Solidne porównanie poziomów białka w tkankach i podczas całego rozwoju przy użyciu standaryzowanego ilościowego Western blotting

Western blotting to technika, która jest powszechnie używana do wykrywania i ilościowego określania ekspresji białek, w tym w homogenatach tkanek lub ekstraktach. Z biegiem lat technika ta doprowadziła do wielu postępów zarówno w badaniach podstawowych, jak i klinicznych, gdzie może być używana jako narzędzie diagnostyczne do identyfikacji obecności choroby^1,2. Western blotting został po raz pierwszy opisany w 1979 roku jako metoda przenoszenia białek z żeli poliakrylamidowych na arkusze nitrocelulozy, a następnie wizualizacji białek za pomocą przeciwciał drugorzędowych, które były albo znakowane radioaktywnie, albo sprzężone z fluoresceiną lub peroksydazą³. Dzięki rozwojowi dostępnych na rynku zestawów i urządzeń, zachodnie metody blottingu były z biegiem lat coraz bardziej standaryzowane i upraszczane. Rzeczywiście, technika ta jest obecnie chętnie stosowana przez naukowców o różnym pochodzeniu i poziomie doświadczenia. Jednak, podobnie jak w przypadku wielu podobnych technik eksperymentalnych, na wynik analiz Western blot łatwo wpływają wybory dokonane podczas projektowania i realizacji eksperymentu. Dlatego ważne jest, aby dostępność ustandaryzowanych metod Western blot nie przesłaniała potrzeby starannego planowania i projektowania eksperymentów. Rozważania eksperymentalne obejmują między innymi przygotowanie i obsługę próbek, wybór i walidację przeciwciał do wykrywania białek oraz efektywność transferu żel-błona szczególnie małych lub dużych (<10 lub>140 kDa) białek^4,5,6,7,8,9. Jakość białka w oryginalnej próbce odgrywa znaczącą rolę w określaniu wyniku późniejszej analizy Western blot. Ponieważ białko można ekstrahować z wielu różnych próbek i źródeł, w tym z linii komórkowych, tkanek z modeli zwierzęcych i pośmiertnych tkanek ludzkich, w celu uzyskania powtarzalnych wyników wymagana jest konsekwencja w obchodzeniu się i przetwarzaniu. Na przykład, gdy wymagane jest długotrwałe przechowywanie próbek do ekstrakcji białka, ważne jest, aby zdać sobie sprawę, że chociaż białko jest ogólnie stabilne w temperaturze -80 °C, odnotowano różnice w stabilności białka między wyekstrahowanymi białkami a nienaruszonymi tkankami w temperaturze -80 °C¹⁰. Ponadto, aby uzyskać powtarzalne szacunki ilości białka, kluczowa jest konsekwentna homogenizacja próbek. Optymalizacja różnych do lizy i metod homogenizacji (np. homogenizacja ręczna w porównaniu z metodami automatycznymi) może być wymagana przed rozpoczęciem eksperymentu ilościowego na dużą skalę.

Strategie normalizacji korygujące obciążenie białkami i zmienność kwantyfikacyjną są niezbędne do uzyskania solidnych, ilościowych wyników ekspresji białek. Białka porządkowe, takie jak β-aktyna, α-tubulina, β-tubulina i dehydrogenaza gliceraldehydo-3-fosforanowa (GAPDH) były tradycyjnie stosowane do normalizacji poziomu białka w celu oceny ilościowej. Jednak w ciągu ostatnich kilku lat coraz częściej krytykowano normalizację do określonych białek porządkowych w celu oceny ilościowej^11,12. Na przykład ekspresja białek porządkowych może się zmieniać na różnych etapach rozwoju^13,14, w tkankach tego samego zwierzęcia⁴ i w różnych stanach chorobowych^4,15,16,17. W związku z tym stosowanie specyficznych białek porządkowych ogranicza możliwości dokonywania bardziej złożonych porównań między ekspresją białek z różnych tkanek, w różnych punktach czasowych i w różnych warunkach eksperymentalnych. Alternatywą dla białek porządkowych w celu kontrolowania zmienności obciążenia białkami jest użycie całkowitego barwienia białka (TPS), które znakuje i wizualizuje wszystkie białka obecne w próbce. TPS umożliwia normalizację sygnału w oparciu o całkowite obciążenie białkiem, a nie poziomy jednego konkretnego białka, a zatem kwantyfikacja sygnału TPS powinna być porównywalna i odtwarzalna niezależnie od warunków eksperymentalnych, typu próbki lub punktu czasowego rozwoju. Przykłady barwienia białka całkowitego obejmują Ponceau S, żele bez barwników, Coomassie R-350, Sypro-Ruby, Epicocconone, Amydo Black i Cy5 (przegląd w odnośniku 18). Każda z tych metod ma określone zalety i ograniczenia, a wybór metody zależy od dostępnego czasu i narzędzi, a także konfiguracji eksperymentalnej^4,18.

Oprócz używania TPS do korygowania obciążenia wewnątrz błony i zmienności ilościowej, może być konieczne porównywanie próbek między różnymi membranami, szczególnie podczas przeprowadzania analizy ekspresji białek na dużą skalę. Jednak zmienność czynników, takich jak skuteczność wiązania przeciwciał i całkowita intensywność barwienia białek, może wprowadzać dalszą zmienność między próbkami białek, które są analizowane na oddzielnych żelach i błonach. W celu uzyskania solidnej oceny ilościowej w tej sytuacji konieczne jest zatem wprowadzenie kolejnego etapu normalizacji w celu uwzględnienia zmienności między błonami. Można to osiągnąć poprzez włączenie wewnętrznego wzorca obciążenia na każdej z oddzielnie analizowanych membran, który jest utrzymywany na stałym poziomie we wszystkich eksperymentach. Wzorzec ten może mieć postać dowolnego lizatu białkowego, który można uzyskać w ilościach wystarczających do wykorzystania na wszystkich błonach objętych eksperymentem. Tutaj używamy lizatu mózgu myszy (uzyskanego od 5-dniowych myszy kontrolnych), ponieważ mózg łatwo się homogenizuje, a uzyskany lizat białkowy zawiera znaczną ilość białka w wysokim stężeniu. Umieszczenie wzorca wewnętrznego w trzech egzemplarzach umożliwia normalizację i bezpośrednie porównanie próbek na oddzielnych membranach.

Tutaj opisujemy szczegółowy protokół, który opracowaliśmy, aby umożliwić nam przeprowadzenie kompleksowych porównań zmienności ekspresji białek w różnych tkankach, modelach mysich (w tym modelach chorób) i punktach czasowych rozwoju¹⁹. Łącząc fluorescencyjny TPS z wykorzystaniem wewnętrznego wzorca obciążenia, byliśmy w stanie przezwyciężyć istniejące ograniczenia w liczbie próbek i warunkach eksperymentalnych, które można porównać w ramach jednego eksperymentu. Podejście to rozszerza zastosowanie tradycyjnych technik Western blot, umożliwiając w ten sposób naukowcom lepsze badanie ekspresji białek w różnych tkankach i próbkach.

Tkanki do tej procedury zostały uzyskane z badań na zwierzętach, które zostały zatwierdzone przez wewnętrzną komisję etyki na Uniwersytecie w Edynburgu i zostały przeprowadzone zgodnie z przepisami instytucjonalnymi i brytyjskim Home Office, na podstawie odpowiednich licencji osobistych i projektowych.

UWAGA: Ten protokół został zoptymalizowany przy użyciu standardowych, dostępnych na rynku zestawów i odczynników w celu zwiększenia odtwarzalności (zobacz Tabelę Materiałów).

1. Przygotowanie próbek

1. Ekstrakcja białek
   1. Przenieść zamrożone próbki komórek lub tkanek z temperatury -80 °C na suchy lód, rozmrozić na lodzie i przemyć w razie potrzeby lodowatym roztworem soli fizjologicznej buforowanym fosforanami (PBS) (szczegółowe informacje na temat tkanek i płukania PBS znajdują się w tabeli 1). Unikaj niepotrzebnych cykli zamrażania i rozmrażania, ponieważ wpłynie to na jakość białka.
   2. Dodać bufor do testu radioimmunoprecypitacyjnego (RIPA) (25 mM Tris-HCl (pH 7,6), 150 mM NaCl, 1% NP-40, 1% deoksycholan sodu, 0,1% SDS) zawierający 1x inhibitor proteazy do każdej próbki, stosując optymalną ilość na masę tkanki (zalecenia znajdują się w Tabeli 1).
      UWAGA: W zależności od zastosowania, rodzaj i ilość bufora homogenizacyjnego może wymagać dalszej optymalizacji.
   3. Do homogenizacji próbek tkanek należy użyć ręcznego homogenizatora elektrycznego z tłuczkiem polipropylenowym. Pomiędzy każdą próbką umyj tłuczek w wodzie podwójnie destylowanej i osusz czystą chusteczką. Zmieniaj tłuczek między różnymi warunkami eksperymentalnymi i tkankami.
   4. Pozostawić próbki na lodzie na 10 minut po homogenizacji. Odwirować próbki w temperaturze >10 000 x g w temperaturze 4 °C przez 10 minut.
   5. Przenieść supernatant do nowej probówki na lodzie, nie naruszając osadu. Supernatantem jest próbka białka. Wyekstrahowane białko należy przechowywać w temperaturze -80 °C lub bezpośrednio przystąpić do pomiaru stężenia białka.
2. Kwantyfikacja i normalizacja stężenia białka
   1. Zmierz stężenie białka za pomocą testu kwasu bicinchoninowego (BCA). Przygotować mieszaninę do oznaczania BCA zgodnie z instrukcjami producenta w 96-dołkowej płytce optycznej, używając 200 μl mieszanki BCA na basenik.
      UWAGA: Inne metody kwantyfikacji, takie jak testy Lowry'ego i Bradforda, mogą być również stosowane do określania stężenia białka, o ile stężenie białka jest konsekwentnie określane ilościowo we wszystkich eksperymentach.
   2. Przygotować wzorce albuminy surowicy bydlęcej (BSA) w rosnących stężeniach w trzech egzemplarzach i dodać 1 μl każdej próbki białka w dwóch egzemplarzach. Inkubować 96-dołkową płytkę w podgrzanym bloku grzewczym w temperaturze 60 °C przez 10 minut lub dłużej, jeżeli przewiduje się, że stężenie białka będzie niskie.
   3. Po inkubacji zmierzyć absorpcję przy długości fali 560 nm za pomocą czytnika płytek.
   4. Eksportuj pomiary czytnika płytek i oblicz stężenie białka, porównując średnie wartości absorbancji każdej próbki z krzywą wzorcową uzyskaną przy użyciu wzorca białka. Wartość R-kwadrat dla krzywej wzorcowej powinna być większa lub równa 0,98, aby dokładnie oszacować stężenie białka w próbce.
   5. Normalizować ilość białka, przygotowując rozcieńczenia próbek białek w buforze próbki i wodzie ultraczystej. Całkowitą objętość można regulować w zależności od rodzaju użytego żelu. Zaleca się załadowanie 30 μg białka na linię jako ilość początkową. W razie potrzeby dodać do każdej próbki środek redukujący, taki jak ditiotreitol (DTT; stężenie końcowe 5 mM) lub beta-merkaptoetanol (stężenie końcowe 200 mM). Odpipetować nierozcieńczony beta-merkaptoetanol w dygestorium.
   6. Próbki inkubować w bloku grzewczym w temperaturze 70 °C przez 10 minut. Umieścić próbki na lodzie, zagłuszyć i krótko odwirować w celu zebrania. Trzymaj na lodzie do momentu załadowania żelu.

2. Elektroforeza żelowa próbek białek

1. Konfiguracja urządzenia i żelu
   1. Ustawić prefabrykowany żel gradientowy Bis-Tris o sile 4–12% (patrz tabela materiałów) w systemie komory do elektroforezy żelowej. Przed użyciem spłucz żele wodą podwójnie destylowaną.
      UWAGA: W zależności od wielkości, interakcji i obfitości białka będącego przedmiotem zainteresowania, można stosować żele o różnym gradiencie, środku buforującym lub wielkości i liczbie studzienek.
   2. Dodaj 500 ml 1x buforu do biegania MES SDS rozcieńczonego w podwójnie destylowanej wodzie na zbiornik. Ostrożnie wyjmij grzebień z żeli po dodaniu bufora do biegania, nie naruszając dołków w żelu do układania.
2. Ładowanie białka
   1. Załaduj 3,5 μl wzorca białka do studzienki. W zależności od układu próbki, załadowanie drabinki białkowej po obu stronach żelu może pomóc w dokładniejszym oszacowaniu wielkości białka. Użyj końcówek do ładowania żelu z cienką końcówką, aby uzyskać dokładniejsze ładowanie próbki.
   2. W przypadku stosowania wewnętrznego wzorca do normalizacji między błonami (patrz krok 5 poniżej i dyskusja), załaduj ilość równą innym próbkom do pierwszych 3 dołków obok drabinki białkowej.
   3. Załadować 30 μg każdej próbki do pozostałych studzienek. Dodaj 1x bufor próbki do wszystkich pustych studzienek.
3. Elektroforezy
   1. Zmontuj zbiornik żelu po załadowaniu próbek. Przepuścić próbki przez żel do układania w stos pod napięciem 80 V przez 10 minut, a następnie pod napięciem 150 V przez dodatkowe 45-60 minut.

3. Transfer białka

UWAGA: Transfer białka w tym protokole odbywa się za pomocą dostępnego na rynku systemu półsuchego blottingu (patrz Tabela Materiałów) w celu uzyskania szybkich i spójnych wyników.

1. Przygotuj transfer białka, mocząc wstępnie bibułę filtracyjną w wodzie podwójnie destylowanej i upewniając się, że nóż do żelu, plastikowa pipeta Pasteura, wałek do bibułki i kleszcze są gotowe do użycia.
2. Otwórz stos transferowy, ostrożnie usuwając całą folię do pakowania. Zdejmij górę z dolnego stosu i odłóż go na bok. Szybko zwilż membranę na dolnym stosie kilkoma kroplami buforu do elektroforezy (2-3 ml). Po otwarciu stosu transferowego ważne jest, aby zapobiec wysychaniu membrany PVDF.
3. Po zatrzymaniu elektroforezy otwórz wstępnie obrobiony żel za pomocą noża do żelu i odetnij żel do układania w stosy. Przetnij żel wokół jego krawędzi, aby uwolnić go od plastikowego odlewu. Nóż do żelu powinien być mokry, aby zapobiec uszkodzeniu żelu.
4. Zmontuj stos transferowy od dołu do góry: dolny stos (zawierający membranę PVDF), żel białkowy, bibuła filtracyjna. Użyj wałka do bibuły, aby usunąć wszystkie pęcherzyki powietrza. Umieść górny stos na bibule filtracyjnej i ponownie zwiń stos, aby usunąć pęcherzyki powietrza. Nie należy naciskać zbyt mocno, ponieważ może to spowodować odkształcenie żelu podczas przenoszenia białka.
5. Przenieś cały stos do urządzenia transferowego za pomocą elektrody po lewej stronie urządzenia i umieść gąbkę żelową na wierzchu stosu tak, aby była wyrównana z odpowiednimi stykami elektrycznymi na urządzeniu. Zamknij pokrywę, wybierz i uruchom odpowiedni program (zalecany punkt wyjścia to 20 V przez 7 minut).
6. Po zakończeniu pozostaw pokrywę zamkniętą na 2 minuty, aby komin ostygł i zapobiec wysychaniu membrany. Usuń stos transferowy i przytnij membranę do rozmiaru żelu. Szybko umyj przeciętą membranę wodą podwójnie destylowaną, zanim przejdziesz do całkowitego barwienia białka.

4. Barwienie białka ogółem

UWAGA: Korzystanie z detekcji fluorescencyjnej daje znaczną przewagę nad bardziej tradycyjnymi metodami (np. wykrywaniem ECL), ponieważ zakres liniowy i czułość mogą być znacznie lepiej kontrolowane⁴. Dlatego w krokach 4 i 5 stosuje się fluorescencyjny TPS i fluorescencyjne przeciwciała drugorzędowe (patrz tabela materiałów).

1. Zwiń membranę do probówki o pojemności 50 ml stroną z białkiem skierowaną do wewnątrz. Ze względu na światłoczułość fluorescencyjnego TPS i przeciwciał drugorzędowych, wszystkie kolejne etapy są przeprowadzane w ciemności.
2. Dodać 5 ml roztworu barwienia białkowego (patrz tabela materiałów) i inkubować na wałku przez 5 minut w temperaturze pokojowej. Ponieważ TPS i bufor płuczący zawierają metanol, należy wykonać te czynności w dygestorium.
3. Wyrzucić roztwór barwiący i szybko przemyć dwukrotnie 5 ml roztworu myjącego (6,3% kwasu octowego w 30% metanolu). Umieść rurkę na krótko z powrotem na wałku między etapami mycia. Przed kontynuowaniem krótko spłucz membranę ultraczystą wodą.

5. Blokowanie, inkubacja i wykrywanie przeciwciał

1. Blokowanie membrany: Dodać 3 ml buforu blokującego (patrz Tabela materiałów) do probówki o pojemności 50 ml zawierającej membranę. Inkubować błonę na wałku przez 30 minut w temperaturze pokojowej. W zależności od wyboru przeciwciała, rodzaj zastosowanego buforu blokującego może wymagać optymalizacji.
2. Inkubacja przeciwciał pierwotnych
   1. Odrzuć bufor blokujący i zastąp go przeciwciałem pierwszorzędowym o odpowiednim, zoptymalizowanym stężeniu (Rysunek 1 i Rysunek 2: mysi anty-SMN, w stosunku 1:1,000, rozcieńczony w buforze blokującym).
      UWAGA: Odpowiednia optymalizacja przeciwciał pierwszorzędowych powinna obejmować potwierdzenie, że przeciwciało wykrywa produkt białkowy o odpowiedniej wielkości, wykazując brak lub minimalne wiązanie z innymi, niespecyficznymi produktami białkowymi. Jeśli to możliwe, przetestuj i porównaj wiele przeciwciał przeciwko białku będącemu przedmiotem zainteresowania.
   2. Inkubować błonę na wałku przez noc w temperaturze 4 °C. Następnego dnia usuń roztwór przeciwciała i przemyj 6 razy przez 5 minut 1x PBS na wałku w temperaturze pokojowej (RT).
3. Inkubacja przeciwciał wtórnych
   1. Przygotować swoiste przeciwciało drugorzędowe w stosunku 1:5 000 przeciwko gospodarzowi przeciwciała pierwszorzędowego w 5 ml buforze blokującym. Inne przeciwciała drugorzędowe mogą wymagać innych rozcieńczeń lub użycia alternatywnych blokujących.
   2. Inkubować błonę z roztworem przeciwciał drugorzędowych na wałku przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej. Po inkubacji umyć membranę trzy razy po 30 minut 1x PBS na wałku.
   3. Wysuszyć membranę i chronić ją przed światłem za pomocą folii aluminiowej do momentu wykrycia. Membrany mogą być przechowywane w temperaturze 4 °C w celu długotrwałego przechowywania.
4. Akwizycja obrazu
   1. Zaloguj się do komputera podłączonego do skanera. Umieść membranę na skanerze stroną z białkiem skierowaną w dół i wybierz obszar skanowania w oprogramowaniu.
   2. Zoptymalizuj intensywność lasera dla obu kanałów (700 nm i 800 nm), upewniając się, że nie występuje nasycenie. Uzyskaj obrazy w obu kanałach i wyeksportuj je do dalszej analizy (krok 6).

6. Analiza i kwantyfikacja Western blot

UWAGA: Te zalecenia są oparte na darmo dostępnym oprogramowaniu Image Studio. Jednak porównywalne analizy można również przeprowadzić za pomocą innych pakietów oprogramowania, takich jak ImageJ.

1. Zaimportuj plik: Utwórz lokalny obszar roboczy na komputerze używanym do analizy. W ten sposób generowana jest baza danych plików graficznych dla pozyskanych zachodnich plam. Zaimportuj pliki uzyskane na skanerze i wybierz obraz do analizy.
2. Analiza TPS
   1. Wyświetl kanał 700 nm, aby pokazać całkowity wynik barwienia białka. Przykład obrazu TPS znajduje się w Rysunek 1, w którym bezpośrednio porównano różne tkanki noworodków (P5) (Figura 1A-B) i 10-tygodniowych myszy (Figura 1C-D). Podobnie, Rysunek 2 pokazuje przykład bezpośredniego porównania tkanki mózgowej myszy w różnym wieku.
   2. Wybierz zakładkę Analiza w prawym górnym rogu i wybierz Dodaj prostokąt, aby zdefiniować obszar zainteresowania do normalizacji (Rysunek 1B, D). Skopiuj i wklej pierwszy obszar prostokąta do każdej pojedynczej próbki, aby upewnić się, że zdefiniowany obszar ma ten sam rozmiar dla wszystkich analizowanych pasów.
   3. Skopiuj wynik z zakładki Kształty w lewym dolnym rogu oprogramowania.
3. Kwantyfikacja
   UWAGA: Optymalne podejście do ilościowego oznaczania próbek zależy od projektu eksperymentu. W tym miejscu przedstawimy ilustracyjny przykład wykrywania białka neuronu ruchowego przeżycia (Smn; kluczowego białka zaangażowanego w chorobę nerwowo-mięśniową rdzeniowego zaniku mięśni^20,21), o którym wiadomo, że zmniejsza się z czasem¹⁹ i jak normalizacja intensywności sygnału Smn do TPS zapewnia wiarygodne szacunki rozwoju ekspresji białka.
   1. Rysunek 2 pokazuje spadek ekspresji Smn wraz z wiekiem zwierzęcia z TPS jako kontrolą obciążenia białka. Powtórz kroki 6.2.1-6.2.3, aby określić ilościowo obciążenie białkami (Rysunek 2B). Powtórz kroki 6.2.1-6.2.3 w kanale 800 nm (Rysunek 2A), aby przeanalizować interesujące Cię białko.
   2. Skopiuj wyniki zarówno z TPS, jak i białka będącego przedmiotem zainteresowania do programu arkusza kalkulacyjnego. W arkuszu kalkulacyjnym najpierw znormalizuj obciążenie białkami, określając najwyższy sygnał TPS i dzieląc każdą wartość sygnału TPS przez tę wartość, aby uzyskać znormalizowaną wartość ładowania białka.
   3. Podziel wartość sygnału 800 nm z każdej pojedynczej próbki przez odpowiadającą jej znormalizowaną wartość białka, aby obliczyć względny stosunek ekspresji białka w różnych próbkach.
   4. Po pierwszej normalizacji porównaj różne punkty czasowe lub tkanki ze średnią wartością wzorca wewnętrznego, aby umożliwić bezpośrednie porównania między różnymi błonami i eksperymentami.

7. Statystyki

1. Aby określić jakiekolwiek statystycznie istotne różnice w ekspresji białek w złożonych i dużych grupach próbek, wymagana jest odpowiednia metodologia statystyczna. Chociaż szczegółowe omówienie tła statystycznego wykracza poza zakres tego artykułu, chcemy zwrócić uwagę na kilka kwestii i szczegółowo opisać skuteczne podejście, które zastosowaliśmy wcześniej¹⁹.
2. Podobnie jak w przypadku wielu eksperymentów, pomiary kwantyfikacji białek nie stanowią całkowicie niezależnych danych. Tutaj, na przykład, wiele tkanek jest zwykle pozyskiwanych od pojedynczych zwierząt w celu określenia poziomów białka w wielu narządach w jednym eksperymentalnym punkcie czasowym. W związku z tym użyliśmy modeli efektów mieszanych do analizy różnic w ekspresji białek w czasie i między tkankami. Ogólnie rzecz biorąc, modele efektów mieszanych zapewniają skuteczny sposób radzenia sobie z brakiem niezależności, a tym samym unikania pseudo-replikacji^22,23. W tym przypadku modele efektów mieszanych zwiększają moc statystyczną poprzez uwzględnienie powtarzających się pomiarów między tkankami, w obrębie poszczególnych osób. Do przeprowadzania tych analiz używamy pakietu oprogramowania statystycznego R, ponieważ jest on ogólnodostępny i wszechstronny. Jednak inne dostępne na rynku pakiety mogą być w stanie przeprowadzić podobne analizy.  
3. Obecny projekt eksperymentalny obejmuje projekt "podzielonej działki", ponieważ każda mysz należała tylko do jednej grupy wiekowej. W związku z tym modelowaliśmy poszczególne myszy (identyfikator myszy) jako losowy efekt z unikalnym identyfikatorem; Uwzględniliśmy również tkankę, wiek i ich interakcję jako stałe efekty. Dane modelowaliśmy za pomocą funkcji lmer w bibliotece R, lme4. W ramach kontroli jakości zwizualizowaliśmy resztki, aby ocenić założenia o równej wariancji i rozkładzie normalnym, a następnie przekształciliśmy dane tam, gdzie było to konieczne, aby spełnić te założenia. Aby przetestować istotną interakcję między tkanką a wiekiem, dopasowaliśmy identyczny model, w którym brakowało tej interakcji, i porównaliśmy modele za pomocą parametrycznego bootstrappingu (funkcja R PBmodcomp w bibliotece, pbkrtest). Tam, gdzie pojawiły się znaczące interakcje, użyliśmy funkcji emmeans (w bibliotece emmeans R), aby określić przyczynę interakcji. Na przykład: Porównaliśmy średnią ekspresję między klasami wiekowymi w każdej tkance; Istotna interakcja może wystąpić między wiekiem a tkanką, jeśli, powiedzmy, dwie dane klasy wiekowe różnią się znacząco dla jednej tkanki, ale nie dla innej. Podsumowując, podejścia te umożliwiają rozszerzenie wiarygodności wniosków z eksperymentów Western blot poprzez zapewnienie statystycznego wsparcia dla tych wyników.

Załączamy przykłady użycia TPS i wewnętrznego standardu, aby ułatwić porównywanie poziomów białek w różnych tkankach i punktach czasowych. Rysunek 1 pokazuje wyniki Western blotting na białku wyekstrahowanym z tkanek pobranych od noworodka (5 dzień po urodzeniu) w porównaniu z dorosłymi myszami (10-tygodniowym). TPS i Smn immunoblot są pokazane w Rysunek 1A, C. Kwantyfikacja intensywności fluorescencji TPS została osiągnięta poprzez pomiar intensywności fluorescencji wewnątrz prostokąta na każdym pasie, a jej wyniki są pokazane w tabelach w Rysunek 1B i 1D. Należy pamiętać, że próbki z różnych tkanek charakteryzują się różnymi wzorcami prążków białkowych TPS i dlatego konieczne jest użycie całego pasa do celów normalizacji. Rzeczywiście, gdy analizowane są całe pasy, intensywność fluorescencji pozostaje stosunkowo podobna we wszystkich próbkach, co wskazuje, że TPS do normalizacji jest odpowiedni do tego celu. Uwzględniono również wewnętrzny wzorzec składający się z mieszaniny lizatu mózgowego P5, aby zilustrować, w jaki sposób można go wykorzystać do dalszych porównań między różnymi błonami. Ponadto, w Rysunek 2, pokazujemy, jak fluorescencyjny TPS może być używany do porównywania poziomów białka w różnych punktach rozwojowych. Tutaj pokazujemy poziomy Smn w lizatach mózgu myszy noworodków (P5), w wieku odsadzeniowym (P20) i dorosłych (10W) (Rysunek 2A). Chociaż poziomy Smn wyraźnie spadają wraz z wiekiem, kwantyfikacja TPS pozostaje stała, jak pokazano na Rysunek 2B.

Rysunek 1. Western blot pokazujący poziomy białka TPS i Smn w tkankach myszy w dwóch różnych wieku. Białko TPS i Smn dla myszy P5 (A) i 10 tygodniowych (C). (B, D) Obliczono intensywność fluorescencji TPS na całym pasie ruchu i jest ona wskazywana (w dowolnych jednostkach). M: marker/wzorzec białka; kDa: kilodalton; a.u.: jednostka dowolna; P5: 5. dzień po porodzie; 10W: 10 tygodni. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 2. Analiza ekspresji Smn w tkankach myszy w różnych punktach rozwojowych. (A) Lizaty mózgu z tkanek uzyskanych od myszy P5, P20 i 10-tygodniowych analizowano za pomocą TPS (górny panel) i SMN (dolny panel). (B) Intensywność fluorescencji TPS została obliczona i jest podawana w dowolnych jednostkach. M: marker/wzorzec białka; kDa: kilodalton; a.u.: jednostka dowolna; P5: 5. dzień po porodzie; P20: 20. dzień po porodzie; 10W: 10 tygodni. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Tabela 1. Przegląd oczekiwanych mas tkanek i odpowiadające im zalecenia dotyczące płukania PBS i objętości buforu do lizy, które mają być stosowane do homogenizacji. Masy są wskazaniami dla tkanek pobranych od myszy w 8. dniu po urodzeniu (P8). Objętości PBS i buforu do lizy można skalować w górę i w dół zgodnie z potrzebami eksperymentalnymi.

Autorzy nie mają żadnych sprzecznych interesów, które mogliby ujawnić.