Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Mysi model zwężenia żyły centralnej z wykorzystaniem przetoki aortalno-caval ze zwężeniem odpływu

7.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/59540

⸱

11 lipca 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Yale University, 2Vascular Biology and Therapeutics Program, Yale University, 3Department of Vascular Surgery, University of Tokyo, 4Department of Diagnostic Radiology, Tokai University School of Medicine, 5Department of Cardiovascular Surgery, Tokyo Medical University, 6Department of Vascular Surgery, VA Connecticut Healthcare Systems

W tym artykule

Podsumowanie

Przetoka aortalno-bębenkowa powstała poprzez przebicie mysiej aorty podnerkowej przez obie ściany do żyły głównej dolnej, a następnie powstało zwężenie w jej odpływie poprzez częściowe podwiązanie żyły głównej dolnej. Ten powtarzalny model może być wykorzystany do badania zwężenia żyły centralnej.

Streszczenie

Zwężenie żyły środkowej jest ważnym czynnikiem przyczyniającym się do niewydolności przetoki tętniczo-żylnej (AVF). Mysi model AVF został zmodyfikowany w celu wytworzenia częściowego podwiązania żyły głównej dolnej (IVC) w odpływie przetoki, naśladując zwężenie żyły centralnej. Przedstawiono techniczne aspekty tego modelu. Aorta i IVC są odsłonięte po nacięciu brzucha. Aorta podnerkowa i IVC są preparowane w celu zaciśnięcia proksymalnego, a dystalna aorta jest odsłaniana do nakłucia. IVC w połowie drogi między lewą żyłą nerkową a rozwidleniem aorty jest starannie preparowany w celu umieszczenia 8-0 szew pod IVC. Po zaciśnięciu aorty i IVC, AVF tworzy się poprzez nakłucie aorty podnerkowej przez obie ściany do IVC za pomocą igły 25 G, a następnie podwiązanie cewnika dożylnego (IV) 22 G i IVC razem. Cewnik jest następnie usuwany, tworząc powtarzalne zwężenie żyły bez okluzji. Aorta i IVC są odblokowywane po potwierdzeniu pierwotnej hemostazy. Ten nowatorski model zwężenia żyły centralnej jest łatwy do wykonania, powtarzalny i ułatwi badania nad niewydolnością AVF.

Wprowadzenie

Przetoki tętniczo-żylne (AVF) są najczęstszymi miejscami do hemodializy, z lepszą drożnością i zmniejszoną infekcją w porównaniu z innymi dostępami, takimi jak przeszczepy lub centralne cewniki żylne. Jednak do 60% AVF nie dojrzewa1,2,3; Niedawny przegląd systematyczny wykazał, że wskaźniki pierwotnej drożności po 1 roku wynosiły tylko 60%4. Zwężenie wzdłuż odpływu żylnego powoduje głównie niepowodzenie dojrzewania AVF5,6. Istnieją pewne charakterystyczne lokalizacje podatne na zwężenie proksymalnie do przetoki: przylegający do niej segment wahadłowy w przypadku przetoki radiogłowowej, obszar łuku głowowego w przypadku przetoki ramienno-głowowej i żyła środkowa w przetoce z wcześniej założonymi ipsilateralnymi cewnikami do żyły podobojczykowej lub żyły szyjnej wewnętrznej7,8.

Zwężenie żyły centralnej często przebiega bezobjawowo u pacjentów bez AVF, ale może powodować ipsilateralny obrzęk kończyn przez nadciśnienie żylne, jak również niepowodzenie dojrzewania przetoki w przypadku zagrożenia przepływem z przetoki9. Patofizjologia centralnego zwężenia żyły jest najprawdopodobniej związana ze stanem zapalnym i aktywowaną kaskadą krzepnięcia po umieszczeniu urządzenia. Co więcej, ciągły ruch końcówki cewnika, a także zwiększony przepływ z przetoki mogą zmieniać naprężenia ścinające, powodując odkładanie się płytek krwi i pogrubienie ścian żylnych10. Aby zrozumieć podstawowe mechanizmy leżące u podstaw niewydolności AVF spowodowanej centralnym zwężeniem żyły, wymagany jest model zwierzęcy naśladujący zwężenie żyły centralnej z AVF.

Stworzyliśmy model mysiej przetoki aortalno-kawalerowej, który jest łatwy do wykonania i opanowania oraz podsumowuje kliniczny przebieg ludzkiego AVF. 11 Zastosowaliśmy koncepcje i techniki kilku wcześniej uznanych modeli mysich, aby stworzyć nowy mysi model AVF ze zwężeniem żylnym. Wprowadzamy model mysiej przetoki aortalno-trawnej ze zwężeniem IVC w przetoce odpływowej, który można wykorzystać do badania zwężenia żyły centralnej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie eksperymenty zostały przeprowadzone za zgodą Komitetu ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Yale (IACUC).

1. Znieczulenie i zabiegi przedoperacyjne

  1. Sterylizuj wszystkie narzędzia i materiały chirurgiczne przez autoklawowanie. Włącz urządzenie podtrzymujące temperaturę, aby upewnić się, że jest ciepłe (40–42 °C).
  2. Umieść 9-11-tygodniową mysz C57BL/6 w akrylowej komorze indukcyjnej i znieczul ją odparowanym 2,5% izofluranem i 0,8 l/min tlenu. Indukcja znieczulenia trwa około 3 minut.
  3. Wyjmij mysz z komory. Potwierdź głęboką płaszczyznę znieczulenia poprzez uszczypnięcie palca u nogi, uszczypnięcie ucha i uszczypnięcie ogona. Umieść mysz w pozycji leżącej na obszarze operacyjnym i podaj 2,5% izofluranu za pomocą silikonowej maski. Podać buprenorfinę w dawce 0,1 mg/kg leku przeciwbólowego i nałożyć maść okulistyczną na oczy.
  4. Usuń sierść od brzusznej strony szyi do dolnej części brzucha za pomocą Nair, środka do usuwania włosów.
  5. Oczyść i zdezynfekuj miejsce operowane za pomocą dwuetapowego peelingu z 10% jodu powidonu i 70% izopropanolu. Zastosuj obłożenie chirurgiczne.

2. Procedury operacyjne

  1. Odsłonięcie miejsc zacisku i nakłucia
    1. Przygotuj sterylne narzędzia i załóż sterylne rękawiczki, aby zachować sterylność przez cały czas trwania zabiegu.
    2. Wykonaj głębokie nacięcie brzucha w linii środkowej za pomocą skalpela od poziomu dolnej krawędzi wątroby do tuż nad łonem. Przetnij mięśnie nożyczkami, aby otworzyć jamę brzuszną.
    3. Włóż retraktor do brzucha i wyciągnij jelita na prawą stronę. Utrzymuj je wilgotne, zawijając je w gazę nasączoną solą fizjologiczną. Odzyskaj pęcherz moczowy i pęcherzyki nasienne (u samców myszy) i wyciągnij je na stronę ogonową. Wypreparuj krezkę między odbytnicą a zatrzewnową za pomocą uchwytu mikroigłowego, aby uzyskać pełny widok aorty i IVC.
    4. Wypreparuj aortę podnerkową i IVC en bloc z bocznych i grzbietowych tkanek otaczających zaotrzewnową za pomocą uchwytu mikroigłowego, aby zacisnąć je razem.
    5. Wypreparuj otaczające tkanki, aby odsłonić miejsce nakłucia aorty w około trzech czwartych odległości od lewej żyły nerkowej do rozwidlenia aorty.
  2. Rozwarstwienie IVC
    1. Rozciąć IVC podnerczkowe i aortę bezpośrednio dystalnie do lewej żyły nerkowej. Rozciągnąć dystalnie rozwarstwienie do połowy drogi między lewą żyłą nerkową a rozwidleniem aorty, tak aby IVC podnerkowe, zarówno przed, jak i za zwężeniem, można było obserwować po operacji.
      UWAGA: rozwarstwienie między IVC a aortą należy wykonać od bezpośrednio dystalnej do lewej żyły nerkowej, gdzie tkanka łączna między IVC a aortą jest stosunkowo luźna.
    2. Zrób okno, aby oddzielić IVC od aorty na tym poziomie i wypreparuj IVC z otaczającej tkanki. Postaw 8-0 Szew monofilamentowy z poliamidu najpierw pod IVC i aortą (Rysunek 1A), a następnie szew umieścić tylko pod IVC (Rysunek 1B), przeciągając koniec szwu przez okno.
      UWAGA: Ponieważ IVC jest kruchy, rozwarstwienie wzdłuż przydanki aortalnej jest przydatne, aby zrobić okno, aby zapobiec uszkodzeniu IVC, a także małych IVC lub gałęzi aorty. Jeśli wystąpi krwawienie, prawdopodobnie będzie ono niekontrolowane. Jeśli IVC ma wyraźne boczne gałęzie, umieść 8-0 Zszyj dystalnie do gałęzi.
  3. Tworzenie AVF
    1. Zegnij igłę 25 G pod kątem 45–60° w punkcie ~4 mm od końcówki igły.
    2. Zacisnąć aortę podnerkową i IVC za pomocą klipsa mikrochirurgicznego.
    3. Obróć aortę przyśrodkowo i doogonowo, chwytając tkankę łączną otaczającą rozwidlenie, aby odsłonić miejsce nakłucia aorty, rozciągnij ją lekko na stronę brzuszną.
    4. Trzymając aortę w odpowiedniej pozycji, przebij aortę do IVC za pomocą przygotowanej igły 25 G (Rysunek 1C).
    5. Zwolnij aortę i zakryj miejsce nakłucia otaczającą tkanką, ciągnąc się do góry z lewej strony aorty. Wyjmij igłę i delikatnie dociśnij miejsce nakłucia za pomocą wacika z bawełnianą końcówką do hemostazy.
  4. Stworzenie zwężenia IVC
    1. Umieść końcówkę cewnika dożylnego 22 G (patrz tabela materiałów) na IVC wzdłużnie. Podwiązać cewnik dożylny i IVC razem z 8-0 zszyj (Rysunek 1D), a następnie wyjmij cewnik dożylny.
    2. Potwierdź hemostazę pierwotną (ryc. 1E), a następnie odblokuj aortę i IVC. Zakryj miejsce nakłucia 1 minutę dłużej, aby zapewnić hemostazę.
      UWAGA: Nie zaciskaj zbyt długo, aby uniknąć zakrzepicy IVC dystalnie do zwężenia.
    3. Przywróć narządy do ich pierwotnych pozycji i zamknij jamę brzuszną szwami 6-0.

3. Zabiegi pooperacyjne

  1. Po zamknięciu rany brzusznej należy przerwać inhalację izofluranu. Umieść mysz w indywidualnej klatce bez ściółki i umieść klatkę na urządzeniu podtrzymującym termicznie, aby zapobiec hipotermii.
    UWAGA: Mysz jest obserwowana, dopóki nie osiągną i nie utrzymają pozycji leżącej mostka. Stosować opiekę pooperacyjną, w tym analgezję i opatrywanie ran, zgodnie z zaleceniami lokalnego IACUC. Do leczenia przeciwbólowego stosujemy buprenorfinę w dawce 0,1 mg/kg domięśniowo co 12 godzin przez 48 godzin po zabiegach chirurgicznych i następnie w razie potrzeby.
  2. Potwierdź drożność AVF po operacji za pomocą USG Dopplera (patrz Tabela Materiałów). Ponadto w razie potrzeby należy zmierzyć inne charakterystyki statku i przepływu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Samce myszy poddano opisanej powyżej operacji w celu wytworzenia zarówno przetoki tętniczo-żylnej (AVF), jak i zwężenia żyły głównej dolnej (IVC). Myszy kontrolne poddano jedynie laparotomii i preparacji tkanek otaczających IVC (tzw. zabieg pozorowany) lub wyłącznie wytworzeniu zwężenia IVC bez jednoczesnego tworzenia AVF.

IVC badano za pomocą Dopplera ultrasonograficznego w 7. dniu po zabiegu chirurgicznym (

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Mysi model AVF został wykorzystany do zbadania podstawowych mechanizmów i zdarzeń molekularnych prowadzących do dojrzewania AVF13,14. W tym badaniu zmodyfikowaliśmy uznany mysi model AVF, aby stworzyć nowy model mysiej przetoki aortalno-walcowniczej ze zwężeniem IVC w drodze odpływu przetoki. Nasz model podwiązania jest podobny do kilku wcześniej opisanych modeli mysich, które wykorzystują podwiązanie naczyń krwionośnych. Stworzono mysi model zakrzepicy żył głębo...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez Grant R01-HL128406 Narodowego Instytutu Zdrowia (NIH) Stanów Zjednoczonych; Nagrodę Przeglądu Zasług Programu Badań i Rozwoju Laboratorium Biomedycznego Departamentu Stanów Zjednoczonych I01-BX002336; a także zasobami i wykorzystaniem obiektów w VA Connecticut Healthcare System, West Haven, CT.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Głowica skanująca 20-60 MhzVisualSonics Inc.RMV-704
8-0 Sterylny mikroszew, 6mm (140 µ), 3/8 koła, igła punktowa TAPAROSutureT06A08N14-13poliamidowe nici monofilamentowe
Komora indukcyjna, 2 litry
3,75 "szer. x 9,00" gł. x 3,75 "wys		VetEquip941444
Isoflo, płyn izofluranowyZoetis26675-46-7
Myszy, C57BL/6JThe Jackson Laboratory664
Pet Bed Mikrofalowa podkładka grzewczaSnuggle Safe6250
Igła PrecisionGlide 25GBD305122
Surflo I.V. Cewnik 22GTerumoSR-OX2225CAŚrednica zewnętrzna 0,85 mm
Zacisk naczyniowyInstrument chirurgiczny RobozRS-5424
System obrazowaniao wysokiej rozdzielczości Vevo770VisualSonics Inc.770
. szt.

Bibliografia

  1. Dember, L. M., et al. Effect of clopidogrel on early failure of arteriovenous fistulas for hemodialysis: a randomized controlled trial. JAMA. 299 (18), 2164-2171 (2008).
  2. Dixon, B. S. Why don't fistulas mature? Kidney International. 70 (8), 1413-1422 (2006).
  3. Wilmink, T., Hollingworth, L., Powers, S., Allen, C., Dasgupta, I. Natural History of Common Autologous Arteriovenous Fistulae: Consequences for Planning of Dialysis. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 51 (1), 134-140 (2016).
  4. Al-Jaishi, A. A., et al. Patency rates of the arteriovenous fistula for hemodialysis: a systematic review and meta-analysis. American Journal of Kidney Diseases. 63 (3), 464-478 (2014).
  5. Rocco, M. V., Bleyer, A. J., Burkart, J. M. Utilization of inpatient and outpatient resources for the management of hemodialysis access complications. American Journal of Kidney Diseases. 28 (2), 250-256 (1996).
  6. Roy-Chaudhury, P., Sukhatme, V. P., Cheung, A. K. Hemodialysis vascular access dysfunction: a cellular and molecular viewpoint. Journal of the American Society of Nephrology. 17 (4), 1112-1127 (2006).
  7. Quencer, K. B., Arici, M. Arteriovenous Fistulas and Their Characteristic Sites of Stenosis. AJR: American Journal of Roentgenology. 205 (4), 726-734 (2015).
  8. Kian, K., Asif, A. Cephalic arch stenosis. Semin Dial. 21 (1), 78-82 (2008).
  9. Agarwal, A. K. Central vein stenosis. American Journal of Kidney Diseases. 61 (6), 1001-1015 (2013).
  10. Glanz, S., et al. Axillary and subclavian vein stenosis: percutaneous angioplasty. Radiology. 168 (2), 371-373 (1988).
  11. Yamamoto, K., et al. The mouse aortocaval fistula recapitulates human arteriovenous fistula maturation. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 305 (12), H1718-H1725 (2013).
  12. North American Symptomatic Carotid Endarterectomy Trial. Methods, patient characteristics, and progress. Stroke. 22 (6), 711-720 (1991).
  13. Kuwahara, G., et al. CD44 Promotes Inflammation and Extracellular Matrix Production During Arteriovenous Fistula Maturation. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 37 (6), 1147-1156 (2017).
  14. Protack, C. D., et al. Eph-B4 regulates adaptive venous remodeling to improve arteriovenous fistula patency. Scientific Reports. 7 (1), 15386(2017).
  15. Payne, H., Brill, A. Stenosis of the Inferior Vena Cava: A Murine Model of Deep Vein Thrombosis. J Vis Exp. (130), (2017).
  16. Nam, D., et al. Partial carotid ligation is a model of acutely induced disturbed flow, leading to rapid endothelial dysfunction and atherosclerosis. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 297 (4), H1535-H1543 (2009).
  17. Ene-Iordache, B., Remuzzi, A. Disturbed flow in radial-cephalic arteriovenous fistulae for haemodialysis: low and oscillating shear stress locates the sites of stenosis. Nephrology, Dialysis, Transplantation. 27 (1), 358-368 (2012).
  18. Yamamoto, K., et al. Disturbed shear stress reduces Klf2 expression in arterial-venous fistulae in vivo. Physiological reports. 3, (2015).
  19. Remuzzi, A., Ene-Iordache, B. Novel paradigms for dialysis vascular access: upstream hemodynamics and vascular remodeling in dialysis access stenosis. Clinical Journal of the American Society of Nephrology. 8 (12), 2186-2193 (2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Mysia model AVFstenoza IVCprocedura chirurgicznaUSG Dopplerastenoza graftu żylnegopierwotna hemostazaaorta podnerkowaprzetoka żylna
Mysi model zwężenia żyły centralnej z wykorzystaniem przetoki aortalno-caval ze zwężeniem odpływu
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.