Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Ocena zachowań fotosyntetycznych poprzez jednoczesne pomiary współczynnika odbicia liści i analizy fluorescencji chlorofilu

12.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/59838

⸱

9 sierpnia 2019

1Graduate School of Life Sciences, Tohoku University

W tym artykule

Podsumowanie

Opisujemy nowe techniczne podejście do badania reakcji fotosyntezy u wyższych roślin, obejmujące jednoczesne pomiary fluorescencji chlorofilu a i reflektancji liści za pomocą PAM i radiometru spektralnego do wykrywania sygnałów z tego samego obszaru liści u Arabidopsis.

Streszczenie

Analiza fluorescencji chlorofilu jest szeroko stosowana do pomiaru zachowań fotosyntetycznych w nienaruszonych roślinach i doprowadziła do opracowania wielu parametrów, które skutecznie mierzą fotosyntezę. Analiza odbicia liści dostarcza kilku wskaźników wegetacji w ekologii i rolnictwie, w tym wskaźnika odbicia fotochemicznego (PRI), który może być używany jako wskaźnik rozpraszania energii cieplnej podczas fotosyntezy, ponieważ koreluje z hartowaniem niefotochemicznym (NPQ). Jednak ze względu na to, że NPQ jest parametrem złożonym, jego walidacja jest wymagana w celu zrozumienia charakteru parametru PRI. Aby uzyskać fizjologiczne dowody do oceny parametru PRI, jednocześnie zmierzyliśmy fluorescencję chlorofilu i współczynnik odbicia liści w roślinach z wadliwym mutantem cyklu ksantofylowego (npq1) i roślinami Arabidopsis typu dzikiego. Dodatkowo parametr qZ, który prawdopodobnie odzwierciedla cykl ksantofilowy, został wyekstrahowany z wyników analizy fluorescencji chlorofilu poprzez monitorowanie kinetyki relaksacji NPQ po wyłączeniu światła. Te równoczesne pomiary przeprowadzono przy użyciu fluorometru chlorofilowego z modulacją impulsu i amplitudy (PAM) oraz radiometru spektralnego. Sondy światłowodowe z obu instrumentów zostały umieszczone blisko siebie, aby wykrywać sygnały z tej samej pozycji skrzydła. Do aktywacji fotosyntezy wykorzystano zewnętrzne źródło światła, a światła pomiarowe i nasycone światło pochodziły z instrumentu PAM. Ten eksperymentalny system umożliwił nam monitorowanie zależnego od światła PRI w nienaruszonej roślinie i ujawnił, że zależne od światła zmiany w PRI różnią się znacznie między typem dzikim a mutantem npq1. Co więcej, PRI był silnie skorelowany z qZ, co oznacza, że qZ odzwierciedla cykl ksantofilu. Łącznie pomiary te wykazały, że jednoczesny pomiar współczynnika odbicia liści i fluorescencji chlorofilu jest prawidłowym podejściem do oceny parametrów.

Wprowadzenie

Współczynnik odbicia liści jest używany do zdalnego wykrywania wskaźników wegetacji, które odzwierciedlają fotosyntezę lub cechy roślin1,2. Znormalizowany różnicowy wskaźnik wegetacji (NDVI), który opiera się na sygnałach odbicia w podczerwieni, jest jednym z najbardziej znanych wskaźników wegetacji do wykrywania właściwości związanych z chlorofilem i jest używany w ekologii i naukach rolniczych jako wskaźnik reakcji środowiskowych drzew lub upraw3. W badaniach terenowych, mimo że opracowano i wykorzystano wiele parametrów (np. indeks chlorofilowy (CI), indeks wodny (WI) itp.), przeprowadzono niewiele szczegółowych weryfikacji tego, co te parametry bezpośrednio (lub pośrednio) wykrywają, przy użyciu mutantów.

Analiza modulacji amplitudy impulsu (PAM) fluorescencji chlorofilu jest skuteczną metodą pomiaru reakcji fotosyntezy i procesów zachodzących w fotosystemie II (PSII)4. Fluorescencja chlorofilu może być wykryta za pomocą kamery i wykorzystana do badań przesiewowych mutantów fotosyntezy5. Jednak wykrywanie fluorescencji chlorofilu za pomocą kamery wymaga złożonych protokołów, takich jak ciemne leczenie lub impulsy nasycenia światłem, które są trudne do wdrożenia w badaniach terenowych.

Energia światła słonecznego pochłonięta przez liście jest głównie zużywana przez reakcje fotosyntezy. Natomiast absorpcja nadmiaru energii świetlnej może generować reaktywne formy tlenu, co powoduje uszkodzenie cząsteczek fotosyntetycznych. Nadmiar energii świetlnej musi zostać rozproszony w postaci ciepła przez mechanizmy niefotochemicznego hartowania (NPQ)6. Fotochemiczny współczynnik odbicia (PRI), który odzwierciedla zależne od światła zmiany parametrów odbicia liści, jest wyprowadzany z wąskopasmowego współczynnika odbicia przy 531 i 570 nm (referencyjna długość fali)7,8. Doniesiono, że koreluje z NPQ w analizie fluorescencji chlorofilu9. Ponieważ jednak NPQ jest parametrem złożonym, który obejmuje cykl ksantofilowy, tradycję stanu i fotoinhibicję, wymagana jest szczegółowa walidacja, aby zrozumieć, co mierzy parametr PRI. Skupiliśmy się na cyklu ksantofilowym, systemie rozpraszania ciepła obejmującym deepoksydację pigmentów ksantofilowych (wiolaksantyna do antheraksantyny i zeaksantyny) i głównym składniku NPQ, ponieważ korelacje między PRI a konwersją tych pigmentów zostały zgłoszone w poprzednich badaniach8.

Wiele mutantów związanych z fotosyntezą zostało wyizolowanych i zidentyfikowanych u Arabidopsis. Mutant npq1 nie akumuluje zeaksantyny, ponieważ przenosi mutację w de-epoksydazie wiolaksantyny (VDE), która katalizuje konwersję wiolaksantyny do zeaksantyny10. Aby ustalić, czy PRI wykrywa tylko zmiany w pigmentach ksantofilu, jednocześnie zmierzyliśmy fluorescencję PRI i chlorofilu w tym samym obszarze liścia w npq1 i typie dzikim, a następnie przeprowadziliśmy sekcję NPQ w różnych skalach czasowych ciemnej relaksacji, aby wyodrębnić składnik związany z ksantofilem11. Te równoczesne pomiary stanowią cenną technikę przypisywania wskaźników wegetacji. Ponadto, ponieważ PRI koreluje z produktywnością pierwotną brutto (GPP), możliwość precyzyjnego przypisania PRI do jednego składnika ma ważne zastosowania w ekologii12.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Uprawa rzodkiewnika

  1. Namocz nasiona Arabidopsis thaliana w wysterylizowanej wodzie dejonizowanej w mikroprobówce i inkubuj przez 2 dni w temperaturze 4 °C w ciemności.
  2. Umieść około czterech wchłoniętych, poddanych działaniu zimna nasion na powierzchni gleby za pomocą mikropipety. Inkubować posadzone doniczki w komorze wzrostowej o 16 godzin światła (120 μmol fotonów m–2 s–1) i 8 godzinach ciemności odpowiednio w temperaturze 22 °C i 20 °C.
  3. Wyhoduj jedną roślinę w doniczce, przerzedzając inne sadzonki po wykiełkowaniu. Przygotuj co najmniej pięć doniczek. Inkubuj rośliny w komorze wzrostowej przez dodatkowe 4 tygodnie. Do eksperymentów wykorzystywane są trzy rośliny.
  4. Użyj najmłodszego, w pełni otwartego dojrzałego liścia do pomiarów fotosyntezy.

2. Ustawianie stolika na próbki, instrumentów fotosyntetycznych i źródła światła

UWAGA: Dla tego protokołu, użyto specjalnie zbudowanego stolika próbki do mocowania liści i sond detekcyjnych (Rysunek 1).

  1. Przymocuj stalową płytkę o średnicy 10 cm2 z otworem o średnicy 1 cm do wykonanego na zamówienie stolika na próbki. Rozmiar otworu w tej płycie można zmienić, aby pomieścić różne próbki liści lub gatunki roślin. Stolik posiada klips do mocowania sond detekcyjnych oraz regulator do regulacji odległości między sondami a próbką liściową.
  2. Przygotuj sondy cienkowłóknowe do pomiaru fluorescencji chlorofilu i współczynnika odbicia liści. Te sondy z cienkich włókien zostaną umieszczone blisko siebie, tak aby mierzyły sygnały z tej samej pozycji skrzydła.
    UWAGA: Fluorometr chlorofilu PAM i radiometr spektralny zostały przystosowane do wykrywania sygnałów odpowiednio fluorescencji chlorofilu A i odbicia liści. Oba instrumenty wykorzystują sondy cienkowłóknowe o średnicach odpowiednio 1 mm i 2 mm.
  3. Dopasuj te dwie sondy ściśle do siebie i owiń je plastikową taśmą.
  4. Przypnij zaklejone taśmą sondy do stolika na próbkę za pomocą współosiowego uchwytu soczewki (patrz Rysunek 1) i ustaw je pionowo do powierzchni liścia.
    UWAGA: Pole widzenia światłowodowego w radiometrze spektralnym wynosi α = 25°. W tej metodzie odległość między końcówkami sondy światłowodowej a powierzchnią liścia jest krótsza niż 1 cm. Dlatego mierzona powierzchnia liścia jest prawie taka sama jak powierzchnia włókna.
  5. Przymocować dwuwidełkowy światłowód wykonany z włókien szklanych do halogenowego źródła światła i naświetlić stolik na próbkę z obu kierunków pod kątem około 45°.
    UWAGA: Lampa halogenowa, która jest zbliżona do rozkładu długości fal naturalnego światła słonecznego, jest używana jako światło aktyniczne do indukowania fotosyntezy. Halogenowe źródło światła zostało przystosowane do wbudowanego zimnego filtra, który usuwa długie fale z bliskiej podczerwieni, aby zapobiec wzrostowi temperatury powierzchni liści (λ = 400 do 800 nm).
  6. Wyreguluj źródło światła tak, aby światło równomiernie oświetlało stolik na próbkę bez rzucania cieni.

3. Ustawianie jednoczesnych pomiarów współczynnika odbicia liści i fluorescencji chlorofilu

UWAGA: Wszystkie kroki są wykonywane w ciemnym pomieszczeniu, aby uniknąć wykrycia światła innego niż aktyniczne. Słabo zielone światło (np. zielone światło celofanowe) powinno zostać wyłączone przed właściwymi pomiarami.

  1. Pomiar odległości między próbką liścia a sondami na stoliku na próbkę.
    1. Umieścić liść testowy na uchwycie liścia stolika na próbkę w ciemności. Dociśnij liść do stalowej płyty na scenie (kwadrat w Rysunek 1).
    2. Włącz PAM i naświetl próbkę liści lampą pomiarową. Wartości intensywności fluorescencji chlorofilu potwierdzane są za pomocą oprogramowania sterującego PAM (patrz tabela materiałów).
    3. Przesuń regulator tak, aby intensywność fluorescencji wynosiła około 100. Zmierz odległość między sondą a liśćmi. Zamocuj regulator i zapisz wartość odległości na regulatorze.
    4. Wyłącz lampkę pomiarową. Usuń liść testowy.
  2. Pomiar natężenia promieniowania światła aktynicznego
    UWAGA: Aby zaobserwować zależne od światła zachowania fotosyntetyczne, do naświetlania próbki liści stosuje się światło słoneczne o różnym natężeniu.
    1. Ustaw światłomierz kwantowy w miejscu, w którym zostanie umieszczony liść próbki.
    2. Naświetlić światło z halogenowego źródła światła i zmierzyć jego natężenie.
    3. Określ, które pozycje tarczy źródła światła generowałyby intensywności fotonów 30, 60, 120, 240 i 480 μmol m–2 s–1,
      UWAGA: Rośliny Arabidopsis są uprawiane pod fotonami 120 μmol m–2 s–1; Dlatego natężenia promieniowania światła aktynicznego są dobrane tak, aby zapewnić zakres małych i dużych natężeń.
    4. Zaznacz każdą intensywność natężenia promieniowania na tarczy.
  3. Zmierz normę odbicia.
    UWAGA: Do obliczenia współczynnika odbicia liści przy każdej intensywności natężenia promieniowania wymagany jest wzorzec odbicia.
    1. Umieść białą tabliczkę jako wzorzec współczynnika odbicia w miejscu, w którym znajduje się próbka liścia.
    2. Włącz radiometr spektralny. Sygnał odbicia jest pokazywany przez oprogramowanie sterujące radiometrem spektralnym. W tej chwili nie ma danych spektralnych, ponieważ nie ma światła napromieniującego.
    3. Włączyć lampę halogenową, aby naświetlić fotonami o natężeniu 480 μmol m–2 s–1, co stanowi najwyższą intensywność napromieniowania w tym teście.
    4. Dostosuj siłę wykrywania radiometru, aby uniknąć nasycenia.
    5. Rejestruj odbicie spektralne w zakresie 450–850 nm w odstępach 1 nm w oświetleniu za pomocą fotonów 30, 60, 120, 240 i 480 μmol m–2 s–1,
      UWAGA: Podstawowy sygnał elektryczny (prąd ciemny) jest korygowany i odejmowany przy każdym pomiarze spektralnym.

4. Równoczesne pomiary współczynnika odbicia liści i fluorescencji chlorofilu a oraz obliczanie parametrów fotosyntezy

  1. Ustaw roślinę w pozycji próbki liści.
    1. Przenieś roślinę Arabidopsis z komory hodowlanej do kontrolowanego ciemnego pomieszczenia o tej samej temperaturze i wilgotności, jakie ma miejsce w komorze wzrostowej.
    2. Inkubować roślinę przez 1 godzinę w ciemności w temperaturze 22 °C w celu rozproszenia elektronów z centrum reakcji PSII i rozluźnienia po niefotochemicznym wygaszaniu.
    3. Umieść całą przystosowaną do ciemności roślinę na podnośniku laboratoryjnym pod stolikiem próbki (Rysunek 1).
    4. Przymocuj liść próbki do uchwytu skrzydła tak, aby powierzchnia skrzydła była prostopadła do sond detekcyjnych.
  2. Pomiar maksymalnej wydajności kwantowej PSII.
    1. Włącz PAM i rozpocznij nagrywanie krzywej. Ta wartość jest nazywana 0.
    2. Włącz lampkę pomiarową i poczekaj około 30 sekund, aż krzywa zareaguje. Ta wartość nazywa się F0.
    3. Daj nasycony impuls 4000 μmol fotonów m–2 s–1 przez 0,8 s od PAM.
    4. Uzyskaj najwyższą wartość skoku na krzywej przy zwiększonej intensywności fluorescencji. Ta wartość nazywa się FM.
    5. Oblicz maksymalną wydajność kwantową PSII w ciemności (FV/FM), używając następującego równania.
      FV/FM = (FM – F0) / FM
  3. Pomiar zachowań fotosyntetycznych w stanie ustalonym.
    1. Włączyć lampę halogenową jako zewnętrzne źródło światła przy włączonej lampce pomiarowej po zarejestrowaniu FM (patrz 4.2.4). Najpierw należy napromienić próbkę liścia najsłabszym światłem (30 μmol fotonów m–2 s–1).
    2. W tym samym czasie włącz radiometr spektralny, aby monitorować współczynnik odbicia liści.
    3. Poczekaj 20 minut lub dłużej, aż reakcja fotosyntetyczna osiągnie stan ustalony w warunkach oświetleniowych. Intensywność fluorescencji w stanie ustalonym nazywana jest Fs.
    4. Dostarczaj impuls nasycający w odstępach 1 minuty podczas oświetlenia światłem aktynicznym. Maksymalna wartość fluorescencji osiągana w świetle pulsacyjnym nazywana jest FM′.
    5. Zapisz dane FM′ po 20 minutach od włączenia światła aktynicznego.
    6. Weź dane dotyczące odbicia liści, uśredniając 10 skanów w zoptymalizowanym czasie integracji, z odejmowaniem ciemnego prądu.
  4. Obliczanie parametrów fotosyntezy w stanie ustalonym.
    1. Oblicz wydajność kwantową fotochemii PSII (ΦPSII), którą można oszacować, napromieniując nasyconymi impulsami w świetle aktynicznym, używając następującego równania.
      ΦPSII = (FM′- FS) / FM′
    2. Oszacuj liniowy strumień elektronów (LEF) z centrum reakcji PSII w następujący sposób 4.
      LEF = natężenie promieniowania światła aktynicznego × ΦPSII × 0,5 × 0,84
    3. Oblicz NPQ, które można wyrazić rozpraszaniem ciepła, używając następującego równania.
      NPQ = (FM - FM′) / FM′
      UWAGA: Energia świetlna jest zużywana głównie w reakcjach fotosyntezy. Jednakże, gdy rośliny pochłaniają więcej energii świetlnej niż energia zużywana w procesie fotosyntezy, mechanizmy rozpraszania ciepła są indukowane, aby uniknąć nadmiaru energii.
    4. Korzystając z danych spektralnych uzyskanych za pomocą radiometru w tych samych warunkach oświetleniowych, oblicz współczynnik odbicia liści w następujący sposób.
      Współczynnik odbicia =liść R /norma R
    5. Oblicz PRI od 531 nm i 570 nm w następujący sposób. Te dwie długości fal są wyodrębniane ze współczynnika odbicia.
      PRI = (R531–R570) / (R531+R570)
      UWAGA: R oznacza współczynnik odbicia.
  5. Pomiar kinetyki relaksacji wygaszania niefotochemicznego.
    1. Wyłącz światło aktyniczne po uzyskaniu Fs i współczynnika odbicia liści.
    2. Monitoruj fluorescencję chlorofilu za pomocą PAM przez 10 minut po wyłączeniu światła.
    3. Zapewnij puls nasycający w odstępach 1 minuty podczas ciemnego relaksu. Maksymalna wartość fluorescencji indukowana impulsem nasycenia w ciemności nazywa się FM′′. Uzyskaj dziesięć FM′′ w jednym teście.
    4. Zapisz dane FM′′ po 2 minutach i 10 minutach po wyłączeniu światła aktynicznego.
    5. Włącz światło aktyniczne, ustaw na następne natężenie promieniowania, 60 μ mol fotonów m–2 s–1.
    6. Powtarzaj adaptację światła przez 20 minut i ciemne relaksowanie przez 10 minut z pulsującym światłem nasycenia w odstępach 1 minut. Zapisz wszystkie dane zgodnie z powyższym opisem. Powtórz wszystkie kroki i pomiary, stosując napromieniowanie o natężeniu 120, 240 i 480 μ mol fotonów m–2 s–1.
  6. Obliczanie parametrów niefotochemicznego wygaszania na podstawie kinetyki relaksacji.
    UWAGA: Zależna od światła indukcja NPQ jest łagodzona przez wyłączenie źródła światła13. Możliwe jest frakcjonowanie każdej funkcji NPQ poprzez dostosowanie skal czasowych relaksacji.
    1. Oszacuj frakcję qE (hartowanie zależne od energii) za pomocą FM′′ po 2-minutowej adaptacji do ciemności.
      qE = (FM2m′′–FM′) / FM′
      UWAGA: Frakcja qE ulega szybkiemu odwróceniu w ciągu 1–2 minut. Frakcja ta obejmuje głównie protonację PsbS i część konwersji ksantofilu, które zależą od indukowanego światłem ΔpH przez błonę tylakoidów13. Oba są odwracalne po przełamaniu gradientu.
    2. Obliczyć frakcję qZ (hartowanie zależne od zeaksantyny) za pomocą FM′′ po 10-minutowej adaptacji do ciemności.
      qZ = (FM10m′′–FM′) / FM′
      UWAGA: Kinetyka relaksacji NPQ po około 10 minutach od wyłączenia światła aktynicznego odzwierciedla cykl ksantofilu14. Większość konwersji ksantofilu ulega odwróceniu w dłuższych skalach czasowych wynoszących około 10 minut (qZ), ponieważ konwersja wymaga reakcji enzymatycznej VDE (de-epoksydazy wiolaksantyny). Frakcja jest również rozluźniana przez rozkład ΔpH przez błonę tylakoidów.
    3. Oblicz qI (stan fotohamujący) w następujący sposób.
      qI = (FM–F M10m′′) / FM′
      UWAGA: Uważa się, że najwolniejszy odzysk wśród frakcji NPQ to fotouszkodzenie PSII (wskazujące na obrót D1). Jest to część stanu fotohamującego (qI), która nie wraca do normy o 10 min15.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Rysunek 1 przedstawia schematyczny rysunek układu eksperymentalnego do jednoczesnego pomiaru fluorescencji chlorofilu i refleksyjności liścia. Sondy światłowodowe PAM oraz radiometru spektralnego ustawiono prostopadle do powierzchni liścia w uchwycie na liść na specjalnie wykonanym stoliku z próbkami, a do naświetlania światłem aktynicznym z obu kierunków (lewego i prawego), bez rzucania cieni, użyto lampy halogenowej. Sygnały PAM i refleksyjności liścia były...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W tym badaniu uzyskaliśmy dodatkowe dowody na to, że PRI reprezentuje pigmenty ksantofilowe, jednocześnie mierząc fluorescencję chlorofilu i współczynnik odbicia liści.

Światło halogenowe, które ma długości fal podobne do światła słonecznego, zostało przystosowane do wykorzystania jako aktyniczne źródło światła do aktywacji fotosyntezy. Początkowo użyliśmy białego źródła światła LED, aby uniknąć termicznego uszkodzenia powierzchni liścia, ale spowodowało to powolną kinetykę relaksacji ciemnośc...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autor nie ma nic do zdradzienia.

Podziękowania

Jesteśmy wdzięczni dr Kouki Hikosaka (Uniwersytet Tohoku) za stymulowanie dyskusji, pomoc w tworzeniu miejsca pracy i instrumenty do eksperymentów. Prace były częściowo wspierane przez KAKENHI [numery grantów 18K05592, 18J40098] i Fundację Naito.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Halogenowe źródło światłaOptoSigmaSHLA-150
Miernik kwantowy światłaLI-CORLI-1000
PAM Fluorometr chlorofilowyWalzJUNIOR-PAM
PAM Oprogramowanie sterujące WalzWinControl-3.27
Standard odbiciaLabsphere, Inc.SRT-99-050
Radiometr spektralnyADS Inc.Field Spec3
Oprogramowanie sterujące radiometrem spektralnymADS Inc.RS3

Bibliografia

  1. Xue, J., Su, B. Significant remote sensing vegetation indices: A review of developments and applications. Journal of Sensors. 1353691, (2017).
  2. Cotrozzi, L., Townsend, P. A., Pellegrini, E., Nali, C., Couture, J. J. Reflectance spectroscopy: a novel approach to better understand and monitor the impact of air pollution on Mediterranean plants. Environmental Science and Pollution Research. 25 (9), 8249-8267 (2018).
  3. Han, L., Yang, G., Yang, H., Xu, B., Li, Z., Yang, X. Clustering Field-Based Maize Phenotyping of Plant-Height Growth and Canopy Spectral Dynamics Using a UAV Remote-Sensing Approach. Frontiers in Plant Science. 9, 1638(2018).
  4. Baker, N. R. Chlorophyll Fluorescence: A Probe of Photosynthesis In. Vivo. Annual Review of Plant Biology. 59 (1), 89-113 (2008).
  5. Cruz, J. A., et al. Dynamic Environmental Photosynthetic Imaging Reveals Emergent Phenotypes. Cell Systems. 2 (6), 365-377 (2016).
  6. Ruban, A. V. Quantifying the efficiency of photoprotection. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 372 (1730), 20160393(2017).
  7. Gamon, J. A., et al. Remote sensing of the xanthophyll cycle and chlorophyll fluorescence in sunflower leaves and canopies. Oecologia. 85 (1), 1-7 (1990).
  8. Gamon, J. A., Peñuelas, J., Field, C. B. A narrow-waveband spectral index that tracks diurnal changes in photosynthetic efficiency. Remote Sensing of Environment. 41 (1), 35-44 (1992).
  9. Rahimzadeh-Bajgiran, P., Munehiro, M., Omasa, K. Relationships between the photochemical reflectance index (PRI) and chlorophyll fluorescence parameters and plant pigment indices at different leaf growth stages. Photosynthesis Research. 113 (1-3), 261-271 (2012).
  10. Niyogi, K. K., Grossman, A. R., Björkman, O. Arabidopsis mutants define a central role for the xanthophyll cycle in the regulation of photosynthetic energy conversion. Plant Cell. 10 (7), 1121-1134 (1998).
  11. Kohzuma, K., Hikosaka, K. Physiological validation of photochemical reflectance index (PRI) as a photosynthetic parameter using Arabidopsis thaliana mutants. Biochemical and Biophysical Research Communications. 498, 52-57 (2018).
  12. Hikosaka, K., Noda, H. M. Modeling leaf CO2 assimilation and Photosystem II photochemistry from chlorophyll fluorescence and the photochemical reflectance index. Plant, Cell and Environment. 42 (2), 730-739 (2019).
  13. Brooks, M. D., Sylak-Glassman, E. J., Fleming, G. R., Niyogi, K. K. A thioredoxin-like/β-propeller protein maintains the efficiency of light harvesting in Arabidopsis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (29), E2733-E2740 (2013).
  14. Nilkens, M., et al. Identification of a slowly inducible zeaxanthin-dependent component of non-photochemical quenching of chlorophyll fluorescence generated under steady-state conditions in Arabidopsis. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics. 1797 (4), 466-475 (2010).
  15. Davis, G. A., et al. Limitations to photosynthesis by proton motive force-induced photosystem II photodamage. Elife. 5, 16921(2016).
  16. Wong, C. Y. S., Gamon, J. A. The photochemical reflectance index provides an optical indicator of spring photosynthetic activation in evergreen conifers. New Phytologist. 206 (1), 196-208 (2015).
  17. Miyake, C., Amako, K., Shiraishi, N., Sugimoto, T. Acclimation of Tobacco Leaves to High Light Intensity Drives the Plastoquinone Oxidation System—Relationship Among the Fraction of Open PSII Centers, Non-Photochemical Quenching of Chl Fluorescence and the Maximum Quantum Yield of PSII in the Dark. Plant and Cell Physiology. 50 (4), 730-743 (2009).
  18. Munekage, Y., et al. Cyclic electron flow around photosystem I is essential for photosynthesis. Nature. 429 (6991), 579-582 (2004).
  19. Tubuxin, B., Rahimzadeh-Bajgiran, P., Ginnan, Y., Hosoi, F., Omasa, K. Estimating chlorophyll content and photochemical yield of photosystem II (ΦPSII) using solar-induced chlorophyll fluorescence measurements at different growing stages of attached leaves. Journal of Experimental Botany. 66 (18), 5595-5603 (2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Indeks Odblasku FotochemicznegoNiephotochemiczne GaszenieCykl KsantofilowyModulacja Amplitudy Impuls wRadiometr SpektralnyRo liny ArabidopsisPomiar Symultaniczny
Ocena zachowań fotosyntetycznych poprzez jednoczesne pomiary współczynnika odbicia liści i analizy fluorescencji chlorofilu
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.