Wykorzystanie tlenku deuteru jako nieinwazyjnego, nieśmiertelnego narzędzia do oceny składu ciała i spożycia wody przez ssaki

Podsumowanie

Ten artykuł opisuje technikę rozcieńczania tlenkiem deuteru u dwóch ssaków, owadożercy i mięsożercy, w celu określenia całkowitej ilości wody w organizmie, beztłuszczowej masy ciała, masy tkanki tłuszczowej i zużycia wody.

Streszczenie

Systemy oceny kondycji ciała i wskaźniki kondycji ciała są powszechnie używanymi technikami do oceny stanu zdrowia lub sprawności gatunku. Systemy oceny kondycji ciała są zależne od oceniającego i mogą być wysoce subiektywne. Wskaźniki kondycji ciała mogą być zaburzone przez żerowanie, wpływ masy ciała, a także problemy statystyczne i wnioskowanie. Alternatywą dla systemów oceny kondycji ciała i wskaźników kondycji ciała jest użycie stabilnego izotopu, takiego jak tlenek deuteru, do określenia składu ciała. Metoda rozcieńczania tlenku deuteru jest powtarzalną, ilościową techniką stosowaną do oceny składu ciała ludzi, dzikich zwierząt i gatunków domowych. Dodatkowo technika rozcieńczania tlenku deuteru może być wykorzystana do określenia spożycia wody przez pojedyncze zwierzę. W tym miejscu opisujemy adaptację techniki rozcieńczania tlenku deuteru do oceny składu ciała dużych nietoperzy brunatnych (Eptesicus fuscus) oraz do oceny spożycia wody u kotów (Felis catis).

Wprowadzenie

Systemy oceny kondycji ciała i wskaźniki kondycji ciała są powszechnie używanymi technikami do oceny stanu zdrowia lub sprawności gatunku^1,2. Wiele gatunków domowych i zoologicznych ma unikalne systemy oceny kondycji ciała (BCS), które są używane do oceny mięśni i powierzchownej tkanki tłuszczowej zwierzęcia³. Jednak ocena BCS opiera się na oceniającym, co oznacza, że BCS jest pomiarem obiektywnym lub półilościowym, gdy jest oceniany przez przeszkolonego oceniającego. U gatunków dzikich zwierząt powszechnie stosuje się wskaźniki kondycji ciała, a nie BCS, i opierają się one na stosunku masy ciała do wielkości ciała lub masy ciała do przedramienia². Wskaźniki kondycji ciała są często mylone przez efekty żerowania i mogą być mylone przez rozmiar ciała, a także problemy statystyczne i wnioskowanie⁴.

Alternatywą dla systemów oceny kondycji ciała i wskaźników kondycji ciała jest użycie stabilnego izotopu do określenia składu ciała. Jednym z powszechnie stosowanych stabilnych izotopów jest tlenek deuteru (D₂O), nieradioaktywna forma wody, w której atomy wodoru są izotopami deuteru. Metoda rozcieńczania tlenku deuteru opisana w tym badaniu może być niesubiektywną, ilościową i powtarzalną techniką stosowaną do oceny składu ciała u ludzi⁵ i szerokim zakresie gatunków^4,6,7. Ta technika może być korzystna do badania składu ciała u dzikich zwierząt. Na przykład można go wykorzystać do oceny podłużnych zmian w składzie ciała, takich jak przed i po działaniu zarządczym. Jednak u niektórych gatunków dzikich zwierząt tlenek deuteru może zawyżać rzeczywistą zawartość wody⁸. W związku z tym, dostosowując technikę do danego gatunku, ważne jest, aby zwalidować metodę poprzez porównanie metody tlenku deuteru z analizą tusz w przypadku gatunków niezagrożonych. W przypadku gatunków zagrożonych i zagrożonych wyginięciem należy rozważyć metodę nieniszczącą, taką jak podwójna absorpcjometria rentgenowska (DXA), jako alternatywną metodę porównawczą dla złotego standardu destrukcyjnej metody pełnej analizy tusz.

Oprócz składu ciała, technika rozcieńczania D₂O może być użyta do określenia zużycia wody przez poszczególne zwierzęta⁹. To unikalne zastosowanie D₂O może być wykorzystane nie tylko do udzielenia odpowiedzi na pytania badawcze, ale może być przydatne do oceny zużycia wody przez poszczególne zwierzęta trzymane w dużych środowiskach społecznych.

Tutaj opisujemy adaptację techniki rozcieńczania D₂O do oceny składu ciała u owadożercy, dużych nietoperzy brunatnych (Eptesicus fuscus), oraz do oceny spożycia wody u mięsożerców, kotów (Felis catis).

Protokół

Wszystkie opisane tutaj eksperymenty zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Uniwersytetu Missouri i przeprowadzone zgodnie z zezwoleniem na naukowe kolekcjonowanie dzikiej przyrody wydanym przez Departament Konserwacji Missouri (MDC) (zezwolenia nr 16409 i 17649).

1. Przygotowanie sterylnego, izotonicznego, zasolonego roztworu zapasowego D₂O

1. Przygotuj 50 mL roztworu stokowego soli D₂O o stężeniu 9,0 g/L.
   1. Odważ 450 mg NaCl stopnia farmaceutycznego i przenieś całą ilość NaCl do sterylnego zlewka o pojemności 100 mL. Zapisz dokładną masę NaCl z dokładnością do 4 miejsc po przecinku w dzienniku laboratoryjnym.
   2. Za pomocą sterylnego cylindra miarowego odmierz 50 g tlenku deuteru o czystości ≥ 99,8% i przenieś go do sterylnego zlewka zawierającego NaCl. Zapisz dokładną masę tlenku deuteru z dokładnością do 4 miejsc po przecinku w dzienniku laboratoryjnym lub arkuszu kalkulacyjnym.
   3. Przefiltruj 10 mL NaCl o sile izoosmotycznej (9,0 g/L) przez niepirogenny sterylny filtr dyskowy z porami submikronowymi (0,2 µm).
   4. Przymocuj igłę 20 G do niepirogennego sterylnego filtra dyskowego z porami submikronowymi (0,2 µm) osadzonego w tulei strzykawki 10 mL. Wprowadź go w septum sterylnej pustej fiolki o pojemności 100 mL.
   5. Przymocuj rurkę próżniową do igły 22 G i wprowadź igłę w septum sterylnej pustej fiolki o pojemności 100 mL.
   6. Wlej 10 mL roztworu stokowego do tulei strzykawki. Powoli włącz próżnię, aż roztwór stokowy D₂O zacznie powoli filtrować się do sterylnej fiolki. Dolewaj roztwór stokowy D₂O do tulei strzykawki, aż całe 50 mL zostanie przefiltrowane.
      UWAGA: Roztwór stokowy może wymagać rozcieńczenia lub zagęszczenia w zależności od wymaganej dawki. Dawka D₂O będzie różnić się w zależności od gatunku i czułości metody analitycznej. W przypadku kotów użyto roztworu roboczego do podania dawki 0,7 g/kg D₂O. Opisany powyżej roztwór stokowy minimalizuje ilość roztworu NaCl podawanego podskórnie zwierzęciu, umożliwiając jednocześnie dokładny pomiar dawki. Dla małych ssaków, takich jak nietoperze, stężenie to musi zostać rozcieńczone do roztworu roboczego, np. 0,1600 g/mL. Stężenie to pozwala na dokładne odmierzenie i podanie dawki 0,75 g/kg D₂O w objętości około 100 µL lub mniej roztworu NaCl.

2. Przygotowanie sterylnego, izotonicznego, zasolonego roztworu roboczego D₂O dla nietoperzy

1. Zważ pustą sterylną fiolkę o pojemności 10 mL i zapisz wagę z dokładnością do 4 miejsc po przecinku. Wytaruj wagę.
2. Za pomocą strzykawki o pojemności 1,0 mL przenieś 0,65 mL roztworu zapasowego D₂O do wytarowanej, pustej sterylnej fiolki 10 mL. Zapisz wagę D₂O z dokładnością do 4 miejsc po przecinku. Wytaruj wagę.
3. Oblicz objętość D₂O w pustej fiolce 10 mL. Skorzystaj z poniższego równania.
   
   gdzie W to zapisana waga, a D to gęstość 99,8% D₂O (1,107 g/mL).
4. Wykorzystaj obliczoną objętość i znaną wagę D₂O, aby określić objętość soli izotonicznej potrzebną do przygotowania roztworu roboczego o stężeniu ~0,1600 g/mL.
5. Wprowadź do septa sterylnej fiolki 10 mL igłę 22 G (podłączoną do pompy próżniowej). Wprowadź do septa sterylnej fiolki 10 mL igłę 20 G (podłączoną do filtra strzykawkowego 0,22 µm z założoną tubą strzykawki 10 mL).
6. Wlej obliczoną masę/objętość izotonicznego NaCl do tuby strzykawki i włącz próżnię, aby umożliwić powolne okapywanie do sterylnej fiolki 10 mL.
7. Zapisz wagę fiolki i upewnij się, że przygotowano roztwór roboczy o stężeniu ~0,1600 g/mL.

3. Wyznaczanie składu ciała dużego mroczka (Eptesicus fucsus) za pomocą D₂O

UWAGA: Roztwór zapasowy D₂O użyty w protokole ma gęstość 0,1598 g/mL. Przed pobraniem krwi należy upewnić się, że pobranie do 200 µL krwi stanowi ≤ 10% całkowitej objętości krwi nietoperza i mieści się w wytycznych ustalonych przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt (IACUC) dotyczących pobierania krwi. Wszystkie zwierzęta powinny być na czczo lub należy przeprowadzić palpację brzucha, aby upewnić się, że żołądek jest pusty. Niedawny posiłek mógłby zmienić masę ciała zwierzęcia, co doprowadziłoby do błędnych wyników, ponieważ obliczenia służące do określenia zawartości tłuszczu w organizmie opierają się na masie ciała zwierzęcia.

1. Zpodaj znieczulenie nietoperzowi brunatnemu.
   1. Do indukcji zastosuj 5,0% izofluranu. Utrzymuj stabilną płaszczyznę znieczulenia, stosując od 0,5% do 3,0% izofluranu.
   2. Odpowiednią głębokość znieczulenia określ poprzez sprawdzenie odruchu wycofania kończyny (uciskając palce nietoperza). Nietoperz nie powinien reagować na bodziec, a częstość oddychania powinna pozostać niska i stabilna. Dostosuj dawkę izofluranu w razie potrzeby, aby utrzymać stabilną płaszczyznę znieczulenia.
   3. Zapisz stężenie izofluranu, częstość akcji serca, częstość oddychania oraz inne informacje wymagane przez IACUC.
2. Zważ nietoperza brunatnego i zapisz wagę z dokładnością do 4 miejsc po przecinku.
3. Oczyść uropatagium (błonę ogonową) nad żyłą międzyudową za pomocą alkoholowego wkładu do dezynfekcji i pozostaw do wyschnięcia. Nałóż cienką warstwę wazeliny nad żyłę międzyudową.
4. Używając igły 29 G, nakłuj grzbietową część żyły międzyudowej i pobierz 100 µL krwi do plastikowych kapilar z heparyną sodową. Zapewnij odpowiednie wymieszanie krwi pełnej z heparyną sodową, delikatnie obracając każdą kapilarę po pobraniu, a następnie opisz probówkę.
5. Za pomocą urządzenia DXA skalibrowanego dla małych ssaków wykonaj trzy skany DXA nietoperza¹⁰.
6. Oblicz masę (w g) D₂O do wstrzyknięcia, mnożąc wagę nietoperza w kg przez dawkę D₂O wynoszącą 0,75 g/kg. Oblicz objętość (V) wyliczonej dawki D₂O, dzieląc masę dawki D₂O przez stężenie roztworu roboczego.
   
   
7. Używając strzykawki insulinowej z przymocowaną igłą 29 G, pobierz obliczoną objętość D₂O. Zważ D₂O wraz ze strzykawką insulinową i igłą. Zapisz wynik z dokładnością do 4 miejsc po przecinku.
8. Wstrzyknij D₂O podskórnie w okolicy grzbietowej biodra znieczulonego nietoperza.
9. Pozwól nietoperzowi dojść do siebie po znieczuleniu i zapisz godzinę wstrzyknięcia.
10. Bezpośrednio po wstrzyknięciu zważ pustą strzykawkę insulinową z przymocowaną igłą 29 G. Zapisz wagę z dokładnością do 4 miejsc po przecinku.
11. Wyznacz dawkę wstrzykniętego D₂O, odejmując wagę strzykawki po wstrzyknięciu od wagi strzykawki wypełnionej D₂O przed wstrzyknięciem. Zapisz wynik z dokładnością do 4 miejsc po przecinku.
12. W ciągu 30 min po pobraniu krwi użyj wirówki do hematokrytu, aby wirować każdą kapilarę przez 5 min. Jeśli wirówka do hematokrytu umożliwia wybór wielu prędkości, ustaw ją na 10 000 x g.
13. Używając ostrych nożyczek, przetnij plastikową kapilarę w miejscu rozdzielenia krwi pełnej i osocza. Używając pipety 200 µL, przenieś osocze bezpośrednio do opisanej probówki do przechowywania o pojemności 500 µL.
14. Po okresie równowagowania pobierz kolejne 100 µL krwi z żyły międzyudowej.
    UWAGA: Okres równowagowania różni się w zależności od gatunku oraz tego, czy nietoperze weszły w stan torporu. W przypadku nietoperzy brunatnych okres równowagowania zazwyczaj trwa 2 h.
15. Oddziel osocze do drugiej opisanej probówki do mikrocentryfugi z zakrętką o pojemności 500 µL, powtarzając krok 3.13. Przechowuj próbki w temperaturze -20 °C lub niższej do czasu analizy.

4. Analiza spektroskopowa w podczerwieni z transformacją Fouriera

1. Ustaw temperaturę łaźni piaskowej na 60 °C, aby ułatwić destylację (umożliwić oddzielenie wody i D₂O od pozostałych składników krwi).
2. Pipetuj 50 µL każdej próbki plazmy oraz standardu na wewnętrzną stronę zakrętki stożkowej probówki do mikrowirówki o pojemności 1,5 mL. W ramach kontroli jakości należy uwzględnić standardy zawierające znane stężenia D₂O.
   UWAGA: Idealnie każde zwierzę powinno mieć trzy powtórzenia na próbkę, a raportowana powinna być średnia z tych trzech powtórzeń. Ze względu na ograniczoną objętość próbek oraz objętość wymaganą przez sprzęt FT-IR wykorzystany przez autorów, w przypadku próbek z nietoperzy nie wykonano powtórzeń. Jeśli jakakolwiek próbka zawiera mniej niż 50 µL plazmy, nanieś dostępną ilość próbki na zakrętkę probówki do mikrowirówki i zapisz tę objętość.
3. Trzymając zakrętkę probówki do mikrowirówki do góry dnem, nakręć na nią stożkową probówkę o pojemności 1,5 mL. Umieść odwróconą probówkę tak, aby zakrętka stykała się z piaskiem w łaźni piaskowej, na minimum 12 h (na noc).
4. Po 12 h zdejmij zakrętkę i zastąp ją nową, czystą zakrętką. Poddaj probówkę do mikrowirówki krótkiemu wirowaniu (puls) przez 10 s w wirówce.
5. Przygotuj następujące standardy: 0 ppm (0 mg D₂O w 1 L wody destylowanej), 293 ppm (293 mg D₂O w 1 L wody destylowanej), 585 ppm (585 mg D₂O w 1 L wody destylowanej), 878 ppm (878 mg D₂O w 1 L wody destylowanej) oraz 1170 ppm D₂O (1170 mg D₂O w 1 L wody destylowanej).
   UWAGA: Powyższe wartości są sugerowane dla krzywej wzorcowej. Można zastosować wartości alternatywne, takie jak 250 ppm, 500 ppm, 750 ppm itd.
6. Zainstaluj ogniwo transmitancyjne do cieczy w spektrometrze fourierowskim w podczerwieni (FTIR) (Tabela materiałów). Wypełnij ogniwo metanolem i podłącz port wtryskowy. Powoli napełniaj ogniwo wodą tła, ostrożnie usuwając strzykawkę z metanolem, aby zmniejszyć ryzyko powstania pęcherzyków powietrza. Podłącz rurkę do portu wyjściowego, aby umożliwić usunięcie próbek po analizie.
7. Przygotuj oprogramowanie spektrometru FTIR (Tabela materiałów) do analizy D₂O w wodzie. Ustawienia parametrów oprogramowania spektrometru użytego w tym protokole wymieniono w Tabeli 1.
8. Pobierz próbkę tła, używając rozcieńczalnika w postaci wody destylowanej filtrowanej przez filtr 0,22 µm. Powinna to być ta sama woda, która została użyta do przygotowania standardów.
9. Wstrzyknij 40 µL standardu 0 ppm D₂O i zarejestruj widma. Zapisz widma w formacie pliku wartości rozdzielonych przecinkami (CSV).
10. Kontynuuj wstrzykiwanie i zapisywanie widm wszystkich standardów w celu stworzenia krzywej wzorcowej.
11. Powtarzaj pomiar tła i krzywej wzorcowej co 60–90 min.
12. Wstrzyknij 40 µL każdej zdestylowanej próbki do ogniwa transmitancyjnego i zapisz widma.
    UWAGA: Dostosuj objętość wtrysku standardów i zdestylowanych próbek do objętości ogniwa transmitancyjnego. W przypadku próbek o objętości poniżej 40 µL użyj ogniwa o mniejszej objętości lub rozcieńcz próbkę w stosunku 1:1 wodą destylowaną tła.
13. Wyznacz stężenie D₂O każdej próbki z widm FTIR, korzystając z programu arkusza kalkulacyjnego zgodnie z opisem Jenningsa i wsp.¹¹ lub z oprogramowania spektralnego. W przypadku wykonania powtórzeń, do obliczenia składu ciała użyj średniego stężenia.

5. Obliczanie składu ciała

1. Przelicz wzbogacenie deuterem (ppm) na stężenie procentowe atomowe dla każdej próbki, korzystając z następującego równania¹²:
   
   gdzie x to zmierzone wzbogacenie deuterem (ppm) próbki, a 0,0001557 to ułamek molowy deuteru zgłoszony dla Vienna Standard Mean Ocean Water (VSMOW)¹³.
2. Oblicz całkowitą zawartość wody w organizmie dla każdej próbki, korzystając z następującego równania^4,12,14:
   )
   gdzie E to zmierzone wzbogacenie (atom%) deuteru w próbce po korekcie tła, B to masa wstrzykniętej dawki w g, a 0,998 to stężenie wstrzykniętego D₂O.
   UWAGA: Wymiana deuteru z wodorem labilnym powoduje 2% przeszacowanie masy całkowitej wody w organizmie. Całkowitą zawartość wody w organizmie należy skorygować, zmniejszając szacowaną masę wody w organizmie o 2% masy ciała.
3. Oszacuj masę beztłuszczową (beztłuszczową masę ciała i wszystkie pozostałe komponenty niebędące tłuszczem) każdego nietoperza, korzystając z następującego równania:
   
   UWAGA: Dla zdrowych, prawidłowo nawodnionych nietoperzy niekarmiących młodych należy przyjąć konwencjonalnie akceptowaną wartość 0,732 dla ułamkowej zawartości wody w beztłuszczowej masie ciała. Ułamkowa zawartość wody w masie beztłuszczowej u laktujących dużych brunatnych może się zmieniać w zależności od tygodnia po porodzie¹⁵. W przypadku innych gatunków należy skorzystać z wartości opublikowanych w literaturze lub wyznaczyć ułamkową zawartość wody w beztłuszczowej masie ciała przed przystąpieniem do obliczeń masy beztłuszczowej.
4. Oszacuj masę tłuszczu w organizmie, korzystając z następującego równania:
   
5. Przelicz masę tłuszczu w organizmie w g na procentową masę tłuszczu w organizmie, korzystając z następującego równania:
   

6. Oznaczanie składu wody u mięsożercy (Felis catus, kot domowy)

1. Przygotować roztwór zapasowy zgodnie z opisem w sekcji 1.
2. Zważyć każdego kota z dokładnością do 3 miejsc po przecinku i zapisać wagę. Obliczyć dawkę dla każdego kota zgodnie z opisem w kroku 3.6, stosując dawkę D₂O wynoszącą 0,70 g/kg.
3. Przygotować każdą dawkę zgodnie z opisem w krokach 3.7−3.8, używając strzykawki 3 mL lub 5 mL z igłą 22 G zamiast strzykawki insulinowej.
4. Pobrać 500 µL krwi pełnej, a następnie podać podskórnie 0,7 g/kg D₂O. Odwirować krew pełną przy 2 000 x g przez 15 min i przechowywać osocze w probówkach do mikrocentryfugi o pojemności 1,5 mL z nakrętką przy -20°C do czasu analizy.
5. Pobrać 500 µL krwi pełnej 4 h po wstrzyknięciu. Odwirować krew pełną przy 2 000 x g przez 15 min i przechowywać osocze w probówkach do mikrocentryfugi o pojemności 1,5 mL z nakrętką przy -20 °C do czasu analizy.
6. Pobrać 500 µL krwi pełnej 14 dni po wstrzyknięciu. Odwirować krew pełną przy 2 000 x g przez 15 min i przechowywać osocze w probówkach do mikrocentryfugi o pojemności 1,5 mL z nakrętką przy -20 °C do czasu analizy.
   UWAGA: Liczba dni między pobraniami krwi może zależeć od potrzeb badawczych oraz okresu po wstrzyknięciu, w którym D₂O można wykryć powyżej poziomów tła. Czternaście dni było długością bloków leczenia dietetycznego według Hooper et al.⁹.
7. Przeprowadzić analizę FT-IR zgodnie z sekcją 4 i obliczyć skład ciała zgodnie z sekcją 5 niniejszego protokołu.
8. Obliczyć spożycie wody w mL/dobę, korzystając z następujących równań:
   
   
   
   gdzie TBW to całkowita zawartość wody w organizmie, a początkowe D₂O i końcowe D₂O to stężenia zmierzone w ppm w próbkach D₂O po wstrzyknięciu.

Wyniki

Technika rozcieńczania tlenkiem deuteru może być stosowana do oceny składu ciała różnych gatunków. Aby wykazać możliwość adaptacji tej metody, raportujemy pierwsze zastosowanie techniki rozcieńczania tlenkiem deuteru u północnoamerykańskiego gatunku nietoperza owadożernego, Eptesicus fuscus (nietoperz brązowy), w celu uzyskania reprezentatywnych wyników. W celu wyznaczenia plateau czasowego pobrano próbki krwi przed i po wstrzyknięciu D₂O, co powinno być wykonywane u k...

Dyskusja

Stosowanie tlenku deuteru do oznaczania TBW jest stosowane od lat czterdziestych XX wieku¹⁷ i jest stosowane u ludzi oraz różnych gatunków domowych i dzikich ^4,6,7. Opracowano inne techniki nieniszczące, w tym analizę impedancji bioelektrycznej (BIA), DXA i ilościowy rezonans magnetyczny (QMR). Każda metoda ma zalety i wady, które należy wziąć pod uwagę przed wyborem konkretnej metodologii oceny składu ci...

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Niepirogenny filtr dyskowy 0,2 mikrona	Argos Technologies	FN32S	nylon, średnica 30 mm, 0,22 um, sterylne
stożkowe probówki do mikrowirówek 1,5 ml	USA Scientific	1415-9701	Wolnostojąca probówka do mikrowirówek o pojemności 1,5 ml, naturalna z niebieską nakrętką
10 ml sterylna szklana fiolka do wstrzykiwań	Sprzęt medyczny na zboczu góry	MS-SEV10	przezroczysta, sterylna szklana jednostka
Strzykawka 10 ml	Becton Dickinson	305219	sterylna strzykawka 10 ml indywidualnie pakowana
100 ml sterylna szklana fiolka do wstrzykiwań	Sprzęt medyczny na zboczu góry	AL-SV10020	przezroczysta, sterylna szklana jednostka iniekcyjna
Igła o grubości 20 mm	Igła Exel	26417	podskórna 20g x 1" plastikowa piasta (żółta) / igła regularna skośna
22 mm	Exel	26411	igły podskórne 22g x 1" plastikowa piasta () / regularna faza
deuteru	Sigma-Aldrich	151882-25G	99,9 atomu % D
izofluoran	Vetone	3060	fluriso isofluran, USP
OMNIC Spectra Software	ThermoFisher Scientific	833-036200	FT-IR standardowe oprogramowanie
wazelina		305212311006	Wazelina, 100% czysta wazelina, oryginalna, chroniąca skórę
plastikowa rurka kapilarna	Innowacyjny	100050	, 50 μ Pojemność L, długość 30 mm
Szczelny spektrofotometr cieczowy SL-3 FTIR CAF2 Cell	Międzynarodowe Laboratorium Kryształowe	0005D-875	0,05 mm Długość drogi
chlorek sodu	EMD Milipore	1.37017	nadaje się do produkcji biofarmaceutycznej
Spektrometr FT-IR Thermo Electron Nicolet 380	ThermoFisher Scientific	269-169400	model wycofany z produkcji, dostępne nowsze modele

iniekcyjna tlenek antykoagulant heparyny sodowej Med Tech