PD-1 w leczeniu pacjentów z HCC, którzy są oporni na sorafenib, ale ogólny wskaźnik odpowiedzi na tę terapię wynosi tylko 14,3%. Inne strategie nie zostały jeszcze przełożone na praktykę kliniczną24,25. Przezwyciężanie głębokiej tolerancji immunologicznej wywołanej przez nowotwór w celu poprawy terapii immunologicznych punktów kontrolnych26; przewidywanie skuteczności terapii immunologicznych punktów kontrolnych; zapobieganie niepożądanym oddziałaniom immunologicznym; optymalizacja drogi podawania, dawkowania i częstotliwości; i znalezienie skutecznych kombinacji terapii27,28,29 pozostają niezwykle trudnymi zadaniami.

Obecnie istnieje kilka konwencjonalnych metod stosowanych do indukowania HCC w modelach mysich i są one stosowane w zależności od konkretnego pytania badawczego badacza30. Chemicznie indukowane mysie modele HCC ze związkami genotoksycznymi naśladują nowotwór złośliwy wywołany urazem. Modele ksenoprzeszczepów poprzez ektopową lub ortotopową implantację linii komórkowych HCC nadają się do badań przesiewowych leków. Pewna liczba genetycznie zmodyfikowanych myszy została zmodyfikowana w celu zbadania patofizjologii HCC. Myszy transgeniczne wykazujące ekspresję genów wirusowych, onkogenów i/lub czynników wzrostu pozwalają na identyfikację szlaków zaangażowanych w hepatokarcynogenezę. Ze względu na nieodłączne ograniczenia, modele te nie podsumowują typowych cech immunologicznych obserwowanych u ludzkiego HCC, co znacznie utrudniło wyjaśnienie mechanizmów leżących u podstaw i opracowanie innowacyjnych strategii immunoterapeutycznych14,15. Niedawno stworzyliśmy klinicznie istotny model mysi. Ten nowatorski model nie tylko naśladuje inicjację i progresję HCC u ludzi, ale także odzwierciedla najbardziej typowe cechy choroby człowieka, w tym dysfunkcję immunologiczną. Scharakteryzowaliśmy jego charakterystykę biologiczną i immunologiczną. Wykorzystując ten nowatorski model, zbadaliśmy różne strategie immunoterapeutyczne w leczeniu HCC31,32,33,34,35,36,37. Ta unikalna platforma pozwala nam badać mechanizmy immunotolerancji indukowanej przez nowotwór i opracowywać strategie terapeutyczne potwierdzające słuszność koncepcji HCC w kierunku ostatecznego przełożenia klinicznego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

UWAGA: Wszystkie procedury, w tym tematy zwierzęce, zostały zatwierdzone przez IACUC na Uniwersytecie Missouri. Wszystkie myszy otrzymały humanitarną opiekę zgodnie z kryteriami określonymi w "Przewodniku dotyczącym opieki nad zwierzętami laboratoryjnymi i ich wykorzystywania". Poniższa procedura izolacji i inokulacji komórek powinna być wykonywana w kapturze. Wszyscy wykonawcy powinni nosić standardowe środki ochrony osobistej do obchodzenia się z myszami i tkankami.

1. Indukcja zwłóknienia wątroby i marskości wątroby za pomocą iniekcji IP czterochlorku węgla (CCl4)

UWAGA: Zobacz Rysunek 1. (CCl4 jest bardzo niebezpiecznym odczynnikiem, należy obchodzić się z nim ostrożnie i w rękawicach odpornych na chemikalia)

  1. Uzyskaj samce myszy C57BL/6J w wieku od sześciu do ośmiu tygodni (patrz tabela materiałów).
  2. Przygotować 10% roztwórCCl 4 (v/v) w oleju kukurydzianym w probówce wirówkowej. Określ całkowitą objętość na podstawie liczby myszy do wstrzyknięcia (patrz krok 1.6).
  3. Użyj odpowiedniej techniki obchodzenia się z myszami, aby wybrać jedną mysz do wstrzyknięcia.
  4. Ręcznie przytrzymuj mysz grzbietową (brzuszną) stroną do góry.
  5. Oczyścić miejsce wstrzyknięcia na ścianie brzucha myszy, szorując je 70% alkoholem.
  6. Wstrzyknąć samcom myszy C57BL/6J 160 μl 10% roztworuCCl 4 przez wstrzyknięcie dootrzewnowe (IP) za pomocą jednorazowej igły o rozmiarze 25.
  7. Upewnij się, że igła przechodzi tylko przez ścianę brzucha (około 4-5 mm) skośną stroną do góry i lekko pochyloną pod kątem 15-20 stopni.
  8. Wstrzykuj myszy dwa razy w tygodniu przez łącznie cztery tygodnie - każda mysz otrzyma w sumie osiem zastrzyków.
    UWAGA: Dwa tygodnie po ostatnim wstrzyknięciu leczone myszy są gotowe do inokulacji ISPL hepatocytów onkogennych od myszy MTD2.

2. Izolowanie transgenicznych hepatocytów Tag-transgenicznych od myszy linii MTD2

UWAGA: Zobacz Tabelę 1 dla przepisów na roztwory.

10x Zbilansowany roztwór soli Earle'a bez Ca lub Mg (EBSS bez Ca lub Mg) 4 g KCl
68 g NaCl
1,4 g NaH2PO4·H2O
10 g dekstrozy
Dodaj wodę do 1 litra, pH do 4,32
Filtr przechodzący przez Rozwiązanie 1 20 ml 10x EBSS bez Ca lub Mg
44 g NaHCO3
1,33 ml 1,5 mln Hepes
10 ml 10 ml EGTA
Dodaj wodę do 200 ml Rozwiązanie 2 100 ml 10x EBSS
2,2 g NaHCO3
6,67 ml 1,5 M Hepes
Dodaj wodę do 1 litra 0,75% roztwór kolagenazy 15 mg kolagenazy typu 1
20 ml roztworu 2 Kompletny średni 2 obr./min
50 ml FBS
5 ml 100x penicylina-streptomycyna

Tabela 1: Przepisy na rozwiązania.

  1. Uzyskaj linię MTD2 myszy38, aby służyć jako źródło onkogennych hepatocytów.
  2. Znieczulenie 5-tygodniowych myszy MTD2 za pomocą 2,5% izofluranu.
    UWAGA: Prawidłowe znieczulenie zostanie sprawdzone metodą szczypania palców u stóp. Krótko mówiąc, używając dwóch palców, dobrze ściśnij palec u nogi/stopę myszy. Jeśli nie ma reakcji odstawiennej, zwierzę jest oceniane na tyle głęboko, aby rozpocząć operację.
  3. Po odpowiednim uspokojeniu umieść myszy w pozycji leżącej na plecach i przymocuj kończyny taśmą, aby zapewnić odpowiednią ekspozycję powierzchni brzucha.
  4. Wykonaj nacięcie laparotomii w linii środkowej za pomocą nożyczek wzdłuż długości linii białej, wystarczająco dużej, aby zapewnić odpowiednią ekspozycję wątroby.
  5. Przesuń jelita w lewo, aby zapewnić lepszą ekspozycję triady wątroby i wrotnej.
  6. Wypreparuj powyżej wątroby, aby odsłonić żyłę główną dolną (IVC).
  7. Podwiązać IVC nad wątrobą za pomocą zacisku tętniczego.
  8. Wracając do dolnej granicy wątroby, użyj igły motylkowej (patrz materiały), aby uzyskać dożylny dostęp do żyły wrotnej. Zamocuj cewnik ręcznie.
  9. Kolejno perfundować wątrobę myszy za pomocą strzykawki do wstrzykiwań w tempie 8,9 ml/min z 15 ml roztworu 1, 15 ml 0,75% roztworu kolagenazy 2 i 15 ml roztworu 2 przez cewnik.
  10. Zbierz perfundowaną wątrobę, tnąc i pobierając masę guza od myszy MTD2 w stożkowej probówce o pojemności 50 ml z 10-15 ml PBS.
  11. Usunąć PBS i przemyć jeszcze raz PBS; na tym etapie nie odwirowywać.
  12. Pokrój wątrobę na mniejsze kawałki za pomocą nożyczek, a następnie ponownie umyj PBS 2x, aby usunąć pozostałą krew.
  13. Dodaj 5 ml kompletnej pożywki RPMI do stożkowej probówki i ciągle miel wątrobę nożyczkami na małe kawałki (<3 mm) - tkanka powinna płynnie przejść przez pipetę o pojemności 5 ml.
  14. Dodaj cały RPMI do końcowej objętości 30 ml i zawiesić wątrobę za pomocą pipety o pojemności 5 ml.
  15. Przefiltrować zmieszany roztwór za pomocą sitka o pojemności 70 μm do stożkowej probówki o pojemności 50 ml.
  16. Umyj sitko kilka razy z pełnym RPMI i dostosuj końcową objętość do 50 ml, dodając dodatkowe medium RPMI.
  17. Zawiesinę należy szybko odwirować za pomocą wirówki do maksymalnej prędkości 500 obr./min; po zwiększeniu prędkości do 50 x g wirówkę należy zatrzymać.
  18. Zdekantować supernatant i zawiesić granulki w 20 ml PBS.
  19. Policz komórki za pomocą wykluczenia błękitu trypanowego i hemocytometru, a następnie dostosuj stężenie komórek do 2,5 x 106/ml dla następnego inokulacji komórek.
    UWAGA: Oczekiwany plon z 5 gramów tkanki nowotworowej to 80 milionów hepatocytów o żywotności >95%.

3. Inokulacja hepatocytów od myszy MTD2 do wątroby myszy dzikiego typu C57BL/6J przez wstrzyknięcie ISPL

  1. We wszystkich procedurach należy stosować technikę aseptyczną
  2. Znieczulenie samców myszy C57BL/6J leczonych CCl4 2,5% izofluranem, myszy należy potraktować lubrykantem do oczu, aby zapobiec wysuszeniu oczu.
  3. Przygotować strzykawki z 200 μl hepatocytów do wstrzykiwań.
  4. Po odpowiednim uspokojeniu ustaw myszy lewą stroną do góry.
  5. Ogol cały lewy bok myszy, a następnie wyszoruj obszar, trzykrotnie dolewając na przemian 70% alkoholu i betadyny.
  6. Podawać 5 mg/kg karprofenu podskórnie przed nacięciem chirurgicznym.
  7. Wykonaj 1 cm nacięcie na lewym boku równolegle do 13. żebra od skrajności grzbietowej, zaczynając tuż poniżej mięśnia kręgosłupa.
  8. Zidentyfikuj śledzionę, a następnie zewnętrznij ją za pomocą tępo zakończonych kleszczy.
  9. Przytnij śledzionę dwoma średniej wielkości tytanowymi klipsami. Umieść oba klipsy między tętnicą śledzionową a żyłą, pozostawiając miejsce między klipsami do przecięcia później po zaszczepieniu.
    UWAGA: Celem jest odizolowanie dolnego bieguna śledziony, aby zmniejszyć ryzyko wysiewu.
  10. Wstrzyknąć 200 μl (0,5 miliona) przygotowanych hepatocytów do dolnego bieguna śledziony za pomocą igły 27 G.
  11. Przytnij dolną gałąź szypułki (dolne naczynia biegunowe śledziony) jednym średniej wielkości klipsem.
  12. Przetnij śledzionę między dwoma początkowo umieszczonymi klipsami.
  13. Usuń dolny biegun śledziony, do którego bezpośrednio wstrzyknięto komórki nowotworowe.
  14. Użyj przerywanego szycia poliglaktyny 3-0 910, aby zamknąć wewnętrzną warstwę mięśniową.
  15. Użyj wysterylizowanych stalowych klipsów do nawijania, aby zamknąć zewnętrzną warstwę skóry.
    UWAGA: Stalowe klipsy są preferowane zamiast szwów, aby uniknąć przeżuwania szwów przez zwierzęta, pozostawiając otwartą ranę.
  16. Podawać 5 mg/kg karprofenu podskórnie po założeniu szwu.
  17. Umieść wszystkie zdrowiejące zwierzęta na poduszce grzewczej o kontrolowanej temperaturze i uważnie monitoruj, aż do całkowitego wyzdrowienia ze znieczulenia.
  18. Daj myszom swobodny dostęp do wody po zabiegu. Jeśli mysz odwodni się podczas operacji, podaj płyny podskórne (<1 ml).
  19. Usuń klipsy skórne po 7-10 dniach od operacji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Onkogenne hepatocyty wyizolowane z myszy transgenicznych TAg (Rysunek 2) wszczepiono do wątroby myszy typu dzikiego poprzez wtryskiwanie dospleniczne (Rysunek 3). Przeszczepione hepatocyty skutecznie i wiarygodnie wytworzyły ortotopowe guzy HCC (Rysunek 4) z antygenem swoistym dla guza SV40 TAg (Rysunek 5) w warunkach zapalenia i włóknienia wątroby (Rysunek 1).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Dzięki temu protokołowi stworzyliśmy wiarygodny i powtarzalny mysi model HCC, który naśladuje inicjację i progresję HCC u ludzi. Klinicznie wiele czynników ryzyka kolejno indukuje uszkodzenie wątroby, zwłóknienie wątroby, marskość wątroby i końcowy etap HCC. W naszym protokole wstrzyknięcie IP CCl4 służy najpierw do wytworzenia zwłóknienia wątroby u myszy typu dzikiego, co pozwala kolejnym hepatocytom onkogennym na tworzenie guzów w warunkach zwłóknienia wątroby. Odkryliśmy, że tworzenie guza wystąpiło najskut...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Nie ma nikogo do zadeklarowania.

Podziękowania

Ta praca jest wspierana przez NIH/NCI R01 CA164335-01A1 (K. F. Staveley-O'Carroll, PI) oraz NIH/NCI R01CA208396 (Mark Kester, Guangfu Li, Kevin F. Staveley-O'Carroll).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Aparat anestezjologicznyVETEQUIPIMPAC6anestezjologiczny do zabiegu Igła
motylkowaBD8122963Igła używana do perfuzji wątroby
Myszy C57BL/6Jackson Lab000664 Myszy stosowane w prototolu
CarprofenCRESCENT CHEMICAL20402karprofen do uwalniania bólu
Sitko komórkowe CORNINGREF 431751Sitko do komórek, 70µ m, do izolacji hepatocytów
WirówkaBeckman CoulterAllegra X-30RWirówka do izolacji komórek
Klipsy Teleflex MedicalREF 523700Tytanowe klipsy do śledziony
MikroskopZeissPrimovert mikroskop do obserwacji komórek
Myszy Mtd2Nie dotyczyPrezent od dr Williama A Odbył się w Roswell Park Cancer Institute w 2002 roku, utrzymywany w naszym laboratorium
IgłaBDREF 305109Igła BD Igła do precyzyjnego ślizgu, 27G x 1/2 (0,4 mm x 13 mm)
SzewETHICONJ303Hpowlekany szew VICRYL
SV40 T AgAbcamab16879anty-SV40 anty-antygenowe antygenowe antygenowe SV40 do
strzykawkiBDREF 3096261 ml strzykawka TB do wstrzykiwań komórkowych
Błękit trypanowySIGMAT 8154Roztwór błękitu trypanowego do badania żywotności komórek
Klipsy do ranReflexreflex9, nr kat. 201-1000klipsy ze stali nierdzewnej do zamykania ran
aparat przeciwciało IHC

Bibliografia

  1. O'Connor, S., Ward, J. W. Hepatocellular carcinoma - United States. Morbidity and Mortality Weekly Report. 59, 517-520 (2010).
  2. Petrick, J., Kelly, S., Altekruse, S., McGlynn, K., Rosenberg, P. Future of Hepatocellular Carcinoma Incidence in the United States Forecast Through 2030. Journal of clinical oncology: official journal of the American Society of Clinical Oncology. 34, 1787-1794 (2016).
  3. Greten, T., Lai, C., Li, G., Staveley-O'Carroll, K. Targeted and Immune-based Therapies for Hepatocellular Carcinoma. Gastroenterology. 156, 510-524 (2019).
  4. Llovet, J., Zucman-Rossi, J., Pikarsky, E., Sangro, B., Schwartz, M., Sherman, M., Gores, G. Hepatocellular Carcinoma. Nature reviews. Disease primers. 2, 16018(2016).
  5. Ding, X., et al. Precision medicine for hepatocellular carcinoma: driver mutations and targeted therapy. Oncotarget. 8, 55715-55730 (2017).
  6. Colombo, M., Maisonneuve, P. Controlling liver cancer mortality on a global scale: still a long way to go. Journal of Hepatology. 67, 216-217 (2017).
  7. Llovet, J., Burroughs, A., Bruix, J. Hepatocellular carcinoma. Lancet. 362, 1907-1917 (2003).
  8. Parkin, D., Bray, F., Ferlay, J., Pisani, P. Estimating the world cancer burden: Globocan 2000. International Journal of Cancer. 94, 153-156 (2001).
  9. Thomas, M., Zhu, A. Hepocellular carcinoma: the need for progress. Journal of Clinical Oncology. 23, 2892-2899 (2005).
  10. Llovet, J., Bruix, J. Molecular targeted therapies in hepatocellular carcinoma. Hepatology. 48, 1312-1327 (2008).
  11. Bruix, J., Sherman, M. Management of hepatocellular carcinoma: an update. Hepatology. 53, 1020-1022 (2011).
  12. Pang, T., Lam, V. Surgical management of hepatocellular carcinoma. World Journal of Hepatology. 7, 245-252 (2015).
  13. Llovet, J., et al. Design and endpoints of clinical trials in hepatocellular carcinoma. Journal of the National Cancer Institution. 100, 698-711 (2008).
  14. Mueller, K. Cancer immunology and immunotherapy. Realizing the promise. Introduction. Science. 348, 54-55 (2015).
  15. Gajewski, T., Schreiber, H., Fu, Y. Innate and adaptive immune cells in the tumor microenvironment. Nature Immunology. 14, 1014-1022 (2013).
  16. Ribas, A., Wolchok, J. Combining cancer immunotherapy and targeted therapy. Current Opinion in Immunology. 25, 291-296 (2013).
  17. Postow, M., Callahan, M., Wolchok, J. Immune checkpoint blockade in cancer therapy. Journal of Clinical Oncology: Official Journal of the American Society of Clinical Oncology. 33, 1974-1982 (2015).
  18. Gao, J., et al. VISTA is an inhibitory immune checkpoint that is increased in ipilimumab therapy in patients with prostate cancer. Nature Medicine. 23, 551-555 (2017).
  19. Hahn, A., Gill, D., Pal, S., Agarwal, N. The future of immune checkpoint cancer therapy after PD-1 and CTLA-4. Immunotherapy. 9, 681-692 (2017).
  20. Remon, J., Besse, B. Immune checkpoint inhibitors in first-line therapy of advanced non-small cell lung cancer. Current Opinion in Oncology. 29, 97-104 (2017).
  21. Kudo, M. Immune checkpoint blockade in hepatocellular carcinoma: 2017 update. Liver Cancer. 6, 1-12 (2017).
  22. Kudo, M. Immune checkpoint inhibition in hepatocellular carcinoma: Basics and ongoing clinical trials. Oncology. 92, 50-62 (2017).
  23. Breous, E., Thimme, R. Potential of immunotherapy for hepatocellular carcinoma. Journal of Hepatology. 54, 830-834 (2011).
  24. Sprinzl, M., Galle, P. Facing the dawn of immunotherapy for hepatocellular carcinoma. Journal of Hepatology. 59, 9-10 (2013).
  25. Liu, D., Staveley-O'Carroll, K., Li, G. Immune-based therapy clinical trials in hepatocellular carcinoma. Journal of Clinical Cell Immunology. 6, 376(2015).
  26. Greten, T., Wang, X., Korangy, F. Current concepts of immune based treatments for patients with HCC: from basic science to novel treatment approaches. Gut. 64, 842-848 (2015).
  27. Koster, B., de Gruijl, T., van den Eertwegh, A. Recent developments and future challenges in immune checkpoint inhibitory cancer treatment. Current Opinion in Oncology. 27, 482-488 (2015).
  28. Johnson, D., Sullivan, R., Menzies, A. Immune checkpoint inhibitors in challenging populations. Cancer. 123, 1904-1911 (2017).
  29. Li, H., et al. Programmed cell death-1 (PD-1) checkpoint blockade in combination with an mTOR inhibitor restrains hepatocellular carcinoma growth induced by hepatoma cell-intrinsic PD-1. Hepatology. 66, 1920-1933 (2017).
  30. Heindryckx, F., Colle, I., van Vlierberghe, H. Experimental mouse models for hepatocellular carcinoma research. International Journal of Experimental Pathology. 90, 367-386 (2009).
  31. Qi, X., et al. Development of inCVAX, in situ cancer vaccine, and its immune response in mice with hepatocellular cancer. Journal of Clinical and Cellular Immunology. 7, 438(2016).
  32. Qi, X., et al. Development of a radiofrequency ablation platform in a clinically relevant murine model of hepatocellular cancer. Cancer Biology and Therapy. 16, 1812-1819 (2015).
  33. Liu, D., et al. Sunitinib represses regulatory T cells to overcome immunotolerance in a murine model of hepatocellular cancer. Oncoimmunology. 7, 1372079(2017).
  34. Staveley-O'Carroll, K., et al. In vivo ligation of CD40 enhances priming against the endogenous tumor antigen and promotes CD8+ T cell effector function in SV40 T antigen transgenic mice. Journal of Immunology. 171, 697-707 (2003).
  35. Avella, D., et al. Regression of established hepatocellular carcinoma is induced by chemoimmunotherapy in an orthotopic murine model. Hepatology. 55, 141-152 (2012).
  36. Li, G., et al. Successful chemoimmunotherapy against hepatocellular cancer in a novel murine model. Journal of Hepatology. 66, 75-85 (2017).
  37. Li, G., et al. Nanoliposome C6-ceramide increases the anti-tumor immune response and slows growth of liver tumors in ice. Gastroenterology. 154, 1024-1036 (2018).
  38. Held, W., et al. T antigen expression and tumorigenesis in transgenic mice containing a mouse major urinary protein/SV40 T antigen hybrid gene. EMBO Journal. 8, 183-191 (1989).
  39. Hanahan, D., Weinber, R. Hallmarks of cancer: the next generation. Cell. 144, 646-674 (2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Model raka hepatokom rkowegoindukowanie w knienia w trobytraktowanie tetrachlorkiem w glatransfer onkogennych hepatocyt wprocedura wstrzykni cia dosplenicznegoekspresja antygenu T SV40tworzenie si masy guzaanaliza dysfunkcji odporno ciowejtechnika izolacji hepatocyt wortotopowy wzrost guza
Onkogenny, indukowany hepatocytami, ortotopowy mysi model raka wątrobowokomórkowego powstającego w warunkach zapalenia i zwłóknienia wątroby
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.