Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Generowanie ortotopowej platformy ksenoprzeszczepu ludzkiego czerniaka błony naczyniowej gałki ocznej wątroby u myszy z niedoborem odporności

8.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/59941

⸱

6 listopada 2019

 ,  , 
1Department of Diagnostic and Interventional Radiology, Osaka City University Graduate School of Medicine, 2Department of Surgery, National Hospital Organization, Kure Medical Cancer Center, 3Department of Medical Oncology, Sidney Kimmel Cancer Center, Thomas Jefferson University

W tym artykule

Podsumowanie

Ortotopowe modele myszy z przerzutowym czerniakiem błony naczyniowej oka ludzkiej wątroby zostały stworzone przy użyciu technik chirurgicznej implantacji ortotopowej z technikami wstrzykiwania kawałków guza pochodzących od pacjenta i igieł z hodowanymi ludzkimi liniami komórkowymi czerniaka błony naczyniowej gałki

ocznej.

Streszczenie

W ostatnich dziesięcioleciach, podskórnie wszczepiane guzy ksenoprzeszczepu pochodzące od pacjentów lub hodowane ludzkie linie komórkowe są coraz częściej uznawane za bardziej reprezentatywne modele do badania ludzkich nowotworów u myszy z niedoborem odporności niż tradycyjne ludzkie linie komórkowe in vitro. Ostatnio opracowano ortotopowo wszczepiane modele ksenoprzeszczepu guza pochodzącego od pacjenta (PDX) u myszy, aby lepiej odtworzyć cechy guzów pacjenta. Oczekuje się, że mysi model ortotopowego ksenoprzeszczepu wątroby będzie użyteczną platformą badawczą do badań nad rakiem, dostarczającą informacji na temat biologii nowotworów i terapii lekowej. Jednak implantacja guza ortotopowego wątroby jest na ogół skomplikowana. Tutaj opisujemy nasze protokoły ortotopowej implantacji guzów czerniaka błony naczyniowej gałki ocznej pochodzących od pacjenta. Wyhodowaliśmy ludzkie linie komórkowe czerniaka błony naczyniowej gałki ocznej z przerzutami do wątroby u myszy z niedoborem odporności. Protokoły mogą skutkować niezmiennie wysokimi wskaźnikami sukcesu technicznego przy użyciu chirurgicznej techniki implantacji ortotopowej z fragmentami guza czerniaka błony naczyniowej gałki ocznej pochodzącej od pacjenta lub techniki wstrzykiwania igły z hodowlaną linią komórek ludzkich. Opisujemy również protokoły tomografii komputerowej w celu wykrycia wewnętrznych guzów wątroby oraz technik reimplantacji z wykorzystaniem kriokonserwowanych guzów w celu uzyskania ponownego wszczepienia. Razem protokoły te stanowią lepszą platformę dla ortotopowych mysich modeli raka błony naczyniowej gałki ocznej wątroby z przerzutami do wątroby w badaniach translacyjnych.

Wprowadzenie

Czerniak błony naczyniowej gałki ocznej jest najczęstszym nowotworem wewnątrzgałkowym wśród dorosłych w świecie zachodnim. W ciągu ostatnich 50 lat częstość występowania czerniaka błony naczyniowej gałki ocznej (5,1 przypadków na milion) utrzymywała się na stałym poziomie w Stanach Zjednoczonych1,2. Czerniak błony naczyniowej gałki ocznej powstaje z melanocytów w tęczówce, ciele rzęskowym lub naczyniówce i jest niezwykle śmiertelną chorobą, gdy rozwijają się przerzuty. Śmiertelność pacjentów z przerzutami czerniaka błony naczyniowej gałki ocznej wynosiła 80% po 1 roku i 92% po 2 latach od wstępnego rozpoznania przerzutów. Czas między rozpoznaniem przerzutów a zgonem jest zazwyczaj krótki, krótszy niż 6 miesięcy, bez względu na leczenie3,4. Rak rozprzestrzenia się we krwi i ma tendencję do dominujących przerzutów do wątroby (89-93%)4,5. Pilnie potrzebny jest skuteczny model mysi do dalszych badań nad czerniakiem błony naczyniowej gałki ocznej z przerzutami do wątroby. W przypadku badań translacyjnych istnieje wyraźne zapotrzebowanie na wygenerowanie zlokalizowanego w wątrobie mysiego modelu czerniaka błony naczyniowej gałki ocznej.

Mysie modele ksenoprzeszczepów nowotworowych (PDX) pochodzące od pacjentów powinny dostarczyć zindywidualizowanych strategii medycznych. Modele te mogą być predykcyjne dla wyników klinicznych, przydatne do przedklinicznej oceny leków i mogą być wykorzystywane do badań biologicznych nowotworów6. Reprezentatywne modele PDX to myszy ksenoprzeszczepowe z zagnieżdżonym guzem ektopowo, które mają guz w miejscach podskórnych. Większość badaczy może przeprowadzić operację implantacji podskórnej bez specjalnej praktyki7,8. Mogą również łatwo monitorować guzy podskórne. Chociaż podskórne modele PDX stały się popularne w fazie badań, mają pewne przeszkody w przejściu do praktycznego zastosowania. Implantacja podskórna zmusza guzy pochodzące od pacjenta do wszczepienia się w innym mikrośrodowisku niż pochodzenie guza, co prowadzi do niepowodzenia wszczepienia i powolnego wzrostu guza 9,10,11,12,13,14. Wszczepienie ortotopowe może być bardziej idealnym i racjonalnym podejściem dla modelu PDX, ponieważ wykorzystuje ten sam narząd, co oryginalny guz15,16.

Ostatnio opracowaliśmy protokoły dla technik chirurgicznego implantacji ortotopowej guzów czerniaka błony naczyniowej gałki ocznej pochodzących od pacjentów oraz techniki iniekcji igłami z hodowlaną ludzką linią komórkową czerniaka błony naczyniowej gałki ocznej wątroby u myszy NOD.Cg-PrkdcIl2rgtm1Wjl/SzJ (NSG)17,18. Protokoły te skutkują niezmiennie wysokimi wskaźnikami sukcesu technicznego. Opracowaliśmy również techniki tomografii komputerowej, które są przydatne do wykrywania wewnętrznych guzów wątroby, a także opracowaliśmy reimplantację kriokonserwowanych guzów na platformie PDX. Stwierdziliśmy, że modele ksenoprzeszczepów czerniaka błony naczyniowej gałki ocznej zachowują cechy pierwotnego guza wątroby pacjenta, w tym ich cechy histopatologiczne i molekularne. Łącznie techniki te stanowią lepszą platformę dla ortotopowych modeli guzów wątroby dla czerniaka błony naczyniowej gałki ocznej w badaniach translacyjnych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Pacjenci włączeni do badania powinni wyrazić pisemną zgodę na wykorzystanie odrzuconych próbek chirurgicznych do celów badawczych i badań genetycznych, zgodnie z protokołem zatwierdzonym przez Institutional Review Board. Protokół ten został przeprowadzony w ścisłej zgodności z zaleceniami zawartymi w Przewodniku dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych Narodowych Instytutów Zdrowia i zatwierdzony przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt (IACUC).

1. Pobieranie świeżych tkanek nowotworowych pochodzących od pacjenta

  1. Uzyskaj tkankę nowotworową pochodzącą od pacjenta z operacji lub biopsji igłowej na szpitalnej sali operacyjnej.
  2. Umieść tkankę nowotworową w pojemniku o pojemności 100 ml zawierającym zrównoważony roztwór soli Hanksa (HBSS) na lodzie.
  3. Przenieść tkankę do sterylnego kaptura (poziom bezpieczeństwa biologicznego 2) w laboratorium.
  4. Przejdź do kroku 2 tak szybko, jak to możliwe.
    nuta: Ze względów bezpieczeństwa należy wykluczyć pacjentów ze stwierdzonymi zakażeniami HIV lub wirusowym zapaleniem wątroby typu B lub C.

2. Przetwarzanie świeżej tkanki nowotworowej pochodzącej od pacjenta

  1. Umieść tkankę w probówce o pojemności 50 ml zawierającej sól fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS) na lodzie. W celu przemycia chusteczki należy dodać PBS do probówki i dwukrotnie wyrzucić PBS z probówki.
  2. Przenieść tkankę na szalkę Petriego zawierającą PBS na lodzie.
  3. Za pomocą sterylnych kleszczy i nożyczek usuń martwicze części tkanki. Utrzymuj tkankę wilgotną i zimną podczas kroków od 2.3 do 2.5. W przypadku próbek z biopsji igłowej należy pominąć kroki 2.3 i 2.5 i nie należy ciąć próbek.
    nuta: Tkanka martwicza często łatwo rozpada się po dotknięciu.
  4. Pokrój tkankę w kostkę 1 mm3 w celu chirurgicznej implantacji wątroby.
  5. Resztę tkanki pokrój w kostkę o średnicy 2 mm na szalce Petriego.
  6. Przenieś je do mikroprobówki o średnicy 1,7 mm z 4% formaliną w celu analizy histologicznej oraz do innej probówki w celu analizy genomowej i proteomicznej.
  7. Umieść mikroprobówki w słoiku z ciekłym azotem z ciekłym azotem. Przenieś probówki do zamrażarki o temperaturze -80 °C w celu trwałego przechowywania.
    nuta: Czas pomiędzy pobraniem próbki od pacjenta a przetworzeniem tkanki nie powinien przekraczać 30 minut.

3. Chirurgiczne wszczepienie wątroby za pomocą tkanki nowotworowej pochodzącej od pacjenta

  1. Spryskaj wszystkie przedmioty wchodzące do maski do zabiegu 70% alkoholem etylowym.
    nuta: Obejmuje to narzędzia chirurgiczne, poduszki grzewcze i aparaty anestezjologiczne.
  2. Zmierz wagę bawełnianego wacika i prześcieradła z tkaniny.
  3. Znieczulij mysz waporyzatorem 3-5% izofluranu, umieszczając go w komorze indukcyjnej.
  4. Gdy mysz zostanie w pełni znieczulona, umieść ją w pozycji leżącej na poduszce grzewczej. Umieść stożek izofluranu na pysku myszy, aby wdychać 1,5–3% izofluranu w celu podtrzymania znieczulenia.
    nuta: Mysz musi znajdować się na poduszce grzewczej podczas całej procedury. Brak ogrzewania może spowodować hipotermię.
  5. Potwierdź prawidłowe znieczulenie brakiem reakcji, gdy stopa myszy jest nakłuwana ultracienkimi kleszczami.
  6. Przed zabiegiem należy wstrzyknąć buprenorfinę (0,6 mg/kg) podskórnie w bok za pomocą igły 27 G umieszczonej na mikrostrzykawce.
  7. Nałóż 70% alkohol etylowy na brzuch i rozprowadź sierść w górę i w dół. Po rozłożeniu sierści potwierdź łatwiejszą wizualizację skóry poniżej lewego obszaru podżebrowego, aby ułatwić cięcie. Nie należy golić sierści z brzucha.
    nuta: Futro ukryje miejsce nacięcia po operacji i zapobiegnie zadrapaniu nacięcia przez mysz po operacji. Można jednak ogolić futro, aby zapobiec infekcji miejsca nacięcia zgodnie ze standardami instytucjonalnymi.
  8. Nałóż jod i pozwól mu wchłonąć się w skórę.
  9. Umieść na myszy sterylną serwetkę chirurgiczną z otworem o średnicy 2 cm.
  10. Podnieś skórę brzucha za pomocą zakrzywionych ultracienkich kleszczy i wykonaj 1 cm poprzeczne lewe nacięcie skóry podżebrowej zakrzywionymi nożyczkami.
  11. Włóż końcówkę zakrzywionych nożyczek pod skórę nacięcia i lekko je rozchyl, aby oddzielić otrzewną od skóry. Wycofaj nożyczki z nacięcia z zamkniętymi ostrzami.
    nuta: Otwieranie i zamykanie nożyczek wewnątrz myszy może spowodować uszkodzenie i krwawienie.
  12. Zlokalizuj wątrobę pod otrzewną. Potwierdź ciemnoczerwonawy kolor przez otrzewną.
  13. Zakrzywionymi nożyczkami wykonaj 1 cm poprzeczne nacięcie w otrzewnej. Jeśli tętnica otrzewnowa krwawi z krawędzi tnącej, natychmiast zatrzymaj krwawienie za pomocą kauteryzacji.
  14. Jedną ręką chwyć tkankę tłuszczową za pomocą zakrzywionych ultracienkich kleszczy, włóż krawędź bawełnianego wacika pod lewy płat wątroby, a drugą ręką przetocz wacik w dół, aby wydobyć wątrobę.
    nuta: Chwytanie tkanki tłuszczowej jest ważne, aby tkanka tłuszczowa nie przyklejała się do wacika.
  15. Zewnętrznie uformuj wątrobę na bawełnianym waciku i umieść wątrobę na arkuszu z włókniny chłonnej.
    nuta: Prześcieradło z tkaniny odgrywa dwie zasadnicze role w stabilizowaniu wątroby i wchłanianiu krwotoku.
  16. Wykonaj nacięcie o szerokości i głębokości 5 mm za pomocą sterylnego ostrza skalpela nr 11, aby utworzyć kieszeń w miąższu, delikatnie dociskając miejsce nacięcia wacikiem.
    1. Włóż ostrze równolegle do powierzchni wątroby i tnij poziomo.
    2. Naciśnij miejsce nacięcia wacikiem, aby zatamować krwotok.
      nuta: Nie trzymaj ostrza pionowo, w przeciwnym razie przebijesz się przez wątrobę i uszkodzisz duże naczynia w środku wątroby.
  17. Zwiń bawełniany wacik do góry, aby otworzyć miejsce nacięcia i wszczep kostkę tkanki nowotworowej o średnicy 1 mm3 do kieszeni za pomocą zakrzywionych ultracienkich kleszczy. Cofnij kleszcze, zwijając wacik w odwrotnym obrocie i dociskając.
    nuta: Dociskanie miejsca nacięcia wacikiem podczas chowania kleszczy pomaga zapobiec przemieszczeniu się guza wewnątrz kieszonki.
  18. Delikatnie zdejmij bawełniany wacik z miejsca nacięcia po implantacji. Przejdź do kroku 3.19 tak szybko, jak to możliwe.
  19. Umieść wchłanialny hemostat w miejscu nacięcia.
  20. Potwierdź hemostazę. Jeśli krwawienie nie ustąpi, dodaj więcej hemostatu w miejscu nacięcia.
  21. Oderwij wątrobę od prześcieradła za pomocą kleszczy (najlepiej tępo zakończonych) i włóż wątrobę z powrotem do jamy brzusznej.
  22. Zszyj otrzewną podwójnym podwiązaniem za pomocą szwu wchłanialnego 5-0.
  23. Zszyj skórę potrójną ligaturą za pomocą szwu wchłanialnego 5-0.
    nuta: Potrójna ligatura pomaga zapobiegać rozejściu się nacięcia chirurgicznego.
  24. Obserwuj mysz, aż całkowicie się obudzi i włóż ją z powrotem do klatki.
  25. Zmierz wagę bawełnianego wacika i prześcieradła z tkaniny z krwią, aby uzyskać objętość krwawienia podczas operacji. Porównaj je z ich oryginalną wagą przed operacją. Zmniejsz krwawienie podczas operacji do mniej niż 10% objętości krwi krążącej u myszy.

4. Zbieranie i przetwarzanie hodowli ludzkiej linii komórkowej czerniaka błony naczyniowej gałki ocznej z przerzutami do wątroby

  1. Przygotuj hodowane komórki.
  2. Zbierz komórki i oblicz liczbę komórek za pomocą licznika komórek.
  3. Przygotować odpowiednią ilość zawiesiny komórek dla 10,0 x 106 komórek w probówce o pojemności 15 ml.
  4. Wirować probówkę o masie 300 x g przez 5 minut w wirówce w temperaturze pokojowej.
  5. Usunąć supernatant z probówki o pojemności 15 ml. Pozostaw osad komórkowy na dnie probówki.
  6. Dodaj 50 μl pożywki RPMI 1640 do probówki o pojemności 1,7 ml.
  7. Odetnij końcówkę końcówki o pojemności 200 μl nożyczkami, aby powiększyć otwór końcówki.
  8. Dodać 60 μl matrycy membrany podstawnej za pomocą pipety z odciętą końcówką do probówki o pojemności 1,7 ml z RPMI.
  9. Wymieszaj RPMI i matrycę w probówce o pojemności 1,7 ml. Wiruj to.
  10. Dodać 110 μl mieszaniny do osadu komórkowego w probówce o pojemności 15 ml. Przenieść zawiesinę komórek do nowej probówki o pojemności 1,7 ml.
  11. Trzymaj probówkę na lodzie przed wstrzyknięciem igły.

5. Chirurgiczne wszczepienie igły do wątroby wyhodowanej ludzkiej linii komórkowej czerniaka błony naczyniowej gałki ocznej z przerzutami do wątroby

  1. Postępuj zgodnie z powyższym protokołem w krokach od 3.1 do 3.15.
  2. Zawiesinę komórkową zebrać za pomocą mikrostrzykawki z igłą 27 G.
  3. Wbić igłę wzdłuż powierzchni wątroby i przesunąć końcówkę igły o 5 mm głębiej.
  4. Wstrzyknąć 20 μl zawiesiny komórkowej do wątroby.
  5. Kauteryzuj punkt wstawienia wątroby, aby zapobiec wyciekaniu wstrzykniętych komórek. Potwierdź hemostazę.
  6. Postępuj zgodnie z powyższym protokołem w krokach od 3.21 do 3.24.

6. Tomografia komputerowa

  1. Umieść mysz w uwięzi w stanie czuwania.
  2. Przetrzyj ogon sterylną wacikiem nasączonym alkoholem w celu dezynfekcji i rozszerzenia naczyń krwionośnych.
  3. Wstrzyknąć 100 μl środka kontrastowego CT przez żyłę ogonową za pomocą igły 27 G na strzykawce o pojemności 1 ml.
  4. Należy odczekać 4 godziny po wstrzyknięciu przed wykonaniem tomografii komputerowej.
    nuta: Potrzeba 4 godzin, aby środek został wchłonięty przez komórki Kupffera wątroby.
  5. Cztery godziny po wstrzyknięciu znieczulij mysz z guzem 3-5% odparowanym izofluranem, umieszczając ją w komorze indukcyjnej.
  6. Gdy mysz jest w pełni znieczulona, umieść ją w pozycji leżącej na tomografii komputerowej. Umieść stożek izofluranu na pysku myszy, aby wdychać 1,5-3% izofluranu w celu utrzymania znieczulenia.
  7. Potwierdź prawidłowe znieczulenie brakiem reakcji, gdy stopa myszy jest nakłuwana ultracienkimi kleszczami.
  8. Wykonaj tomografię komputerową przez 15 minut.
  9. Upewnij się, że mysz jest aż do całkowitego wybudzenia po tomografii komputerowej i włóż ją z powrotem do klatki.
  10. Oceń istnienie guza i zmierz rozmiar guza na obrazach CT.
    nuta: Środek kontrastowy wzmacnia prawidłowy miąższ wątroby, dzięki czemu łatwo jest rozpoznać niewzmocniony guz. Nie interpretuj błędnie pęcherzyka żółciowego i żołądka jako guza.

7. Pobieranie i przetwarzanie tkanek

  1. Eutanazja myszy za pomocą CO2 , a następnie zwichnięcie szyjki macicy, umieszczając palec wskazujący i kciuk za czaszkę i ciągnąc ciało za podstawę ogona. Przejdź do kroku 7.2 tak szybko, jak to możliwe.
  2. Umieść mysz w pozycji leżącej na plecach i spryskaj brzuch 70% alkoholem etylowym.
  3. Użyj sterylnych kleszczy i sterylnych nożyczek, aby wykonać 3-centymetrowe poprzeczne nacięcie poniżej wyrostka mieczykowatego, aby odsłonić narządy jamy brzusznej.
  4. Wyciąć tkankę nowotworową i wykonać kroki od 2.1 do 2.2.
  5. Pokrój resztę guza w kostkę o średnicy 2 mm na szalce Petriego.
  6. Przenieś je do probówki kriogenicznej z kriopożywką w celu ponownej implantacji po kriokonserwacji.
  7. Umieść probówki w kriogenicznym pojemniku do zamrażania wypełnionym izopropanolem.
  8. Przenieść pojemnik do zamrażarki o temperaturze -80 °C w celu tymczasowego przechowywania. Nie wkładaj krioprobówek z kriomedium bezpośrednio do zbiornika z ciekłym azotem. Zamroź je powoli z szybkością chłodzenia -1 °C/min, aby zachować tkankę nowotworową.
  9. Następnego dnia przenieś probówki do zbiornika z ciekłym azotem w celu trwałego przechowywania.

8. Reimplantacja

  1. Trzymaj probówki zamrożone w słoiku z ciekłym azotem z ciekłym azotem, aż będą gotowe do wszczepienia tkanki. Zminimalizuj narażenie tkanki na temperaturę pokojową, aby utrzymać żywotność i zwiększyć szanse na wszczepienie.
  2. Rozmrozić kriorowaną probówkę w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C.
  3. Wykonaj kroki 2.2–2.4.
  4. Wszczepić rozmrożony guz myszom zgodnie z opisem w krokach 3.1–3.24.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Chirurgiczna implantacja ortotopowa z wykorzystaniem metody kieszonkowej wątroby pozwala na przeszczepienie ludzkiego przerzutu czerniaka naczyniówkowego do wątroby myszy z wysoką skutecznością na poziomie 80% w ciągu sześciu miesięcy. Ksenoprzeszczep przyjmuje się w wątrobie jako pojedynczy guz bez obecności guzków satelitarnych (Rysunek 1 oraz Rysunek 3A). Technika chirurgicznego wstrzykiwania ortotopowego do wątroby z użyciem ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Obecne modele ksenoprzeszczepów ortotopowych są pracochłonne, czasochłonne i kosztowne w tworzeniu. Ortotopowe modele ksenoprzeszczepów nowotworowych dla raka wątroby zostały opracowane ponad dwie dekady temu 19,20,21. Jednak ta technika jest skomplikowana i wymaga użycia specjalnego sprzętu, takiego jak uchwyt na mikroigłę i 6-0 do 8-0 cienkie szwy pod mikroskopem. Guz i normalna tkanka wątroby muszą być starannie zszyte, aby s...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Jesteśmy wdzięczni M. Ohara, K. Saito i M. Terai za przejrzenie manuskryptu. Autorzy dziękują za krytyczną recenzję za redakcyjną i angielską pomoc w tym manuskrypcie autorstwa dr R. Sato z Fox Chase Cancer Center. Prace opisane w niniejszym dokumencie były wspierane przez Bonnie Kroll Research Fund, Mark Weinzierl Research Fund, Eye Melanoma Research Fund na Uniwersytecie Thomasa Jeffersona, The Osaka Community Foundation oraz JSPS KAKENHI Grant Number JP 18K15596 na Uniwersytecie Miejskim w Osace. Badania w laboratorium dr A. Aplina były wspierane przez grant NIH R01 GM067893. Projekt ten został również sfinansowany przez Dean's Transformative Science Award, nagrodę Thomas Jefferson University Programmatic Initiative Award.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Materiały, tkanki i zwierzęta
Buprenorphine
CO2 zbiornik
Cryomedium
Exitron nano 12000 (środek kontrastowy na bazie nanocząsteczek ziem alkalicznych)Miltenyl Biotec130-095-700
HBSS 1x, z wapniem i magnezCorning21-020-CM
Ludzka wątroba
Ludzka tkanka czerniaka błony naczyniowej gałki ocznej w wątrobieCała praca z tkankami powinna odbywać się w kapturze o poziomie bezpieczeństwa biologicznego 2. Zachowaj ostrożność podczas pracy z tkanką ludzką; Zawsze używaj rękawiczek i unikaj bezpośredniego kontaktu ze skórą. Załóżmy, że pacjenci mogli być zakażeni wirusem HIV lub innymi wysoce zakaźnymi organizmami. Nie należy przetwarzać próbek, o których wiadomo, że są nosicielami infekcji.
Jod
IsofluranePurdue Products67618-150-17
IsopropanolFisher scientificA416-1Unikać bezpośredniego kontaktu ze skórą i oczami oraz wdychania środka znieczulającego.
Ciekły azot
Matrigel HCBD354248
NOD. Cg-PrkdcscidIl2rgtm1Wjl/SzJ (NSG)Jackson Lab5557do 8 tygodni
PBS 1x, bez wapnia i magnezuCorning21-031-CM
RPMI 1640Corning10-013-CV
Sterylna podkładka nasączona alkoholem (70% alkoholu izopropylowego)Produkty Nice-PakB603
4% roztwór buforowy fosforanu paraformaldehyduWako163-20145
70% roztwór alkoholu etylowegoFisher Scientific04-355-122
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
>Wyposażenia
Wchłanialny hemostatJohnson and Johnson63713-0019-61
Autoklaw Miara
masy ciała
KauteryzacjaBovie MedicalMC-23009
Licznik
Wirówka
Wacik bawełniany
Pojemnik do zamrażania kriogenicznegoNALGENE5100-0001
CryotubeSARSTEDT72.379
Zakrzywione nożyczkiWorld Precision Instruments503247
Zakrzywione ultracienkie kleszczeWorld Precision Instruments501302
Zamrażarka
Kanister filtra F/AIRAparat Harvard600979
Poduszka
Waporyzator izofluranowy ArtisanScientific66317-1
Ciekły azot
Słoik z ciekłym azotemThermo Fisher Scientific2123
Skan Micro-CTSiemens
Uchwyt igłyWorld Precision Instruments501246
szalki PetriegoFisher ScientificFB0875713
Pipeta
Butelka
Sterylny kapturSzafka poziomu bezpieczeństwa biologicznego 2
Sterylny skalpel nr 11AD ChirurgicznyA300-11-0
Kleszcze prosteWorld Precision Instruments14226
Serweta
Ogranicznik żył ogonowychBraintree ScientificTV-150-STD
Łaźnia
1 ml strzykawka TB z igłą 27 GBD309623
probówka 1,7 mlBioexpressC-3260-1
5-0 PDO SzewAD SurgicalS-D518R13
15 mL rurki stożkoweAZER SCIENTIFICES-9152N
27 G igłaBD780301
27 G IgłaHamilton7803-01
50 mL rurki stożkoweAZER SCIENTIFICES-9502N
50 µ L mikrostrzykawkaBD80630
50 & mikro; L mikrostrzykawkaHamilton7655-01
Pojemnik 100 mlFisher Scientific 12594997
200μ Końcówka
z przerzutami czerniaka błony naczyniowej gałki ocznej myszy 4 komórek z tkaniny grzewczaz rozpylaczemchirurgicznawodna L

Bibliografia

  1. Aronow, M. E., Topham, A. K., Singh, A. D. Uveal Melanoma: 5-Year Update on Incidence, Treatment, and Survival (SEER 1973-2013). Ocular Oncology and Pathology. 4 (3), 145-151 (2018).
  2. Krantz, B. A., Dave, N., Komatsubara, K. M., Marr, B. P., Carvajal, R. D. Uveal melanoma: epidemiology, etiology, and treatment of primary disease. Clinical Ophthalmology. 11, 279-289 (2017).
  3. Gragoudas, E. S., et al. Survival of patients with metastases from uveal melanoma. Ophthalmology. 98 (3), 383-389 (1991).
  4. Diener-West, M., et al. Development of metastatic disease after enrollment in the COMS trials for treatment of choroidal melanoma: Collaborative Ocular Melanoma Study Group Report No. 26. Archives of Ophthalmology. 123 (12), 1639-1643 (2005).
  5. Collaborative Ocular Melanoma Study Group. Assessment of metastatic disease status at death in 435 patients with large choroidal melanoma in the Collaborative Ocular Melanoma Study (COMS): COMS report no. 15. Archives of Ophthalmology. 119 (5), 670-676 (2001).
  6. Hidalgo, M., et al. Patient-derived xenograft models: an emerging platform for translational cancer research. Cancer Discovery. 4 (9), 998-1013 (2014).
  7. Kim, M. P., et al. Generation of orthotopic and heterotopic human pancreatic cancer xenografts in immunodeficient mice. Nature Protocols. 4 (11), 1670-1680 (2009).
  8. Némati, F., et al. Establishment and characterization of a panel of human uveal melanoma xenografts derived from primary and/or metastatic tumors. Clinical Cancer Research. 16 (8), 2352-2362 (2010).
  9. Wilmanns, C., et al. Modulation of Doxorubicin sensitivity and level of p-glycoprotein expression in human colon-carcinoma cells by ectopic and orthotopic environments in nude-mice. International Journal of Oncology. 3 (3), 413-422 (1993).
  10. Kang, Y., et al. Proliferation of human lung cancer in an orthotopic transplantation mouse model. Experimental and Therapeutic. 1 (3), 471-475 (2010).
  11. Fichtner, I., et al. Establishment of patient-derived non-small cell lung cancer xenografts as models for the identification of predictive biomarkers. Clinical Cancer Research. 14 (20), 6456-6468 (2008).
  12. Marangoni, E., et al. A new model of patient tumor-derived breast cancer xenografts for preclinical assays. Clinical Cancer Research. 13 (13), 3989-3998 (2007).
  13. Bergamaschi, A., et al. Molecular profiling and characterization of luminal-like and basal-like in vivo breast cancer xenograft models. Molecular Oncology. 3 (5-6), 469-482 (2009).
  14. Ho, K. S., Poon, P. C., Owen, S. C., Shoichet, M. S. Blood vessel hyperpermeability and pathophysiology in human tumour xenograft models of breast cancer: a comparison of ectopic and orthotopic tumours. BMC Cancer. 12, 579(2012).
  15. Hoffman, R. M. Patient-derived orthotopic xenografts: better mimic of metastasis than subcutaneous xenografts. Nature Reviews Cancer. 15 (8), 451-452 (2015).
  16. Rubio-Viqueira, B., Hidalgo, M. Direct in vivo xenograft tumor model for predicting chemotherapeutic drug response in cancer patients. Clinical Pharmacology & Therapeutics. 85 (2), 217-221 (2009).
  17. Ozaki, S., et al. Establishment and Characterization of Orthotopic Mouse Models for Human Uveal MelanomaHepatic Colonization. American Journal of Pathology. 186 (1), 43-56 (2016).
  18. Kageyama, K., et al. Establishment of an orthotopic patient-derived xenograft mouse model using uveal melanomahepatic metastasis. Journal of Translational Medicine. 15 (1), 145(2017).
  19. Fu, X. Y., Besterman, J. M., Monosov, A., Hoffman, R. M. Models of human metastatic colon cancer in nude mice orthotopically constructed by using histologically intact patient specimens. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 88 (20), 9345-9349 (1991).
  20. Rashidi, B., et al. An orthotopic mouse model of remetastasis of human colon cancer liver metastasis. Clinical Cancer Research. 6 (6), 2556-2561 (2000).
  21. Fan, Z. C., et al. Real-time monitoring of rare circulating hepatocellular carcinoma cells in an orthotopic model by in vivo flow cytometry assesses resection on metastasis. Cancer Research. 72 (10), 2683-2691 (2012).
  22. Jacob, D., Davis, J., Fang, B. Xenograftictumor modelsinmiceforcancer research, atechnical review. Gene Therapy and Molecular Biology. 8, 213-219 (2004).
  23. Ahmed, S. U., et al. Generation of subcutaneous and intrahepatic human hepatocellular carcinoma xenografts in immunodeficient mice. Journal of Visualized Experiments. 25 (79), e50544(2013).
  24. Kim, M., et al. Generation of humanized liver mouse model by transplant of patient-derived fresh human hepatocytes. Transplantation Proceedings. 46 (4), 1186-1190 (2014).
  25. Lavender, K. J., Messer, R. J., Race, B., Hasenkrug, K. J. Production of bone marrow, liver, thymus (BLT) humanized mice on the C57BL/6 Rag2(-/-)γc(-/-)CD47(-/-) background. Journal of Immunological Methods. 407, 127-134 (2014).
  26. Boll, H., et al. Micro-CT based experimental liver imaging using a nanoparticulate contrast agent: a longitudinal study in mice. PLoS One. 6 (9), e25692(2011).
  27. Zhao, X., et al. Global gene expression profiling confirms the molecular fidelity of primary tumor-based orthotopic xenograft mouse models of medulloblastoma. Neuro-Oncology. 14 (5), 574-583 (2012).
  28. Rubio-Viqueira, B., et al. An in vivo platform for translational drug development in pancreatic cancer.Clinical. Cancer Research. 12 (15), 4652-4661 (2006).
  29. Siolas, D., Hannon, G. J. Patient-derived tumor xenografts: transforming clinical samples into mouse models. Cancer Research. 73 (17), 5315-5319 (2013).
  30. Alkema, N. G., et al. Biobanking of patient and patient-derived xenograft ovarian tumour tissue: efficient preservation with low and high fetal calf serum based methods. Scientific Reports. 6 (5), 14495(2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Ortotopowy ksenoprzeszczep wątrobymodel czerniaka naczyniówkowegotechnika implantacji chirurgicznejmetoda iniekcji igłowejdetekcja za pomocą tomografii komputerowejreimplantacja kriokonserwowanego guzaguz pochodzący od pacjentacięcie podżebrowezamknięcie szwem wchłanialnym
Generowanie ortotopowej platformy ksenoprzeszczepu ludzkiego czerniaka błony naczyniowej gałki ocznej wątroby u myszy z niedoborem odporności
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.