Artykuł metodologiczny

Indukcja niewydolności prawej komory przez zwężenie tętnicy płucnej i ocena funkcji prawej komory u myszy

DOI:

10.3791/59431

⸱

13 maja 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cardiology, State Key Laboratory of Organ Failure Research, Nanfang Hospital, Southern Medical University, 2The Third Clinical Medical College, Guangzhou Medical University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj oferujemy użyteczne podejście do badania mechanizmu niewydolności prawej komory. Wygodniejsze i skuteczniejsze podejście do zwężenia tętnicy płucnej ustala się za pomocą narzędzi chirurgicznych wykonanych we własnym zakresie. Ponadto przedstawiono metody oceny jakości tego podejścia za pomocą echokardiografii i cewnikowania.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mechanizm niewydolności prawej komory (RVF) wymaga wyjaśnienia ze względu na unikalność, wysoką zachorowalność, wysoką śmiertelność i oporny charakter RVF. Opisano wcześniejsze modele szczurów imitujące progresję RVF. W porównaniu ze szczurami myszy są bardziej dostępne, ekonomiczne i szeroko stosowane w eksperymentach na zwierzętach. Opracowaliśmy podejście do zwężenia tętnicy płucnej (PAC), które polega na opasaniu pnia płucnego u myszy w celu wywołania przerostu prawej komory (RV). Zaprojektowano specjalną igłę do zatrzasku chirurgicznego, która pozwala na łatwiejsze oddzielenie aorty od pnia płucnego. W naszych eksperymentach użycie tej sfabrykowanej igły do zatrzaskiwania zmniejszyło ryzyko wystąpienia arterioreksji i poprawiło wskaźnik sukcesu chirurgicznego do 90%. Użyliśmy różnych średnic igieł wyściółki, aby precyzyjnie stworzyć zwężenie ilościowe, które może wywołać różne stopnie przerostu RV. Określiliśmy ilościowo stopień zwężenia, oceniając prędkość przepływu krwi w PA, która została zmierzona za pomocą nieinwazyjnej echokardiografii przezklatkowej. Funkcję RV dokładnie oceniono za pomocą cewnikowania prawego serca po 8 tygodniach od operacji. Narzędzia chirurgiczne wykonane we własnym zakresie zostały wykonane ze zwykłych materiałów przy użyciu prostego procesu, który jest łatwy do opanowania. W związku z tym opisane tutaj podejście PAC jest łatwe do naśladowania przy użyciu przyrządów wykonanych w laboratorium i może być szeroko stosowane w innych laboratoriach. Badanie to przedstawia zmodyfikowane podejście PAC, które ma wyższy wskaźnik sukcesu niż inne modele i 8-tygodniowy wskaźnik przeżycia po operacji wynoszący 97,8%. To podejście PAC zapewnia użyteczną technikę badania mechanizmu RVF i umożliwi lepsze zrozumienie RVF.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

dysfunkcja RV (RVD), zdefiniowana tutaj jako dowód na nieprawidłową strukturę lub funkcję RV, wiąże się ze słabymi wynikami klinicznymi. RVF, jako końcowe stadium funkcji RV, jest zespołem klinicznym z objawami przedmiotowymi i podmiotowymi niewydolności serca, które wynikają z postępującego RVD1. Ze względu na różnice w budowie i funkcji fizjologicznej, niewydolność lewej komory (LV) i RVF mają różne mechanizmy patofizjologiczne. Opisano kilka niezależnych mechanizmów patofizjologicznych w RVF, w tym nadekspresję sygnalizacji receptora β2-adrenergicznego2, zapalenie3, przebudowa kanalików poprzecznych i dysfunkcja obsługi Ca2+4.

RVF może być spowodowany przeciążeniem objętości lub ciśnienia kampera. Poprzednie modele zwierzęce wykorzystywały SU5416 (silny i selektywny inhibitor receptora czynnika wzrostu śródbłonka naczyniowego) w połączeniu z niedotlenieniem (SuHx)5,6 lub monocrotaline7 w celu wywołania nadciśnienia płucnego, które powoduje RVF wtórne do choroby naczyń płucnych2. Naukowcy prowadzący te badania skupili się na unaczynieniu, a nie na patologicznej progresji RVF. Co więcej, monokrotalina ma działanie pozasercowe, które nie może dokładnie reprezentować choroby kardiogennej. Inne modele wykorzystywały zastawki tętniczo-żylne do wywoływania przeciążenia objętościowego i RVF8. Jednak operacja ta jest trudna do wykonania i nieodpowiednia dla myszy, które wymagają długich okresów indukcji do produkcji RVF.

Istnieją również modele PAC dla szczurów korzystające z klipsów do banderolowania9,10. W porównaniu ze szczurami, myszy mają wiele zalet jako zwierzęce modele chorób serca, takich jak łatwiejsza reprodukcja, szersze zastosowanie, zmniejszone koszty i dostęp do modyfikacji genów11. Jednak średnice klipsów do banderolowania zwykle wahają się od 0,5 mm do 1,0 mm, które są zbyt duże dla myszy9. Ponadto klips do banderolowania jest trudny do wyprodukowania, naśladowania i spopularyzowania w innych laboratoriach.

Udostępniamy protokół do opracowania zmodyfikowanego reprodukcyjnego modelu myszy RVF na podstawie zgłoszonych badań, który wykorzystuje PAC do naśladowania tetralogii zespołu Fallota i Noonana lub innych chorób nadciśnienia tętniczego płucnego12,13,14,15,16,17,18,19. To podejście PAC jest tworzone przez podwiązanie pnia płucnego myszy za pomocą igły zatrzaskowej i wyściełającej wykonanej we własnym zakresie w celu kontrolowania stopnia zwężenia. Igła zatrzaskowa wykonana jest z zakrzywionej pod kątem 90° strzykawki iniekcyjnej z plecionym jedwabnym szwem przeprowadzonym przez strzykawkę. Igła jest wykonana z popularnych materiałów w procesie, który jest łatwy do opanowania. Igła wyściełająca jest zakrzywiona o 120° od igły miernika. Stosuje się igły wyściełające o różnych średnicach (0,6-0,8 mm), w zależności od wagi myszy (20-35 g). Dodatkowo ustalamy kryterium oceny w celu określenia stabilności i jakości modelu RVF za pomocą echokardiografii i cewnikowania prawego serca. Używamy myszy jako zwierząt modelowych ze względu na ich powszechne zastosowanie w innych eksperymentach. Igły wykonane w laboratorium są łatwe do odtworzenia i mogą być szeroko stosowane w innych laboratoriach. Badanie to stanowi dobre podejście dla naukowców do zbadania mechanizmu RVF.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi dotyczącymi badań na zwierzętach, które są zgodne z Przewodnikiem Opieki i Użytkowania Zwierząt Laboratoryjnych opublikowanym przez amerykańskie Narodowe Instytuty Zdrowia (Publikacja NIH nr 85-23, poprawiona w 1996 roku). Samce myszy C57BL/6 (8-10 tygodni, o wadze 20-25 g) zostały dostarczone przez Animal Center Południowego Uniwersytetu Medycznego. Po przybyciu na miejsce, myszy były trzymane w 12/12-godzinnym cyklu ciemności/światła, z wystarczającą ilością pożywienia i wody.

1. Przygotowanie narzędzi chirurgicznych i produkcja igieł

  1. Przygotuj sterylne narzędzia chirurgiczne (Rycina 1A), pleciony jedwabny szew 6-0 (Rysunek 1B[a]) do podwiązania oraz nylonowy szew 5-0 do zamknięcia nacięcia (Rysunek 1B[b]).
  2. Przełóż pleciony jedwabny szew 6-0 (Rysunek 1B [a]) przez igłę 25 G zdemontowaną ze strzykawki iniekcyjnej o pojemności 1 ml. Następnie wyginaj igłę pod kątem 90° za pomocą kleszczyków hemostatycznych, aby uzyskać igłę zatrzaskową (Rysunek 1C[a]). Zegnij igłę 22 G o 120° (Rysunek 1C (b)), aby wykonać igłę wyściełającą.

2. Przygotowanie do operacji

  1. Autoklawuj wszystkie narzędzia chirurgiczne przed zabiegiem. Ustaw poduszkę grzewczą na 37 °C. Znieczulij myszy przez wstrzyknięcie dootrzewnowe mieszaniną ksylazyny (5 mg/kg) i ketaminy (100 mg/kg) w celu złagodzenia bólu. Umieść myszy w osobnych pudełkach, aby poczekały na pojawienie się narkotyku.
    UWAGA: Zaleca się również stosowanie 1,5% izofluranu do znieczulenia wziewnego.
  2. Monitoruj adekwatność znieczulenia poprzez zanik odruchu wycofania pedału. Trzymaj myszy w pozycji leżącej na poduszce grzewczej, mocując siekacze za pomocą szwu i mocując nogi taśmą klejącą. Sprawdź ponownie odruch, aby upewnić się, że znieczulenie jest głębokie.
  3. Nałóż pastę do depilacji na skórę od szyi do wyrostka mieczykowatego. Zdezynfekuj obszar jodem, a następnie 75% alkoholem.
  4. Wykonaj intubację dotchawiczą.
    1. Dostosuj parametry miniwentylatora dla zwierząt (Rysunek 1D) i ustaw częstość oddechów na 150/min, a objętość oddechową na 300 μl.
    2. Wyciągnij lekko język za pomocą spiczastych szczypiec, podnieś żuchwę szpatułką wykonaną w laboratorium Rysunek 1C [c]), aby odsłonić głośnię, i delikatnie włóż laboratoryjną kaniulę tchawicy (Rysunek 1C [d]) przez głośnię, podczas gdy źródło zimnego światła jest skierowane na krtań.
    3. Podłącz rurkę i respirator, aby sprawdzić, czy kaniula została wprowadzona do tchawicy. Przymocuj tchawicę za pomocą taśmy klejącej, jeśli kaniula została prawidłowo włożona.

3. Chirurgia

  1. Otwórz skrzynię.
    1. Wykonaj nacięcie w skórze równolegle do drugiego żebra o długości około 10 mm za pomocą nożyczek okulistycznych. Upewnij się, że nacięcie zaczyna się od kąta mostka i kończy na lewej przedniej linii pachowej. Zidentyfikuj drugą przestrzeń międzyżebrową, licząc żebra od kąta mostka.
    2. Oddziel i przetnij mięśnie piersiowe większe i piersiowe mniejsze nożyczkami i pęsetą łokciową powyżej drugiej przestrzeni międzyżebrowej, aby odsłonić tę przestrzeń.
      UWAGA: Zaleca się również oddzielenie, mobilizację i przesunięcie mięśni piersiowych w prawo i czaszkę.
    3. Tępo przeniknij drugą przestrzeń międzyżebrową pęsetą łokciową i otwórz tę przestrzeń. Następnie tępo oddziel miąższ i grasicę, aż będzie widoczny pień płucny.
  2. Zwęź tętnicę płucną.
    1. Dosadnie oddziel pień płucny i aortę wstępującą za pomocą pęsety łokciowej. Przełóż szew przez tkankę łączną między pniem płucnym a aortą wstępującą za pomocą igły zatrzaskowej.
    2. Umieścić igłę wyściełającą (patrz krok 1.2) na pniu płucnym, a następnie podwiązać pień płucny razem z igłą wyściełającą, używając plecionego jedwabnego szwu 6-0. Natychmiast po zaobserwowaniu wypełnienia stożka płucnego należy usunąć igłę wyściełającą i odciąć końce szwu.
    3. Obserwuj wypełnienie stożka płucnego, aby ocenić, czy występuje zwężenie. Ponownie oceń odruch zwierzęcia, aby upewnić się, że podwiązanie zakończy się sukcesem.
      UWAGA: Wykonaj pozorowaną operację, wykonując wszystkie powyższe kroki z wyjątkiem zwężenia.
  3. Zamknij klatkę piersiową i skórę nylonowym szwem 5-0. Ponownie zdezynfekuj skórę 75% alkoholem.
  4. Wstrzyknij podskórnie 0,5 ml soli fizjologicznej, aby uzupełnić płyn utracony podczas operacji. Umieść mysz w klatce osobno z poduszką grzewczą, aby ułatwić regenerację. Wróć myszy do ich klatek w pomieszczeniu z 12/12 godzinnym cyklem światła/ciemności, gdy powróci świadomość. Myszy należy podawać buprenorfinę w wodzie pitnej przez następne 3 dni.
  5. Zwróć szczególną uwagę na gojenie się rany po torakotomii, monitorując myszy 2 razy dziennie w ciągu pierwszego tygodnia, aby wykryć wszelkie oznaki niewystarczającego gojenia, upośledzenia ruchomości lub utraty wagi.

4. Echokardiograficzna ocena funkcji RV po operacji

UWAGA: Zmiany echokardiograficzne można wykryć 3 dni po zabiegu.

  1. Znieczulić myszy 3% izofluranem poprzez inhalację i utrzymać głębokość znieczulenia 1,5% izofluranem. Zamocuj mysz na platformie, przyklej jej pazury do elektrody i utrzymuj zwierzę w pozycji leżącej. Utrzymuj tętno myszy w zakresie 450-550 uderzeń/min, dostosowując stężenie izofluranu w zakresie od 1,5% do 2,5%.
  2. Usuń włosy z klatki piersiowej myszy za pomocą kremu do depilacji i nałóż żel ultradźwiękowy na skórę klatki piersiowej.
  3. Oceń zwężenie pnia płucnego za pomocą sondy 30 MHz.
    1. Trzymaj sondę pod kątem 30° w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara w stosunku do lewej linii przymostkowej, jednocześnie ustawiając wycięcie w kierunku ogonowym. Reguluj oś y i oś x w trybie B, aż zastawka mitralna, aorta i komora LV będą wyraźnie widoczne.
    2. Obróć sondę o 30°-40° wokół jej osi y w kierunku klatki piersiowej. Reguluj oś y i oś x, aż stożek płucny będzie wyraźnie widoczny.
    3. Umieść kursor na końcówce płatka zastawki płucnej, aby zmierzyć szczytową prędkość przepływu. Użyj trybu Color Doppler, naciskając Kolor, a następnie PW, a następnie przesuwając kursor, aby umieścić linię przerywaną PW równolegle do kierunku przepływu krwi.
    4. Zmierz szczytową prędkość tętnicy płucnej. Zapisz dane i obraz za pomocą Cine Store i Frame Store.
  4. Oceń parametry RV za pomocą sondy 30 MHz.
    1. Wyreguluj lewą stronę podkładki tak, aby znajdowała się niżej niż prawa strona. Trzymaj sondę zorientowaną pod kątem 30° do horyzontu wzdłuż prawej przedniej linii pachowej z wcięciem skierowanym w kierunku ogonowym. Reguluj oś y i oś x, aż RV będzie wyraźnie pokazany.
    2. Naciśnij M-Mode 2x, aby wyświetlić linię wskaźnika. Zmierz wymiar komory RV, skrócenie ułamkowe i grubość ścianki RV. Zapisz dane i obraz za pomocą Cine Store i Frame Store.
  5. Należy przerwać inhalację izofluranu, aby umożliwić myszom odzyskanie przytomności, a następnie przywrócić zwierzęta do ich klatek w pomieszczeniu z 12-godzinnym cyklem światła/ciemności.

5. Cewnikowanie prawego serca do oceny funkcji RV

UWAGA: Cewnikowanie prawego serca zostało wykonane 8 tygodni po operacji w celu oceny funkcji RV, przy użyciu cewnika 1,0 F i systemu monitorowania.

  1. Autoklaw wszystkich narzędzi chirurgicznych. Znieczulić zwierzę poprzez wstrzyknięcie dootrzewnowe mieszaniną ksylazyny (5 mg/kg) i ketaminy (100 mg/kg).
  2. Po ustąpieniu odruchu wycofania pedału przymocuj mysz do platformy, przyklej jej pazury do elektrody i utrzymuj mysz w pozycji leżącej. Usuń włosy w obszarze operacyjnym za pomocą kremu do depilacji.
  3. Zdezynfekuj skórę pola operacyjnego 75% alkoholem. Za pomocą spiczastych szczypiec lekko wyciągnij język, podnieś żuchwę za pomocą szpatułki wykonanej we własnym zakresie, aby odsłonić głośnię, i delikatnie włóż kaniulę tchawicy wykonaną we własnym zakresie przez głośnię, podczas gdy źródło zimnego światła jest skierowane na krtań. Użyj respiratora (Rysunek 1E), aby wspomóc wentylację.
  4. Otwórz jamę klatki piersiowej za pomocą 1,5 cm obustronnego nacięcia poniżej wyrostka mieczykowatego przez przeponę za pomocą nożyczek okulistycznych i kleszczy. Przetnij przeponę i żebra nożyczkami okulistycznymi, aby odsłonić serce. Przebić ścianę wolną od RV za pomocą igły 23 G i usunąć igłę; Delikatnie dociśnij punkt nakłucia bawełnianym wacikiem, aby zatrzymać krwawienie. Nakłuć komorę końcówką cewnika przez ranę.
    UWAGA: Zaleca się również cewnikowanie prawego serca przez prawą żyłę szyjną6. Gdy końcówka cewnika znajdzie się w komorze, monitor wyświetli krzywą ciśnienia RV.
  5. Zapisz skurczowe ciśnienie krwi RV, ciśnienie końcoworozkurczowe RV, RV dP/dt, tętno myszy i wykładniczą stałą czasową relaksacji RV (Tau) przez 10 minut, gdy krzywa jest stabilna. Korzystając z oprogramowania, kliknij przycisk Wybierz, a następnie kliknij przycisk Analizuj.
  6. Wyreguluj końcówkę cewnika w kierunku drogi odpływowej RV. Wyciągnij cewnik po zakończeniu nagrywania. Po zakończeniu pomiarów umieść cewnik w soli fizjologicznej.
  7. Poddaj myszy eutanazji przez dootrzewnowe wstrzyknięcia pentobarbitalu sodu 150 mg / kg, a następnie zwichnięcie szyjki macicy. Następnie zbierz serce, płuca i piszczel do analiz histomorfologicznych i biologii molekularnej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym badaniu myszy zostały losowo przydzielone do grupy PAC (n = 9) lub grupy pozorowanej (n = 10). Echokardiografię wykonano po 1, 4 i 8 tygodniach od zabiegu. Osiem tygodni po operacji, po ostatnich ocenach echokardiografii i cewnikowania, myszy zostały poddane eutanazji, a ich serca pobrano w celu oceny morfologicznej i histologicznej.

Zwężenie tułowia płucnego spowodowało przerost RV (R...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Patologiczny wzrost ciśnienia napełniania RV powoduje przesunięcie przegrody w lewo, co może zmienić geometrię lewej komory21. Zmiany te przyczyniają się do zmniejszenia pojemności minutowej serca i frakcji wyrzutowej lewej komory (LVEF), co może powodować zaburzenia hemodynamiczne układu krążenia22. Dlatego cenny jest wydajny, stabilny i ekonomiczny model do badania mechanizmu RVF.

Opracowaliśmy bardziej skuteczne i wysoce powtarzalne podejście ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez granty z Narodowej Fundacji Nauk Przyrodniczych Chin (81570464, 81770271; dla Dr. Liao) oraz Miejskich Projektów Planowania Technologii Naukowych w Kantonie (201804020083) (dla Dr. Liao).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Wentylator ALC-V8SSHANGHAI  ALCOTT  BIOTECHNOLOGIA  COALC-V8SWentylacja wspomagająca
Mini wentylator dla zwierzątHaverdTyp 845Wentylacja wspomagająca System
ultrasonograficzny dla zwierząt VEVO2100Visual Sonic  VEVO2100Echokardiografia
Oświetlacz zimnego światłaOlympusILD-2Light
Heat pad - termostatyczny system chirurgiczny (ALC-HTP-S1)SZANGHAJ  ALCOTT  BIOTECHNOLOGIA  COALC-HTP-S1Ogrzewanie
IzofluranRWD life scienceR510-22Znieczulenie wziewne
Matrx VIP 3000 Waporyzator izofuranowyMidmark CorporationVIP 3000Znieczulenie
Medyczny pleciony jedwabny szew (6-0)Shanghai Pudong Jinhuan Medical Supplies Co.6-0Podwiązanie
Medyczny nylonowy szew (5-0)Ningbo Medical Needle Co.5-0Szew
Cewnik Millar (1,0 F)Instrumenty AD1,0FDo cewnikowania prawego serca Sól
sodowa pentobarbitaluMerck25MGZnieczulenie
PowerLab wielokierunkowy system zapisu fizjologicznegoInstrumenty AD4/35Zapisz wynik cewnikowania prawego serca
Precyzyjna waga elektronicznaInstrument DenverTB-114Czujnik wagowy
Samodzielnie wykonana igłaOddziel aortę i tułów płucny
Samodzielnie wykonana igła wyściełająca Zwężenie
Samodzielna intubacja tchawicyIntubacja tchawicy 
Sprzęt do mikrochirurgii małych zwierzątNapoxMA-65Narzędzia chirurgiczne
Żel transmisyjnyGuang Gong pai250MLEchokardiografia
Krem do depilacji VeetReckitt BenchiserRQ/B 33 Typ 2Usuń sierść myszy
Pionowy automatyczny elektrotermiczny ciśnieniowy sterylizator parowyHefei Huatai Medical Equipment Co.LX-B50LAutomatyczne czyszczenie narzędzi chirurgicznych
Pionowy mikroskop chirurgiczny dla małych zwierzątInstrument optyczny YihuaY-HX-4ADo cewnikowania prawego serca
zatrzaskowa

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Mehra, M. R., et al. Right heart failure: toward a common language. The Journal of Heart and Lung Transplantation: The Official Publication of the International Society for Heart Transplantation. 33, 123-126 (2014).
  2. Sun, F., et al. Stagedependent changes of beta2adrenergic receptor signaling in right ventricular remodeling in monocrotalineinduced pulmonary arterial hypertension. International Journal of Molecular Medicine. 41, 2493-2504 (2018).
  3. Sun, X. Q., Abbate, A., Bogaard, H. J. Role of cardiac inflammation in right ventricular failure. Cardiovascular Research. 113, 1441-1452 (2017).
  4. Xie, Y. P., et al. Sildenafil prevents and reverses transverse-tubule remodeling and Ca(2+) handling dysfunction in right ventricle failure induced by pulmonary artery hypertension. Hypertension. 59, 355-362 (2012).
  5. de Raaf, M. A., et al. SuHx rat model: partly reversible pulmonary hypertension and progressive intima obstruction. European Respiratory Journal. 44, 160-168 (2014).
  6. Abe, K., et al. Haemodynamic unloading reverses occlusive vascular lesions in severe pulmonary hypertension. Cardiovascular Research. 111, 16-25 (2016).
  7. Gomez-Arroyo, J. G., et al. The monocrotaline model of pulmonary hypertension in perspective. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 302, L363-L369 (2012).
  8. van der Feen, D. E., et al. Shunt Surgery, Right Heart Catheterization, and Vascular Morphometry in a Rat Model for Flow-induced Pulmonary Arterial Hypertension. Journal of Visualized Experiments. (120), e55065(2017).
  9. Andersen, S., et al. A Pulmonary Trunk Banding Model of Pressure Overload Induced Right Ventricular Hypertrophy and Failure. Journal of Visualized Experiments. (141), e58050(2018).
  10. Hirata, M., et al. Novel Model of Pulmonary Artery Banding Leading to Right Heart Failure in Rats. BioMed Research International. 2015, 753210(2015).
  11. Zaw, A. M., Williams, C. M., Law, H. K., Chow, B. K. Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice. Journal of Visualized Experiments. (121), e55293(2017).
  12. Rockman, H. A., et al. Molecular and physiological alterations in murine ventricular dysfunction. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 91, 2694-2698 (1994).
  13. Reddy, S., et al. miR-21 is associated with fibrosis and right ventricular failure. JCI Insight. 2, (2017).
  14. Kusakari, Y., et al. Impairment of Excitation-Contraction Coupling in Right Ventricular Hypertrophied Muscle with Fibrosis Induced by Pulmonary Artery Banding. PLoS ONE. 12, e0169564(2017).
  15. Hu, J., Sharifi-Sanjani, M., Tofovic, S. P. Nitrite Prevents Right Ventricular Failure and Remodeling Induced by Pulmonary Artery Banding. Journal of Cardiovascular Pharmacology. 69, 93-100 (2017).
  16. Hemnes, A. R., et al. Testosterone negatively regulates right ventricular load stress responses in mice. Pulmonary Circulation. 2, 352-358 (2012).
  17. Mendes-Ferreira, P., et al. Distinct right ventricle remodeling in response to pressure overload in the rat. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 311, H85-H95 (2016).
  18. Razavi, H., et al. Chronic effects of pulmonary artery stenosis on hemodynamic and structural development of the lungs. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 304, L17-L28 (2013).
  19. Tarnavski, O., et al. Mouse cardiac surgery: comprehensive techniques for the generation of mouse models of human diseases and their application for genomic studies. Physiological Genomics. 16, 349-360 (2004).
  20. Jessen, L., Christensen, S., Bjerrum, O. J. The antinociceptive efficacy of buprenorphine administered through the drinking water of rats. Laboratory Animals. 41, 185-196 (2007).
  21. Haddad, F., Doyle, R., Murphy, D. J., Hunt, S. A. Right ventricular function in cardiovascular disease, part II: pathophysiology, clinical importance, and management of right ventricular failure. Circulation. 117, 1717-1731 (2008).
  22. Bosch, L., et al. Right ventricular dysfunction in left-sided heart failure with preserved versus reduced ejection fraction. European Journal of Heart Failure. 19, 1664-1671 (2017).
  23. Sianos, G., et al. Recanalisation of chronic total coronary occlusions: 2012 consensus document from the EuroCTO club. EuroIntervention: Journal of EuroPCR in Collaboration with the Working Group on Interventional Cardiology of the European Society of Cardiology. 8, 139-145 (2012).
  24. Bardaji, A., Rodriguez-Lopez, J., Torres-Sanchez, M. Chronic total occlusion: To treat or not to treat. World Journal of Cardiology. 6, 621-629 (2014).
  25. Choi, J. H., et al. Noninvasive Discrimination of Coronary Chronic Total Occlusion and Subtotal Occlusion by Coronary Computed Tomography Angiography. JACC. Cardiovascular Interventions. 8, 1143-1153 (2015).
  26. Danek, B. A., et al. Effect of Lesion Age on Outcomes of Chronic Total Occlusion Percutaneous Coronary Intervention: Insights From a Contemporary US Multicenter Registry. The Canadian Journal of Cardiology. 32, 1433-1439 (2016).
  27. Savai, R., et al. Pro-proliferative and inflammatory signaling converge on FoxO1 transcription factor in pulmonary hypertension. Nature Medicine. 20, 1289-1300 (2014).
  28. Zhiyu Dai, P., et al. Endothelial and Smooth Muscle Cell Interaction via FoxM1 Signaling Mediates Vascular Remodeling and Pulmonary Hypertension. American Journal of Respiratory and Critical. 198, 788-802 (2018).
  29. Hill, M. R., et al. Structural and mechanical adaptations of right ventricle free wall myocardium to pressure overload. Annals of Biomedical Engineering. 42, 2451-2465 (2014).
  30. Poirier, N. C., Mee, R. B. Left ventricular reconditioning and anatomical correction for systemic right ventricular dysfunction. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery. Pediatric Cardiac Surgery Annual. 3, 198-215 (2000).
  31. Wei, X., et al. Myocardial Hypertrophic Preconditioning Attenuates Cardiomyocyte Hypertrophy and Slows Progression to Heart Failure Through Upregulation of S100A8/A9. Circulation. 131, 1506-1517 (2015).
  32. Zakliczynski, M., et al. Mechanical circulatory support is effective to treat pulmonary hypertension in heart transplant candidates disqualified due to unacceptable pulmonary vascular resistance. Kardiochirurgia i Torakochirurgia Polska (Polish Journal of Cardio-Thoracic Surgery). 15, 23-26 (2018).
  33. De Santo, L. S., et al. Pulmonary artery hypertension in heart transplant recipients: how much is too much? European Journal of Cardio-Thoracic Surgery: Official Journal of the European Association for Cardio-Thoracic Surgery. 42, 864-870 (2012).
  34. Cheng, X. L., et al. Prognostic Value of Pulmonary Artery Compliance in Patients with Pulmonary Arterial Hypertension Associated with Adult Congenital Heart Disease. International Heart Journal. 58, 731-738 (2017).
  35. Egemnazarov, B., et al. Pressure Overload Creates Right Ventricular Diastolic Dysfunction in a Mouse Model: Assessment by Echocardiography. Journal of the American Society of Echocardiography. 28, 828-843 (2015).
  36. Jang, S., et al. Biomechanical and Hemodynamic Measures of Right Ventricular Diastolic Function: Translating Tissue Biomechanics to Clinical Relevance. Journal of the American Heart Association. 6 (9), e006084(2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Cewnikowanie prawej komory sercaechokardiografia przezklatkowachirurgiczna ig a z zatrzaskiemindukcja przerostu prawej komorymodel mysibadania hemodynamicznebadanie histologicznew knienie mi nia sercowego

Powiązane artykuły