Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Międzyfazowe struktury molekularne polimerów i biomakrocząsteczek ujawnione za pomocą spektroskopii oscylacyjnej generacji częstotliwości sumarycznej

8.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/59380

⸱

13 sierpnia 2019

 ,  , 
1State Key Laboratory of Bioelectronics, School of Biological Science & Medical Engineering, Southeast University

W tym artykule

Podsumowanie

Wszechstronnie wykorzystywana, spektroskopia oscylacyjna generowania częstotliwości sumy (SFG) może pomóc w ujawnieniu kolejności konformacyjnej łańcucha i wtórnych zmian strukturalnych zachodzących na granicy faz polimerów i biomakromolekuł.

Streszczenie

Jako nieliniowa spektroskopia optyczna drugiego rzędu, spektroskopia oscylacyjna z generowaniem częstotliwości sumy (SFG) jest szeroko stosowana w badaniu różnych powierzchni i interfejsów. Ta nieinwazyjna technika optyczna może dostarczyć lokalnych informacji na poziomie molekularnym z czułością jednowarstwową lub submonowarstwową. Przedstawiamy tutaj eksperymentalną metodologię, w jaki sposób selektywnie wykrywać zakopany interfejs zarówno dla makrocząsteczek, jak i biomakrocząsteczek. Mając to na uwadze, omówiono międzyfazowe struktury drugorzędowe fibroiny jedwabiu oraz struktury wodne wokół modelowego dupleksu oligonukleotydowego o krótkich łańcuchach. Pierwszy z nich wykazuje nakładanie się łańcuch-łańcuch lub efekt przestrzennego uwięzienia, a drugi wykazuje funkcję ochronną przed jonamiCa2+ wynikającymi z chiralnej nadbudowy kręgosłupa wody.

Wprowadzenie

Rozwój spektroskopii oscylacyjnej z generowaniem częstotliwości sumy częstotliwości (SFG) można datować na prace wykonane przez Shen et al. trzydzieści lat temu1,2. Unikalność selektywności międzyfazowej i czułości submonowarstwowej sprawia, że spektroskopia oscylacyjna SFG jest doceniana przez dużą liczbę badaczy w dziedzinach fizyki, chemii, biologii, materiałoznawstwa itp3,4,5. Obecnie przy użyciu SFG badany jest szeroki zakres zagadnień naukowych związanych z powierzchniami i granicami faz, zwłaszcza w przypadku złożonych interfejsów w odniesieniu do polimerów i biomakrocząsteczek, takich jak struktury łańcuchowe i relaksacja strukturalna na zakopanych interfejsach polimerów, drugorzędowe struktury białkowe i międzyfazowe struktury wodne9,10,11,12,13,14,15,16,17,18,19,20,21,22,23,24,25,26.

Dla powierzchni i interfejsów polimerowych, próbki cienkowarstwowe są zazwyczaj przygotowywane przez powlekanie wirowe w celu uzyskania pożądanych powierzchni lub interfejsów. Problem wynika z zakłóceń sygnału z dwóch interfejsów przygotowanych folii, co prowadzi do niedogodności związanych z analizą zebranych widm SFG27,28,29. W większości przypadków pożądany jest sygnał wibracyjny tylko z jednego interfejsu, folii/podłoża lub folii/drugiego medium. W rzeczywistości rozwiązanie tego problemu jest dość łatwe, a mianowicie eksperymentalnie zmaksymalizować pola świetlne na pożądanym interfejsie i zminimalizować pola świetlne na drugim interfejsie. W związku z tym współczynniki Fresnela lub lokalne współczynniki pola muszą zostać obliczone za pomocą modelu cienkowarstwowego i zweryfikowane w odniesieniu do wyników eksperymentalnych3,9,10,11,12,13,14,15,30.

Mając na uwadze powyższe, niektóre interfejsy polimerowe i biologiczne mogłyby zostać zbadane w celu zrozumienia podstawowej nauki z poziomu molekularnego. Poniżej weźmy jako przykłady trzy zagadnienia międzyfazowe: sondowanie powierzchni poli(2-hydroksyetylometakrylanu) (PHEMA) i zakopanego interfejsu z podłożem9, tworzenie drugorzędowych struktur fibroiny jedwabiu (SF) na powierzchni polistyrenu (PS) i struktur wodnych otaczających modelowy krótkołańcuchowy oligonukleotyd duplex16,21pokażemy, w jaki sposób spektroskopia oscylacyjna SFG pomaga ujawnić międzyfazowe struktury na poziomie molekularnym w związku z podstawową nauką.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Eksperyment SFG

  1. Należy użyć komercyjnego pikosekundowego systemu SFG (Tabela materiałów), który generuje wiązkę podstawową o długości fali 1064 nm, szerokości impulsu ~20 ps i częstotliwości 50 Hz, opartą na laserze Nd:YAG.
  2. Wiązkę podstawową 1064 nm należy przekształcić w wiązkę 532 nm oraz wiązkę 355 nm za pomocą modułów drugiej i trzeciej harmonicznej. Wiązkę 532 nm należy wprowadzić bezpośrednio jako wejściową wiązkę światła, a drugą wejściową wiązkę w średniej podczerwieni (IR), obejmującą zakres częstotliwości od 1000 do 4000 cm-1, wygenerować poprzez proces optycznego generowania parametrycznego (OPG)/optycznego wzmacniania parametrycznego (OPA)/generowania różnicy częstotliwości (DFG).
  3. Kąty padania dwóch wiązek wejściowych należy ustawić odpowiednio na 53° (IR) i 64° (widzialne) względem normalnej do powierzchni.
  4. W celu detekcji struktur międzyfazowych polimeru (interfejsu film/podłoże lub interfejsu film/inne medium) należy zastosować kombinacje polaryzacji ssp (wiązka sumowej częstotliwości spolaryzowana s, wiązka widzialna spolaryzowana s i wiązka podczerwieni spolaryzowana p) oraz ppp.
  5. W celu detekcji wtórnych struktur białek na interfejsie oraz struktur wody otaczających DNA, oprócz ssp i ppp, należy zastosować chiralne kombinacje polaryzacji spp i psp.
  6. Aby uniknąć uszkodzenia próbek, energię impulsów podczerwieni i światła widzialnego należy kontrolować, aby wynosiły one odpowiednio ~70 i ~30 μJ. Schemat procesu SFG wraz z diagramem poziomów energetycznych przedstawiono na Rysunku 1. Rysunek 2 przedstawia system SFG w naszym pomieszczeniu czystym.

2. Współczynniki Fresnela

  1. W ramach wszystkich omawianych tutaj eksperymentów jako podłoża należy wykorzystać pryzmaty prostokątne. W przypadku filmu polimerowego na podłożu stałym istnieją dwa interfejsy: powierzchnia polimeru w powietrzu oraz interfejs polimer/podłoże. Oba mogą generować sygnały SFG, ponieważ symetria inwersyjna jest złamana na obu granicach faz. Zatem zebrane widmo SFG jest widmem interferencyjnym. Jednak współczynniki lokalnego pola lub współczynniki Fresnela na obu interfejsach można regulować poprzez zmianę kątów padania lub grubości filmu, osobno lub jednocześnie31,32. Daje to możliwość badania sygnału wibracyjnego SFG pochodzącego tylko z jednego interfejsu. Jako przykład przyjęto film PHEMA na pryzmacie CaF29.
  2. Jak pokazano na Rysunku 3, należy zastosować geometrię pryzmatu prostokątnego w celu wykrycia sygnałów SFG generowanych przez dolny film PHEMA. Intensywność wyjściowa SFG w trybie odbiciowym jest wyrażona jako
    figure-protocol-1 (1)
    gdzie  figure-protocol-2 oznacza efektywny tensor nieliniowej podatności drugiego rzędu.
    figure-protocol-3 składa się z trzech części: interfejsu pryzmat/polimer, interfejsu polimer/dolne medium (dolne medium obejmuje gaz, ciecz lub ciało stałe) oraz tła nieresonansowego, co przedstawiono w następującym równaniu.
    figure-protocol-4 (2)
    ​Tutaj dolne medium może być powietrzem, wodą lub inną substancją. F reprezentuje odpowiadający współczynnik Fresnela odpowiedzialny za korekcję pola lokalnego.
  3. W tym przypadku należy zastosować model cienkiej warstwy do obliczenia współczynników Fresnela. Przedstawiono tutaj jedynie zwięzłe procedury obliczeniowe.
    1. Dla interfejsu pryzmat/polimer należy użyć
      figure-protocol-5  (3)
      figure-protocol-6  (4)
      figure-protocol-7  (5)
      Znaczenie każdego z przedstawionych parametrów podano poniżej.
      1. ωi oznacza częstotliwość wiązki.
      2. tp i ts oznaczają całkowite współczynniki transmisji i mogą być wyrażone jako
        figure-protocol-8  (6)
        figure-protocol-9  (7)
      3. tp12 i ts12 oznaczają liniowe współczynniki transmisji wiązki świetlnej na interfejsie pryzmat/polimer.
      4. rp23 i rs23 oznaczają liniowe współczynniki odbicia wiązki świetlnej na interfejsie polimer/medium.
      5. α reprezentuje różnicę faz między wiązką odbitą a jej wtórną wiązką odbitą po przejściu przez cienki film polimerowy i ponownym odbiciu, co można wyrazić jako
        figure-protocol-10  (8)
      6. λ reprezentuje długość fali wiązki świetlnej, a d to grubość filmu polimerowego.
      7. Φ1 i Φ2 reprezentują odpowiednio kąty padania na interfejsie pryzmat/polimer i interfejsie polimer/medium.
      8. n1 i n2 reprezentują odpowiednio współczynniki załamania światła pryzmatu i filmu polimerowego.
      9. n12 reprezentuje współczynniki załamania światła warstw interfejsowych polimeru dla układu pryzmat/polimer.
    2. Dla interfejsu polimer/medium należy użyć
      figure-protocol-11  (9)
      figure-protocol-12  (10)
      figure-protocol-13  (11)
      1. Δ reprezentuje różnicę faz pól elektrycznych światła na dwóch interfejsach.
      2. Ponieważ szerokość impulsu naszych wiązek wejściowych wynosi ~20 ps, błąd wynikający z opóźnienia czasowego związanego z efektem dyspersji można pominąć.
      3. Wyrażenie takiej różnicy faz dla wyjściowego SFG, wejściowej wiązki widzialnej i wejściowej wiązki podczerwonej można zapisać oddzielnie jako
        figure-protocol-14  (12)
        figure-protocol-15  (13)
        figure-protocol-16  (14)
         
  4. Na podstawie powyższych rozważań, dla systemu pryzmat-film polimerowy-medium (1-2-3), całkowite współczynniki Fresnela dla interfejsów pryzmat/polimer i polimer/medium wyraża się za pomocą następujących równań dla kombinacji polaryzacji ssp i ppp. Przyjmuje się oczywiście, że oba interfejsy są izotropowe azymutalnie.
    1. Dla interfejsu pryzmat/polimer wyrażenia całkowitych współczynników Fresnela dla kombinacji polaryzacji ssp i ppp przedstawiono poniżej.
      1.  Dla ssp równanie ma postać
        figure-protocol-17(15)
      2. A dla ppp równania mają postać 
        figure-protocol-18 (16)
        figure-protocol-19  (17) 
        figure-protocol-20 (18)
        figure-protocol-21  (19)
         
      3. t10 i t01 oznaczają odpowiednio liniowe współczynniki transmisji na interfejsach powietrze/pryzmat i pryzmat/powietrze.
    2. Dla interfejsu polimer/medium wyrażenia całkowitych współczynników Fresnela dla kombinacji polaryzacji ssp i ppp opisano następująco.
      1. Dla ssp równanie ma postać
        figure-protocol-22  (20)
      2. Dla ppp równania mają postać 
        figure-protocol-23 (21) 
        figure-protocol-24 (22) 
        figure-protocol-25 (23) 
        figure-protocol-26 (24)
           
         
  5. Po obliczeniu współczynników Fresnela przy użyciu modelu warstwowego, należy przedstawić je na wykresie w funkcji grubości filmu, jak pokazano na Rysunku 4.
    UWAGA: W tym przypadku istnieje zakres grubości pozwalający na zbieranie sygnału SFG z interfejsu pryzmat CaF2/PHEMA przy pomijalnym wkładzie z innego interfejsu, co wynosi około 150 nm. Podobnie można dobrać odpowiednią grubość do detekcji interfejsu PHEMA/dolne medium przy pomijalnym wkładzie z interfejsu pryzmat CaF2/PHEMA.

3. Kombinacja polaryzacji chiralnej SFG

  1. W przypadku zwykłego interfejsu achiralnego zazwyczaj stosuje się C∞v symetria w ujęciu średniej zespołowej33,34Z obsługą symetrii inwersyjnej można wyznaczyć niezerowe składowe tensora nieliniowej podatności drugiego rzędu, którymi są cxxz, cxzx, czxx, cyyz, cyzy, czyy oraz czzz (istniejące wyrażenia można dodatkowo uprościć, zakładając izotropowość granicy faz, co oznacza, że x i y są takie same). Jednak w przypadku chiralnej granicy faz sytuacja będzie inna. Chiralna granica faz posiada C∞ symetrii dopuszczalna jest jedynie operacja symetrii obrotowej. W takim przypadku, poza standardowymi składnikami achiralnymi, niezerowe będą dodatkowe podatności nieliniowe drugiego rzędu, które można określić mianem składników chiralnych, a mianowicie czyx, czxy oraz cyzx z uwzględnieniem rezonansu nieelektronowego. W związku z tym, poprzez zastosowanie psp, pps i gat. przy zastosowaniu kombinacji polaryzacji można zarejestrować chiralne widma SFG33,34.

4. Przygotowanie próbek

  1. Przygotowanie filmu z PHEMA
    1. Rozpuścić proszek PHEMA (patrz Tabela materiałów) w bezwodnym etanolu, aby przygotować roztwory o stężeniach odpowiednio 2% wag. i 4% wag.
    2. Przed nanoszeniem filmów z PHEMA, pryzmaty prostokątne z CaF2 należy najpierw namoczyć w toluenie, a następnie przemyć etanolem i wodą ultrapure (18,2 MΩ·cm).
    3. Następnie poddać podłoża (pryzmaty prostokątne z CaF2) działaniu plazmy tlenowej w celu usunięcia ewentualnych zanieczyszczeń organicznych za pomocą oczyszczacza plazmowego (patrz Tabela materiałów).
      1. Najpierw włączyć oczyszczacz plazmowy i umieścić w nim podłoża.
      2. Następnie włączyć pompę próżniową, aby wytworzyć próżnię w urządzeniu. Wprowadzić do niego tlen.
      3. Na koniec ustawić czas czyszczenia na 4 minuty. Po tym czasie zachować czyste podłoża do kolejnego etapu przygotowania filmu z PHEMA.
      4. Następnie przygotować filmy z PHEMA na pryzmatach z CaF2 za pomocą spin-coatera (patrz Tabela materiałów). Grubość filmu regulować poprzez stężenie roztworu i prędkość obrotową.
        1. Utrwalić pryzmat z CaF2 na dysku ssącym spin-coatera.
        2. Nanieść jedną kroplę wcześniej przygotowanego roztworu PHEMA na czyste podłoża przy 1 500 rpm przez 1 min (grubość filmu dla 2% wag. wynosi 100 nm, a dla 4% wag. 200 nm).
      5. Wszystkie przygotowane filmy z PHEMA wygrzać w piecu próżniowym w temperaturze 80 °C przez noc.
  2. Przygotowanie fibroiny jedwabnej (SF)
    ​UWAGA: Zastosowano protokół zaproponowany przez Kaplan i współpracowników35.
    1. Umieścić 7,5 g kokonów jedwabiu B. mori w wrzącym wodnym roztworze węglanu sodu (Na2CO3, 0,02 M) (3 L) na 30 min. Przenieść włóknistą SF do czystego pojemnika.
    2. Przemyć otrzymaną włóknistą SF wodą dejonizowaną trzykrotnie podczas mieszania, aby usunąć cząsteczki serycyny i pozostawić w próbce włóknistej jedynie cząsteczki SF.
    3. Wysuszyć włóknistą próbkę SF w piecu próżniowym w temperaturze 60 °C przez noc.
    4. Następnie rozpuścić oczyszczoną włóknistą próbkę SF w wodnym roztworze bromku litu (LiBr, 9,3 M) (1 g   SF rozpuszczono w ok. 4 mL roztworu LiBr) i inkubować w 60 °C przez 2 h podczas mieszania.
    5. Dializować roztwór SF przeciwko wodzie dejonizowanej (worki dializacyjne 3 500 Da) przez 3 dni w celu usunięcia rozpuszczonego LiBr. Wymieniać wodę dejonizowaną na nową trzy razy dziennie. Na koniec przechowywać przetworzony roztwór SF w temperaturze 4 °C do późniejszych eksperymentów SFG.
  3. Przygotowanie dupleksu krótkich oligonukleotydów
    1. Zamówić w firmie komercyjnej (patrz Tabela materiałów) próbkę jednoniciowego oligonukleotydu z końcem 3’ zmodyfikowanym przez trietylenoglikol cholesterolowy (Chol-TEG) (5’-GCTTCCGAAGGTCGA-3’) oraz nić komplementarną. Dla każdej pojedynczej nici rozpuścić 10 nmol proszku w 0,5 ml wody ultrapure. Następnie zmieszać je w celu otrzymania roztworu dupleksu oligonukleotydów (10 nmol/mL).
    2. Zmieszać 2 mg 1,2-dipalmitylo-sn- glicero-3-fosfocholiny (DPPC) i 2 mg deuterowanej DPPC (d-DPPC), a następnie rozpuścić je w 1 mL chloroformu, aby przygotować roztwór lipidów.
    3. Przygotowanie monowarstwy DPPC & d-DPPC za pomocą kuwety Langmuira–Blodgetta (LB)
      1. Przymocować pryzmat prostokątny z CaF2 do domowej roboty uchwytu na próbki tak, aby jedna z powierzchni pryzmatu była zanurzona prostopadle w środowisku wodnym kuwety LB.
      2. Następnie wstrzyknąć wcześniej przygotowany mieszany roztwór lipidów na powierzchnię wody, aż ciśnienie powierzchniowe osiągnie określoną wartość poniżej 34 mN·m−1.
      3. Po ustabilizowaniu się ciśnienia powierzchniowego użyć dwóch barier teflonowych do ściskania monowarstwy lipidowej z prędkością 5 mm/min, aż do osiągnięcia ciśnienia powierzchniowego 34 mN·m−1.
      4. Wyjąć pryzmat z monowarstwą lipidową z wody w pionie z prędkością 1 mm/min.
    4. Przygotowanie drugiej monowarstwy lipidowej
      1. Aby ułatwić montaż dupleksu oligonukleotydów i cząsteczek lipidów poprzez oddziaływanie hydrofobowe (cholesterol i łańcuch alkilowy lipidu), zmieszać roztwór dupleksu oligonukleotydów z roztworem lipidów w stosunku molowym 1:100 (oligonukleotyd do lipidów).
      2. Wstrzyknąć mieszany roztwór lipidów i dupleksu oligonukleotydów na powierzchnię wody w domowym pojemniku teflonowym, aż do osiągnięcia ciśnienia powierzchniowego 34 mN·m−1.
    5. Na koniec doprowadzić monowarstwę lipidową na spodzie pryzmatu do kontaktu z monowarstwą lipidową z wbudowanymi dupleksami oligonukleotydów na powierzchni wody, aby utworzyć końcową próbkę do pomiaru SFG.
  4. Równanie Lorentza
    1. Użyć równania Lorentza do dopasowania widm SFG w celu wyodrębnienia informacji wibracyjnych dla konkretnego modu wibracyjnego.
      figure-protocol-27  (25)
      gdzie figure-protocol-28 oznacza intensywność q-tego modu wibracyjnego, figure-protocol-29 oznacza częstotliwość rezonansową, figure-protocol-30 oznacza połowę szerokości połówki maksimum (HWHM), a figure-protocol-31 oznacza częstotliwość skanowania padającej wiązki IR.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W części sekcji protokołu dotyczącej współczynnika Fresnela pokazaliśmy, że teoretycznie możliwe jest selektywne wykrywanie tylko jednego pojedynczego interfejsu w danym czasie. Tutaj, drogą eksperymentalną, potwierdziliśmy, że ta metodologia jest w zasadzie poprawna, co przedstawiono na Rysunku 5 oraz Rysunku 6. 

Rysunek 5 przedstawia strukturę zakopanej warstwy międzyfazowej PHEMA po penetracji wod...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Aby zbadać informacje strukturalne na poziomie molekularnym, SFG ma swoje nieodłączne zalety (tj. czułość jednowarstwową lub submonowarstwową i selektywność międzyfazową), które można zastosować do badania różnych granic faz, takich jak granice faz ciało stałe/ciało stałe, ciało stałe/ciecz, ciało stałe/gaz, ciecz/gaz, ciecz/ciecz. Chociaż konserwacja sprzętu i wyrównanie optyczne są nadal czasochłonne, korzyści są znaczące, ponieważ można uzyskać szczegółowe informacje na poziomie molekularnym na powierzchniach i interf...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Nie mamy nic do ujawnienia.

Podziękowania

To badanie było wspierane przez Państwowy Program Rozwoju Kluczowych Badań Podstawowych Chin (2017YFA0700500) oraz Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (21574020). Dużym uznaniem cieszyły się również Fundusze na Badania Podstawowe dla Uniwersytetów Centralnych, projekt finansowany przez Priorytetowy Program Akademicki Rozwoju Instytucji Szkolnictwa Wyższego Jiangsu (PAPD) oraz Narodowe Centrum Demonstracyjne Eksperymentalnej Edukacji Inżynierii Biomedycznej (Uniwersytet Południowo-Wschodni).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
1,2-dipalmitoilo-sn-glicero-3-fosfocholina (DPPC) Avanti Polar Lipids, Inc.850355P-1g
Bezwodny etanolSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd100092680≥ 99,7%
pryzmat CaF2Chengdu YaSi Optoelectronics Co., Ltd.
Chlorek wapnia bezwodnySinopharm Chemical Reagent Co., Ltd10005817≥ 96.0%
deuterowany DPPC (d-DPPC)Avanti Polar Lipids, Inc.860345P-100mg
Piekarnik elektromagnetycznyZhejiang Supor Co., LtdC21-SDHCB37
Langmuir-Blodgett (LB) korytoKSV NIMA Co., Ltd.KN 2003
Bromek litu bezwodnySinopharm Chemical Reagent Co., Ltd20056926
System syntezy Milli-QMilliporeUltraczysta woda
Środek do czyszczenia plazmyChengdu Mingheng Science& Technology Co., LtdPDC-MGCzyszczenie plazmą tlenową
Poli(2-hydroksyetylometakrylan) (PHEMA)Sigma-Aldrich Co., LLC.192066 MSDSMw = 300 000
PolistyrenSigma-Aldrich Co., LLC.330345 MSDSMw = 48 kDa i Mn = 47 kDa
KokonyZ Bombyx mori
Pojedyncza komplementarna nić oligonukleotyduNanjing Genscript Biotechnology Co., Ltd.H035965'-CGAAGGCTTCCAGCT-3'Pojedyncza
nić oligonukleotyduNanjing Genscript Biotechnology Co., Ltd.H04936  3¢-koniec zmodyfikowany przez cholesterol-glikol trietylenowy (Chol-TEG) (5¢-GCTTCCGAAGGTCGA-3¢)
Węglan sodu bezwodnySinopharm Chemical Reagent Co., Ltd10019260≥ 99.8%
Powlekarka spinowaInstytut Mikroelektroniki Chińskiej Akademii NaukKW-4ADo prezentacji folii ploymer 
Profilomierz krokowyVeecoDEKTAK 150Do pomiaru grubości warstwy
System spektroskopii oscylacyjnej z generowaniem sumy częstotliwości (SFG)EKSPLAKomercyjny pikosekundowy system SFG
jedwabne

Bibliografia

  1. Shen, Y. R. Optical Second Harmonic Generation at Interfaces. Annual Review of Physical Chemistry. 40, 327-350 (1989).
  2. Shen, Y. R. Surface properties probed by second-harmonic and sum-frequency generation. Nature. 337, 519-525 (1989).
  3. Lu, X., et al. Studying Polymer Surfaces and Interfaces with Sum Frequency Generation Vibrational Spectroscopy. Analytical Chemistry. 89 (1), 466-489 (2017).
  4. Chen, X., Clarke, M. L., Wang, J., Chen, Z. Sum Frequency Generation Vibrational Spectroscopy Studies on Molecular Conformation and Orientation of Biological Molecules at Interfaces. International Journal of Modern Physics B. 19 (4), 691-713 (2005).
  5. Eisenthal, K. B. Liquid Interfaces Probed by Second-Harmonic and Sum-Frequency Spectroscopy. Chemical Reviews. 96 (4), 1343-1360 (1996).
  6. Richmond, G. L. Molcular Bonding and Interactions at Aqueous Surfaces as Probed by Vibrational Sum Frequency Spectroscopy. Chemical Reviews. 102 (8), 2693-2724 (2002).
  7. Wang, H., Gan, W., Lu, R., Rao, Y., Wu, B. Quantitative spectral and orientational analysis in surface sum frequency generation vibrational spectroscopy(SFG-VS). International Reviews in Physical Chemistry. 24 (2), 191-256 (2007).
  8. Shultz, M. J., Schnitzer, C., Simonelli, D., Baldelli, S. Sum frequency generation spectroscopy of the aqueous interface: Ionic and soluble molecular solutions. International Reviews in Physical Chemistry. 19 (1), 123-153 (2010).
  9. Li, X., et al. Detecting Surface Hydration of Poly(2-hydroxyethyl methacrylate) in Solution in situ. Macromolecules. 49, 3116-3125 (2016).
  10. Li, X., Lu, X. Evolution of Irreversibly Absorbed Layer Promotes Dewetting of Polystyrene Film on Sapphire. Macromolecules. 51, 6653-6660 (2018).
  11. Lu, X., Spanninga, S. A., Kristalyn, C. B., Chen, Z. Surface Orientation of Phenyl Groups in Poly(sodium 4-styrenesulfonate) and in Poly(sodium 4-styrenesulfonate): Poly(3,4-ethylenedioxythiophene) Mixture Examined by Sum Frequency Generation Vibrational Spectroscopy. Langmuir. 26 (17), 14231-14235 (2010).
  12. Lu, X., Clarke, M. L., Li, D., Wang, X., Chen, Z. A Sum Frequency Generation Vibrational Study of the Interference Effect in Poly(n-butyl methacrylate) Thin Films Sandwiched between Silica and Water. Journal of Physical Chemistry C. 115, 13759-13767 (2011).
  13. Lu, X., et al. Directly Probing Molecular Ordering at the Buried Polymer/Metal Interface 2: Using P-Polarized Input Beams. Macromolecules. 45, 6087-6094 (2012).
  14. Lu, X., Myers, J. N., Chen, Z. Molecular Ordering of Phenyl Groups at the Buried Polystyrene/Metal Interface. Langmuir. 30, 9418-9422 (2014).
  15. Li, B., Lu, X., Ma, Y., Han, X., Chen, Z. Method to Probe Glass Transition Temperatures of Polymer Thin Films. ACS Macro Letters. 4, 548-551 (2015).
  16. Li, X., Deng, G., Ma, L., Lu, X. Interchain Overlap Affects Formation of Silk Fibroin Secondary Structure on Hydrophobic Polystyrene Surface Detected via Achiral/Chiral Sum Frequency Generation. Langmuir. 34, 9453-9459 (2018).
  17. Kai, S., Li, X., Li, B., Han, X., Lu, X. Calcium-dependent hydrolysis of supported planar lipids was triggered by honey bee venom phospholipase A2 with the right orientation at the interface. Physical Chemistry Chemical Physics. 20, 63-67 (2018).
  18. Wang, J., Buck, S., Chen, Z. Sum Frequency Generation Vibrational Spectroscopy Studies on Protein Adsorption. Journal of Physical Chemistry B. 106, 11666-11672 (2002).
  19. Wang, J., et al. Detection of Amide I Signals of Interfacial Proteins in Situ Using SFG. Journal of American Chemical Society. 125, 9914-9915 (2003).
  20. Nguyen, K. T., et al. Probing the Spontaneous Membrane Insertion of a Tall-Anchored Membrane Protein by Sum Frequency Generation Spectroscopy. Journal of American Chemistry Society. 132, 15112-15115 (2010).
  21. Li, X., Ma, L., Lu, X. Calcium Ions Affect Water Molecular Structures Surrounding an Oligonucleotide Duplex as Revealed by Sum Frequency Generation Vibrational Spectroscopy. Langmuir. , (2018).
  22. Sartenaer, Y., et al. Sum-frequency generation spectroscopy of DNA monolayers. Biosensors & Bioelectronics. 22, 2179-2183 (2007).
  23. Asanuma, H., Noguchi, H., Uosaki, K., Yu, H. Metal Cation-induced Deformation of DNA Self-Assembled Monolayers on Silicon: Vibrational Sum Frequency Generation Spectroscopy. Journal of American Chemistry Society. 130, 8016-8022 (2008).
  24. Howell, C., Schmidt, R., Kurz, V., Koelsch, P. Sum-frequency-generation spectroscopy of DNA films in air and aqueous environments. Biointerphases. 3 (3), FC47(2008).
  25. Walter, S. R., Geiger, F. M. DNA on Stage: Showcasing Oligonucleotides at Surfaces and Interfaces with Second Harmonic and Vibrational Sum Frequency Generation. Journal of Physical Chemistry Letters. 1, 9-15 (2010).
  26. Li, Z., Weeraman, C., Azam, M. S., Osman, E., Gibbs-Davis, J. The thermal reorganization of DNA immobilized at the silica/buffer interface: a vibrational sum frequency generation investigation. Physical Chemistry Chemical Physics. 17, 12452-12457 (2015).
  27. Lambert, A. G., Neivandt, D. J., Briggs, A. M., Usadi, E. W., Davies, P. B. Interference Effects in Sum Frequency Spectra from Monolayers on Composite Dielectric/Metal Substrates. Journal of Physical Chemistry B. 106, 5461-5469 (2002).
  28. Tong, Y., et al. Interference effects in the sum frequency generation spectra of thin organic films. I. Theoretical modeling and simulation. Journal of Chemical Physics. 133, 034704(2010).
  29. McGall, S. J., Davies, P. B., Neivandt, D. J. Interference Effects in Sum Frequency Vibrational Spectra of Thin Polymer Films: An Experimental and Modeling Investigation. Journal of Physical Chemistry B. 108, 16030-16039 (2004).
  30. Li, B., et al. Interfacial Fresnel Coefficients and Molecular Structures of Model Cell Membranes: From a Lipid Monolayer to a Lipid Bilayer. Journal of Physical Chemistry C. 118, 28631-28639 (2014).
  31. Zhou, J., Anim-Danso, E., Zhang, Y., Zhou, Y., Dhinojwala, A. Interfacial Water at Polyurethane-Sapphire Interface. Langmuir. 31 (45), 12401-12407 (2015).
  32. Gautam, K. S., et al. Molecular Structure of Polystyrene at Air/Polymer and Solid/Polymer Interfaces. Physical Review Letters. 85 (18), 3854-3857 (2000).
  33. Yan, E. Y., Fu, L., Wang, Z., Liu, W. Biological Macromolecules at Interfaces Probed by Chiral Vibrational Sum Frequency Generation Spectroscopy. Chemical Reviews. 114, 8471-8498 (2014).
  34. Belkin, M. A., Kulakov, T. A., Ernst, K. H., Yan, L., Shen, Y. R. Sum-Frequency Vibrational Spectroscopy on Chiral Liquids: A Novel Technique to Probe Molecular Chirality. Physical Review Letters. 85, 4474(2000).
  35. Rockwood, D. N., et al. Materials fabrication from Bombyx mori silk fibroin. Nature Protocols. 6, 1612-1631 (2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

selektywno mi dzyfazowawsp czynnik Fresnelaprzygotowanie filmu z PHEMAroztw r fibroiny jedwabiudupleks oligonukleotydowychiralne sygna y wodyochrona jonami wapniakoryto Langmuira Blodgetta
Międzyfazowe struktury molekularne polimerów i biomakrocząsteczek ujawnione za pomocą spektroskopii oscylacyjnej generacji częstotliwości sumarycznej
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.