Artykuł metodologiczny

Uchwycenie komunikacji małych cząsteczek między tkankami a komórkami za pomocą obrazowej spektrometrii mas

DOI:

10.3791/59490

⸱

3 kwietnia 2019

 ,  ,  , 
1Department of Medicinal Chemistry and Pharmacognosy, University of Illinois at Chicago, 2Department of Animal Science, University of Illinois at Urbana-Champaign

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nowatorska metoda przygotowania próbki została opracowana w celu dostosowania kokultury komórek i tkanek do wykrywania wymiany małych cząsteczek za pomocą obrazowania spektrometrii mas.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obrazowanie spektrometrii mas (IMS) jest rutynowo stosowane do trzech typów próbek: skrawków tkanek, sferoid i kolonii drobnoustrojów. Te typy próbek zostały przeanalizowane przy użyciu spektrometrii mas czasu przelotu wspomaganej desorpcją/jonizacją laserową (MALDI-TOF MS) w celu wizualizacji rozmieszczenia białek, lipidów i metabolitów w badanej próbce biologicznej. Opracowaliśmy nowatorską metodę przygotowania próbek, która łączy mocne strony trzech poprzednich zastosowań, aby zająć się niedostatecznie zbadanym podejściem do identyfikacji komunikacji chemicznej w raku, poprzez wysiewanie kultur komórek ssaków do agarozy w kokulturze ze zdrowymi tkankami, a następnie suszenie próbki. Tkanki i komórki ssaków są hodowane w bliskim sąsiedztwie, co umożliwia komunikację chemiczną poprzez dyfuzję między tkanką a komórkami. W określonych punktach czasowych próbka na bazie agarozy jest suszona w taki sam sposób, jak kolonie drobnoustrojów przygotowane do analizy IMS. Nasza metoda została opracowana w celu modelowania komunikacji między surowiczym rakiem jajnika o wysokim stopniu złośliwości pochodzącym z jajowodu, który oddziałuje z jajnikiem podczas przerzutów. Optymalizacja przygotowania próbki pozwoliła na zidentyfikowanie noradrenaliny jako kluczowego składnika chemicznego w mikrośrodowisku jajników. Ta nowo opracowana metoda może być zastosowana do innych systemów biologicznych, które wymagają zrozumienia komunikacji chemicznej między sąsiednimi komórkami lub tkankami.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Spektrometria mas obrazowania (IMS) została zoptymalizowana w celu scharakteryzowania przestrzennego rozkładu cech molekularnych w trzech szeroko stosowanych zastosowaniach: plastry tkanek, sferoidy i kolonie drobnoustrojów1,2,3. Wycinki tkanek można wykorzystać do oceny lokalizacji metabolitów w kontekście warunków biologicznych w gospodarzu, zarówno ukierunkowanych, jak i niedocelowych w określonym zakresie masy. Jednak różnice między cechami molekularnymi są najbardziej znaczące i oczywiste, gdy porównuje się zdrową tkankę ze stanem chorobowym, na przykład guzem. To podejście IMS jest szczególnie przystosowane do wykrywania biomarkerów choroby, jednak pobieranie próbek tkanek na dyskretnych etapach progresji choroby (takich jak stopień zaawansowania nowotworu) wyklucza identyfikację sygnałów, które mogą być ważne dla zainicjowania choroby. Wymiana informacji w przestrzeni jest wszechobecną cechą wielu systemów biologicznych, a wycinki tkanek nie są w stanie uchwycić tego dynamicznego przekaźnika chemicznego. Jedną z technik, która jest w stanie uwidocznić wymianę chemiczną i dyfuzję, jest IMS kolonii drobnoustrojów wyhodowanych na płytkach agarowych; małe cząsteczki są zdolne do dyfuzji przez agar i mogą być wychwytywane za pomocą spektrometrii mas z desorpcją/jonizacją laserową wspomaganą matrycą (MALDI-TOF)4. Ten układ wzrostu może być wykorzystany do identyfikacji cząsteczek wymienianych między odrębnymi jednostkami biologicznymi (koloniami), a także może określić kierunkowość produkcji metabolitów. Platforma, pierwotnie zaprojektowana do hodowli kolonii drobnoustrojów, została przystosowana do badania pierwotnego metabolizmu eksplantatów tkanek hodowanych z komórkami ssaków, a IMS wykorzystano do oceny dynamicznej wymiany chemicznej w systemie ssaków in vitro.

W ciągu ostatnich kilku lat stało się jasne, że surowiczy rak jajnika wysokiego stopnia (HGSOC) często pochodzi z nabłonka jajowodu (FTE), a następnie daje przerzuty do jajnika we wczesnym stadium rozwoju choroby5,6,7,8. Powód, dla którego rakotwórcze komórki FTE rozprzestrzeniają się do jajnika, gdzie ostatecznie tworzą się duże guzy i dają dalsze przerzuty, jest obecnie niejasny. Wcześniejsze badania koncentrowały się na roli białek jajnika w pierwotnych przerzutach do jajnika; Jednak ostatnio wykazano, że przejście od tkanki zdrowej do nowotworowej powoduje ogromne zakłócenie metabolizmu komórkowego i zmienia produkcję małych cząsteczek9,10,11. Dlatego postawiliśmy hipotezę, że małe cząsteczki wymieniane między FTE a jajnikiem mogą być częściowo odpowiedzialne za pierwotne przerzuty HGSOC.

Korzystając z naszej nowo opracowanej procedury IMS, ustaliliśmy, że kokultura rakotwórczego FTE i zdrowej tkanki jajnika indukuje produkcję noradrenaliny z jajnika. Jednak inne typy komórek lub normalne komórki FTE nie wywoływały tego efektu. Niezwykłą zaletą tej metody jest to, że można wizualizować molekularną produkcję i wymianę sygnałów, które reprezentują rzeczywiste cząsteczki, dzięki czemu nawet w kokulturze możliwe jest określenie źródła sygnału. Jest to przewaga nad analizą próbek homogenizowanych, gdzie traci się wszystkie informacje przestrzenne. W naszym systemie modelowym byliśmy w stanie jednoznacznie przypisać produkcję noradrenaliny do jajnika. Noradrenalina została powiązana z przerzutami i chemoopornością raka jajnika, a nasze wykrycie tej cząsteczki potwierdziło, że nowa metoda IMS może odkryć biologicznie istotne cząsteczki12,13,14. Ta walidacja pozwala nam zasugerować, że to nowe zastosowanie IMS może być szczególnie pomocne dla grup badawczych, które próbują zidentyfikować małe cząsteczki w środowiskach kokulturowych i zrozumieć wczesne zdarzenia, które wpływają na transformację komórek i przerzuty. Ogólnym celem tej metody jest wyjaśnienie tożsamości i rozmieszczenia przestrzennego małych cząsteczek podczas wymiany między tkankami i narządami, reprezentowanych przez hodowle komórkowe 3D in vitro lub tkanki ex vivo.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury na zwierzętach były zgodne z wytycznymi National Institutes of Health dotyczącymi opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych i zatwierdzone przez komitet Institutional Animal Use and Care (IACUC) na Uniwersytecie Illinois w Chicago.

1. Przygotowanie odczynników

  1. Utrzymuj mysie komórki nabłonka jajowodowego (MOE) w temperaturze 37°C z 5% CO2 w wilgotnym inkubatorze w pożywce alfa Minimum Essential Medium (αMEM) uzupełnionej 10% płodową surowicą bydlęcą (FBS), 2 mM L-glutaminy, 10 mg/ml insuliny, transferyną, selenem (ITS), 1,8 ng/ml naskórkowego czynnika wzrostu (EGF), 100 U/ml penicyliny-streptomycyny, 1 mg / ml gentamycyny, i 18,2 ng/ml estradiolu-17β. Przepuszczaj komórki co 3-4 dni, upewniając się, że jest wystarczająco dużo komórek w tym samym dniu, w którym myszy zostaną uśmiercone.
  2. Przygotuj 2% agarozy, mieszając 1 g niskotopliwej agarozy z 50 ml wody destylowanej. Agarozę należy sterylizować w autoklawie, pozostawić do ostygnięcia, a następnie podwielokrotność (1 ml) w probówkach o pojemności 2 ml (patrz tabela materiałów) przed zestaleniem się agarozy. Agaroza może być przechowywana w temperaturze -20 °C przez czas nieokreślony.
  3. Przygotuj co najmniej 2 ml 1x pożywki Dulbecco's Modified Eagle's Medium (DMEM).
  4. Do matrycy dla MALDI-TOF MS przygotować 10 ml kwasu 1:1 alfa-cyjano-4-hiroksycynamonowego (CHCA):d kwasu ihydroksybenzoesowego (DHB) w proporcji 90:10 ACN:H2O + 0,1% kwasu trifluorooctowego (TFA). Sonikuj roztwór aż do rozpuszczenia matrycy.

2. Usuwanie kolonii myszy i jajników

  1. Utrzymuj pary hodowlane myszy CD-1 przy użyciu standardowych procedur trzymania. W pobliżu dnia porodu codziennie sprawdzaj myszy, aby poznać wiek szczeniąt.
  2. Eutanazja szczeniąt w wieku 16-18 dni przez wdychanie CO2 zgodnie z wytycznymi NIH. Dostarczyć CO2 (100%) przy natężeniu przepływu 10%-20% objętości komory na minutę i kontynuować przez dwie minuty po zatrzymaniu oddychania. Potwierdź eutanazję przez zwichnięcie szyjki macicy.
  3. Zdezynfekuj cały sprzęt chirurgiczny, zanurzając go w 70% etanolu. Podgrzej pożywkę L-15 Leibovitz z 1x penicyliną-streptomycyną do temperatury 37 °C.
  4. Zwilż powierzchnię brzucha 70% etanolem, aby zdezynfekować obszar i zminimalizować zanieczyszczenie włosami. Chwyć skórę pokrywającą ścianę brzucha za pomocą kleszczy i użyj nożyczek chirurgicznych, aby wykonać duże nacięcie w kształcie litery V przez skórę i ścianę brzucha, odsłaniając narządy wewnętrzne.
  5. Przesuń narządy wewnętrzne na bok za pomocą kleszczy. Indywidualnie chwyć każdy róg macicy drobnymi kleszczami i lekko unieś.
  6. Zlokalizuj jajnik, który będzie znajdował się na końcu rogu macicy, bezpośrednio pod nerką. Użyj nożyczek chirurgicznych, aby wyciąć jajnik z tkanki łącznej. Następnie przetnij róg jajnika na pół.
  7. Przenieś jajnik, jajowód i około połowy każdego rogu macicy do wstępnie ogrzanego podłoża L-15 Leibovitz.
  8. Pod mikroskopem preparacyjnym ostrożnie przesuń każdy jajnik z otaczającej go kaletki, uwalniając ją od jajowodu, kaletki i tkanki tłuszczowej. Przenieś każdy jajnik do nowego naczynia z pożywką L-15 firmy Leibovitz.
  9. Przetnij każdy jajnik na pół osiowo. Kawałki jajnika (obecnie nazywane eksplantatami) należy przechowywać w temperaturze 37 °C do czasu posiewu agarozy.

3. Ustawianie i inkubacja zjeżdżalni poddanej ITO dla kokultur

  1. Niepodzielne kokultury
    1. Upłynnić agarozę w temperaturze 70 °C na gorącym talerzu.
    2. Umieść 8-dołkową przegrodę na szkiełku nasączonym tlenkiem indu (ITO) (Rysunek 1A). Gumowy spód przegrody pomaga w przyleganiu do szkiełka, ale podczas galwanizacji agarozy należy stosować ciągły, delikatny nacisk w dół, aby upewnić się, że nie ma wycieków ani mieszania między studzienkami.
    3. Zebrać komórki w stożkowej probówce o pojemności 15 ml, odwirować (5 min przy 800 obr./min) i ponownie zawiesić do 50 tys. komórek na 150 μl w 1x pożywce DMEM. Jeśli optymalna jest inna gęstość komórek, upewnij się, że na tym etapie zawiesina komórek jest 2 razy większa od pożądanej gęstości końcowej (np. dla końcowego stężenia 50 000 komórek w 300 μl, gęstość komórek na tym etapie wynosi 50 000 komórek w 150 μl).
    4. Przed posiewem hodowli komórkowej dodaj eksplant jajnika do środka studzienki (Ryc. 1B).
    5. Dodaj agarozę do każdej kultury komórkowej w osobnych probówkach o pojemności 2 ml tuż przed posiewem. Dla każdej studzienki połącz 200 μl zawiesiny komórek i 200 μl skroplonej agarozy w probówce o pojemności 2 ml. Na przykład w przypadku czterech studzienek połącz 800 μl zawiesiny komórek i 800 μl 2% agarozy. Część mieszaniny zostanie pozostawiona, ale zrobienie nieco więcej niż to konieczne, pozwoli uniknąć pęcherzyków powietrza podczas pipetowania.
      1. Dodaj agarozę do poszczególnych kultur komórkowych bezpośrednio przed posiewem tej hodowli komórkowej. Agaroza ostygnie w mniej niż minutę, więc przygotuj się na szybkie talerzowanie.
    6. Natychmiast dodaj 300 μl mieszaniny komórek i agarozy do każdego dołka (Rysunek 1C). Rysunek 1C pokazuje trzy warunki komórkowe i jeden stan pożywki, każdy z jajnikiem lub bez niego.
    7. Szkiełko inkubować w temperaturze 37 °C i 5% CO2 w nawilżanym inkubatorze.
  2. Podzielone kokultury.
    1. Wytnij przegrody z cienkiego, gładkiego tworzywa sztucznego (Rysunek 2A).
      UWAGA: W tym eksperymencie wykorzystuje się boki sterylnego jednorazowego zbiornika na media, ponieważ są one płaskie i cienkie. Przytnij je na tyle szeroko, aby ściśle pasowały do przeciwprostokątnej studni (~13 mm).
    2. Upłynnić agarozę w temperaturze 70 °C na gorącym talerzu.
    3. Umieść 8-dołkową przegrodę na szkiełku poddanym działaniu ITO (Rysunek 2B). Gumowy spód przegrody pomaga w przyleganiu do szkiełka, ale podczas galwanizacji agarozy należy stosować ciągły, delikatny nacisk w dół, aby upewnić się, że nie ma wycieków ani mieszania między studzienkami.
    4. Zebrać komórki w stożkowej probówce o pojemności 15 ml, odwirować (5 min przy 800 obr./min) i ponownie zawiesić do 50 tys. komórek na 150 μl w 1x pożywce DMEM. Jeśli optymalna jest inna gęstość komórek, upewnij się, że na tym etapie zawiesina komórek jest 2 razy większa od pożądanej gęstości końcowej (np. dla końcowego stężenia 50 000 komórek w 300 μl gęstość komórek na tym etapie wynosi 50 000 komórek w 150 μl).
    5. Włóż plastikowe przegrody po przekątnej do studzienek (Rysunek 2C).
    6. Dodawać agarozę do każdej zawiesiny komórkowej pojedynczo tuż przed posiewem. Dla każdej studzienki połącz 100 μl zawiesiny komórek i 100 μl skroplonej agarozy w probówce o pojemności 2 ml. Na przykład w przypadku czterech studzienek połącz 400 μl hodowli komórkowej i 400 μl 2% agarozy. Pozostanie trochę mieszaniny komórek i agarozy, ale zrobienie nieco więcej niż to konieczne, pozwoli uniknąć pęcherzyków powietrza podczas pipetowania.
      1. Dodaj agarozę do poszczególnych kultur komórkowych bezpośrednio przed posiewem tej hodowli komórkowej. Agaroza ostygnie w mniej niż minutę, więc przygotuj się na szybkie talerzowanie.
    7. Po jednej stronie rozdzielacza umieścić na płytce 150 μl mieszaniny komórek i agarozy. Pozwól agarozie ostygnąć i zestaleniu się (około jednej minuty), a następnie usuń rozdzielacz (Rysunek 2D).
    8. Umieść eksplant jajnika na środku pustej połowy studni. Umieść 150 μl mieszaniny pożywki i agarozy na wierzchu jajnika i tylko po właściwej stronie dołka (Rysunek 2E).
    9. Szkiełko inkubować w temperaturze 37 °C i 5% CO2 w nawilżanym inkubatorze.

4. Suszenie szkiełka i przygotowanie do MALDI-TOF MS

  1. Po czterech dniach (lub innym preferowanym punkcie czasowym) wyjmij rozdzielacz komory z korków agarozowych i szkiełka (Rysunek 1D). Delikatnie odczep boki agarozy od komory płaską szpatułką i delikatnie pociągnij komorę do góry, uważając, aby nie przesunąć żadnych zatyczek agarozowych. Jeśli się poruszają, delikatnie zmień ich położenie, aby się nie stykały.
  2. Umieść szkiełko w piekarniku o temperaturze 37 °C na około 4 godziny, obracając o 90° co godzinę < / > nuta: Obrót szkiełka jest ważny, aby zapewnić równomierne rozprowadzenie ciepła w całej próbce.
  3. Po wyschnięciu wyjmij szkiełko z piekarnika (Rysunek 1E).
  4. Nanieść roztwór matrycowy za pomocą opryskiwacza (Rysunek 1F), o następujących parametrach: temperatura = 30 °C, natężenie przepływu = 0,2 ml/min, liczba przejść = 8, kierunek = CC i odległość dyszy = 40 mm.
    UWAGA: Zamiast rozpylacza matrycowego, do nakładania płynnej matrycy można użyć aerografu artystycznego. Do natryskiwania można użyć tego samego roztworu matrycy, ale potrzeba około dwa razy więcej roztworu. Gdy suwak jest zaciśnięty tak, aby zwisał pionowo, spryskaj suwak pod kątem 90° z odległości około jednej stopy (Dostosowane z Hoffmann15), aż warstwa matrycy będzie widoczna.
  5. Dodać 1 μl kalibru (czerwień fosforowa dla celów <500 Da, mieszaniny peptydów (patrz tabela materiałów) dla celów <5,000 Da) do oczyszczenia miejsca na szkiełku. Czerwień fosforowa nie wymaga mieszania z matrycą, ale mieszanina peptydów wymaga mieszaniny 1:1 z matrycą, aby wspomóc jonizację. Poczekaj, aż calibrant wyschnie.
  6. Narysuj X za pomocą markera permanentnego w każdym rogu slajdu i zrób zdjęcie optyczne za pomocą aparatu lub skanera w rozdzielczości 1,200 dpi.

5. Akwizycja danych z obrazowania spektrometrii mas

  1. Otwórz nową sekwencję w oprogramowaniu do analizy danych IMS (patrz tabela materiałów). Ustaw szerokość rastra na żądaną rozdzielczość przestrzenną, co najmniej 50 μm.
  2. Prześlij obraz optyczny slajdu do oprogramowania analitycznego i ustaw trzy punkty uczenia za pomocą przecięć w X narysowanych w każdym rogu.
  3. Wyznacz obszary zainteresowania do obrazowania w oprogramowaniu do akwizycji i odpowiednio je nazwij.
  4. Skalibruj przyrząd za pomocą oprogramowania do akwizycji danych (patrz tabela materiałów) z błędem 5 ppm.
  5. Zapisz zoptymalizowaną metodę i rozpocznij uruchamianie. W tym eksperymencie zoptymalizowano następujące parametry: Polaryzacja = Dodatnia, Detektor = Reflektor, Rozmiar lasera = 2, Moc lasera = 50%, Wzmocnienie detektora w trybie reflektora = 3x.

6. Przetwarzanie danych IMS

  1. Zaimportuj plik .mis do oprogramowania statystycznego (patrz Spis materiałów) w celu analizy istotności.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Optymalnie wysuszony preparat ITO spowoduje, że próbka będzie płaska, wysuszona z minimalnymi lub żadnymi zmarszczkami na powierzchni agarozy i kawałkami agarozy, które zachowują przestrzenną separację na szkiełku (Rysunek 3). Rysunek 3A pokazuje optymalne suszenie, podczas gdy Rysunek 3B pokazuje zmarszczki, których należy unikać. Ta optymalizacja wymaga uważnego monitorowania suwaka w piekarniku, ponieważ do...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Istnieje coraz więcej dowodów, które sugerują rolę noradrenaliny w HGSOC 12,17,18, a ta technika przyczyniła się do uzyskania większej ilości informacji mechanistycznych. Z co najmniej ośmioma warunkami biologicznymi obecnymi na tym samym szkiełku, metoda może uwzględniać kontrole biologiczne, takie jak specyficzność genów i komórek, a także kontrole pożywek w jednym przebiegu IMS. Chociaż metoda została zoptymalizowana pod kąte...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Finansowanie zostało zapewnione przez Chicago Biomedical Consortium przy wsparciu Searle Funds z The Chicago Community Trust (C-076) (L.M.S.); Fundusze startowe Uniwersytetu Illinois w Chicago (L.M.S.); Grant 543296 z Sojuszu Funduszy Badań nad Rakiem Jajnika (M.D.); i UG3 ES029073 (J.E.B.) oraz przez National Center for Advancing Translational Sciences, National Institute of Health, poprzez UL1TR002003 grantowe (& LMS).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
15 ml probówki FalconDenvilleC1017-ODo zbierania komórek
Komora 8-dołkowa (komora Millipore EZ)MilliporePEZGS0816Ponownie wykorzystana z Millipore Szkiełko komorowe Millicell EZ-slide
AcetonitrylSigma-Aldrich34998-4LRozpuszczalnik do natryskiwanej matrycy
Alpha Minimum Essential Medium (α MEM)Fisher10-022-CVPożywka do hodowli komórkowych
Prędkość Autoflex MALDI-TOF LRFBrukerDo analizy danych IMS
WirówkaEppendorf5810 RDo zbierania komórek i usuwania supernatantu
CHCA MatrixBruker Daltonic8201344Matrix natryskiwany na wysuszone szkiełko
DHB MatrixBruker Daltonic 8201346Matrix w sprayu na wysuszone szkiełko
Jednorazowe skalpeleFisher22-079-707Do usuwania jajników
Nożyczki preparacyjneFisher13-804-6Do usuwania jajników
DMEM MediaGibco11995-065Pożywka zmieszana z
naskórkowym czynnikiem wzrostu agarozyPeprotech Inc.100-15Pożywki do hodowli komórkowych suplement
Probówki EppendorfaGenesee Scientific22-282Dla podwielokrotności agarozy
Estradiol-17βSimga-AldrichE2758Suplement pożywki do hodowli komórkowych
Surowica bydlęcapłodu Denvillefb5001Suplement pożywki do hodowli komórkowych
FlexControl 3.4Oprogramowanie do akwizycji danychBruker Daltonic
FlexImaging 4.1Oprogramowanie do analizy danych Bruker DaltonicIMS
Kleszcze (cienkie)Fsiher22-327379Do usuwania jajniki
GentamycynaCellgro30-005-CRPożywka do hodowli komórkowych
Insulina, transferyna, selen (ITS)Sigma-Aldrich11074547001Suplement do pożywek do hodowli komórkowych
Szkiełko z powłoką ITO Platforma8237001doinkubacji kohodowli
L-15 firmy LeibovitzGibco11415064Pożywki stosowane podczas wytwarzania tkanek rozwarstwienie
L-glutaminyGibco25030-081Suplement pożywki do hodowli komórkowych
Niskotopliwa agarozaSigma-AldrichA9414-10GZmieszany z podłożem do powlekania
Basen na mediaCorning4870Służy do cięcia plastikowych przegród do dzielonych komór
Penicylina-streptomycynaGibco15140-122Suplement pożywki
do hodowli komórkowychWzorzec kalibracji peptydówBruker Daltonic8206195Kaliberant dla średniego zakresu mas
Phophorus redSigma-Aldrich343-242-5GKalibert dla niskiego zakresu mas
SCiLS Lab 2015Bruker DaltonicIMS analiza statystyczna danych
Kleszcze chirurgiczne ()Fisher08-875-8BDo usuwania jajników
TFAFisher TechnologieA116-50Dodano do roztworu matrycowego
Urządzenie natryskowe TM HTXTechnologies Donakładania matrycy
IMS

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Paine, M. R., et al. Whole Reproductive System Non-Negative Matrix Factorization Mass Spectrometry Imaging of an Early-Stage Ovarian Cancer Mouse Model. PLoS One. 11 (5), e0154837(2016).
  2. Yang, Y. L., Xu, Y., Straight, P., Dorrestein, P. C. Translating Metabolic Exchange with Imaging Mass Spectrometry. Nature Chemical Biology. 5 (12), 885-887 (2009).
  3. Li, H., Hummon, A. B. Imaging Mass Spectrometry of Three-Dimensional Cell Culture Systems. Analytical Chemistry. 83 (22), 8794-8801 (2011).
  4. Yang, J. Y., et al. Primer on Agar-Based Microbial Imaging Mass Spectrometry. Journal of Bacteriology. 194 (22), 6023-6028 (2012).
  5. Coscia, F., et al. Integrative Proteomic Profiling of Ovarian Cancer Cell Lines Reveals Precursor Cell Associated Proteins and Functional Status. Nature Communications. 7, 12645(2016).
  6. Labidi-Galy, S. I., et al. High Grade Serous Ovarian Carcinomas Originate in the Fallopian Tube. Nature Communications. 8 (1), (2018).
  7. Klinkebiel, D., Zhang, W., Akers, S. N., Odunsi, K., Karpf, A. R. DNA Methylome Analyses Implicate Fallopian Tube Epithelia as the Origin for High-Grade Serous Ovarian Cancer. Molecular Cancer Research. 14 (9), 787-794 (2016).
  8. Falconer, H., Yin, L., Gronberg, H., Altman, D. Ovarian Cancer Risk After Salpingectomy: A Nationwide Population-Based Study. JNCI Journal of the National Cancer Institute. 107 (2), dju410(2015).
  9. Dean, M., Davis, D. A., Burdette, J. E. Activin A Stimulates Migration of the Fallopian Tube Epithelium, an Origin of High-Grade Serous Ovarian Cancer, through Non-Canonical Signaling. Cancer Letters. 391, 114-124 (2017).
  10. King, S. M., Burdette, J. E. Evaluating the Progenitor Cells of Ovarian Cancer: Analysis of Current Animal Models. BMB Reports. 44 (7), 435(2011).
  11. Reznik, E., et al. Landscape of Metabolic Variation across Tumor Types. Cell Systems. 6 (3), 301-313 (2018).
  12. Watkins, J. L., et al. Clinical Impact of Selective and Nonselective Beta-Blockers on Survival in Patients with Ovarian Cancer: Beta-Blockers and Ovarian Cancer Survival. Cancer. 121 (19), 3444-3451 (2015).
  13. Lutgendorf, S. K., et al. Stress-Related Mediators Stimulate Vascular Endothelial Growth Factor Secretion by Two Ovarian Cancer Cell Lines. Clinical Cancer Research. 9 (12), 4514-4521 (2003).
  14. Sood, A. K. Stress Hormone-Mediated Invasion of Ovarian Cancer Cells. Clinical Cancer Research. 12 (2), 369-375 (2006).
  15. Hoffmann, T., Dorrestein, P. C. Homogeneous Matrix Deposition on Dried Agar for MALDI Imaging Mass Spectrometry of Microbial Cultures. Journal of The American Society for Mass Spectrometry. 26 (11), 1959-1962 (2015).
  16. Zink, K. E., Dean, M., Burdette, J. E., Sanchez, L. M. Imaging Mass Spectrometry Reveals Crosstalk between the Fallopian Tube and the Ovary That Drives Primary Metastasis of Ovarian Cancer. ACS Central Science. 4 (10), 1360-1370 (2018).
  17. Armaiz-Pena, G. N., et al. Src Activation by β-Adrenoreceptors Is a Key Switch for Tumour Metastasis. Nature Communications. 4, 1403(2013).
  18. Choi, M. J., et al. HTERT Mediates Norepinephrine-Induced Slug Expression and Ovarian Cancer Aggressiveness. Oncogene. 34 (26), 3402(2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Imaging Mass SpectrometryMALDI TOF MSSmall Molecule CommunicationOvarian Cancer MetastasisAgarose CocultureTissue Cell CocultureSample Preparation MethodDesiccation ProcessSpatial IntegrityLabel Free Analysis

Powiązane artykuły