Mysi model zawału mięśnia sercowego z wykorzystaniem trwałego podwiązania lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej

Podsumowanie

Tutaj opisujemy zabieg chirurgiczny pokazujący, jak osiągnąć trwałe podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej u myszy. Model ten ma duże znaczenie dla badania patofizjologii zawału mięśnia sercowego i towarzyszących mu procesów biologicznych.

Streszczenie

Zawał mięśnia sercowego (MI) i ostre choroby wieńcowe są jednymi z najczęstszych przyczyn zgonów w populacji o zachodnim stylu życia. Mysie modele zawału serca ze stałym podwiązaniem lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej (LAD) ściśle naśladują zawału mięśnia sercowego u ludzi. Modele mysie korzystają z dostępnej obecnie szeroko zakrojonej inżynierii genetycznej. W tym miejscu proponujemy powtarzalny mysi model chirurgiczny zawału mięśnia sercowego za pomocą stałego podwiązania naczyń wieńcowych LAD. Nasza technika obejmuje znieczulenie ketaminą/ksylazyną, które można szybko odwrócić poprzez podanie antagonisty, intubację bez tracheotomii w celu wentylacji wspomaganej mechanicznie, wentylację z zastosowaniem zewnętrznego dodatniego ciśnienia końcowo-wydechowego (PEEP) w celu uniknięcia zapadnięcia się pęcherzyków płucnych, metodę torakotomii ograniczającą do minimum zmiany chirurgiczne wykonane w mięśniach szkieletowych oraz nadmuchiwanie płuc bez toracentezy. Metoda ta jest mało inwazyjna, powtarzalna i zmniejsza śmiertelność pooperacyjną i powikłania.

Wprowadzenie

Ostry zawał mięśnia sercowego (MI) jest najcięższym wyrazem choroby niedokrwiennej serca (IHD). IHD są główną przyczyną zachorowań i zgonów na całym świecie, zwłaszcza w krajach zachodnich¹. W związku z tym ma ogromny wpływ ekonomiczny na systemy opieki zdrowotnej². Wskaźnik zawału mięśnia sercowego charakteryzuje się niedrożnością tętnicy wieńcowej przez blaszkę miażdżycową, a następnie zatrzymaniem przepływu krwi w dużych częściach mięśnia sercowego. Brak dopływu tlenu do mięśnia sercowego prowadzi do obumarcia niedokrwiennego kardiomiocytów. Ten patologiczny stan wyzwala reakcje w tkance komorowej, które ostatecznie prowadzą do niedoborów funkcji komór, przebudowy i niewydolności serca³. MI jest złożonym stanem patofizjologicznym, który obejmuje wiele i skomplikowanych procesów biologicznych obejmujących regulowaną śmierć komórki, reakcję na stres oksydacyjny, stan zapalny, gojenie się ran, zwłóknienie i przebudowę komór. Niektóre z tych reakcji biologicznych są modelowane jako indywidualne procesy in vitro, takie jak wywołane martwicą uwalnianie wzorców molekularnych związanych z uszkodzeniem i związane z tym reakcje zapalne⁴. Te uproszczone modele są niezbędne do zrozumienia zawału mięśniowego. Jednak tylko model in vivo może dostarczyć realistycznego obrazu złożoności procesów biologicznych zaangażowanych w reakcję na zawał mięśnia sercowego.

Mimo że modele MI u większych zwierząt, takich jak świnie, mogą być bardziej związane z ludzką patofizjologią MI, siła mysich modeli tkwi w możliwościach oferowanych przez inżynierię genetyczną, która jest bardziej zaawansowana niż u jakiegokolwiek innego gatunku ssaków. Inne istotne aspekty to stosunkowo niski koszt i prostota konfiguracji chirurgicznej.

Warto wspomnieć, że modele niedokrwienno-reperfuzyjne mięśnia sercowego mogą wykazywać inne wyniki niż stałe modele MI. Procesy biologiczne, takie jak rodzaj zaangażowanej śmierci komórki, jakość/amplituda lub kinetyka reakcji zapalnych i gojenia się ran w tkance mięśnia sercowego, mogą się różnić w zależności od modelu5^,6,7. Jednak ten protokół trwałej niedrożności naczyń wieńcowych można łatwo dostosować do uzyskania modelu niedokrwienno-reperfuzyjnego.

Ta metoda jest istotna dla badań związanych z fizjopatologią MI bez reperfuzji i pozwala na monitorowanie procesów patologicznych zachodzących od niedrożności naczyń wieńcowych (minuty) do późnego stadium niewydolności serca (tygodnie) na poziomie lokalnej tkanki serca i ogólnoustrojowym.

Protokół

Doświadczenia na zwierzętach opisane w tym protokole zostały sprawdzone i zatwierdzone przez Komitet Etyki Zwierząt Kantonu Vaud.

UWAGA: Do tych eksperymentów użyliśmy samców myszy C57Bl/6J o wadze od 25 g do 30 g i wieku 8-12 tygodni. Myszy były karmione granulkami karmy i wodą ad libitum i hodowane w konwencjonalnych warunkach. Sprzęt chirurgiczny był wcześniej sterylizowany. Eksperymentator powinien nosić sterylne rękawice chirurgiczne i maskę chirurgiczną, aby ograniczyć zakażenie i infekcje pooperacyjne.

1. Znieczulenie i kaniulacja tchawicy.

1. Zważ mysz, aby określić dawkę leków znieczulających, pooperacyjnych leków przeciwbólowych i objętość oddechową respiratora. Podgrzej poduszkę grzewczą w temperaturze 37 °C. Konfiguracja chirurgiczna jest przedstawiona w Rysunek 1.
2. Wstrzyknąć myszu dootrzewnowo mieszaninę ketaminy i ksylazyny w dawce odpowiednio 80 mg/kg i 10 mg/kg.
3. Szybko ogol futro myszy na gardle i lewej stronie klatki piersiowej za pomocą elektrycznej maszynki do golenia.
4. Sprawdź głębokość znieczulenia, ściskając ogon i/lub tylne łapy i ułóż zwierzę w pozycji leżącej na poduszce grzewczej. Umieść mały kompres z gazy pod głową zwierzęcia, aby uniknąć przegrzania oczu. Nałóż żel do oczu, aby uniknąć suchości oczu.
5. Zabezpiecz cztery kończyny taśmą samoprzylepną na powierzchni poduszki grzewczej. Przełóż pętlę jedwabnego szwu 5-0 pod górnymi siekaczami i przyklej koniec pętli taśmą klejącą do poduszki grzewczej. Dzięki temu pysk zwierzęcia będzie otwarty i ułatwi kaniulację.
6. Nałóż krem do depilacji na wcześniej ogolone miejsca i delikatnie masuj bawełnianym wacikiem przez 1 min. Nadmiar sierści i kremu przetrzyj gazą. Użyj kropli 0,9% roztworu soli fizjologicznej i gazy, aby oczyścić miejsca nacięć. Nałóż kawałki sterylnej gazy na ogolone gardło i klatkę piersiową i namocz je w jodopowidon.
   UWAGA: Zalecamy zastosowanie leku znieczulającego miejscowo (lidokainy lub bupiwakainy) na miejsca nacięć.
7. Ustaw wentylator na objętość oddechową 7 ml/kg i szybkość wentylacji 140 uderzeń/min.
   UWAGA: Od teraz praca pod mikroskopem stereoskopowym mikrochirurgii.
8. Przytrzymaj skórę na środku gardła i wykonaj nacięcie 0,5 cm wzdłuż linii ogonowej/głowowej za pomocą małych nożyczek. Oddziel płaty gruczołu ślinowego, a następnie delikatnie oddziel powięź mięśnia mostkowo-gnykowego zakrzywionymi kleszczami preparacyjnymi, aż do wyświetlenia krtani i tchawicy. Zabezpiecz krawędzie otworu za pomocą zwijaczy przymocowanych do elastycznych taśm.
   UWAGA: Wykonaj ten krok bez nacinania mięśni. Przeszkolony operator będzie mógł zaintubować zwierzę przez jamę ustną bez wizualizacji tchawicy, co czyni ten krok opcjonalnym.
9. Trzymaj delikatnie język na boki. Za pomocą kleszczy włóż igłę wewnętrzną kaniuli 16 G do tchawicy. Wizualizuj prawidłowe wprowadzenie do tchawicy przez nacięcie gardła.
10. Podłącz kaniulę do wentylatora i zapewnij prawidłową wentylację, umieszczając rurkę wydechową w wodzie. Obecność pęcherzyków wskazuje na prawidłową intubację.
    UWAGA: Aby tkanki były mokre podczas operacji, umieść sterylną gazę nasączoną 0,9% roztworem soli fizjologicznej i jodopowidonem na nacięcie gardła. Kontroluj wilgotność podczas zabiegu.

2. Podwiązanie tętnicy wieńcowej LAD

1. Zwolnij lewą przednią łapę z taśmy klejącej i ostrożnie przesuń mysz do prawej pozycji odleżynowa. Zabezpiecz lewą kończynę przednią, gdy zwierzę znajdzie się we właściwej pozycji.
2. Zidentyfikuj linię między lewym mięśniem piersiowym mniejszym i większym i wykonaj ukośne nacięcie skóry na 1 cm nożyczkami podążając za linią. Za pomocą mikronożyczek preparujących oddziel powięź mięśni piersiowych bez nacięcia. Utrzymuj mięśnie piersiowe oddzielone retraktorami przymocowanymi do elastycznych taśm.
3. Ustawić wentylator na dodatnie ciśnienie wydechowe (PEEP) 3 cm H₂O.
4. Otwórz jamę klatki piersiowej za pomocą kleszczy w 3. przestrzeni międzyżebrowej między 3. a 4. żebrem. Unikaj dotykania tętnicy piersiowej wewnętrznej ponieważ istnieje niebezpieczeństwo krwawienia. Nie dotykać serca ani płuc. Umieść dwa zwijacze w klatce piersiowej, po jednym na każdym żebrze (Rysunek 2A).
5. Za pomocą zakrzywionych cienkich kleszczy ostrożnie usuń osierdzie i rozsuń je, nie uszkadzając serca i płuc.
6. Zlokalizuj lewą przednią zstępującą (LAD) tętnicę wieńcową. Tętnica LAD pojawia się jako powierzchowna, jaskrawoczerwona linia biegnąca od krawędzi lewej małżowiny usznej w kierunku wierzchołka.
7. Użyj uchwytu na igłę, aby wprowadzić jedwabny szew 7-0 pod LAD 2 do 3 mm poniżej lewego przedsionka. Pociągnij jedwab powoli, aby uniknąć rozdarcia tkanki serca. Zawiąż ligaturę trzema węzłami. Dolna lewa część lewej komory natychmiast zmieni kolor na blady po podwiązaniu (Rysunek 2B-E).
   UWAGA: Ważne jest, aby nie wchodzić zbyt głęboko w jamę komorową ani nie pozostawać zbyt powierzchownym. W przypadku zwierząt operowanych pozorowanie, przeciągnij jedwab do szwów pod LAD i zdejmuj go powoli, unikając rozerwania tkanki.
8. Zwolnij zwijacze żeber, przytrzymaj 3. żebro kleszczami i wykonaj dwa przejścia z jedwabnym szwem 6-0 pod 3. i 4. żeber.
   UWAGA: Nie należy perforować serca ani płuc. Nie zaciskaj jeszcze węzłów.
9. Umieść trzy krople 0,9% roztworu soli fizjologicznej o temperaturze 37 °C na otwór i zamknij rurkę wydechową na 2 lub 3 cykle oddechowe, aby prawidłowo napompować płuca. Zaciśnij szew i zabezpiecz dwoma rzutami.
10. Zwolnij retraktory trzymające mięśnie i pomóż im odzyskać właściwe miejsce.
11. Zamknij skórę klatki piersiowej dwoma szwami z jedwabiu 5-0 i zabezpiecz dwoma rzutami. Zamknij skórę gardła jednym szwem z jedwabiu do szwów 5-0 i zabezpiecz dwoma rzutami.

3. Zabiegi pooperacyjne i obserwacja.

1. Usuń taśmy klejące z kończyn. Połóż kompres na poduszce grzewczej po prawej stronie zwierzęcia.
   UWAGA: Cała procedura od znieczulenia do tego momentu nie powinna trwać dłużej niż 40-45 minut. Opcjonalnie wstrzyknąć IP 0,2 ml atipamezolu w stężeniu 0,1 mg/ml, aby przyspieszyć proces budzenia.
2. Dootrzewnowo wstrzyknąć 0,3 ml 5% roztworu glukozy podgrzanego w temperaturze 37 °C.
3. Ostrożnie obrócić zwierzę na brzuszne odleżyny na podkładkę kompresową.
4. Zatrzymaj respirator; jeśli mysz spontanicznie oddycha, ostrożnie wyjmij kaniulę.
5. Wstrzyknąć podskórnie (SC) 0,1 mg/kg buprenorfiny i umieścić myszy w wstępnie ogrzanej klatce ogrzewanej w temperaturze 30 °C i wentylowanej 100%_O2 przez co najmniej 1 godzinę. Monitorować myszy pod kątem wszelkich stanów zagrażających życiu, takich jak nadmierna duszność lub krwotok.
6. Przez pierwsze dwa dni po zabiegu monitoruj mysz dwa razy dziennie. Wstrzyknąć SC 0,1 mg/kg buprenorfiny dwa razy na dobę. Wstrzykiwać dootrzewnowo 0,3 ml 0 5% roztworu glukozy dwa razy dziennie. Zapewnij myszom miękką dietę i wodę ad libitum. W razie potrzeby rozgrzej zwierzę.
   UWAGA: Oprócz opioidów zwierzętom należy podawać niesteroidowe leki przeciwzapalne zmieszane z dietą lub rozcieńczone w wodzie do picia.
7. Od trzeciego dnia należy wstrzykiwać SC 0,1 mg/kg buprenorfiny dwa razy na dobę, jeśli zwierzę wykazuje jakiekolwiek nietypowe objawy dotyczące ogólnego wyglądu, oddychania lub zachowania. Dootrzewnowo wstrzykiwać 0,3 ml 5% roztworu glukozy dwa razy dziennie, jeśli zwierzę nadal traci na wadze. W razie potrzeby ogrzej zwierzę.
   UWAGA: W razie potrzeby należy ściśle stosować predefiniowane kryteria przerwania, aby uniknąć nadmiernego cierpienia. Zwykle myszy tracą na wadze do 3 i 4 dnia, a następnie przybierają na wadze. Po siedmiu dniach myszy zwykle odzyskują wagę sprzed operacji.

Wyniki

Myszy zostały poddane eutanazji siedem dni po operacji. Zwierzęta znieczulono 80 mg/kg ketaminy i 10 mg/kg ksylazyny. W znieczuleniu pobrano krew z żyły głównej i pobrano próbkę serca. Usunięto przedsionki, mięsień sercowy przemyto w lodowatym PBS. W przypadku pomiarów obszarów niedokrwiennych serca zamrażano w temperaturze -20 °C przez 40 minut, a następnie krojono i barwiono przez 20 minut w temperaturze 37 °C w PBS zawierającym 2% chlorek trifenylotetrazolu (TTC). Plastry serca utrwalono przez noc w 4% buforowanym roztworze paraformaldehydu w temperaturze pokojowej. Obszary niedokrwienne pozostały niezabarwione, podczas gdy żywa tkanka była zabarwiona na czerwono z powodu obecności dehydrogenaz. Obszary niedokrwienne obliczono jako procent obszaru białego lewej komory (LV) za pomocą oprogramowania do obrazowania (Rysunek 3A, B). Do analiz biochemicznych i biologii molekularnej serca zamrażano w ciekłym azocie. Po zmieleniu serc na ciekłym azocie, do ekstrakcji białek i mRNA użyto proszku narządowego. Zakres zwłóknienia w tkance mięśnia sercowego serca po zawale oceniono za pomocą analizy western blot aktyny alfa mięśni gładkich (αSMA) i fosforylacji SMAD2, które są odpowiednio głównymi odczytami miofibroblastów i aktywacji sygnalizacji TGFβ (Figura 3C). Ekspresja mRNA Tgfb i dalsze cele Ctgf, Postn i Il11 są wskaźnikami zwłóknienia mięśnia sercowego. Wykazano to za pomocą analizy reakcji łańcuchowej polimerazy (PCR) w czasie rzeczywistym (Rysunek 3D).

Prozapalne szlaki sygnałowe i ekspresja prozapalnych genów zazwyczaj aktywowały się w ciągu pierwszego tygodnia po zawale mięśnia sercowego. Fosforylacja czynnika transkrypcyjnego NF-κB p65 jest cechą charakterystyczną stanu zapalnego i została zaobserwowana w całych ekstraktach mięśnia sercowego myszy MI (Figura 3E). Ekspresję mRNA genów prozapalnych Il1b, Il6 i Cxcl10 (Figura 3F) oraz markery monocytów / makrofagów Cd14 i Mertk analizowano metodą PCR w czasie rzeczywistym (Figura 3G). Należy zauważyć, że zaobserwowano zmienność w zakresie fosforylacji NF-κB p65 i SMAD2 (Rysunek 3C, E, pasy 4-7). Zmienność ta zależy w dużej mierze od wielkości zawału.

Rysunek 1: Opis zestawu chirurgicznego. (A) Zestaw chirurgiczny składa się ze zmodyfikowanej poduszki grzewczej, respiratora i zwijaczy przymocowanych do elastycznych taśm. (B) Zestaw nożyczek, kleszczyków i uchwytu na igłę używanych podczas operacji. (C) Zbliżenie na mini-zwijacze. Nie pokazano: chirurgiczny mikroskop stereoskopowy. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 2: Reprezentatywne obrazy operacji i podwiązania LAD. (A) Otwarta klatka piersiowa z retraktorami. Widoczna była lewa komora. Górny, lewy i dolny retraktor podtrzymywały klatkę piersiową, a prawy retraktor podtrzymywał mięsień piersiowy. (B) Igła została przeprowadzona pod LAD. (C) Jedwab do szycia przeprowadzono pod LAD, do lewej komory. (D) Pojedynczy ścieg na LAD. (E) Zakończenie procedury podwiązania, szew został zabezpieczony trzema węzłami. (F) Reprezentacja przedniego widoku serca. Pozycja podwiązania LAD znajdowała się 2-3 mm poniżej lewego przedsionka i powyżej ukośnej gałęzi LAD. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 3: Zwłóknienie i stan zapalny w całych ekstraktach mięśnia sercowego siedem dni po operacji. (A) Reprezentatywne obrazy barwienia TTC przeciętego serca z zawałem siedem dni po operacji. Blade obszary niedokrwienne pozostały niezabarwione i białe, podczas gdy żywa tkanka była zabarwiona na czerwono. Podwiązanie było widoczne na trzecim plastrze od lewej. (B) Wielkość obszarów niedokrwiennych pięciu serc z zawałem zmierzono za pomocą techniki barwienia TTC. Wyniki dotyczyły procentowego udziału powierzchni białej lewej komory (LV). (C) Analiza Western blot fosforylacji SMAD2 i ekspresji alfa-SMA w całym mięśniu sercowym jako wskaźników zwłóknienia. (D) ekspresja mRNA Tgfb, Ctgf, Postn i Il11 w całych ekstraktach mięśnia sercowego. (E) Western blot fosforylacji NF-κB p65 w ekstraktach z całego mięśnia sercowego. (F) ekspresja mRNA genów prozapalnych Il1b, Il6 i Cxcl10 w całych ekstraktach mięśnia sercowego. (G) ekspresja mRNA Cd14 i Mertk jako wskaźniki obecności w mięśniu sercowym odpowiednio monocytów/makrofagów i makrofagów fagocytarnych. N = 3 w grupie pozorowanej i N = 4 w grupie MI. W przypadku analizy ekspresji mRNA ekspresja była względna w stosunku do endogennej kontroli Rps18, a porównania grupowe były niesparowanymi testami T Studenta, *p ≤ 0,05, **p ≤ 0,01, *** p ≤ 0,001. W panelach B, D, F i G słupki błędów reprezentują odchylenia standardowe. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Dyskusja

Pierwszym krytycznym krokiem tej procedury jest z pewnością intubacja. Używamy stępionej wewnętrznej igły cewnika 16 G jako rurki dotchawiczej. Nie zalecamy używania tej konfiguracji z myszami o wadze mniejszej niż 22 g. Przy takiej konfiguracji może być trudno prawidłowo zaintubować myszy o mniejszej masie ciała bez uszkodzenia tchawicy. Kolejnym krytycznym punktem jest ograniczenie nacięć wykonywanych w mięśniu przy jednoczesnym odsłonięciu tchawicy i klatki piersiowej. Zmniejszenie uszkodzeń tkanek ma ogromne znaczenie, zwłaszcza podczas badania procesów zapalnych następujących po zawale mięśnia sercowego. Dlatego preferujemy delikatne rozkładanie mięśni i żeber za pomocą kleszczy i retraktorów ^8,9. Nie używamy kauteryzatora elektrycznego do tamowania krwawienia¹⁰. Może to powodować oparzenia jatrogenne i sprzyjać infekcjom. Zarówno uraz, jak i infekcje mogą wpływać na odczyty stanu zapalnego. Zastosowanie zewnętrznego PEEP o sile 3 cm_H2Opoprzez zanurzenie wyciągu wentylacyjnego w rurze wodnej ogranicza zapadanie się pęcherzyków płucnych pod koniec wydechu podczas torakotomii. Lokalizacja LAD jest kolejnym krytycznym krokiem i należy pamiętać, że anatomia tętnic wieńcowych może się różnić w zależności od szczepu i genotypu myszy¹¹. Wizualizacja LAD wymaga pewnego doświadczenia, jednak umieszczenie szwu bezpośrednio 2-3 mm poniżej lewego przedsionka, zgodnie z opisem w procedurze, powinno umożliwić prawidłowe ustawienie podwiązania. Natychmiastowe przebarwienia dużych fragmentów lewej komory pod szwem potwierdzają dokładność. Wreszcie, sztuczne zastosowanie auto-PEEP poprzez zablokowanie wylotu wentylacji przez 2-3 cykle oddechowe podczas zamykania klatki piersiowej pozwala na przejściową hiperpompację płuc, która pomoże wypchnąć powietrze z klatki piersiowej¹². Celowo nie wykonujemy toracentezy, jak pokazano w ^9,10. W ten sposób ograniczamy ryzyko urazów płuc i serca oraz unikamy nadmiernego uszkodzenia tkanek czy perforacji.

Reperfuzja niedokrwienna mięśnia sercowego (I / R) jest pokrewnym modelem chirurgicznym, który naśladuje przywracanie przepływu krwi w naczyniach wieńcowych, które jest wykonywane u pacjentów z zawałem mięśnia sercowego w klinikach. Podczas modelu I/R przejściowe zamknięcie tętnicy wieńcowej odbywa się poprzez dokręcenie kawałka rurki do LAD na czas od 20 do 45 minut ^8,13. Następnie okluzja jest zwalniana, aby umożliwić reperfuzję mięśnia sercowego przez pożądany czas. Ta prosta modyfikacja zastosowana w naszym protokole może łatwo przekształcić go w model I/R 4,8,14,15. Zawał można potwierdzić za pomocą badania krwi na obecność troponiny sercowej T ^8,10 lub echokardiografii¹⁵.

MI różni się od modelu I/R, ponieważ reperfuzja sama w sobie wywołuje uraz. Mięśnie sercowe indukują większą martwicę tkanek, a apoptoza jest bardziej wyraźna w reperfundowanym mięśniu sercowym⁵. Kinetyka naciekania komórek zapalnych jest również różna między MI i IR z opóźnionym naciekaniem komórek odpornościowych w MI⁷. Wielkość i położenie obszaru zawału będą się również różnić między stałym podwiązaniem a modelami I/R¹⁵. Mając to na uwadze, należy zachować ostrożność przy wyborze odpowiedniego modelu, ponieważ modele I/R i stałe MI nie są równoważne. Innym mysim modelem zawału mięśnia sercowego jest model kriozawału. Zastosowanie sondy kriogenicznej na przedniej ścianie lewej komory indukuje zamrożenie tkanki komorowej i zatrzymanie przepływu krwi w tętnicy LAD. Technika ta różni się jednak od technik MI i I/R pod względem czasu i amplitudy przebudowy oraz reakcji zapalnych^16,17.

Ograniczeniem jest zmienność, jak w przypadku każdego zabiegu chirurgicznego. Ta zmienność opiera się na różnicach biologicznych. Dobrym przykładem jest zmienność układu tętnic wieńcowych u myszy¹¹. Opiera się również na umiejętnościach eksperymentatora. Warto wspomnieć, że odpowiednie przeszkolenie eksperymentatorów jest konieczne, aby osiągnąć stabilne wyniki z tym modelem. Dobrze wyszkolony eksperymentator może z łatwością wytworzyć rozmiary zawałów, które są powtarzalne (ryc. 3A-B). Śmiertelność modelu zależy od pozycji LAD, czasu trwania eksperymentów (dni, tygodnie), szczepu myszy i genotypów. Rodzaje leków znieczulających i przeciwbólowych mogą również wpływać na wynik eksperymentów z domniemanym działaniem kardioprotekcyjnym lub kardiodepresyjnym. W naszych rękach ten model ma globalny wskaźnik śmiertelności na poziomie 25-30%. Ten współczynnik śmiertelności obejmuje spontaniczne zgony i ofiary przed zakończeniem eksperymentu, niezależnie od szczepów i czasu trwania eksperymentu. Większość zgonów lub ofiar ma miejsce między drugim a czwartym dniem po operacji. Stosowanie ścisłego leczenia bólu i obserwacja zwierząt może zmniejszyć śmiertelność.

W tym miejscu przedstawiamy reprezentatywne wyniki wielkości zawału analizowane za pomocą barwienia TTC oraz ekspresji białka i genów zaangażowanych w procesy zapalne lub zwłóknieniowe w LV odpowiednio za pomocą western blot i real-time PCR (ryc. 3C-G). Możliwe jest również zmierzenie wielu z tych parametrów za pomocą testu immunoenzymatycznego (ELISA) lub testów enzymatycznych. Oczywiście, zgodnie z hipotezą, która musi zostać przetestowana, po tej metodzie może nastąpić dowolna analiza funkcjonalna za pomocą ultradźwięków, rezonansu magnetycznego lub cewnika dokomorowego do pomiaru ciśnienia i objętości. Możliwe jest również pobranie serca i dalsze badanie biologii komórek serca na izolowanych komórkach. Ogólnie rzecz biorąc, model MI ze stałym podwiązaniem tętnicy wieńcowej LAD jest szczególnie przydatny do oceny procesów zapalnych i zwłóknieniowych, gojenia się ran i zmian w funkcji serca po zawale mięśnia sercowego.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
1 strzykawka CC, Omnifix-F	B. Braun	9161406V
30G- Igła	BD Microlance 3	304000
70% Etanol
Betadine 60 ml	MundiPharma
Blunt Retraktory	Fine Science Tools	18200-09
Castroviejo Uchwyt na igłę prosty z blokadą	Roboz	RS-6416
Waciki bawełniane	Applimed SA	6001109
Nożyczki preparacyjne, zakrzywione	Aesculap	BC603R
Elektryczna maszynka do golenia	Remington	HC720
Glukoza 5% B.Braun	B. Braun	531032
Krem do depilacji, Veet	Silk & Świeża technologia.
Kleszcze preparacyjne do tęczówki Pełne zakrzywione	Aesculap	OC022R
Ketasol 100 (100 mg / ml)	Dr. E. Graeub AG	QN01AX03
Mikronożyczki, zakrzywione/	Aesculap	FM013R
NaCl 0,9% B. Braun	B. Braun	534534
Krótki stabilizator	Fine Science Tools	18200-01
Szew jedwabny 5-0, Szew	Ethicon	K880H
6-0, P-1	Ethicon	639H
Szew jedwabny 7-0,BV-1	Ethicon	K804
Kleszcze studenckie Dumont #7	Narzędzia naukowe	91197-00
Studenckie kleszcze precyzyjne kątowe	Narzędzia do nauki	91110-10
Rękawice chirurgiczne	Weitacare	834301
Chirurgiczna poduszka grzewcza	Spersonalizowane ustawienie
Temgesic  sol 0,3 mg/ml  Buprenorfina	Indivior Schweiz AG	N02AE01
Wewnętrzna igła rurki tchawicy 16G i.v. cat	Abbocath-T	G714-A01
Uniwersalny mikroskop S3, wentylator OMPIMD	Zeizz
, MiniVent Model 845	Aparat Harvard	73-0043
Viscotears	Alcon	1551535
Xylasol (1mg/ml)	Dr. E. Graeub AG	QN05CM92