Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Ortotopowy przeszczep nerki szczura: nowatorskie i uproszczone podejście chirurgiczne

18.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/59403

⸱

7 maja 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Johns Hopkins University School of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

Celem tego manuskryptu i protokołu jest szczegółowe wyjaśnienie i demonstracja procedury chirurgicznej ortotopowego przeszczepu nerki u szczurów. Metoda ta jest uproszczona w celu uzyskania prawidłowej perfuzji nerki dawcy i skrócenia czasu reperfuzji poprzez zastosowanie techniki zespolenia mankietu żylnego i moczowodowego.

Streszczenie

Przeszczep nerki oferuje zwiększone wskaźniki przeżycia i lepszą jakość życia dla pacjentów ze schyłkową niewydolnością nerek, w porównaniu z jakimkolwiek rodzajem terapii nerkozastępczej. W ciągu ostatnich kilku dekad model przeszczepu nerki u szczura był wykorzystywany do badania immunologicznych zjawisk odrzucenia i tolerancji. Model ten stał się niezastąpionym narzędziem do testowania nowych leków i schematów immunomodulujących przed przystąpieniem do kosztownych przedklinicznych badań na dużych zwierzętach.

Ten protokół dostarcza szczegółowego przeglądu tego, jak niezawodnie przeprowadzić ortotopowy przeszczep nerki u szczurów. Protokół ten obejmuje trzy charakterystyczne etapy, które zwiększają prawdopodobieństwo sukcesu: perfuzję nerki dawcy poprzez przepłukanie przez żyłę wrotną oraz zastosowanie systemu mankietów do zespolenia żył nerkowych i moczowodów, skracając w ten sposób czas niedokrwienia zimna i ciepłego. Stosując tę technikę, osiągnęliśmy wskaźniki przeżycia powyżej 6 miesięcy z prawidłową kreatyniną w surowicy u zwierząt z syngenicznym lub tolerancyjnym przeszczepem nerki. W zależności od celu badania, model ten może być modyfikowany przez leczenie przed lub po przeszczepie w celu zbadania ostrego, przewlekłego, komórkowego lub wywołanego przeciwciałami odrzucenia. Jest to powtarzalny, niezawodny i ekonomiczny model zwierzęcy do badania różnych aspektów przeszczepu nerki.

Wprowadzenie

Historycznie, pierwsze badania odrzucenia przeszczepu zostały przeprowadzone przez Brenta i Medawara przy użyciu przeszczepów skóry u gryzoni1. Wkrótce stało się jasne, że skóra ma wyraźne cechy immunologiczne, co czyni ją wysoce immunogennym narządem, który różni się odrzuceniem od innych unaczynionych narządów stałych2. Badania na szczurach dotyczące odrzucenia przeszczepu narządów litych są zwykle ograniczone do przeszczepów serca, wątroby i nerek. Chociaż każdy z tych narządów nadaje się do badania odrzucenia, każdy z nich ma zalety i wady. Przeszczepy serca są często przeszczepiane do jamy brzusznej i zespolenia z aortą i żyłą główną, z założonym rodzimym sercem biorcy3. Nie odtwarza to ludzkich warunków klinicznych, anatomicznych i fizjologicznych. Dodatkowo, serca są bardzo wrażliwe na zimne niedokrwienie i muszą być preferencyjne w ciągu 1 godziny, aby móc odzyskać swoją funkcję4. Przeszczepy wątroby są ogólnie uważane za chirurgicznie trudniejsze i wrażliwe na czas. Po usunięciu natywnej wątroby, wątroba dawcy musi zostać wszczepiona i ponownie sfuderowana w ciągu 30 minut, ponieważ biorcy nie mogą dłużej wytrzymać bez działającej wątroby5. Tętnica wątrobowa, żyła wrotna, a zwłaszcza rekonstrukcja dróg żółciowych wymaga wyrafinowanych umiejętności chirurgicznych. Oprócz wyzwań chirurgicznych, wiadomo, że wątroba ma właściwości tolerogenne, a gryzonie i ludzie mogą stać się tolerancyjni operacyjnie6,7,8. Nerka, w przeciwieństwie do wyżej wymienionych narządów, może być przeszczepiona w sposób ortotopowy, wiadomo, że jest narządem immunogennym ze stałymi, powtarzalnymi epizodami odrzucenia (jeśli nie jest immunosupresyjna) i pozwala na przedłużone zimne niedokrwienie trwające kilka godzin. To sprawia, że przeszczep nerki u szczura jest idealnym modelem do badania odrzucenia i tolerancji przeszczepu allogenicznego.

Przeszczep nerki (KT) jest preferowanym wyborem leczenia dla pacjentów ze schyłkową niewydolnością nerek. W ciągu ostatnich kilku dekad wyniki przeżycia krótkoterminowego po KT znacznie się poprawiły, ale wyniki przeżycia długoterminowego są w stagnacji9. Konwencjonalne schematy immunosupresyjne pozostają standardową terapią zapobiegającą odrzuceniu przeszczepu. Jednak przewlekłe stosowanie terapii immunosupresyjnych powoduje znaczną zachorowalność i śmiertelność, taką jak nefrotoksyczność, cukrzyca i wtórne nowotwory złośliwe10,11,12. W dłuższej perspektywie przewlekłe odrzucenie przeszczepu za pośrednictwem przeciwciał i komórek zagraża przeżyciu przeszczepu, przy ograniczonych dostępnych opcjach terapeutycznych.

Głównym celem transplantacji jest zwiększenie tolerancji przeszczepu, aby wyeliminować potrzebę przewlekłej immunosupresji. Model KT u szczura jest solidnym narzędziem do badania procesu odrzucenia immunologicznego oraz do oceny nowych podejść do immunomodulacji i tolerancji przeszczepu. Szczur służy również jako odpowiedni model do badania ostrego i przewlekłego odrzucenia za pośrednictwem komórek i przeciwciał13,14,15,16,17. Ten model chirurgiczny okazał się niezawodnym, powtarzalnym i opłacalnym narzędziem do badania różnych aspektów odrzucania i tolerancji przeszczepu allogenicznego. Jest często używany do testowania nowatorskich protokołów indukujących tolerancję przed podjęciem kosztownych i kłopotliwych badań na dużych zwierzętach. Wykonanie KT u szczurów wymaga rozległego szkolenia chirurgicznego i specjalistycznej wiedzy, aby osiągnąć wskaźniki przeżycia na poziomie >90%. W tym manuskrypcie i w towarzyszącym mu filmie instruktażowym przedstawiamy krok po kroku zarys ortotopowego KT u szczura, który z powodzeniem wykonywany jest od wielu lat w naszej placówce.

Przed rozpoczęciem jakiejkolwiek procedury, wybór dawcy i biorcy jest krytyczny i zależy od charakteru eksperymentu. Idealnie, dawcy i biorcy powinni ważyć od 220 do 260 g i być w wieku od 8 do 12 tygodni. Zwierzęta o wadze poniżej 220 g mają tętnice, żyły i moczowody o małej średnicy, co sprawia, że zespolenie u biorcy jest szczególnie trudne. Niewielka utrata krwi może powodować hipowolemię i prowadzić do śmierci u mniejszych zwierząt. Zwierzęta cięższe niż 260 g wykazują więcej tłuszczu wokół naczyń, a izolacja naczyń będzie wymagała więcej czasu na operację i wydłuży czas niedokrwienia zimna.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Lewis (RT11) i Dark Agouti (DA) (RT1Aa) szczury zostały zakupione od komercyjnych sprzedawców (patrz Tabela Materiałów). Te w pełni niedopasowane do MHC szczepy są często wykorzystywane do badania ostrego odrzucenia alloprzeszczepu nerkowego. Wszystkie zwierzęta były trzymane i utrzymywane zgodnie z wytycznymi National Institutes of Health (NIH) w specjalnym obiekcie wolnym od patogenów na Uniwersytecie Johnsa Hopkinsa. Wszystkie procedury zostały zatwierdzone przez instytucjonalną komisję ds. opieki nad zwierzętami i ich wykorzystania.

1. Procedura dawcy

  1. Przygotuj i autoklawuj wszystkie narzędzia chirurgiczne, które mają być używane w tej procedurze jako środek sterylizacji i używaj jednorazowych sterylnych rękawiczek, aby zapobiec powikłaniom zakaźnym.
  2. Znieczulić szczura-dawcę przez inhalację izofluranu (indukcja w tempie 3%-4% i leczenie podtrzymujące w stosunku 1%-2%) przez pozostałą część procedury. Wszystkim zwierzętom dawcom i biorcom należy podać prewencyjnie buprenorfinę podskórnie w dawce 0,1 mg/kg masy ciała w celu znieczulenia.
  3. Teraz ułóż szczura w pozycji leżącej na plecach i unieruchamij kończyny sterylną taśmą maskującą.
  4. Użyj mechanicznej maszynki do strzyżenia, aby usunąć włosy z okolicy brzucha.
    1. Nałóż smar do oczu i użyj sterylnej gazy nasączonej jodowidonem, a następnie gazy nasączonej alkoholem izopropylowym, aby wysterylizować pole operacyjne.
    2. Przed pierwszym nacięciem upewnij się, że szczur jest odpowiednio znieczulony, sprawdzając brak odruchu wycofania się z palca u nogi.
  5. Za pomocą nożyczek zacznij od wykonania dużego podłużnego nacięcia skóry i mięśni linii środkowej od spojenia łonowego do mieczykowatego i wejdź do jamy otrzewnej.
  6. Włożyć dwa retraktory po obu stronach ściany brzucha, aby odsłonić jamę brzuszną.
  7. Przykryj jelito wilgotną, sterylną gazą i przenieś ją na prawą boczną stronę brzucha, odsłaniając aortę, żyłę główną i lewą nerkę. Nałóż 1 ml podgrzanej soli fizjologicznej za pomocą strzykawki o pojemności 1 cm3, aby jelita i narządy jamy brzusznej były wilgotne i miały normalną temperaturę.
    1. Zastosuj drugą wilgotną gazę, aby przykryć i zmobilizować żołądek i śledzionę czaszki do nerki oraz małą wilgotną gazę, aby przykryć odsłoniętą nerkę (Rysunek 1A).
  8. Użyj mikrochirurgicznych kleszczy preparacyjnych, aby wyizolować i zmobilizować lewą tętnicę nerkową i żyłę od tkanki łącznej i od siebie nawzajem. Izoluj lewą żyłę nerkową przez kauteryzację lewej żyły gonadalnej i izoluj lewą tętnicę nerkową przez kauteryzację tętnicy nadnerczowej. Następnie zmobilizuj aortę i żyłę główną górną i dolną lewej szypułki nerkowej, preparując tkankę łączną za pomocą kleszczy preparacyjnych (Rysunek 1B).
  9. Podzielić i zmobilizować moczowód od tkanki łącznej za pomocą kleszczy preparacyjnych i wykonać ukośne nacięcie na długości 2 cm mierzonej od miedniczki nerkowej za pomocą mikronożyczek. Włóż mankiet poliamidowy (patrz tabela materiałów) do połowy do moczowodu i zabezpiecz mankiet, umieszczając węzeł z 8-0 szew jedwabny (Rysunek 1C).
    UWAGA: Ważne jest, aby nie usuwać całego tłuszczu i tkanki łącznej z moczowodu, ponieważ zapewniają one ochronę przed niedrożnością spowodowaną zrostami, a ich usunięcie może spowodować martwicę moczowodu. Zwróć szczególną uwagę na zachowanie naczynia dostarczającego tlen do moczowodu.
  10. Zmobilizuj lewą nerkę, oddzielając ją od tłuszczu okołonerkowego za pomocą kleszczy preparacyjnych lub mikronożyczek. Pozostaw torebkę tłuszczową nerki przyczepioną i użyj tego miejsca do obchodzenia się z nerką.
    1. Odsłonić żyłę główną dolną.
  11. Podać 200 jednostek heparyny za pomocą strzykawki z igłą 27 G przez żyłę prącia. Uciskać miejsce wstrzyknięcia bawełnianym wacikiem przez co najmniej 1 minutę, aby zapobiec krwawieniu.
  12. Zidentyfikuj żyłę wrotną (pv) i żyłę główną dolną (ivc) (Rysunek 1D). Przepłukać nerkę, wstrzykując 50 ml zimnej soli fizjologicznej zmieszanej z 500 jednostkami heparyny do żyły wrotnej za pomocą igły 16 G (Ryc. 1E). Przed płukaniem należy przeciąć żyłę główną dolną na poziomie podwątrobowym i żyłę wrotną ogonową w miejscu wprowadzenia igły, aby umożliwić krew opuszczenie krążenia. Rozpocznij płukanie nerek, stopniowo podając roztwór soli fizjologicznej. Obserwuj zmianę koloru nerki z ciemnoczerwonego na jednolity szary i blady kolor (Ryc. 1F).
  13. Po przepłukaniu podwiązać tętnicę nerkową i żyłę proksymalną do aorty i żyły głównej i umieścić przepłukaną nerkę na szalce Petriego w zimnym roztworze soli fizjologicznej na lodzie. Rysunek 2A przedstawia schematyczny przegląd procedury dawstwa.
  14. Gdy nerka znajdzie się w zimnym roztworze soli fizjologicznej, zamocuj i unieruchomij uchwyt mankietu żylnego (patrz Tabela materiałów) i delikatnie przeciągnij żyłę nerkową przez mankiet. Następnie przymocuj żyłę nerkową nad mankietem, umieszczając trzy węzły za pomocą jedwabnego szwu z ośmioma zerami (ryc. 2B).
    UWAGA: Zwróć szczególną uwagę na orientację żyły podczas zabezpieczania jej na miejscu. Zwinięte żyły powodują utrudnienie przepływu krwi i prowadzą do zakrzepicy.

2. Procedura odbiorcy

  1. Powtórz kroki 1.1–1.11 z procedury dawstwa.
  2. Umieść dwa atraumatyczne zaciski mikronaczyniowe na lewej tętnicy nerkowej i żyle proksymalnej do aorty i żyły głównej (Rysunek 3A).
  3. Podwiązać żyłę nerkową biorcy proksymalnie do wlotu nerki. Przepłukać żyłę nerkową heparynizowaną solą fizjologiczną, aby usunąć całą pozostałą krew z naczynia.
  4. Nasunąć podwiązaną żyłę nerkową na mankietową żyłę nerkową umieszczoną wcześniej w nerce dawcy i zabezpieczyć ją za pomocą 8-0 szew jedwabny (Rysunek 3B). Zachowaj tę samą orientację pozycyjną podczas zabezpieczania żyły nerkowej nad mankietem.
  5. Podwiązać moczowód na poziomie dolnego bieguna lewej nerki. Zmobilizuj nerkę z tłuszczu okołonerkowego.
  6. Podwiązać tętnicę nerkową proksymalnie do wlotu nerki biorcy. Przepłucz go heparynizowaną solą fizjologiczną, aby usunąć nadmiar krwi z naczynia. Wykonaj zespolenie od końca do końca tętnicy nerkowej z 8 do 10 przerwanymi szwami za pomocą nylonowego szwu 10-0 (Rysunek 3C). Manewruj tętnicą za pomocą warstwy przybyszowej.
  7. Usuń zaciski naczynia, aby ponownie zainicjować reperfuzję nerki. Zacznij od usunięcia zacisku na żyle, a następnie zacisku na tętnicy (Rysunek 3D). Użyj sterylnego bawełnianego wacika, aby lekko docisnąć wszelkie sączące się obszary wokół obszaru zespolenia. Kilka minut powinno wystarczyć do uzyskania opatentowanego zespolenia.
  8. Krótko obserwować nerkę, aby ocenić, czy jest odpowiednia perfuzja. Bezpośrednio po reperfuzji nerka powinna zmienić kolor i stopniowo odzyskiwać swój naturalny ciemnoczerwony kolor po kilku minutach (Rysunek 3E). Czasami obserwuje się widoczną perystaltykę moczowodu i produkcję moczu na miejscu.
  9. Zakończ poprzez włożenie odsłoniętej końcówki mankietu moczowodowego do moczowodu biorcy i zabezpiecz moczowód biorcy za pomocą 8-0 szew jedwabny (Rysunek 2C i Rysunek 3F).
  10. Aby utrzymać moczowody dawcy i biorcy na miejscu, należy przywiązać do siebie końce każdej strony moczowodu.
  11. Opcjonalnie prawa nerka może zostać poddana nefrektomii, wiążąc prawą tętnicę nerkową i żyłę jedwabnym szwem 4-0 i usuwając nerkę.
  12. Usuń wszystkie gazy z jamy brzusznej, przywróć wszystkie narządy do ich naturalnej pozycji, spryskaj jelita 1 ml soli fizjologicznej, aby były wilgotne, i zamknij brzuch za pomocą wchłanialnego szwu 4-0 na mięśniu prostym i szwu jedwabnego 4-0, aby zamknąć warstwę skóry w przerwany sposób.

3. Opieka pooperacyjna

  1. Umieść zwierzę w czystej klatce z dostępem do wody i pożywienia ad libitum i pozwól mu dojść do siebie na poduszce grzewczej o temperaturze 37 °C.
  2. Należy wstrzyknąć podskórnie 0,1 mg/kg buprenorfiny w celu złagodzenia analgezji i monitorować stan zdrowia zwierzęcia. W ciągu najbliższych kilku dni może być konieczne podanie dodatkowych leków przeciwbólowych, w zależności od objawów dyskomfortu lub bólu. Antybiotyki nie są rutynowo podawane, ponieważ powikłania infekcyjne są rzadkie.
  3. Obserwuj powrót do zdrowia przez 1–2 godziny przed powrotem zwierzęcia do pomieszczenia dla zwierząt. Sprawdzaj zwierzę 2-3 razy dziennie przez pierwsze 24 godziny, a następnie przeprowadzaj codzienną kontrolę. Zwróć uwagę na oznaki bólu i niepokoju, spożycie doustne i wydalanie moczu.
  4. Zdejmij szwy 7–10 dni po operacji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Przeprowadziliśmy syngeniczne (N = 5) oraz allogeniczne przeszczepy nerek (N = 5). Zwierzęta po przeszczepie syngenicznym osiągnęły długotrwałe przeżycie bez żadnego leczenia immunosupresyjnego. Zwierzęta, które otrzymały przeszczep allogeniczny bez immunosupresji, odrzuciły graft i zmarły z powodu niewydolności nerek, przy czym mediana przeżycia wyniosła 8 dni (Rysunek 4A). Średnie stężenie kreatyniny w surowicy wzrosło nieznacznie w grupie syngenicznej, n...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W tym manuskrypcie szczegółowo opisujemy metodę chirurgiczną ortotopowego KT u szczurów, w tym cały niezbędny sprzęt potrzebny do wykonania tego zabiegu (ryc. 5). W 1965 roku Fisher i Lee opublikowali pierwszy raport na temat KT u szczurów, który stał się początkiem ekscytującej dziedziny badawczej. Od tego czasu wprowadzono wiele modyfikacji mających na celu poprawę odtwarzalności tego modelu. Posłużył jako skuteczny model zwierzęcy do badania uszkodzenia niedokrwien...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca została sfinansowana z hojnego daru od Bombeck Family Estate.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Buprenorfina HCLReckitt Benckiser Healthcare UKNDC12496-0757-5
Kleszcze preparacyjne, zakrzywioneZhenbang, Chiny11cm Uchwyt płaski 
Heparyna sodowa do wstrzykiwań USPSagent Pharmaceuticals NDC25021-400-10
Mikroszczypce, proste, gładkieJingzhong, ChinyWA3010
Mikro uchwyt na igłyJingzhong, ChinyWA2010
Zaciski do mikronaczyńJingzhong, ChinyWA40120
Mikro sprężyna 1ROBOZRS-5620
Mikro sprężyna 2FST91501-09
Mikro sprężyna sciccor 3Zhenbang, Chiny8,5 cm Vannas, zakrzywiony
Prograf (Tacrolimus/FK506)Astellas
RatsCharles River & Nauki biologiczne Taconic LEW/Crl & DA-M 
GolarkaWahl79600-2101
Szew 4-0EthiconJ304H
Szew, 4-0 Nici Ethicon683G
, 10-0 Ethicon2820G
Strzykawki i IgłyGwint BD
, 8-0Ashaway75290
Mankiet moczowodowyMicrolumen160-1Rurka polimidowa, średnica 0,41 mm 
Mankiet żylnyIntramedic BD7441PE-200 Rurka polietylenowa nienieprzepuszczająca promieni rentgenowskich ID: 1,4 mm, OD: 1,9 mm

Bibliografia

  1. Billingham, R. E., Brent, L., Medawar, P. B. Actively acquired tolerance of foreign cells. Nature. 172 (4379), 603-606 (1953).
  2. Murray, J. E. Organ transplantation (skin, kidney, heart) and the plastic surgeon. Plastic and Reconstructive Surgery. 47 (5), 425-431 (1971).
  3. Liu, F., Kang, S. M. Heterotopic heart transplantation in mice. Journal of Visualized Experiments. (6), e238(2007).
  4. Ruzza, A., et al. Heterotopic heart transplantation in rats: improved anesthetic and surgical technique. Transplant Proceedings. 42 (9), 3828-3832 (2010).
  5. Oldani, G., Lacotte, S., Morel, P., Mentha, G., Toso, C. Orthotopic liver transplantation in rats. Journal of Visualized Experiments. (65), e4143(2012).
  6. Lang, K. S., et al. Immunoprivileged status of the liver is controlled by Toll-like receptor 3 signaling. Journal of Clinical Investigation. 116 (9), 2456-2463 (2006).
  7. Sun, Z., et al. Recruitment of host progenitor cells in rat liver transplants. Hepatology. 49 (2), 587-597 (2009).
  8. Orlando, G., Soker, S., Wood, K. Operational tolerance after liver transplantation. Journal of Hepatolgy. 50 (6), 1247-1257 (2009).
  9. Lodhi, S. A., Lamb, K. E., Meier-Kriesche, H. U. Solid organ allograft survival improvement in the United States: the long-term does not mirror the dramatic short-term success. American Journal of Transplantation. 11 (6), 1226-1235 (2011).
  10. Engels, E. A., et al. Spectrum of cancer risk among US solid organ transplant recipients. Journal of the American Medical Association. 306 (17), 1891-1901 (2011).
  11. Kasiske, B. L., Snyder, J. J., Gilbertson, D., Matas, A. J. Diabetes mellitus after kidney transplantation in the United States. American Journal of Transplantation. 3 (2), 178-185 (2003).
  12. de Mattos, A. M., Olyaei, A. J., Bennett, W. M. Nephrotoxicity of immunosuppressive drugs: long-term consequences and challenges for the future. American Journal of Kidney Diseases. 35 (2), 333-346 (2000).
  13. Hu, X., et al. Chimeric Allografts Induced by Short-Term Treatment With Stem Cell-Mobilizing Agents Result in Long-Term Kidney Transplant Survival Without Immunosuppression: A Study in Rats. American Journal of Transplantation. 16 (7), 2055-2065 (2016).
  14. Shrestha, B., Haylor, J. Experimental rat models of chronic allograft nephropathy: a review. International Journal of Nephrology and Renovascular Disease. 7, 315-322 (2014).
  15. Fu, Y., et al. Successful transplantation of kidney allografts in sensitized rats after syngeneic hematopoietic stem cell transplantation and fludarabine. American Journal of Transplantation. 14 (10), 2375-2383 (2014).
  16. Grau, V., et al. Immune Complex-Type Deposits in the Fischer-344 to Lewis Rat Model of Renal Transplantation and a Subset of Human Transplant Glomerulopathy. Transplantation. 100 (5), 1004-1014 (2016).
  17. Vogelbacher, R., et al. Bortezomib and sirolimus inhibit the chronic active antibody-mediated rejection in experimental renal transplantation in the rat. Nephrology Dialysis Transplantation. 25 (11), 3764-3773 (2010).
  18. Fisher, B., Lee, S. Microvascular surgical techniques in research, with special reference to renal transplantation in the rat. Surgery. 58 (5), 904-914 (1965).
  19. Mahabir, R. N., Guttmann, R. D., Lindquist, R. R. Renal transplantation in the inbred rat. X. A model of "weak histoincompatibility" by major locus matching. Transplantation. 8 (4), 369-378 (1969).
  20. Wang, J. J., Hockenheimer, S., Bickerstaff, A. A., Hadley, G. A. Murine renal transplantation procedure. Journal of Visualized Experiments. (29), e1150(2009).
  21. Bickerstaff, A. A., Wang, J. J., Pelletier, R. P., Orosz, C. G. Murine renal allografts: spontaneous acceptance is associated with regulated T cell-mediated immunity. Journal of Immunology. 167 (9), 4821-4827 (2001).
  22. Silber, S. J., Crudop, J. Kidney transplantation in inbred rats. American Journal of Surgery. 125 (5), 551-553 (1973).
  23. D'Silva, M., et al. Rat kidney transplantation update with special reference to vesical calculi. Microsurgery. 11 (2), 169-176 (1990).
  24. Yin, M., Booster, M. H., Bogaard, A. E. J. M., Kootstra, G. A simple technique to harvest two kidneys from one donor rat for transplantation. Lab Animal. 28 (4), 387-390 (1994).
  25. Lopez-Neblina, F., Toledo-Pereyra, L. H., Suzuki, S. Ultrarapid orthotopic technique for renal transplantation in the rat. Microsurgery. 15 (4), 274-278 (1994).
  26. Blom, D., Orloff, M. S. A more versatile and reliable method for renal transplantation in the rat. Microsurgery. 18 (4), 267-269 (1998).
  27. Engelbrecht, G., Kahn, D., Duminy, F., Hickman, R. New rapid technique for renal transplantation in the rat. Microsurgery. 13 (6), 340-344 (1992).
  28. Kline, R., Churchill, M., Churchill, P., Bidani, A., Schwartz, M. High osmolality-low pH flush solutions improve renal transplant function in rats. Urology Research. 19 (2), 81-86 (1991).
  29. Fray, J. C. Mechanism by which renin secretion from perfused rat kidneys is stimulated by isoprenaline and inhibited by high perfusion pressure. The Journal of Physiology. 308, 1-13 (1980).
  30. Fry, D. L. Acute vascular endothelial changes associated with increased blood velocity gradients. Circulation Research. 22 (2), 165-197 (1968).
  31. Pahlavan, P. S., Smallegange, C., Adams, M. A., Schumacher, M. Kidney transplantation procedures in rats: assessments, complications, and management. Microsurgery. 26 (5), 404-411 (2006).
  32. Savas, C. P., et al. Renal transplantation in the rat--a new simple, non-suture technique. Urology Research. 13 (2), 91-93 (1985).
  33. Fabre, J., Lim, S. H., Morris, P. J. Renal transplantation in the rat: details of a technique. The Austalian and New Zealand Journal of Surgery. 41 (1), 69-75 (1971).
  34. Cameron, A. M., et al. Chimeric Allografts Induced by Short-Term Treatment With Stem Cell Mobilizing Agents Result in Long-Term Kidney Transplant Survival Without Immunosuppression: II, Study in Miniature Swine. American Journal of Transplantation. 16 (7), 2066-2076 (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Ortotopowy przeszczep nerkiszczurzy model nerkiperfuzja żyły wrotnejanastomoza z użyciem systemu mankietowegoizolacja żyły nerkowejpodanie heparynyszycie mikrochirurgiczneumieszczenie mankietu moczowoduprzeszczep syngeneicznyodrzucenie allogeniczne
Ortotopowy przeszczep nerki szczura: nowatorskie i uproszczone podejście chirurgiczne
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.