Artykuł metodologiczny

Wykorzystanie bezprzewodowego systemu wideo-EEG do monitorowania wyładowań padaczkowych po bocznym urazowym uszkodzeniu mózgu wywołanym płynem

26.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/59637

⸱

21 czerwca 2019

 ,  ,  ,  , 
1Department of Neurosurgery, Jacobs School of Medicine and Biomedical Science, 2Comparative Medicine Laboratory Animal Facilities, University at Buffalo, 3emka Technologies

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy protokół do wywołania ciężkiego TBI za pomocą modelu bocznego uszkodzenia płynem płynowym (FPI) u dorosłych, samców szczurów rasy Wistar. Demonstrujemy również zastosowanie bezprzewodowego systemu telemetrycznego do zbierania ciągłych zapisów wideo-EEG i monitorowania wyładowań padaczkowych zgodnych z epileptogenezą pourazową.

Streszczenie

Model bocznego uszkodzenia płynem perkucyjnym (FPI) jest dobrze znany i był używany do badania TBI i padaczki pourazowej (PTE). Odnotowano jednak znaczną zmienność w odniesieniu do konkretnych parametrów stosowanych w różnych badaniach, w których zastosowano ten model, co utrudnia harmonizację i interpretację wyników między laboratoriami. Na przykład odnotowano zmienność dotyczącą wielkości i lokalizacji kraniektomii, sposobu umieszczenia piasty Luer lock względem kraniektomii, ciśnienia atmosferycznego wywieranego na oponę twardą i czasu trwania impulsu ciśnienia. Każdy z tych parametrów może mieć wpływ na stopień urazu, który jest bezpośrednio skorelowany z częstością występowania PTE. Przejawia się to w szerokim zakresie śmiertelności, czasie prostowania odruchów i występowaniu napadów konwulsyjnych. W tym miejscu przedstawiamy szczegółowy protokół metody, którą zastosowaliśmy, aby ułatwić harmonizację między badaniami. Zastosowaliśmy FPI w połączeniu z bezprzewodowym systemem telemetrii EEG do ciągłego monitorowania zmian elektrograficznych i wykrywania aktywności napadowej. FPI jest indukowany przez utworzenie 5 mm kraniektomii nad lewą półkulą, między Bregma i Lambda i w sąsiedztwie bocznego grzbietu. Piasta Luer lock jest przymocowana do czaszki nad kraniektomią. Ten hub jest podłączony do urządzenia FPI, a 20-milisekundowy impuls ciśnienia jest dostarczany bezpośrednio do nienaruszonej opony twardej przez rurkę ciśnieniową podłączoną do piasty za pomocą złącza z blokadą skrętną. Po wyzdrowieniu szczury są ponownie znieczulane w celu usunięcia piasty. Pięć elektrody EEG o średnicy 0,5 mm ze stali nierdzewnej jest umieszczonych w kontakcie z oponą twardą przez czaszkę i służy jako cztery elektrody rejestrujące i jedna elektroda odniesienia. Druty elektrody są zbierane w łącznik cokołu, który jest mocowany na miejscu za pomocą cementu kostnego. Ciągłe zapisy wideo/EEG są zbierane przez okres do 4 tygodni po TBI.

Wprowadzenie

W raporcie z 2015 roku dla Kongresu, Centra Kontroli Chorób poinformowały, że około 2,5 miliona osób rocznie doznaje urazowego uszkodzenia mózgu (TBI) w USA1. Szacuje się, że TBI powoduje 20% padaczek objawowych i 5% wszystkich padaczek2,3,4. Ponadto u około 20% pacjentów z TBI rozwija się padaczka pourazowa5. Co ważne, przewlekłe, nawracające napady padaczkowe, które występują w wyniku TBI, są często farmooporne, co zwiększa obciążenie chorobą6. Dokładne mechanizmy, które prowadzą do padaczki pourazowej (PTE), pozostają niejasne. Jednak w kilku kluczowych badaniach epidemiologicznych zbadano częstość występowania i potencjalne ryzyko rozwoju padaczki pourazowej (PTE)2,4,7,8,9,10,11. Każde z tych badań epidemiologicznych potwierdziło korelację ciężkości urazu z ryzykiem epileptogenezy.

Obecne metody, które były szeroko stosowane do identyfikacji nowych terapii przeciwpadaczkowych, opierały się głównie na modelach, które używały chemo-konwulsyjnych lub elektrycznych rozpałek do wywoływania epilepsji12. Biorąc pod uwagę wysoką częstość występowania oporności farmakologicznej na leki opracowane w tych modelach przez pacjentów z TBI, stawiamy hipotezę, że napady wywołane TBI mogą różnić się od napadów wywołanych chemokonulsantem lub rozpałką i mogą obejmować różne szlaki lub procesy epileptogenezy. Dlatego model TBI może być lepiej przystosowany do opracowywania metod leczenia, które są bardziej skuteczne w zapobieganiu padaczce pourazowej.

Model uszkodzenia płynem udarowym (FPI) TBI jest używany od dziesięcioleci i jest dobrze znaną metodą do badania zarówno TBI, jak i PTE13,14,15,16,17,18. Jednak, jak niedawno sprawdziliśmy, istnieje wysoki stopień zmienności w metodach FPI zgłaszanych w różnych laboratoriach19,20. Ten brak spójności między laboratoriami uniemożliwia odtwarzalność wyników przedklinicznych i sprawia, że interpretacja wyników jest wyzwaniem. W związku z tym wzmożone zainteresowanie i wysiłki zostały podjęte w celu ustanowienia większej harmonizacji dla tego typu studiów21,22,23,24.

W celu dalszego zwiększenia spójności i harmonizacji między laboratoriami zajmującymi się badaniem epileptogenezy pourazowej, przedstawiamy tutaj szczegółową metodologię naszego podejścia. Wcześniej informowaliśmy o 60% występowaniu napadów drgawkowych w ciągu sześciu tygodni po ciężkim TBI20. Obecnie używamy tego podejścia do monitorowania szczurów od dnia urazu i stale obserwujemy je 24 godziny na dobę przez okres do 4 tygodni. Zdecydowaliśmy się na zastosowanie bezprzewodowego systemu telemetrycznego, który ma kilka zalet. Po pierwsze, szczury są w stanie swobodnie poruszać się po klatce, a tym samym zmniejszają stres. Po drugie, zmniejszenie szumu sygnału, ponieważ szczur służy jako ziemia. Ponadto nasz obecny system wykorzystuje akcelerometr, który wykrywa szybki ruch we wszystkich trzech płaszczyznach (X, Y i Z) i może być pomocny w identyfikacji napadów konwulsyjnych. Wreszcie, bezprzewodowy system telemetryczny pozwala na łatwiejsze zarządzanie szczurami, takie jak dodatkowe zastrzyki z soli fizjologicznej, ważenie i przeprowadzanie ocen ciężkości neurologicznej, co jest skomplikowane, gdy szczury są przywiązane do uwięzi. Takie podejście ma jednak również kilka ograniczeń. Po pierwsze, początkowy koszt systemu do nagrywania z maksymalnie ośmiu szczurów jednocześnie może wynosić 60 000 USD. Po drugie, moc jest ograniczona przez źródło baterii. Wymaga to codziennego monitorowania i wymiany baterii. Na czas wymagany między wymianami baterii może mieć wpływ częstotliwość próbkowania. Jednak w przypadku częstotliwości próbkowania 1000 Hz baterie są zwykle wymieniane raz w tygodniu. Ograniczone zasilanie ogranicza również system do nagrywania tylko z czterech sygnałów EEG. Wreszcie, zaniki sygnału są ograniczone, ale czasami występują. Jednak takie podejście zapewnia spójną i wiarygodną metodę monitorowania padaczki pourazowej i może pomóc w identyfikacji nowych metod leczenia.

Protokół

Wszystkie procedury zostały zatwierdzone i przestrzegały wytycznych Komitetu ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu w Buffalo.

1. Płynny uraz udarowy

  1. Noś fartuch laboratoryjny lub fartuch chirurgiczny, maskę chirurgiczną, rękawice chirurgiczne i nakrycie głowy oraz sterylizuj wszystkie narzędzia i materiały, które mają kontakt z miejscem operacji.
  2. Znieczulenie 10-12-tygodniowego samca szczura rasy Wistar (350-400 g) za pomocą 3% izofluranu i 1 l/min tlenu w komorze indukcyjnej o odpowiedniej dla szczurów wielkości. Wyjmij szczura z komory indukcyjnej i przenieś go do obszaru przygotowania, gdy straci przytomność. Wlej sterylną maść okulistyczną do obu oczu.
  3. Ogol włosy na głowie szczura za pomocą elektrycznych maszynek do strzyżenia z ostrzem #40 od tuż nad oczami do ogonowej podstawy uszu, aby uzyskać wystarczające pole operacyjne. Usuń luźne, przycięte włosy z witryny.
  4. Oczyść miejsce operowane, nakładając na ogoloną skórę głowy peeling chloroheksydynową 2%, a następnie 70% etanolu. Zacznij od środka i przesuwaj się na zewnątrz koncentrycznymi kręgami od miejsca nacięcia. Powtórz ten proces 3 razy. Nałóż roztwór Betadine na miejsce w ten sam sposób i pozostaw do wyschnięcia.
  5. Umieść znieczulonego szczura w ramie stereotaktycznej i utrzymuj znieczulenie na poziomie 2-3% izofluranu-1 l / min tlenu przez nosecone. Sprawdź, czy nie ma utraty odruchu wycofania kończyny tylnej i utraty odruchu powiekowego, aby upewnić się, że szczur znajduje się w chirurgicznej płaszczyźnie znieczulenia.
  6. Monitoruj częstość oddechów, tętno, temperaturę ciała i nasycenie tlenem przez cały czas trwania operacji. Utrzymuj tętno w zakresie 300-400 uderzeń na minutę, a SpO2 powyżej 90%.
    UWAGA: Pulsoksymetr przymocowany do tylnej stopy może być używany do zapewnienia stałego odczytu tętna i SpO2. Tętno powyżej 400 uderzeń na minutę wskazuje, że szczur nie jest wystarczająco znieczulony. Samoregulująca podkładka rozgrzewająca, sprzężona z termometrem doodbytniczym, ustawiona na 37 °C, może być umieszczona pod szczurem przez cały czas trwania operacji, aby utrzymać temperaturę ciała. Mikroskop stereoskopowy ze źródłem światła w połączeniu z lampą światłowodową jest pomocny w wizualizacji zabiegu.
  7. Za pomocą igły o wadze 23 g wstrzyknąć śródskórnie 0,5% chlorowodorku bupiwakainy w skórę głowy w miejscu nacięcia w celu znieczulenia miejscowego na 10 - 15 minut przed wykonaniem nacięcia.
  8. Wykonaj 1,5-2,5 cm nacięcie w linii środkowej przez skórę i mięśnie skóry głowy za pomocą ostrza skalpela #10. Cofnij skórę i mięśnie, aby odsłonić czaszkę i zapewnić czyste pole operacyjne. Odbij leżącą pod spodem powięź i tkankę tłuszczową z dala od kości za pomocą sterylnych wacików.
    UWAGA: Elektryczna jednostka kauteryzująca jest przydatna do uzyskania szybkiej hemostazy.
  9. Ogolić boczny grzbiet lewej kości ciemieniowej za pomocą kirety chirurgicznej, aby uzyskać gładką płaską powierzchnię, tak aby podstawa żeńskiej piasty Luer lock mogła spoczywać równo z czaszką.
  10. Przepłukać powierzchnię czaszki i otaczające tkanki roztworem gentamycyny o stężeniu 2,0 mg/ml w sterylnym roztworze soli fizjologicznej. Nadmiar roztworu osuszyć sterylnymi wacikami.
  11. Nałóż 3% nadtlenek wodoru na czaszkę, aby wysuszyć kość.
    UWAGA: Jeśli kość nie jest wystarczająco sucha, cement dentystyczny nie będzie prawidłowo przylegał i nie utworzy solidnego uszczelnienia.
  12. Utworzyć miejsce kraniektomii o średnicy 5 mm przez lewą kość ciemieniową.
    UWAGA: Wiertło trepanacyjne umieszczone w wiertarce przymocowanej do ramy stereotaktycznej może być pomocne w zainicjowaniu kraniektomii. Użyj wiertarki ręcznej z trepanacją o średnicy 5 mm, aby powoli zakończyć kraniektomię przez pozostałą kość. Gdy zbliżasz się do zakończenia kraniektomii, obróć trepanację w odwrotnym kierunku, aby zapobiec pęknięciu leżącej pod nią opony twardej. Czaszka zostanie przerzedzona na obwodzie dysku, a płat czaszki będzie luźny po lekkim naciśnięciu.
  13. Usuń płat kostny za pomocą łyżeczki chirurgicznej i kleszczy do tkanek gładkich.
    UWAGA: Może wystąpić pewne krwawienie, ale hemostazę można szybko osiągnąć, delikatnie uciskając sterylnymi wacikami.
  14. Użyj mikroskopu stereoskopowego i oświetlenia, aby wizualnie sprawdzić oponę twardą pod kątem oznak pęknięcia. Cienka obwódka kości pozostanie na obwodzie miejsca kraniektomii. Delikatnie usuń tę obręcz za pomocą kleszczyków do tkanek gładkich, uważając, aby nie pęknąć opony twardej.
  15. Przetrzyj czaszkę 70% etanolem, aby usunąć pył kostny i wysuszyć czaszkę.
  16. Nałóż cienką warstwę kleju w żelu cyjanoakrylowym wokół dolnej krawędzi piasty Luer lock i przymocuj ją do czaszki nad kraniektomią, nie blokując otworu. Zachowaj ostrożność, aby nie dopuścić do kontaktu kleju z oponą twardą. Ponadto uszczelnij zamek Luer dodatkową cienką warstwą kleju wokół zewnętrznej podstawy piasty.
  17. Przygotuj zawiesinę cementu dentystycznego. Nałóż cement na powierzchnię czaszki wokół i nad podstawą piasty Luer lock, aby zabezpieczyć ją na miejscu.
  18. Napełnij piastę Luer lock sterylnym, wolnym od konserwantów, roztworem sztucznego płynu mózgowo-rdzeniowego (CSF) (pH 7,4) za pomocą strzykawki i igły, tak aby nad górną częścią obręczy był widoczny wypukły bolus soli fizjologicznej.
    UWAGA: Roztwór utrzyma oponę twardą wilgotną podczas wysychania cementu dentystycznego, a także służy jako wskazanie integralności uszczelki. Jeśli poziom roztworu w ogóle spadnie, oznacza to nieszczelność systemu i należy zdjąć i wymienić blokadę Luer.
  19. Gdy cement dentystyczny zostanie całkowicie utwardzony, przerwij znieczulenie gazowe i usuń szczura z ramy stereotaktycznej.
  20. Umieść szczura na platformie obok urządzenia FPI.
  21. Urządzenie FPI ma zakrzywioną metalową końcówkę, która wystaje z przetwornika ciśnienia na końcu zbiornika płynu. Przymocuj rurkę ciśnieniową o długości 12 cm do końca zakrzywionej końcówki, tak aby przeciwległy koniec kończył się 2-centymetrowym męskim złączem skręcanym Luer lock. Przymocuj szczura do urządzenia FPI, podłączając żeński koniec piasty na czaszce szczura do złącza męskiego.
    UWAGA: Upewnij się, że połączenie jest szczelnie zabezpieczone i że wszystkie pęcherzyki powietrza zostały usunięte z systemu.
  22. Umieść zwierzę w pozycji leżącej mostka i wielokrotnie sprawdzaj, czy nie powrócił odruch wycofania. Gdy tylko szczur odzyska odruch wycofania, ale nadal jest pod wpływem środków uspokajających, zwolnij wahadło urządzenia FPI, aby wywołać pojedynczy impuls ciśnienia 20 ms i wywołać uraz.
    UWAGA: Ważne jest, aby nie wywoływać urazu, gdy zwierzę jest głęboko znieczulone, ponieważ ma to tendencję do powodowania zwiększonej śmiertelności z powodu obrzęku płuc wywołanego neurogennie. Wszystkie urządzenia wykazują zmienność. Jednak na urządzeniu użytym w tym eksperymencie, ustawienie młotka pod kątem 17° wytwarza impuls ciśnienia atmosferycznego o sile 2,2 - 2,3. Nieranne, pozorowane zwierzęta poddawane są wszystkim tym samym procedurom, z wyjątkiem rzeczywistego impulsu płynu do wywołania urazu.
  23. Po urazie należy natychmiast odłączyć szczura od urządzenia FPI, umieścić go w pozycji leżącej mostka i dostarczyć dodatkowy tlen (1 l/min) przez stożek nosowy, aż do powrotu spontanicznego oddychania. Bezdech jest przewidywaną konsekwencją urazu. W razie potrzeby wykonuj okresowe oddechy manualne przez maskę z zaworem workowym, aż szczur zacznie spontanicznie oddychać samodzielnie.
    UWAGA: Zazwyczaj bezdech trwa krócej niż 2 minuty. Przemijający szybki wzrost częstości akcji serca (>500 uderzeń na minutę) obserwuje się natychmiast po podaniu impulsu ciśnieniowego z powodu wybuchu katecholamin. Można to monitorować za pomocą pulsoksymetru przymocowanego do stopy szczura i może służyć jako możliwy wskaźnik, że doszło do poważnego urazu.
  24. Monitoruj szczura w sposób ciągły i rejestruj czas powrotu odruchu prostowania (stabilne poruszanie się na wszystkich czterech kończynach).
  25. Wielkość impulsu ciśnienia atmosferycznego dla każdego szczura powinna mieścić się w odległości ± 0,05 atmosfery od siebie. Upewnij się, że każdy impuls ciśnienia wytwarza płynny sygnał na oscyloskopie o stałej amplitudzie i czasie trwania.
    UWAGA: Głośny sygnał może wskazywać na pęcherzyki powietrza w systemie, które należy usunąć przed dostarczeniem impulsu urazu. Impulsy ciśnienia atmosferycznego, które powodują poważne obrażenia, w tym eksperymencie, to te, które zwykle skutkują czasem prawowania zwierząt wynoszącym 30-60 minut. Ten zakres czasów prostowania wiąże się ze śmiertelnością wynoszącą około 40-50%).
  26. Podawać podskórnie 10 ml podgrzanej soli fizjologicznej jako pielęgnację wspomagającą.
  27. Umieść szczura z powrotem w klatce domowej i pozwól mu dojść do siebie przez co najmniej 4 godziny
    UWAGA: Zaobserwowano zwiększoną śmiertelność, gdy szczury są natychmiast umieszczane z powrotem pod narkozą.

2. Implantacja korowych elektrod EEG i zapis wideo EEG

  1. Po 4 godzinach od urazu znieczulij szczura zgodnie z wcześniejszym opisem i umieść go z powrotem w ramie stereotaktycznej, aby usunąć piastę Luer lock i cement dentystyczny.
    UWAGA: Piasta i cement łatwo odkleją się pod umiarkowanym naciskiem. Podczas wyjmowania piasty należy dokładnie sprawdzić, czy opona twarda nie jest pęknięta lub uszkodzona. Natychmiast poddać eutanazji każde zwierzę z uszkodzeniem opony twardej.
  2. Nałóż niewielką kroplę 0,5% chlorowodorku bupiwakainy na czaszkę w każdym z miejsc, w których ma być wywierconych 5 otworów pilotażowych (patrz Rysunek 1).
  3. Wywierć otwory prowadzące w czaszce za pomocą ręcznego wiertła 0,1 mm.
  4. Przymocuj elektrody ze stali nierdzewnej do każdego otworu prowadzącego w następujących miejscach: referencyjną umieszcza się doogonowo do lambdy nad móżdżkiem. Elektrody rejestrujące umieszcza się: 1) nad półkulą ipsilateralną i rostralną do kraniektomii; 2) przez półkulę ipsilateralną i ogonową do kraniektomii; 3) na półkuli przeciwlegle i rostralnie do kraniektomii; 4) nad półkulą przeciwlegle i ogonowo do kraniektomii.
  5. Przetrzyj czaszkę 70% etanolem, aby usunąć pył kostny.
  6. Przykryj miejsce kraniektomii cienką warstwą sterylnego wosku kostnego, aby pokryć odsłoniętą oponę twardą.
  7. Podłącz matrycę elektrod do 5 elektrod EEG, owijając odsłonięty koniec drutu elektrody oznaczonego kolorami ciasno wokół wyznaczonej elektrody ze stali nierdzewnej.
    UWAGA: Przeciwległe końce każdego drutu elektrody są umieszczone w określonym, wyznaczonym miejscu w złączu cokołu.
  8. Przygotuj zawiesinę cementu kostnego.
  9. Zbierz druty elektrody do cewki pod cokołem i zabezpiecz druty i cokół na miejscu za pomocą cementu kostnego. Przytrzymaj cokół na miejscu, aż cement kostny utwardzi się.
    UWAGA: Kość musi być szczególnie sucha i pozbawiona resztek krwi, aby uzyskać prawidłowe przyleganie i zapobiec przedwczesnemu usunięciu nadajnika.
  10. Przymocuj nadajnik bezprzewodowy ze świeżymi bateriami do cokołu przed wyjęciem zwierzęcia z ramy stereotaktycznej.
  11. Umieść zwierzę w jego klatce domowej i umieść klatkę w pobliżu odbiornika i w polu widzenia wyznaczonej kamery wideo. Zainicjuj zapis wideo/EEG.

3. Zbiór zapisów wideo EEG

  1. Przed zebraniem sygnałów EEG należy przeprowadzić przeczesywanie częstotliwości pomieszczenia, w którym będą przebywane szczury w celu pobrania EEG, aby zidentyfikować wszelkie potencjalne częstotliwości zakłócające, aby zapobiec zbieraniu zapisów EEG o dowolnej częstotliwości, która zawiera szum tła.
  2. Ustaw wszystkie nadajniki na określone częstotliwości, które są wolne od zakłóceń.
  3. Ustaw częstotliwość próbkowania i zakres wejściowy każdego programowalnego nadajnika.
    UWAGA: Można to zrobić za pomocą inteligentnego narzędzia dostarczonego przez producenta systemu. Nadajniki mogą próbkować z maksymalną częstotliwością 1000 Hz i maksymalnym zakresem wejściowym ±10 mV. W tym eksperymencie analizowano zapisy EEG w zakresie od 0,5 Hz do 30 Hz. W związku z tym częstotliwość próbkowania ustalono na 250 Hz. Zazwyczaj obserwujemy amplitudy mniejsze niż 1 mV. W związku z tym ustawiony zakres wejściowy wynosił ±2 mV.
  4. Użyj oprogramowania do pobierania EEG dostarczonego przez producenta, aby w sposób ciągły rejestrować wideo-EEG począwszy od dnia urazu, łącząc każdy nadajnik bezprzewodowy za pomocą unikalnej częstotliwości z określonym odbiornikiem.
    UWAGA: Każda para nadajnik-odbiornik jest w stanie monitorować 4 monopolarne kanały EEG oraz przyspieszenie w płaszczyznach X, Y i Z. Dane EEG mogą być zapisywane na serwerze pamięci masowej. Dane wideo powinny być zapisane na urządzeniu NAS połączonym z serwerem pamięci masowej. Oprogramowanie do analizy EEG synchronizuje obraz i zapis EEG w oparciu o czas utrzymywany przez serwer pamięci.
  5. Użyj oprogramowania do zbierania wideo, aby nagrać wideo każdego szczura za pomocą własnej kamery o rozdzielczości 2 MP (1920 x 1080) skonfigurowanej do nagrywania z prędkością 30 klatek/s.
    UWAGA: Każda kamera ma własne oświetlenie w podczerwieni do zbierania filmów w nocy.
  6. Skonfiguruj system tak, aby automatycznie zapisywał wszystkie nagrania wideo i EEG na serwerze pamięci masowej co 24 godziny. Filmy generują dość duże pliki.

4. Analiza wideo/EEG

  1. Zsynchronizuj wideo z każdym zapisem EEG w rozdzielczości 1/10 s. Zrób to za pomocą oprogramowania do analizy wideo/EEG producentów systemu, które tworzy metaplik ze znacznikiem dokładnego czasu zarówno EEG, jak i wideo.
  2. Ręczne przeszukiwanie zapisów EEG w celu zidentyfikowania zdarzeń indeksowych, które definiują aktywność napadową.
  3. Korzystając z oprogramowania do analizy wideo/EEG i indeksowych zdarzeń EEG, utwórz plik konfiguracyjny, który wykorzystuje kluczowe parametry (tj. moc w określonych pasmach częstotliwości, stosunek pasm częstotliwości do całkowitej mocy, próg przyspieszenia itp.) w celu zdefiniowania charakterystyki potencjalnych zdarzeń napadowych.
  4. Uruchom oprogramowanie do analizy EEG, aby zidentyfikować potencjalne regiony zapisu EEG, które kwalifikują się na podstawie parametrów wybranych w pliku konfiguracyjnym.
    UWAGA: Oprogramowanie do analizy EEG pozwala na automatyczne wykrywanie napadów padaczkowych i podkreśla obszary zainteresowania w sygnałach EEG oraz zapewnia analizę widma mocy FFT w całym sygnale.
  5. Potwierdź potencjalne napady konwulsyjne za pomocą nagrań wideo zebranych podczas akwizycji, które są zsynchronizowane z odpowiednimi zapisami EEG każdego szczura.

Wyniki

Przy użyciu tego modelu indukowano ciężkie TBI u dorosłych samców szczurów linii Wistar. W warunkach opisanych w niniejszej pracy zazwyczaj obserwujemy śmiertelność na poziomie 40-50% oraz czas powrotu odruchu prostowania wynoszący 30 - 60 min, zgodnie z wcześniejszymi opisami20. Byliśmy w stanie gromadzić nagrania wideo/EEG przez 24 h/dobę, zaczynając od dnia urazu. Schemat przedstawiający rozmieszczenie czterech monopolarnych elektrod EEG oraz pojedynczej elektrody referencyjnej znajduje się na Rysunku 1A. Obrazy demonstrujące lokalizację i wygląd zmian po TBI, oczekiwane przy opisanych warunkach, przedstawiono na Rysunku 1B-D. W opisanych warunkach konsekwentnie obserwujemy spowolnienie rytmu delta w ciągu pierwszych trzech dni po TBI. U szczurów z mniej nasilonym urazem występuje jednostronne, przerywane spowolnienie delta (Rysunki 2C-D). Z kolei po cięższych urazach obserwuje się ciągłe, obustronne spowolnienie delta (Rysunek 3C-D). Pewien stopień spowolnienia delta był stale obserwowany u wszystkich szczurów z TBI, ale nie wykryto go u żadnego szczura z grupy kontrolnej poddanej operacji pozorowanej (wyłącznie kraniektomia) (Rysunki 2A-B; 3A-B). U większości szczurów z TBI w ciągu pierwszych trzech dni po urazie konsekwentnie obserwowano rozległe spowolnienie delta. Co ciekawe, szczury zazwyczaj wykazują wyraźną utratę masy ciała w ciągu pierwszych trzech dni po urazie. W ciągu pierwszego tygodnia po TBI sporadycznie obserwuje się napady niekonwulsyjne (Rysunek 4 C-D). Napady kliniczne, objawiające się klastrami iglic powiązanymi z próbami podnoszenia się i upadkami, a także klonusem przedramion, można zaobserwować po 1 tygodniu od TBI (Rysunek 5C-D). Na koniec Rysunek 6 przedstawia reprezentatywne obrazy sporadycznych, przerywanych zaników sygnału oraz utraty sygnału spowodowanej wyczerpaniem baterii.

Schematy urazowego uszkodzenia mózgu; MRI, mapa, histologia; analiza uderzenia korowego; gęstość komórek.
Rycina 1. Lokalizacja kraniotomii, rozmieszczenie elektrod i miejsce uszkodzenia. (A) przedstawia schemat czaszki szczura z zaznaczonymi miejscami kraniotomii (szary okrąg w lewej półkuli), czterema elektrodami jednobiegunowymi (czarne kropki; 1,2,3,4) zlokalizowanymi pomiędzy Bregma a Lambda oraz elektrodą referencyjną (czarna kropka, R) umieszczoną w linii środkowej, za lambdą; (B) przedstawia czołowe skany MRI T2 pośmiertne z lokalizacją uszkodzenia zaznaczoną czerwonym okręgiem; (C) przedstawia dwuwymiarową mapę kory, na której określono lokalizację i rozmiar uszkodzenia (obszar niebieski). (D) przedstawia czołowy przekrój barwiony metodą Nissla z zaznaczonym ramką uszkodzeniem; obraz po prawej stronie przedstawia uszkodzenie w powiększeniu 100x. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Kształty fal EEG i analiza FFT; diagramy porównują wyniki w grupie sham i po umiarkowanym TBI; zakres od delta do beta.
Rysunek 2. Jednostronne, przerywane spowolnienie w zakresie delta zarejestrowane w dniu umiarkowanego TBI. (A) przedstawia 90 s zapis EEG od nieuszkodzonego szczura kontrolnego z grupy sham w dniu operacji. Przedstawiono wszystkie cztery kanały. Z 3. kanału wyekstrahowano zapis o długości 10 s (z obszaru zaznaczonego ramką), aby lepiej zwizualizować bazowy wzorzec EEG. Następnie wybrano z niego 2048 ms epokę do analizy w odpowiadającym jej FFT. (B) Analiza FFT wybranej 2048 ms epoki od nieuszkodzonego zwierzęcia z grupy sham w dniu operacji. (C) przedstawia 90 s zapis EEG, który wykazuje przerywany, jednostronny wzorzec spowolnienia w zakresie delta u umiarkowanie uszkodzonego zwierzęcia w dniu urazu. Z 3. kanału wyekstrahowano zapis o długości 10 s (z obszaru zaznaczonego ramką), aby lepiej zwizualizować wzorzec spowolnienia delta w EEG. Następnie wybrano z niego 2048 ms epokę do analizy w odpowiadającym jej FFT. (D) Analiza FFT wybranej 2048 ms epoki od zwierzęcia z umiarkowanym TBI w dniu urazu. Zapisy EEG z 90 s, od góry do dołu, to biopotencjały 1, 2, 3, 4, odpowiadające ich lokalizacji wokół miejsca kraniektomii, jak pokazano na Rysunku 1. Szare pionowe znaczniki określają 1 s odstępy na zapisach EEG. Wszystkie zapisy EEG są przedstawione w skali (±500 µV). Na wykresach analizy FFT całkowity analizowany zakres częstotliwości wynosił 0,5-30 Hz. Został on dalej podzielony na 4 oddzielne pasma częstotliwości: Delta (żółte, 0,5-4 Hz), Theta (fioletowe, 4-8 Hz), Alpha (czerwone, 8-12 Hz) oraz Beta (zielone, 12-30 Hz). Wykres % (mocy) przedstawiony w analizie FFT wskazuje, jaki procent całkowitej mocy w analizowanej epoce pochodzi z każdego z wcześniej określonych pasm częstotliwości, co pozwala na dalszą matematyczną charakterystykę wzorców fal EEG. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Porównanie danych EEG dla grupy sham i ciężkiego TBI z użyciem FFT; obejmuje wykresy sygnałów i słupkowe wykresy mocy.
Rycina 3. Obustronne, ciągłe spowolnienie delta zarejestrowane w dniu ciężkiego TBI. (A) przedstawia 90 s zapis EEG od nieuszkodzonego szczura kontrolnego z grupy sham w dniu operacji. Prezentowane są wszystkie cztery kanały. Z 3. kanału wyodrębniono fragment zapisu o długości 10 s (z obszaru zaznaczonego ramką), aby lepiej zwizualizować podstawowy wzorzec EEG. Następnie wybrano z niego sekcję EPOC o długości 2048 ms do analizy w odpowiednim FFT. (B) Analiza FFT wybranej sekcji EPOC o długości 2048 ms od nieuszkodzonego zwierzęcia z grupy sham w dniu operacji. (C) przedstawia 90 s zapis EEG, który wykazuje wzorzec ciągłego, obustronnego spowolnienia delta u zwierzęcia z ciężkim urazem w dniu urazu. Z 3. kanału wyodrębniono fragment zapisu o długości 10 s (z obszaru zaznaczonego ramką), aby lepiej zwizualizować wzorzec EEG spowolnienia delta. Następnie wybrano z niego sekcję EPOC o długości 2048 ms do analizy w odpowiednim FFT. (D) Analiza FFT wybranej sekcji EPOC o długości 2048 ms od zwierzęcia z ciężkim TBI w dniu urazu. Zapisy EEG z 90 s, od góry do dołu, to biopotencjały 1, 2, 3, 4, odpowiadające ich lokalizacjom wokół miejsca kraniektomii, zgodnie z Rycina 1. Szare pionowe znaczniki wyznaczają interwały 1 s na zapisach EEG. Wszystkie zapisy EEG przedstawiono w skali (± 500 µV). Na wykresach analizy FFT całkowity analizowany zakres częstotliwości wynosił 0,5-30 Hz. Został on podzielony na 4 oddzielne pasma częstotliwości: Delta (żółty, 0,5-4 Hz), Theta (fioletowy, 4-8 Hz), Alpha (czerwony, 8-12 Hz) i Beta (zielony, 12-30 Hz). Wykres % (Power) przedstawiony w analizie FFT wskazuje, jaki procent całkowitej mocy w analizowanej sekcji EPOC pochodzi z każdego z wcześniej określonych pasm częstotliwości, co umożliwia dalszą matematyczną charakterystykę wzorców fal EEG. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

Analiza EEG; schemat TBI vs. sham w 3. dniu z wykresem słupkowym FFT; pokazuje zmiany mocy fal mózgowych.
Rycina 4. Niekonwulsyjny napad elektrograficzny zarejestrowany 3 dni po ciężkim TBI. (A) przedstawia 90 s zapis EEG od nieuszkodzonego szczura kontrolnego z grupy sham 3 dni25 po zabiegu. Przedstawiono wszystkie cztery kanały. Z 3. kanału wyodrębniono zapis o długości 10 s (pobraną z zaznaczonego ramką obszaru), aby lepiej zwizualizować podstawowy wzorzec EEG. Następnie wybrano 2048 ms odcinek EPOC do analizy w odpowiadającym mu FFT. (B) Analiza FFT wybranego 2048 ms odcinka EPOC od nieuszkodzonego zwierzęcia z grupy sham w trzecim dniu25 po zabiegu. (C) przedstawia 90 s zapis EEG trzy 25 dni po ciężkim urazie. Widoczny jest narastający wzorzec szybkich iglic obecny obustronnie i we wszystkich 4 kanałach rejestrujących. Z 3. kanału wyodrębniono zapis o długości 10 s (pobraną z zaznaczonego ramką obszaru), aby lepiej zwizualizować iglicowy wzorzec EEG. Następnie wybrano 2048 ms odcinek EPOC do analizy w odpowiadającym mu FFT. (D) Analiza FFT wybranego 2048 ms odcinka EPOC od zwierzęcia z ciężkim TBI w dniu urazu. 90 s zapisy EEG, od góry do dołu, to biopotencjały 1, 2, 3, 4, odpowiadające ich lokalizacjom wokół miejsca kraniektomii, jak pokazano na Rycini 1. Szare pionowe znaczniki wyznaczają interwały 1 s na zapisach EEG. Wszystkie zapisy EEG są przedstawione w skali (± 500 µV). W wykresach analizy FFT całkowity analizowany zakres częstotliwości wynosił 0,5-30 Hz. Został on dalej podzielony na 4 oddzielne pasma częstotliwości: Delta (żółty, 0,5-4 Hz), Theta (fioletowy, 4-8 Hz), Alpha (czerwony, 8-12 Hz) i Beta (zielony, 12-30 Hz). Wykres % (Power) przedstawiony w analizie FFT informuje, jaki procent całkowitej mocy w analizowanym EPOC pochodzi z każdego z wcześniej określonych pasm częstotliwości, co pozwala na dalszą matematyczną charakterystykę wzorców fal EEG. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny.

Porównanie sygnałów EEG i analiza FFT; grupa sham i ciężki TBI; przebiegi fal i wykresy rozkładu częstotliwości.
Rycina 5. Konwulsyjny napad zapisany w EEG 9 dni po TBI. (A) przedstawia 90 s zapis EEG od szczura kontrolnego z grupy sham, nieuszkodzonego, dziewięć (9) dni po operacji. Przedstawiono wszystkie cztery kanały. Aby lepiej zwizualizować podstawowy wzorzec EEG, z 3. kanału wyodrębniono fragment zapisu o długości 10 s (pobrany z zaznaczonego ramką obszaru). Następnie wybrano z niego sekcję EPOC o długości 2048 ms do analizy w odpowiadającym jej FFT. (B) Analiza FFT wybranej sekcji EPOC o długości 2048 ms od nieuszkodzonego zwierzęcia z grupy sham w dziewiątym (9) dniu po operacji. (C) przedstawia 90 s zapis EEG dziewięć (9) dni po ciężkim urazie. Widoczny jest narastający wzorzec szybkich iglic występujący obustronnie i we wszystkich 4 kanałach pomiarowych. Aby lepiej zwizualizować iglicowy wzorzec EEG, z 3. kanału wyodrębniono fragment zapisu o długości 10 s (pobrany z zaznaczonego ramką obszaru). Następnie wybrano z niego sekcję EPOC o długości 2048 ms do analizy w odpowiadającym jej FFT. (D) Analiza FFT wybranej sekcji EPOC o długości 2048 ms od zwierzęcia z ciężkim TBI dziewięć (9) dni po urazie. Zapisy EEG z 90 s, od góry do dołu, to biopotencjały 1, 2, 3, 4, odpowiadające ich lokalizacjom wokół miejsca kraniektomii, jak pokazano na Rycini 1. Szare pionowe znaczniki wyznaczają odstępy 1 s na zapisach EEG. Wszystkie zapisy EEG są przedstawione w skali (± 500 µV). Na wykresach analizy FFT całkowity analizowany zakres częstotliwości wynosił 0,5-30 Hz. Został on dalej podzielony na 4 oddzielne pasma częstotliwości: Delta (żółty, 0,5-4 Hz), Theta (fioletowy, 4-8 Hz), Alpha (czerwony, 8-12 Hz) i Beta (zielony, 12-30 Hz). Wykres %(Power) przedstawiony w analizie FFT wskazuje, jaki procent całkowitej mocy w analizowanej sekcji EPOC pochodzi z każdego z wcześniej określonych pasm częstotliwości, co pozwala na dalszą matematyczną charakterystykę wzorców fal EEG. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Analiza zaników sygnału EEG; wykres; prezentujący wpływ przerywanego sygnału i rozładowanej baterii; poziomy QoS.
Rycina 6. Zaniki sygnału. Są to 3 oddzielne przykłady tego, jak zaniki sygnału wynikające z problemów z nadajnikiem lub odbiornikiem wyglądają w zapisie EEG. (A) Jest to przykład przerywanych zaników sygnału EEG w zapisie. (B) Jest to przykład zaniku sygnału wynikającego z awarii baterii podczas ciągłej telemetrii bezprzewodowej w zapisie EEG. (C) W obszarze zaznaczonym okręgiem widać, że gdy jakość sygnału (Quality of Signal, QoS) spada ze 100 do 0, zapis EEG ulega spłaszczeniu i pozostaje niezmienny na poziomie 0 µV. Szare pionowe znaczniki wyznaczają interwały 1 s na zapisach EEG. Wszystkie zapisy EEG przedstawiono w skali (± 500 µV). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Dyskusja

Stwierdzono znaczne różnice między laboratoriami w odniesieniu do konkretnych parametrów i metod stosowanych w modelu FPI TBI 14,26,27,28. Te niespójności doprowadziły do sprzecznych wyników i utrudniają harmonizację wysiłków i wyników między laboratoriami. W tym miejscu przedstawiliśmy szczegółową metodologię opisującą nasze podejście do długotrwałego, ciągłego nagrywania wideo/EEG w celu monitorowania pourazowej aktywności padaczkowej. Szereg kroków ma kluczowe znaczenie dla uzyskania powtarzalnych wyników za pomocą opisanej metody.

Po pierwsze, biorąc pod uwagę, że częstość występowania padaczki pourazowej koreluje z ciężkością urazu, należy zastosować warunki, które skutkują najcięższym TBI. W szczególności należy zastosować kraniektomię 5 mm, aby upewnić się, że odsłonięty jest wystarczająco duży obszar opony twardej. Ponadto przymocuj urządzenie Luer typu żeńskiego do powierzchni czaszki, z otworem umieszczonym bezpośrednio nad kraniektomią. Różni się to od innych laboratoriów, które stosowały mniejszą kraniektomię (3 mm) i/lub umieszczały zmodyfikowaną piastę igły wewnątrz kraniektomii, co skutecznie zmniejsza rozmiar otworu. Umieszczając zamek Luer na zewnątrz kraniektomii, zachowany jest otwór 5 mm. Te specyficzne parametry wpływają na ogólną siłę przyłożoną do opony twardej. Ciśnienie atmosferyczne wywierane na oponę twardą ma również duży wpływ na stopień obserwowanego urazu. Niestety, ciśnienie atmosferyczne jest bardzo zmienne i wydaje się, że zależy od urządzenia. Niektóre laboratoria zgłosiły zastosowanie impulsu ciśnienia 8 - 10 ms18. Natomiast opisana tutaj metoda powoduje impuls ciśnienia o długości 20 ms. Jest to zgodne z innymi badaniami, które wydają się generować poważniejsze obrażenia 14,28. Oczywiste jest, że impuls ciśnienia wywołujący uraz jest parametrem, który wykazuje znaczną zmienność między laboratoriami i musi być empirycznie zdefiniowany. Jednak ciężkość obrażeń można określić na podstawie kombinacji wskaźników śmiertelności (40-50%), czasu odruchu prostowania (>30 min)26. Bardzo ważne jest również, aby do badania włączono tylko zwierzęta z nienaruszoną oponą twardą. Ponadto, jeśli kraniektomia jest okludowana przez jakikolwiek klej lub cement w taki sposób, że część opony twardej pod kraniektomią nie jest narażona na działanie pełnej siły impulsu ciśnienia płynu, zwierzę powinno zostać wyeliminowane z badania. Ponadto nadmiar kleju pod zamkiem Luer może przylgnąć do opony twardej i usunąć ją za pomocą cementowej nasadki nawet po udanym urazie. Wreszcie, Gładki kształt krzywej impulsu ciśnienia na ścieżce oscyloskopu wskazuje, że w komorze płynu nie ma pęcherzyków powietrza i wskazuje, że tłok porusza się bez impedancji.

Znieczulenie jest kolejnym krytycznym czynnikiem, który należy kontrolować. Ekspozycja na izofluran powinna być utrzymywana na możliwie najniższym poziomie, aby utrzymać chirurgiczną płaszczyznę znieczulenia. Szczury narażone na wyższe poziomy izofluranu lub przez długi czas są bardziej narażone na rozwój obrzęku płuc wywołanego przez neurogeny. Przygotowanie czaszki stanowi kolejny krytyczny aspekt metody. W szczególności osuszenie czaszki i usunięcie pyłu kostnego pomaga zapobiec przedwczesnemu usunięciu nadajnika przez szczury.

Rozmieszczenie i podłączenie przewodów EEG ma oczywiście kluczowe znaczenie dla uzyskania niezmiennie odtwarzalnych nagrań. Ważne jest, aby nie były umieszczane zbyt głęboko, aby wywołać uszkodzenie mózgu. Płat kostny odzyskany po kraniektomii dorosłych (12 tygodni) samców szczurów rasy Wistar ma stałą grubość 2 mm. Użyj elektrod EEG z trzpieniem 2,5 mm. Pomocne jest użycie końcówek zakrzywionych kleszczy hemostatycznych do komarów jako przekładki, aby upewnić się, że sięgają tylko do podstawy kości i nie wystają do mózgu.

Przedstawione tutaj podejście ma pewne ograniczenia. Baterie należy regularnie wymieniać. Częstotliwość wymiany baterii zależy od częstotliwości próbkowania. Baterie są zwykle wymieniane raz w tygodniu dla częstotliwości próbkowania 1000 Hz. Ten przedział czasu można wydłużyć, zmniejszając częstotliwość próbkowania. System ogranicza się również do zapisu z czterech monopolarnych elektrod EEG. Zapewnia to jednak dwa kanały na półkulę i może rozróżniać zdarzenia ogniskowe i uogólnione oraz może różnicować zmiany przednie i tylne. Pomimo tych ograniczeń, podejście to zapewnia rozsądną metodę prowadzenia ciągłego monitorowania wideo/EEG i wykrywania zmian padaczkowych po ciężkim TBI.

Opisana tutaj metoda powoduje zarówno napady elektrograficzne, jak i drgawkowe w ciągu jednego miesiąca po TBI. W związku z tym podejście to zapewnia rozsądne ramy czasowe, w których można zbadać potencjalne terapie zapobiegające padaczkogenezie po ciężkim TBI. Podejście to zapewnia również metodę badania mechanizmów molekularnych związanych z PTE i może prowadzić do identyfikacji potencjalnych biomarkerów, które można wykorzystać do identyfikacji pacjentów najbardziej narażonych na rozwój PTE.

Oświadczenia

Chelasea R Richardson jest pracownikiem firmy emka Scientific, dostawcy opisanego bezprzewodowego systemu telemetrycznego.

Podziękowania

Pragniemy podziękować Paulowi Dresselowi za jego nieocenione wsparcie w projektowaniu graficznym i przygotowaniu figurek.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Wiertła 1,00 mmWiertło Miasto: Nowe narzędzia z węglików spiekanych05M200
3M ESPE Cement karboksylowy Durelon3M, Neuss Niemcy38019Cement dentystyczny
4-0 SzewEthicon, Sommerville, NJK831H4-0 Ethicon Perma-hand Silk, 26mm 1/2c Taperpoint, 30" (75cm), pleciony niewchłanialny szew 
Trepanina o średnicy zewnętrznej 5 mmFine Science Tools18004-50
BonewaxMedline Industries, Mendelcin, ILREF DYNJBW25
Buprenorfina HCL, Wstrzyknięcie (0,3 mg / ml) Fiolka 1 mlPar Pharmalogical, Chestnut Ridge NY3003706NDC 42023-179-01
Dumont #6 KleszczeNarzędzia do nauki o naprawie11260-20
Dumont #7bKleszcze Fine Science Tools11270-20
ecgAUTOEMKA Technologies, Falls Church, VA
Żeński łącznik z gwintem Luer Przezroczysty poliwęglan   Instrument Cole-PalmerSKO#45501-22Zamów partię #214271
Wiertarka nożnaGrobet USA, Carlstadt, NJModel C-300
GentaMax 100 (gentamycyna, roztwór siarczanu)Phoenix, wyprodukowany przez Clipper Distributing Company LLC, St. Joseph, MONDC 57319-520-05
Hill's Prescription Diet a/d Ps/Kot  Hill's Pet Nutrition, Inc. , Topeka, KS
IOX2 Oprogramowanie EMKA Technologies, Falls Church, VA
Isoflorane, USPPiramal Enterprise Limited, Andhra, IndieNDC 66794-013-25
Aparat anestezjologiczny IsoTechSurgiVetWWV9000
Boczny aparat FPIAmScien302zakrzywiona końcówka, z przedłużeniem rurki ciśnieniowej. podłączony za pomocą złącza śrubowego (Cole-Palmer; #4550-22)
Leica A60 StereomikroskopLeica Biosystems, Richmond, VAPN: 10 450 488
Marcaine (0,5%) Bupiwakaina hcl do wstrzykiwań usp 5 mg / mlHospira, Lake Forest, ILCA-362750 ml fiolka wielodawkowa; NDC 0409-1610-50
Kleszcze Micro-AdsonNarzędzia do nauki11018-12
Uchwyty do igieł Olsen-Hegar z obcinakami do szwówNarzędzia do nauki o szwach12002-14
Cement kostny PALACOS R+G z gentamycynąHeraeus, REF: 5036964Nieprzepuszczający promieni rentgenowskich cement kostny zawierający 1 x 0,5 g gentamycyny
Physio SuiteKent Scientific, Terrington, CT
RoztwórBetadine 
Puralube Vet MaśćDechra Veterinary Products, Overland Park KSNDC 17033-211-38
Ostrze skalpela (#10) i uchwytIntegra Miltex, York, PAREF: 4-110
Rękojeść skalpela - #4Fine Science Tools10004-13
Nóż do sierpówBausch + Lomb Storz InstrumentsN1705 HMZakrzywione ostrze 5 mm. Okrągły uchwyt. Długość całkowita 168mm, 6.6 cali.
Silverstein Micro MirrorBausch + Lomb Storz InstrumentsN1706 S8o średnicy 3mm. Kąt nachylenia 45 stopni. Długość całkowita 180 mm, 7,2 cala
Pamięć masowa NASSynology Inc. DS3615xs
Synology Assistant Synology Inc. 
Jednostka kauteryzacji termicznejGeiger Medical Technology, Delasco Council Bluffs, IAModel nr: 150
VetivexDechra, Overland Park KSVeterinary pHyLyteTM Injection pH 7,4 (wstrzyknięcie wielu elektrolitów, typ 1, USP)
Kamery wideoTRENDnet, Torrance, CATV-IP314PIWewnętrzna / zewnętrzna kamera sieciowa 4MP H.265 WDR PoE IR Bullet
Wideo NASSynology Inc. DS916
Wistar IGS szczury Charles Riverkod szczepu 00312 tygodni w momencie urazu
Zwijacz WullsteinFine Science Tools17018-11
precyzyjnej jodu powidonu Produkty weterynaryjne

Bibliografia

  1. Flanagan, S. R. Invited Commentary on Centers for Disease Control and Prevention Report to Congress: Traumatic Brain Injury in the United States: Epidemiology and Rehabilitation. Archives of Physical Medicine and Rehabilitation. 96, 1753-1755 (2015).
  2. Annegers, J. F., Coan, S. P., Hauser, W. A., Leestma, J., Duffell, W., Tarver, B. Epilepsy, vagal nerve stimulation by the NCP system, mortality, and sudden, unexpected, unexplained death. Epilepsia. 39, 206-212 (1998).
  3. Lowenstein, D. H. Epilepsy after head injury: an overview. Epilepsia. 50, Suppl 2 4-9 (2009).
  4. Englander, J., et al. Analyzing risk factors for late posttraumatic seizures: a prospective, multicenter investigation. Archives of Physical Medicine and Rehabilitation. 84, 365-373 (2003).
  5. Faul, M. X. L., Wald, M. M., Coronado, V. G. Traumatic Brain Injury in the United States: Emergency Department Visits, Hospitalizations and Deaths 2002-2006. Centers for Disease Control and Prevention, National Center for Injury Prevention and Control. , Atlanta (GA). (2010).
  6. Herman, S. T. Epilepsy after brain insult: targeting epileptogenesis. Neurology. 59, 21-26 (2002).
  7. Annegers, J. F., Coan, S. P. The risks of epilepsy after traumatic brain injury. Seizure. 9, 453-457 (2000).
  8. Christensen, J., Pedersen, M. G., Pedersen, C. B., Sidenius, P., Olsen, J., Vestergaard, M. Long-term risk of epilepsy after traumatic brain injury in children and young adults: a population-based cohort study. Lancet. 373, 1105-1110 (2009).
  9. Webb, T. S., Whitehead, C. R., Wells, T. S., Gore, R. K., Otte, C. N. Neurologically-related sequelae associated with mild traumatic brain injury. Brain Injury. 29, 430-437 (2015).
  10. Mahler, B., Carlsson, S., Andersson, T., Adelow, C., Ahlbom, A., Tomson, T. Unprovoked seizures after traumatic brain injury: A population-based case-control study. Epilepsia. 56, 1438-1444 (2015).
  11. Wang, H., et al. Post-traumatic seizures--a prospective, multicenter, large case study after head injury in China. Epilepsy Research. 107, 272-278 (2013).
  12. Simonato, M., French, J. A., Galanopoulou, A. S., O'Brien, T. J. Issues for new antiepilepsy drug development. Current Opinion in Neurology. 26, 195-200 (2013).
  13. Xiong, Y., Mahmood, A., Chopp, M. Animal models of traumatic brain injury. Nature Review Neuroscience. 14, 128-142 (2013).
  14. Kharatishvili, I., Nissinen, J. P., McIntosh, T. K., Pitkanen, A. A model of posttraumatic epilepsy induced by lateral fluid-percussion brain injury in rats. Neuroscienc. 140, 685-697 (2006).
  15. McIntosh, T. K., et al. Traumatic brain injury in the rat: characterization of a lateral fluid-percussion model. Neuroscience. 28, 233-244 (1989).
  16. Thompson, H. J., et al. Lateral fluid percussion brain injury: a 15-year review and evaluation. Journal of Neurotrauma. 22, 42-75 (2005).
  17. Curia, G., Eastman, C. L., Miller, J. W., D'Ambrosio, R. Modeling Post-Traumatic Epilepsy for Therapy Development. Translational Research in Traumatic Brain Injury. Laskowitz, D., Grant, G. , Boca Raton (FL). (2016).
  18. D'Ambrosio, R., Fairbanks, J. P., Fender, J. S., Born, D. E., Doyle, D. L., Miller, J. W. Post-traumatic epilepsy following fluid percussion injury in the rat. Brain. 127, 304-314 (2004).
  19. Saatman, K. E., et al. Classification of traumatic brain injury for targeted therapies. Journal of Neurotrauma. 25, 719-738 (2008).
  20. Smith, D., Brooke, D., Wohlgehagen, E., Rau, T., Poulsen, D. Temporal and Spatial Changes in the Pattern of Iba1 and CD68 Staining in the Rat Brain Following Severe Traumatic Brain Injury. Modern Research in Inflammation. 4, 9-23 (2015).
  21. Ndode-Ekane, X. E., et al. Harmonization of lateral fluid-percussion injury model production and post-injury monitoring in a preclinical multicenter biomarker discovery study on post-traumatic epileptogenesis. Epilepsy Research. 151, 7-16 (2019).
  22. Ciszek, R., et al. Informatics tools to assess the success of procedural harmonization in preclinical multicenter biomarker discovery study on post-traumatic epileptogenesis. Epilepsy Research. 150, 17-26 (2019).
  23. Immonen, R., et al. Harmonization of pipeline for preclinical multicenter MRI biomarker discovery in a rat model of post-traumatic epileptogenesis. Epilepsy Research. 150, 46-57 (2019).
  24. Kamnaksh, A., et al. Harmonization of pipeline for preclinical multicenter plasma protein and miRNA biomarker discovery in a rat model of post-traumatic epileptogenesis. Epilepsy Research. 149, 92-101 (2019).
  25. Redell, J. B., Moore, A. N., Ward, N. H., Hergenroeder, G. W., Dash, P. K. Human traumatic brain injury alters plasma microRNA levels. Journal of Neurotrauma. 27, 2147-2156 (2010).
  26. Smith, D., et al. Convulsive seizures and EEG spikes after lateral fluid-percussion injury in the rat. Epilepsy Research. 147, 87-94 (2018).
  27. Eastman, C. L., Fender, J. S., Temkin, N. R., D'Ambrosio, R. Optimized methods for epilepsy therapy development using an etiologically realistic model of focal epilepsy in the rat. Experimental Neurology. 264, 150-162 (2015).
  28. Shultz, S. R., et al. Can structural or functional changes following traumatic brain injury in the rat predict epileptic outcome. Epilepsia. 54, 1240-1250 (2013).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Uraz uderzeniowy ciecząbezprzewodowa telemetria EEGepilepsja potraumatycznaprocedura kraniektomiirozmieszczenie elektrodrejestracja wideo-EEGmonitorowanie aktywności napadowejmocowanie cementem kostnymzłączy Luer Lock
Wykorzystanie bezprzewodowego systemu wideo-EEG do monitorowania wyładowań padaczkowych po bocznym urazowym uszkodzeniu mózgu wywołanym płynem
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.