Wykorzystanie tlenku deuteru jako nieinwazyjnego, nieśmiertelnego narzędzia do oceny składu ciała i spożycia wody przez ssaki

Podsumowanie

Ten artykuł opisuje technikę rozcieńczania tlenkiem deuteru u dwóch ssaków, owadożercy i mięsożercy, w celu określenia całkowitej ilości wody w organizmie, beztłuszczowej masy ciała, masy tkanki tłuszczowej i zużycia wody.

Streszczenie

Systemy oceny kondycji ciała i wskaźniki kondycji ciała są powszechnie używanymi technikami do oceny stanu zdrowia lub sprawności gatunku. Systemy oceny kondycji ciała są zależne od oceniającego i mogą być wysoce subiektywne. Wskaźniki kondycji ciała mogą być zaburzone przez żerowanie, wpływ masy ciała, a także problemy statystyczne i wnioskowanie. Alternatywą dla systemów oceny kondycji ciała i wskaźników kondycji ciała jest użycie stabilnego izotopu, takiego jak tlenek deuteru, do określenia składu ciała. Metoda rozcieńczania tlenku deuteru jest powtarzalną, ilościową techniką stosowaną do oceny składu ciała ludzi, dzikich zwierząt i gatunków domowych. Dodatkowo technika rozcieńczania tlenku deuteru może być wykorzystana do określenia spożycia wody przez pojedyncze zwierzę. W tym miejscu opisujemy adaptację techniki rozcieńczania tlenku deuteru do oceny składu ciała dużych nietoperzy brunatnych (Eptesicus fuscus) oraz do oceny spożycia wody u kotów (Felis catis).

Wprowadzenie

Systemy oceny kondycji ciała i wskaźniki kondycji ciała są powszechnie używanymi technikami do oceny stanu zdrowia lub sprawności gatunku^1,2. Wiele gatunków domowych i zoologicznych ma unikalne systemy oceny kondycji ciała (BCS), które są używane do oceny mięśni i powierzchownej tkanki tłuszczowej zwierzęcia³. Jednak ocena BCS opiera się na oceniającym, co oznacza, że BCS jest pomiarem obiektywnym lub półilościowym, gdy jest oceniany przez przeszkolonego oceniającego. U gatunków dzikich zwierząt powszechnie stosuje się wskaźniki kondycji ciała, a nie BCS, i opierają się one na stosunku masy ciała do wielkości ciała lub masy ciała do przedramienia². Wskaźniki kondycji ciała są często mylone przez efekty żerowania i mogą być mylone przez rozmiar ciała, a także problemy statystyczne i wnioskowanie⁴.

Alternatywą dla systemów oceny kondycji ciała i wskaźników kondycji ciała jest użycie stabilnego izotopu do określenia składu ciała. Jednym z powszechnie stosowanych stabilnych izotopów jest tlenek deuteru (D₂O), nieradioaktywna forma wody, w której atomy wodoru są izotopami deuteru. Metoda rozcieńczania tlenku deuteru opisana w tym badaniu może być niesubiektywną, ilościową i powtarzalną techniką stosowaną do oceny składu ciała u ludzi⁵ i szerokim zakresie gatunków^4,6,7. Ta technika może być korzystna do badania składu ciała u dzikich zwierząt. Na przykład można go wykorzystać do oceny podłużnych zmian w składzie ciała, takich jak przed i po działaniu zarządczym. Jednak u niektórych gatunków dzikich zwierząt tlenek deuteru może zawyżać rzeczywistą zawartość wody⁸. W związku z tym, dostosowując technikę do danego gatunku, ważne jest, aby zwalidować metodę poprzez porównanie metody tlenku deuteru z analizą tusz w przypadku gatunków niezagrożonych. W przypadku gatunków zagrożonych i zagrożonych wyginięciem należy rozważyć metodę nieniszczącą, taką jak podwójna absorpcjometria rentgenowska (DXA), jako alternatywną metodę porównawczą dla złotego standardu destrukcyjnej metody pełnej analizy tusz.

Oprócz składu ciała, technika rozcieńczania D₂O może być użyta do określenia zużycia wody przez poszczególne zwierzęta⁹. To unikalne zastosowanie D₂O może być wykorzystane nie tylko do udzielenia odpowiedzi na pytania badawcze, ale może być przydatne do oceny zużycia wody przez poszczególne zwierzęta trzymane w dużych środowiskach społecznych.

Tutaj opisujemy adaptację techniki rozcieńczania D₂O do oceny składu ciała u owadożercy, dużych nietoperzy brunatnych (Eptesicus fuscus), oraz do oceny spożycia wody u mięsożerców, kotów (Felis catis).

Protokół

Wszystkie opisane tutaj eksperymenty zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Missouri i przeprowadzone na podstawie zezwolenia Departamentu Ochrony Przyrody Missouri (MDC) na gromadzenie naukowe dzikich zwierząt (Zezwolenie #16409 i #17649).

1. Przygotowanie sterylnego, izotonicznego, zasolonego roztworu podstawowego_D2O

1. Przygotować 50 ml roztworu podstawowego 9,0 g/l zasolonego_D2O.
   1. Odważyć 450 mg farmaceutycznego NaCl i przenieść cały NaCl do 100 ml, wysterylizowanej zlewki. Zapisz dokładną ilość NaCl z dokładnością do 4 miejsc po przecinku w notatniku laboratoryjnym.
   2. Za pomocą sterylnego cylindra z podziałką odmierzyć 50 g ≥ 99,8% tlenku deuteru i przenieść do sterylnej zlewki zawierającej NaCl. Zapisz dokładną ilość tlenku deuteru z dokładnością do 4 miejsc po przecinku w notatniku laboratoryjnym lub arkuszu kalkulacyjnym.
   3. Przefiltrować 10 ml siły izosmotycznej NaCl (9,0 g/l) przez niepirogenny sterylny filtr dyskowy z porami submikronowymi (0,2 μm).
   4. Podłączyć igłę 20 G do niepirogennego sterylnego filtra dyskowego z porami submikronowymi (0,2 μm) wyposażonego w cylindryczną strzykawkę o pojemności 10 ml. Włożyć do przegrody sterylnej pustej fiolki o pojemności 100 ml.
   5. Podłączyć rurkę próżniową do igły 22 G i wprowadzić igłę do przegrody sterylnej pustej fiolki o pojemności 100 ml.
   6. Wlać 10 ml roztworu podstawowego do cylindra strzykawki. Powoli włączać próżnię, aż roztwór podstawowy D₂O zacznie powoli przenikać do sterylnej fiolki. Kontynuować wlewanie roztworu podstawowego_D2Odo cylindra strzykawki, aż całe 50 ml zostanie przefiltrowane.
      UWAGA: Może być konieczne rozcieńczenie lub zagęszczenie roztworu podstawowego w zależności od wymaganej dawki. Dawka D₂O będzie się różnić w zależności od gatunku i czułości metody analitycznej. W przypadku kotów roztwór roboczy podawano w dawce 0,7 g/kg D₂O. Opisany powyżej roztwór podstawowy minimalizuje ilość roztworu NaCl podawanego podskórnie zwierzęciu, jednocześnie umożliwiając dokładne odmierzenie dawki. W przypadku małych ssaków, takich jak nietoperze, stężenie to należy rozcieńczyć do roztworu roboczego, takiego jak 0,1600 g/ml. Stężenie to pozwala na dokładne odmierzenie dawki 0,75 g/kg_D2O i podanie jej w roztworze NaCl o stężeniu około 100 μl lub mniejszym.

2. Przygotowanie sterylnego, izotonicznego, zasolonego roztworu roboczego D₂O dla nietoperzy

1. Zważyć pustą sterylną fiolkę o pojemności 10 ml i zanotować masę z dokładnością do 4 miejsc po przecinku. Skala tary.
2. Za pomocą strzykawki o pojemności 1,0 ml przenieść 0,65 ml roztworu podstawowego_D2Odo wytarowanej, pustej sterylnej fiolki o pojemności 10 ml. Zapisz wagę_D2Odo 4 miejsc po przecinku. Skala tary.
3. Obliczyć objętość_D2Ow pustej fiolce o pojemności 10 ml. Użyj następującego równania.
   
   gdzie W oznacza zapisaną masę, a D jest gęstością 99,8% D₂O (1,107 g/ml).
4. Użyj obliczonej objętości i znanej masy_D2O, aby określić objętość izotonicznego roztworu soli fizjologicznej wymaganej do przygotowania ~0,1600 g/ml roztworu roboczego.
5. Włożyć do przegrody sterylnej fiolki o pojemności 10 ml igłę 22 G (dołączoną do rurki próżniowej). Włożyć do przegrody sterylnej fiolki o pojemności 10 ml igłę 20 G (dołączoną do filtra strzykawkowego 0,22 μm wyposażonego w cylinder strzykawki o pojemności 10 ml).
6. Wlać obliczoną masę/objętość izotonicznego NaCl do cylindra strzykawki i włączyć podciśnienie, aby umożliwić powolne kapanie do sterylnej fiolki o pojemności 10 ml.
7. Zanotować masę fiolki i upewnić się, że powstał roztwór roboczy o stężeniu ~0,1600 g/ml.

3. Określenie składu ciała dużych nietoperzy brunatnych (Eptesicus fucsus) z D₂O

UWAGA: Roztwór podstawowy D₂O użyty w protokole to 0,1598 g/ml. Przed pobraniem krwi upewnij się, że usunięcie do 200 μl krwi będzie stanowić ≤ 10% całkowitej objętości krwi nietoperza i jest zgodne z wytycznymi Instytucjonalnego Komitetu ds. Opieki nad Zwierzętami i Ich Wykorzystania (IACUC) dotyczącymi pobierania krwi. Wszystkie zwierzęta powinny być na czczo lub wyczuwane palpacyjnie na brzuchu, aby zapewnić pusty żołądek. Niedawny posiłek może zmienić wagę zwierzęcia, powodując mylące wyniki, ponieważ obliczenia dotyczące określania tkanki tłuszczowej opierają się na masie ciała zwierzęcia.

1. Znieczul dużego brązowego nietoperza.
   1. Do indukcji należy użyć 5,0% izofluranu. Utrzymuj stabilną płaszczyznę znieczulenia za pomocą 0,5%-3,0% izofluranu.
   2. Określ odpowiednią głębokość znieczulenia, testując odruch wycofania pedału (szczypanie palców nietoperza). Nietoperz nie powinien reagować na to uczucie, a częstość oddechów powinna pozostać powolna i stabilna. W razie potrzeby dostosuj izofluran, aby utrzymać stabilną płaszczyznę znieczulenia.
   3. Zapisz poziom izofluranu, tętno, częstość oddechów i inne informacje wymagane przez IACUC.
2. Zważ dużego brązowego nietoperza i zapisz wagę z dokładnością do 4 miejsc po przecinku.
3. Oczyść uropatagium (błonę ogonową) nad żyłą międzyudową nasączoną alkoholem i pozostaw do wyschnięcia. Nałóż cienką warstwę wazeliny na żyłę międzyudową.
4. Za pomocą igły 29 G nakłuć grzbietową część żyły międzyudowej i pobrać 100 μl krwi za pomocą plastikowych kapilar z heparyną sodową. Upewnij się, że krew pełna jest odpowiednio wymieszana z heparyną sodową, delikatnie zwijając każdą probówkę po pobraniu i etykietując probówkę.
5. Korzystając z maszyny DXA skalibrowanej dla małych ssaków, uzyskaj trzy skany DXA bat¹⁰.
6. Oznaczyć masę (w g)_D2Odo wstrzyknięcia, mnożąc masę nietoperza w kg przez dawkę_D2Owynoszącą 0,75 g/kg. Oznaczyć objętość obliczonej dawki_D2O(V), dzieląc masę dawki_D2Oprzez stężenie roztworu roboczego.
   
   
7. Za pomocą strzykawki insulinowej z dołączoną igłą 29 G pobrać obliczoną objętość_D2O. Zważyć_D2O, strzykawkę insulinową i igłę. Nagrywanie z dokładnością do 4 miejsc po przecinku.
8. Wstrzyknąć D₂O podskórnie w grzbietową część biodra znieczulonego nietoperza.
9. Pozwól nietoperzowi dojść do siebie po znieczuleniu i zapisz czas wstrzyknięcia.
10. Natychmiast po wstrzyknięciu należy zważyć pustą strzykawkę insulinową z dołączoną igłą 29 G. Zapisz wagę z dokładnością do 4 miejsc po przecinku.
11. Oznaczyć dawkę D₂O wstrzykniętą, odejmując masę strzykawki insulinowej po wstrzyknięciu od strzykawki insulinowej wypełnionej D₂O przed wstrzyknięciem. Nagrywanie z dokładnością do 4 miejsc po przecinku.
12. W ciągu 30 minut po pobraniu krwi użyj wirówki do hematokrytu, aby wirować każdą rurkę kapilarną przez 5 minut. Jeśli wirówka hematokrytu pozwala na wiele prędkości, ustaw na 10 000 x g.
13. Użyj ostrych nożyczek, aby przeciąć plastikową rurkę kapilarną między pełną krwią a osoczem. Za pomocą pipety o pojemności 200 μl wyprowadzić osocze bezpośrednio do oznakowanej probówki o pojemności 500 μl.
14. Po okresie wyrównania należy pobrać kolejne 100 μl krwi z żyły międzyudowej.
    UWAGA: Okres równowagi będzie się różnił w zależności od gatunku i tego, czy nietoperze zapadną w odrętwienie. W przypadku dużych nietoperzy brunatnych zazwyczaj 2 godziny wystarczają na okres równowagi.
15. Oddzielić osocze od drugiej oznaczonej górnej probówki mikrowirówki o pojemności 500 μl, powtarzając krok 3.13. Próbki należy przechowywać w temperaturze -20 °C lub niższej do czasu analizy.

4. Analiza spektrofotometrii w podczerwieni z transformacją Fouriera

1. Ustawić temperaturę łaźni piaskowej na 60 °C, aby ułatwić destylację (umożliwić oddzielenie wody i_D2Ood innych składników krwi).
2. Odpipetować 50 μl każdej próbki osocza i wzorca na wewnętrzną stronę stożkowej probówki do mikrowirówki o pojemności 1,5 ml. Łącznie z normami zawierającymi znane stężenia_D2Odo celów kontroli jakości.
   UWAGA: Idealnie byłoby, gdyby każde zwierzę miało trzy powtórzenia na próbkę i średnią z trzech zgłoszonych powtórzeń. Ze względu na ograniczoną objętość próbki oraz objętość próbki wymaganą dla sprzętu FT-IR wykorzystywanego przez autorów, nie przeprowadzono powtórzeń dla próbek nietoperzy. Jeśli jakakolwiek próbka zawiera mniej niż 50 μl osocza, należy odpipetować ilość próbki na stożkową nasadkę probówki do mikrowirówki i zapisać objętość.
3. Trzymaj nasadkę mikrowirówki do góry nogami i przykręć stożkową probówkę do mikrowirówki o pojemności 1.5 ml do nasadki. Umieść odwróconą (do góry nogami) rurkę z nakrętką stykającą się z piaskiem w kąpieli piaskowej na minimum 12 godzin (przez noc).
4. Po 12 godzinach zdejmij nakrętkę i zastąp ją nową, czystą nasadką. Pulsuj probówkę mikrowirówki przez 10 sekund w wirówce.
5. Utwórz następujące wzorce: 0 ppm (0 mg D₂O w 1 l wody destylowanej), 293 ppm (293 mg D₂O w 1 l wody destylowanej), 585 ppm (585 mg D₂O w 1 l wody destylowanej), 878 ppm (878 mg D₂O w 1 l wody destylowanej) i 1170 ppm D₂O (1170 mg D₂O w 1 l wody destylowanej).
   UWAGA: Powyższe wartości są sugerowane dla krzywej standardowej. Można użyć alternatywnych wartości, takich jak 250 ppm, 500 ppm, 750 ppm i tak dalej.
6. Zainstalować ogniwo transmisyjne z cieczą w spektrometrze spektrofotometrii w podczerwieni z transformacją Fouriera (FTIR) (tabela materiałów). Napełnij ogniwo metanolem i podłącz port wtryskowy. Powoli napełnij komórkę wodą w tle, ostrożnie wyjmując strzykawkę z metanolem, aby zmniejszyć ryzyko powstania pęcherzyków powietrza. Podłącz rurkę do portu wyjściowego, aby umożliwić usunięcie próbek po analizie.
7. Przygotować oprogramowanie spektrometru FTIR (tabela materiałów) do analizy_D2Ow wodzie. Ustawienia parametrów oprogramowania spektrometru używanego w tym protokole są wymienione w Tabeli 1.
8. Pobrać próbkę tła za pomocą rozcieńczalnika, przefiltrowanej przez 0,22 μm, wody destylowanej. Powinna to być ta sama woda, która jest używana do norm.
9. Wstrzyknąć 40 μl 0 ppm D₂O i zapisać widma. Zapisz widma jako plik z wartościami rozdzielanymi przecinkami (CSV).
10. Kontynuuj wstrzykiwanie i zapisywanie widm wszystkich wzorców, aby utworzyć krzywą standardową.
11. Powtarzaj tło i krzywą standardową co 60−90 min.
12. Wstrzyknąć 40 μl każdej destylowanej próbki do celi transmisyjnej cieczy i zapisać widma.
    UWAGA: Zmienić objętość wtrysku wzorców i próbek destylowanych w zależności od objętości ogniwa transmisyjnego cieczy. Jeśli objętość próbki jest mniejsza niż 40 μl, należy użyć celi do przenoszenia cieczy o mniejszej objętości lub rozcieńczyć ją w stosunku 1:1 wodą destylowaną w tle.
13. Określ stężenie_D2Ow każdej próbce z widm FTIR za pomocą arkusza kalkulacyjnego opisanego przez Jennings et al.¹¹ lub oprogramowania spektralnego. Podczas przeprowadzania powtórzeń należy użyć średniego stężenia w celu obliczenia składu ciała.

5. Obliczanie składu ciała

1. Przelicz wzbogacenie deuteru (ppm) na procentowe stężenie atomu dla każdej próbki, korzystając z następującego równania¹²:
   
   gdzie x jest zmierzonym wzbogaceniem deuteru (ppm) próbki, a 0,0001557 jest ułamkiem molowym deuteru zgłoszonym w Wiedeńskiej Normie Średniej Wody Oceanicznej (VSMOW)¹³.
2. Oblicz całkowitą ilość wody w organizmie dla każdej próbki, korzystając z następującego równania^4,12,14:
   )
   gdzie E jest zmierzonym wzbogaceniem (atom%) deuteru w próbce po korekcie tła, B jest masą wtrysku w g, a 0,998 jest stężeniem wstrzykniętego D₂O.
   UWAGA: Wymiana deuteru z labilnym wodorem powoduje przeszacowanie o 2% całkowitej masy wody w organizmie. Całkowitą ilość wody w organizmie należy skorygować poprzez zmniejszenie oszacowania całkowitej masy wody w organizmie o 2% masy ciała.
3. Oszacuj masę beztłuszczową (beztłuszczową masę ciała i wszystkie inne składniki beztłuszczowe) każdego nietoperza, korzystając z następującego równania:
   
   UWAGA: Użyj konwencjonalnie przyjętej wartości 0,732 dla ułamkowej zawartości wilgoci w beztłuszczowej masie ciała dla zdrowych, euhydratyzowanych, niekarmiących nietoperzy. Ułamkowa zawartość wilgoci w masie beztłuszczowej może ulec zmianie w dużych brązach w okresie laktacji na podstawie tygodnia po porodzie¹⁵. W przypadku innych gatunków należy skorzystać z wartości opublikowanych w literaturze lub określić ułamkową zawartość wilgoci w beztłuszczowej masie ciała przed wykonaniem obliczeń beztłuszczowej masy ciała.
4. Oszacuj masę tkanki tłuszczowej za pomocą następującego równania:
   
5. Przelicz masę tkanki tłuszczowej w g na procent masy tkanki tłuszczowej, korzystając z następującego równania:
   

6. Oznaczanie składu wody u mięsożercy (Felis catus, kot domowy)

1. Przygotować roztwór podstawowy zgodnie z opisem w punkcie 1.
2. Zważ każdego kota z dokładnością do 3 miejsc po przecinku i zapisz wagę. Obliczyć dawkę dla każdego kota zgodnie z opisem w kroku 3.6, stosując dawkę_D2Owynoszącą 0,70 g/kg.
3. Każdą dawkę należy przygotować zgodnie z opisem w krokach 3.7−3.8., używając strzykawki o pojemności 3 ml lub 5 ml z igłą 22 G zamiast strzykawki insulinowej.
4. Zebrać 500 μl krwi pełnej, a następnie podać podskórnie 0,7 g/kg_D2O. Odwirować krew pełną w stężeniu 2 000 x g przez 15 minut i przechowywać osocze w 1,5 ml zakręcanych probówkach do mikrowirówek w temperaturze -20°C do czasu analizy.
5. Pobrać 500 μl krwi pełnej 4 godziny po wstrzyknięciu. Odwirować krew pełną o stężeniu 2 000 x g przez 15 minut i przechowywać osocze w 1,5 ml zakręcanych probówkach do mikrowirówek w temperaturze -20 °C do czasu analizy.
6. Zbierz 500 μl krwi pełnej 14 dni po wstrzyknięciu. Odwirować krew pełną o sile 2 000 x g przez 15 minut i przechowywać osocze w 1,5 ml zakręcanych probówkach do mikrowirówek w temperaturze -20 °C do czasu analizy.
   UWAGA: Liczba dni między pobraniem krwi może być oparta na potrzebach eksperymentalnych i okresie po wstrzyknięciu, w którym D₂O można wykryć powyżej poziomów tła. Czternaście dni to długość bloków leczenia dietetycznego od Hoopera i wsp.⁹.
7. Wykonaj analizę FT-IR zgodnie z sekcją 4 i oblicz skład ciała zgodnie z sekcją 5 niniejszego protokołu.
8. Oblicz zużycie wody w ml/dzień, korzystając z następujących równań:
   
   
   
   gdzie TBW oznacza całkowitą zawartość wody w organizmie, początkowe D₂O i końcowe D₂O są stężeniami mierzonymi w ppm w próbkach D₂O po wstrzyknięciu.

Wyniki

Technika rozcieńczania tlenku deuteru może być stosowana do oceny składu ciała różnych gatunków. Aby zademonstrować zdolność adaptacji, informujemy o pierwszym zastosowaniu techniki rozcieńczania tlenku deuteru u północnoamerykańskiego owadożernego gatunku nietoperzy, Eptesicus fuscus, dużego nietoperza brunatnego w celu uzyskania reprezentatywnych wyników. Plateau czasowy został zakończony poprzez pobranie próbek krwi przed i po wstrzyknięciu D₂O, tak jak należy to zr...

Dyskusja

Stosowanie tlenku deuteru do oznaczania TBW jest stosowane od lat czterdziestych XX wieku¹⁷ i jest stosowane u ludzi oraz różnych gatunków domowych i dzikich ^4,6,7. Opracowano inne techniki nieniszczące, w tym analizę impedancji bioelektrycznej (BIA), DXA i ilościowy rezonans magnetyczny (QMR). Każda metoda ma zalety i wady, które należy wziąć pod uwagę przed wyborem konkretnej metodologii oceny składu ci...

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Niepirogenny filtr dyskowy 0,2 mikrona	Argos Technologies	FN32S	nylon, średnica 30 mm, 0,22 um, sterylne
stożkowe probówki do mikrowirówek 1,5 ml	USA Scientific	1415-9701	Wolnostojąca probówka do mikrowirówek o pojemności 1,5 ml, naturalna z niebieską nakrętką
10 ml sterylna szklana fiolka do wstrzykiwań	Sprzęt medyczny na zboczu góry	MS-SEV10	przezroczysta, sterylna szklana jednostka
Strzykawka 10 ml	Becton Dickinson	305219	sterylna strzykawka 10 ml indywidualnie pakowana
100 ml sterylna szklana fiolka do wstrzykiwań	Sprzęt medyczny na zboczu góry	AL-SV10020	przezroczysta, sterylna szklana jednostka iniekcyjna
Igła o grubości 20 mm	Igła Exel	26417	podskórna 20g x 1" plastikowa piasta (żółta) / igła regularna skośna
22 mm	Exel	26411	igły podskórne 22g x 1" plastikowa piasta () / regularna faza
deuteru	Sigma-Aldrich	151882-25G	99,9 atomu % D
izofluoran	Vetone	3060	fluriso isofluran, USP
OMNIC Spectra Software	ThermoFisher Scientific	833-036200	FT-IR standardowe oprogramowanie
wazelina		305212311006	Wazelina, 100% czysta wazelina, oryginalna, chroniąca skórę
plastikowa rurka kapilarna	Innowacyjny	100050	, 50 μ Pojemność L, długość 30 mm
Szczelny spektrofotometr cieczowy SL-3 FTIR CAF2 Cell	Międzynarodowe Laboratorium Kryształowe	0005D-875	0,05 mm Długość drogi
chlorek sodu	EMD Milipore	1.37017	nadaje się do produkcji biofarmaceutycznej
Spektrometr FT-IR Thermo Electron Nicolet 380	ThermoFisher Scientific	269-169400	model wycofany z produkcji, dostępne nowsze modele